RAFAEL SILVA NAITO 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

INFLUÊNCIA DE DIFERENTES LOCAIS DE COLETA SOBRE O 

RENDIMENTO E COMPOSTOS ANTIOXIDANTES DE 

POLISSACARÍDEOS DA POLPA DO GRAVATÁ (Bromelia balansae 

Mez.) 

 

 

 

 

 

 

 

 

ASSIS 

2022 



  

RAFAEL SILVA NAITO 

 

 

 

 

 

 

 

INFLUÊNCIA DE DIFERENTES LOCAIS DE COLETA SOBRE O 

RENDIMENTO E COMPOSTOS ANTIOXIDANTES DE 

POLISSACARÍDEOS DA POLPA DO GRAVATÁ (Bromelia balansae 

Mez.) 

 

 

Dissertação apresentada à Universidade 
Estadual Paulista (UNESP), Faculdade de 
Ciências e Letras, Assis, para a obtenção do 
título de Mestre em Biociências (Área de 
conhecimento: Caracterização e Aplicação da 
Diversidade Biológica) 

Orientador(a): Dr.a Cassia Roberta Malacrida 
Mayer 

Bolsista:Coordenação de Aperfeiçoamento de 
Pessoal de Nível Superior – Brasil (CAPES) – 
Código de Financiamento 001 

 

 

ASSIS 

2022 



  

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Dados Internacionais de Catalogação na Publicação (CIP)  

Ana Cláudia Inocente Garcia - CRB 8/6887 

N159i Naito, Rafael Silva 

Influência de diferentes locais de coleta sobre o rendimento 
e compostos antioxidantes de polissacarídeos da polpa do 
gravatá (Bromelia Balansae Mez.) / Rafael Silva Naito. Assis, 
2022. 

54 f. : il. 

Dissertação de Mestrado - Universidade Estadual 

Paulista (UNESP), Faculdade de Ciências e Letras, Assis  

Orientadora: Dra. Cassia Roberta Malacrida Mayer 

1. Biotecnologia vegetal. 2. Compostos bioativos. 

3. Gravatá. 4. Bromélia. 5. Polissacarídeos. I. Título. 

     CDD 631.52 

 



  

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA  

  
Câmpus de Assis  

  

ATA DA DEFESA PÚBLICA DA DISSERTAÇÃO DE MESTRADO DE RAFAEL 

SILVA NAITO, DISCENTE DO PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM 

BIOCIÊNCIAS, DA FACULDADE DE CIÊNCIAS E LETRAS - CÂMPUS DE ASSIS.  

Aos 14 dias do mês de março do ano de 2022, às 09:00 horas, por meio de 

Videoconferência, realizouse a defesa de DISSERTAÇÃO DE MESTRADO de 

RAFAEL SILVA NAITO, intitulada INFLUÊNCIA DE DIFERENTES LOCAIS DE 

COLETA SOBRE O RENDIMENTO E COMPOSTOS ANTIOXIDANTES DE 

POLISSACARÍDEOS DA POLPA DO GRAVATÁ (Bromelia balansae Mez.).  

A Comissão Examinadora foi constituida pelos seguintes membros: Profa. Dra. 

CASSIA ROBERTA MALACRIDA MAYER (Orientador(a) - Participação Virtual) do(a) 

Departamento de Biotecnologia / UNESP/FCL-Assis, Profa. Dra. IVANISE 

GUILHERME BRANCO (Participação Virtual) do(a) Departamento de Ciências 

Biológicas / UNESP/FCL-Assis, Prof. Dr. HARVEY ALEXANDER VILLA VÉLEZ 

(Participação Virtual) do(a) Centro de Ciências Exatas e Tecnológicas / UFMA/ São 

Luis - Maranhão. Após a exposição pelo mestrando e arguição pelos membros da 

Comissão Examinadora que participaram do ato, de forma presencial e/ou virtual, o 

discente recebeu o conceito final: APROVADO. Nada mais havendo, foi lavrada a 

presente ata, que após lida e aprovada, foi assinada pelo(a) Presidente(a) da 

Comissão Examinadora.  

  

  

  
Profa. Dra. CASSIA ROBERTA MALACRIDA MAYER  

  

  

  

  

  
Faculdade de Ciências e Letras - Câmpus de Assis -  

Dom Antonio, 2100, 19806900, Assis - São Paulo  
www.assis.unesp.br/posgraduacao/biocienciasCNPJ: 48.031.918/0006-39.  

 

http://www.assis.unesp.br/posgraduacao/biocienciasCNPJ
http://www.assis.unesp.br/posgraduacao/biocienciasCNPJ
http://www.assis.unesp.br/posgraduacao/biocienciasCNPJ


  

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Dedicatória 

Dedico a meus pais e irmão que sempre 

me apoiaram nos meus objetivos e para 

todos que se incentivarem na busca do 

conhecimento. 



  

AGRADECIMENTOS 

 

Primeiramente, a meus pais Vera Lucia e Celso pelos ensinamentos, apoio 

incondicional em todas minhas escolhas e por todo apoio e suporte para que eu 

continuasse seguindo meu objetivo. 

À meu irmão Daniel e minha cunhada Nathália por todo o apoio e bom humor 

sempre. 

Aos demais familiares que confiaram e sempre me apoiaram. 

À minha orientadora Cassia Roberta Malacrida Mayer que sempre esteve disposta 

a me ajudar. Meus sinceros agradecimentos por todo o ensinamento e confiança. 

À CAPES, pois o presente trabalho foi realizado com apoio da Coordenação de 

Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior – Brasil (CAPES) – Código de 

Financiamento 001. 

À UNESP – Assis e ao departamento de Biotecnologia que me deu suporte 

estrutural e tornarem possível toda essa experiência. 

Aos servidores Alan e Lino por sempre estarem dispostos a ajudar, sem vocês 

este trabalho não estaria completo. 

Ao servidor Sivaldo por todas as conversas bem humoradas me animando sempre 

que eu chegava à faculdade. 

Aos meus amigos Alexandre, Romário, Amanda, Tamiris, Marcelo, André, 

Rodrigo, Ana Luiza, Fernanda, Gabriel, Carol, Helena, Cauê, Camila, Nicolas, Paolo, 

Giordano, Nayara, Leonardo, Iara, Pamela e José Renato por todo o apoio em todos 

os momentos. 

Aos colegas de laboratório Natalia, Letícia, Walter, Aline, Beatriz e Camilla por 

toda a ajuda e companheirismo nesse período. 

À todos os servidores técnicos e administrativos da UNESP – Assis que ajudaram 

de alguma forma a realização deste trabalho. 

 



  

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Epígrafe 

 “Há três caminhos para o fracasso: não 

ensinar o que se sabe, não praticar o que 

se ensina, não perguntar o que se ignora.” 

São Beda 



  

RESUMO 

 

Os frutos do gravatá (Bromelia balansae Mez.) são amplamente utilizados na medicina 
popular e na alimentação e podem ser encontrados em diversos estados brasileiros. 
O fruto do gravatá apresenta compostos polifenólicos e elevadas concentrações de 
carotenoides totais, açúcares totais e vitamina C, além de demosntrar elevada 
capacidade antioxidante. Visto isso, observou-se a possibilidade de realizar a 
otimização da extração de polissacarídeos da polpa do fruto de gravatá e avaliar a 
influência de diferentes locais de coleta na composição do material obtido. Os frutos 
de gravatá foram coletados nas cidades de Assis – SP, Gonçalves – MG e Tarumã – 
SP. A extração dos polissacarídeos foi realizada da forma convencional e pelo método 
de extração assistida por ultrassom, que foi otimizada através de um delineamento 
Box-Behnken com três variáveis independentes, potência do ultrassom, tempo e razão 
amostra/solvente. Os polissacarídeos extraídos foram submetidos à avaliações de 
carboidratos totais, compostos fenólicos, ácido ascórbico e atividade antioxidante. A 
otimização da extração de polissacarídeos não se ajustou para um nível de 
significância. As análises de carboidratos totais dos polissacarídeos obtidos não 
apresentaram diferenças entre os métodos de extração e as amostras com maior 
porcentagem de polissacarídeos foram as amostras de Assis – SP, 91,91% 
(ultrassom) e 87,33% (convencional). Os compostos bioativos encontrados na fração 
polissacarídea diferiram de acordo com o método de extração, sendo a extração 
assistida por ultrassom mais adequada para a obtenção de tais compostos. Os 
maiores valores de compostos fenólicos totais encontrados foram de 3,66 gEAG/100g 
e 3,54 gEAG/100g nas amostras de Tarumã – SP e Assis – SP nesta ordem, ambas 
utilizando o método de extração por ultrassom. O ácido ascórbico não foi extraído 
junto dos polissacarídeos. A atividade antioxidante também apresentou resultados 
favoráveis para a extração assistida por ultrassom, sendo as amostras de Assis – SP 
e Tarumã – SP as que apresentaram menor IC50 (14,17 mg/mL e 14,28 mg/mL 
respectivamente). Compostos Fenólicos podem ser encontrados ligados à 
carboidratos, na forma de glicosídeos e apresentam capacidade antioxidante, o que 
reflete os resultados encontrados.  O clima do local de coleta pode ter afetado a 
composição final dos frutos. O uso do ultrassom na extração gerou bons rendimentos 
com menor tempo de processamento, além dos polissacarídeos obtidos apresentarem 
maiores valores de compostos fenólicos e atividade antioxidante. 

 

Palavras-chave: Bromélia. Compostos bioativos. Gravatá. Polissacarídeos. 

 

 

 

 

 

 

 



  

ABSTRACT 

 

The fruits of the gravata tree (Bromelia balansae Mez.) are widely used in folk medicine 
and food and can be found in several Brazilian states. The gravata fruit has 
polyphenolic compounds and high concentrations of total carotenoids, total sugars and 
vitamin C, and shows high antioxidant capacity. Therefore, it was observed the 
possibility to optimize the extraction of polysaccharides from the pulp of the gravata 
fruit and evaluate the influence of different collection sites on the composition of the 
material obtained. The gravatá fruits were collected in the cities of Assis - SP, 
Gonçalves - MG and Tarumã - SP. The polysaccharides extraction was performed in 
the conventional way and by the ultrasound-assisted extraction method, which was 
optimized through a Box-Behnken design with three independent variables, ultrasound 
power, time and sample/solvent ratio. The extracted polysaccharides were submitted 
to evaluations of total carbohydrates, phenolic compounds, ascorbic acid, and 
antioxidant activity. The optimization of the polysaccharide extraction did not adjust to 
a significance level. The analyses of total carbohydrates of the polysaccharides 
obtained did not present differences among the extraction methods and the samples 
with the highest percentage of polysaccharides were the samples from Assis - SP, 
91.91% (ultrasound) and 87.33% (conventional). The bioactive compounds found in 
the polysaccharide fraction differed according to the extraction method, being the 
ultrasound-assisted extraction more suitable to obtain such compounds. The highest 
values of total phenolic compounds found were 3.66 gEAG/100g and 3.54 gEAG/100g 
in the samples from Tarumã - SP and Assis - SP in that order, both using the ultrasonic 
extraction method. The ascorbic acid was not extracted along with the 
polysaccharides. The antioxidant activity also showed favorable results for the 
ultrasound assisted extraction, being the samples from Assis - SP and Tarumã - SP 
the ones that presented the lowest IC50 (14.17 mg/mL and 14.28 mg/mL respectively). 
Phenolic compounds can be found attached to carbohydrates, in the form of glycosides 
and have antioxidant capacity, which reflects the results found.  The climate of the 
collection site may have affected the final composition of the fruits. The use of 
ultrasound in the extraction generated good yields with less processing time, besides 
the polysaccharides obtained presented higher values of phenolic compounds and 
antioxidant activity. 

 

Keywords: Bromelia. Bioactive compounds. Gravatá. Polysaccharides. 

 

 

 

 

 

 

 



  

LISTA DE FIGURAS 

 

Figura 1 – Folhas de gravatá ......................................................................................18 

Figura 2 – Flores em racemo e frutos de gravatá ........................................................18 

Figura 3 – Umidade (%) das polpas dos frutos de gravatá colhidos em três cidades 

diferentes ...................................................................................................................34 

Figura 4 – Frutos de gravatá colhidos em Assis (A), Gonçalves (G) e Tarumã (T) ......35 

Figura 5 – Gráficos de contorno (A) e Superfície (B) de rendimento (%) versus razão 

massa/volume (g/mL); tempo (min) com potência fixada em 100 W ...........................41 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



  

LISTA DE TABELAS 

 

Tabela 1 – Coordenadas, altitude, temperatura anual, precipitação anual e 

classificação climática  pelo método de Köppen das regiões de coleta das amostras 

....................................................................................................................................25 

Tabela 2 – Delineamento Box-Behnken para extração assistida por ultrassom de 

polissacarídeos da polpa de gravatá ..........................................................................27 

Tabela 3 – Variáveis e resultados do delineamento Box-Behnken na extração de 

polissacarídeos ..........................................................................................................36 

Tabela 4 – Análise de Variância do modelo ................................................................38 

Tabela 5 – Rendimento (%) de polissacarídeos obtidos pelos diferentes métodos de 

extração .....................................................................................................................42 

Tabela 6 – Resultados das análises de carboidratos totais (%), compostos fenólicos 

totais (gEAG/100g), ácido ascórbico (mg/100g), atividade antioxidante na 

concentração de 15 mg/mL e valores de IC50 (mg/mL) da porção polissacarídea 

extraída da polpa de gravatá ......................................................................................43 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



  

SUMÁRIO 

 

1. INTRODUÇÃO ......................................................................................................14 

2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA .................................................................................16 

2.1. MATA ATLÂNTICA ..............................................................................................16 

2.2. GRAVATÁ ...........................................................................................................16 

2.3. CARBOIDRATOS ................................................................................................19 

2.4. EXTRAÇÃO DE COMPOSTOS VEGETAIS ........................................................20 

2.5. EXTRAÇÃO ASSISTIDA POR ULTRASSOM .....................................................20 

2.6. COMPOSTOS BIOATIVOS .................................................................................21 

2.6.1. COMPOSTOS FENÓLICOS ............................................................................22 

2.6.2. ÁCIDO ASCÓRBICO .......................................................................................23 

3. OBJETIVOS ..........................................................................................................23 

3.1. GERAL ................................................................................................................24 

3.2. ESPECÍFICOS ....................................................................................................24 

4. MATERIAIS E MÉTODOS .....................................................................................24 

4.1. GRAVATÁ ...........................................................................................................24 

4.2. MÉTODOS ..........................................................................................................25 

4.2.1. UMIDADE ........................................................................................................25 

4.2.2. EXTRAÇÃO DE POLISSACARÍDEOS .............................................................26 

4.2.2.1. EXTRAÇÃO CONVENCIONAL .....................................................................26 

4.2.2.2. EXTRAÇÃO ASSISTIDA POR ULTRASSOM ...............................................26 

4.2.2.2.1. DELINEAMENTO EXPERIMENTAL ..........................................................26 

4.2.2.2.2. PROCESSO DE EXTRAÇÃO ....................................................................28 

4.2.2.3. PURIFICAÇÃO DOS CARBOIDRATOS .......................................................29 

4.2.3. CARBOIDRATOS TOTAIS ..............................................................................29 

4.2.4. COMPOSTOS FENÓLICOS TOTAIS ..............................................................30 

4.2.5. ÁCIDO ASCÓRBICO .......................................................................................31 

4.2.6. DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE ANTIOXIDANTE .......................................32 

4.2.7. ANÁLISE ESTATÍSTICA ..................................................................................33 

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO .............................................................................34 

5.1. UMIDADE ...........................................................................................................34 

5.2. OTIMIZAÇÃO DA EXTRAÇÃO DE POLISSACARÍDEOS ...................................36 



  

5.3. RENDIMENTO ....................................................................................................42 

5.4. ANÁLISE DOS POLISSACARÍDEOS EXTRAÍDOS ............................................43 

5.4.1. CARBOIDRATOS TOTAIS ..............................................................................44 

5.4.2. COMPOSTOS FENÓLICOS TOTAIS ..............................................................45 

5.4.3. ÁCIDO ASCÓRBICO .......................................................................................47 

5.4.4. ATIVIDADE ANTIOXIDANTE ...........................................................................48 

6. CONCLUSÕES ......................................................................................................49 

REFERÊNCIAS .........................................................................................................51



14 
 

INTRODUÇÃO 

 

 

A Bromelia balansae Mez. é uma planta da família Bromeliaceae e gênero 

Bromelia. É uma planta perene acaule com hábitos terrestres encontrada na Mata 

Atlântica, Cerrado e Pantanal, podendo ser encontrada nos estados de Minas Gerais, 

Espírito Santo, Rio de Janeiro, São Paulo, Paraná, Santa Catarina, Rio Grande do Sul 

e Mato Grosso do Sul. 

Os frutos da Bromelia balansae Mez. são utilizados na medicina popular na forma 

de xarope, pois possuem propriedades expectorantes para tratar tosse, inflamações 

na garganta e pulmões. Por ser comestível e possuir uma casca amarelada, seus 

frutos são conhecidos popularmente como bananinha-do-mato, gravatá, gravatá-do-

mato ou caraguatá. 

O fruto de gravatá é utilizado na alimentação na forma de sucos, refrigerantes ou 

in natura. A planta Bromelia balansae também é utilizada pelos povos tradicionais, 

para extração de fibras, criação de cercas vivas e de forma ornamental. 

Apesar de muito abundante no território brasileiro e de sua ampla utilização por 

povos locais, não existem muito estudos sobre o fruto do gravatá, porém sabe-se que 

sua polpa é rica em carboidratos. 

Os carboidratos estão presentes em toda a natureza, sendo a biomolécula mais 

abundante do planeta, além de serem a base da alimentação da maioria dos seres 

vivos não fotossintetizantes, pois sua oxidação é a principal via metabólica para a 

geração de energia. 

O processo de extração convencional de polissacarídeos envolve muito tempo e 

temperaturas elevadas, o que pode alterar a composição dos carboidratos e seus 

biocompostos. A extração assistida por ultrassom, é considerada uma técnica verde 

de extração, pois utiliza menos energia e demanda menor tempo e temperatura. O 

processo consiste em submeter a amostra vegetal a uma sonda ultrassônica para que 

ocorra a quebra da parede celular das células vegetais pelo processo de cavitação, 

liberando os compostos de interesse.



15 
 

  

Visto que o fruto do gravatá está amplamente difundido no território brasileiro 

sendo muito utilizado na medicina popular, observou-se uma possibilidade de extrair 

e analisar seus polissacarídeos focando em seus compostos antioxidantes, visando 

descobrir possíveis aplicações na suplementação de alimentos, cosméticos ou outros 

produtos farmacêuticos. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



16 
 

  

2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 

 

2.1. MATA ATLÂNTICA 

 

Florestas tropicais são ecossistemas que abrigam grande biodiversidade 

(aproximadamente dois terços do total de espécies existentes no planeta). O Brasil 

possui duas grandes florestas tropicais, a Floresta Atlântica e a Floresta Amazônica, 

abrigando cerca de 357 milhões de hectares de florestas tropicais (30 % de todas as 

florestas tropicais do planeta), mais que o dobro da área do segundo colocado, a 

Indonésia. Com isso, o Brasil abriga cerca de 10% de todos os organismos conhecidos 

pela ciência, isso torna o Brasil, juntamente com a Colômbia, México e Indonésia os 

países com maior biodiversidade do mundo (MITTERMEIER et al., 1992). 

A Mata Atlântica se faz presente em 17 estados brasileiros, além de áreas no 

Paraguai, Uruguai e Argentina, porém os remanescentes da vegetação nativa da Mata 

Atlântica ocupam apenas 27% de sua área original, neste percentual estão incluídas 

áreas em estágio de regeneração, campos naturais, restingas, manguezais e outros 

tipos de vegetação nativa. As áreas em bom estado de conservação não passam de 

8% da área original da floresta (ALMEIDA, 2016). A Mata Attlântica abriga mais de 20 

mil espécies de plantas, sendo 50% delas espécies endêmicas (ALMEIDA, 2016), hoje 

a floresta faz parte dos 25 hotspots de biodiversidade reconhecidos no mundo, ou 

seja, a Mata Atlântica faz parte das 25 áreas que perderam pelo menos 70% de sua 

cobertura vegetal original, mas que, juntas, abrigam mais de 60% da totalidade de 

espécies terrestres do planeta (GALINDO-LEAL; CÂMARA, 2005). 

 

2.2. GRAVATÁ 

 

A Bromelia balansae Mez. é uma planta da familia Bromeliaceae com hábitos 

terrestres que pode ser encontrada desde o norte do Pantanal, passando pelo Cerrado 

e por todo o litoral pela Mata Atlântica (ARRIVETTI et al., 2008; SILVA, 2010), e no 



17 
 

  

interior dos estados do Espírito Santo, Rio de Janeiro, São Paulo, Paraná, Santa 

Catarina e Rio Grande do Sul (REITZ, 1983).  

É uma planta acaule, com caule curto, grosso e não visível, com folhas que podem 

chegar a 2 m de comprimento (PARDO et al., 2000; CARIOLATTO, 2019). Seus 

rizomas possuem aproximadamente 2 cm com nódulos não espessados perceptíveis 

com brácteas e internódios menores que 3 cm (BASUALDO; ZARDINI; ORTIZ, 1995) 

e suas folhas são duras e recobertas por espinhos nas margens (Figura 1). Suas 

inflorescências emergem do ápice do caule, sendo multifloral e composto por ramos 

florais até o ápice, apresentando coloração rosada (CARIOLATTO, 2019). A Bromelia 

balansae frutifica em cachos, atingindo entre 40 e 90 cm de altura e apresenta flores 

em racemo, de onde surgem os frutos (SILVA, 2010) (Figura 2), que por serem 

amarelos e comestíveis são popularmente conhecidos como gravatá, caraguatá ou 

bananinha-do-mato (FIORAVANTE et al., 2016). Os frutos variam em tamanho, porém 

a média atingida é de 4 cm de comprimento por 2,5 cm de largura e possuem casca 

e polpa amarelada, fibrosa e aromática, contendo pequenas sementes globulosas 

(PARDO et al., 2000; FIORAVANTE et al., 2016). São utilizados na medicina popular 

na forma de xarope, pois possuem poder expectorante, e em outros usos 

fitoterapêuticos como em ferimentos, inflamação de garganta, tratamento de 

amenorréia e como anti-sifilítico (SILVA, 2010; FIORAVANTE et al., 2016; 

BASUALDO; ZARDINI; ORTIZ, 1995). Além de utilizado na medicina popular, o fruto 

de gravatá também tem outras funções para os povos tradicionais, como por exemplo, 

extração de fibras, alimentação humana e animal e uso de seu xarope como abortivo 

(FIORAVANTE et al., 2016; BASUALDO; ZARDINI; ORTIZ, 1995). A planta Bromelia 

balansae também é utilizada de forma ornamental (REITZ, 1983). 

O processo de floração da espécie, que se inicia em dezembro e termina entre 

janeiro e fevereiro, é caracterizado pela alteração da coloração das folhas centrais, a 

frutificação se inicia em fevereiro e se prolonga até o mês de maio aproximadamente 

(REITZ, 1983; CARIOLATTO, 2019). 

O fruto do gravatá apresenta uma riqueza de nutrientes, o que tem despertado o 

interesse para seu estudo. A polpa do fruto de gravatá apresenta quantidades 

significativas de proteínas, cinzas, fibras e carboidratos (FREITAS, 2019). O alto teor 

de cinzas indica elevada quantidade de sais minerais presentes na polpa do fruto, 



18 
 

  

sendo os mais abundantes o cálcio (Ca), magnésio (Mg) e potássio (K) (KINUPP; 

BARROS, 2008). 

O fruto do gravatá apresenta compostos polifenólicos – flavonoides e taninos – e 

elevadas concentrações de carotenoides totais, açúcares totais e vitamina C, além de 

demonstrar elevada atividade antioxidante (FREITAS, 2019). 

 

 

Figura 1: Folhas de gravatá (Fonte: O autor). 

 

Figura 2: Flores em racemo e frutos de gravatá. (Fonte: O autor). 



19 
 

  

 

2.3. CARBOIDRATOS 

 

Carboidratos são as biomoléculas mais abundantes do planeta, sendo a base da 

alimentação da maioria dos organismos vivos não fotossintetizantes, pois a oxidação 

dos carboidratos é a principal via metabólica para a maioria dos organismos 

adquirirem energia para suas células (LEHNINGER; NELSON; COX, 2002). 

Polímeros de carboidratos são muito pesquisados, pois diferentes polímeros 

apresentam diferentes funções que podem ser utilizadas em aplicações 

farmacêuticas, cosméticas, alimentícias ou estruturais em materiais (LIN et al., 2018). 

Por exemplo, polímeros insolúveis de carboidratos podem ter função estrutural e de 

proteção nas paredes celulares de células vegetais e bacterianas, outros polímeros 

de carboidratos se apresentam como lubrificantes de articulações esqueléticas e 

participam do reconhecimento e da coesão celular (LEHNINGER; NELSON; COX, 

2002). 

Os polissacarídeos são uma das maiores reservas de carboidratos nas plantas e 

estão envolvidos em diversas atividades bioativas, como por exemplo atividades 

antioxidantes, imunomodulação e atividades antidiabéticas e anticancerígenas (LIN et 

al., 2018). Os polissacarídeos de frutos e vegetais vem atraindo a atenção tanto de 

produtores de alimentos quanto de consumidores, devido às suas propriedades físicas 

e potencial de prevenção de doenças. Os polissacarídeos encontrados em frutas e 

vegetais vem sendo empregados nas indústrias cosméticas e farmacêuticas, além 

disso, recentemente os polissacarídeos têm demonstrado grande valor na área 

biomédica, devido ao seu potencial antioxidante, imunoestimulatório e 

anticancerígeno (MARAN; MEKALA; MANIKANDAN, 2013). 

Diferentes fatores ambientais podem ocasionar mudanças físicas e químicas em 

espécies vegetais, tais como a das Bromeliaceae, segundo Cariolatto (2019), foram 

encontradas variações físicas entre bromélias de mesma espécie coletadas em 

diferentes locais, entre essas variações podemos citar as quantidades de flores e 

frutos produzidas pela espécie.  

 



20 
 

  

2.4. EXTRAÇÃO DE COMPOSTOS VEGETAIS 

 

Diversos compostos podem ser extraídos de células vegetais, e a eficiência da 

extração é avaliada pelo rendimento e pela quantidade do composto obtido. O método 

tradicional de extração utiliza elevadas temperaturas, porém demanda muito tempo e 

um grande volume de solventes (OLIVEIRA et al., 2016). 

A extração é o método mais comumente utilizado para recuperar polissacarídeos 

que seriam perdidos nos resíduos de alimentos sólidos. A quantidade e qualidade dos 

extratos obtidos está diretamente relacionada à técnica de extração utilizada (MARAN; 

PRIYA, 2014). Diversos métodos de extração vêm sendo desenvolvidos para 

aprimorar as extrações de compostos vegetais, como por exemplo os métodos de 

extração por solvente com agitação e aquecimento, extração sob refluxo, extração por 

micro-ondas, extração enzimática, extração assistida por ultrassom, tratamento 

assistido por ultrassom combinado com água subcrítica, extração por campo elétrico 

moderado e extração por campo elétrico pulsante (GRASSINO et al., 2015; OLIVEIRA 

et al., 2016; MARAN; PRIYA, 2014). 

 

2.5. EXTRAÇÃO ASSISTIDA POR ULTRASSOM 

 

Segundo Maran e Priya (2014), a metodologia de extração assistida por ultrassom 

tem se provado uma técnica promissora, isso porque é um dos métodos mais baratos, 

rápidos, simples e eficientes. Com isso, a extração assistida por ultrassom vem sendo 

utilizada em diversos materiais para a extração de diferentes compostos. A extração 

assistida por ultrassom é considerada uma técnica de extração verde e limpa para a 

produção de compostos bioativos com alta qualidade (SKENDERIDIS et al., 2016; 

OLIVEIRA et al., 2016). Além de ser rápida, simples e com menor uso de solventes, a 

extração assistida por ultrassom preserva a estrutura e as propriedades moleculares 

presentes no composto extraído, devido à extração ocorrer em temperaturas mais 

baixas (SKENDERIDIS et al., 2016). 

A elevada eficácia da extração assistida por ultrassom se dá devido a ruptura da 

parede celular, diminuição das partículas e otimização da transferência do conteúdo 



21 
 

  

celular para o solvente, causada pelo colapso das bolhas produzidas na cavitação 

(MALINOVSKA; KUZMANOVA; WINHELHAUSEN, 2015; ZHANG et al., 2016). 

O processo de cavitação ocorre devido ao movimento causado pelas ondas do 

ultrasom criarem área de compressão e depressão no meio. Quando os ciclos de 

depressão forem suficientemente fortes, pode ocorrer a quebra das ligações 

moleculares da amostra, criando vácuos que são preenchidos por gases dissolvidos 

no meio, formando microbolhas de cavitação. Durante os ciclos de compressão e 

depressão as microbolhas aumentam e diminuem de tamanho, o que ocasiona sua 

implosão, e assm, liberando calor e pressão nas regiões vizinhas (VEILLET; TOMAO; 

CHEMAT, 2010; COELHO, 2015). 

 

2.6. COMPOSTOS BIOATIVOS 

 

Ao metabolizar o oxigênio, os seres vivos produzem radicais livres em suas células, 

essas moléculas ou átomos altamente reativos e instáveis apresentam um ou mais 

elétrons não pareados, podendo reagir com qualquer molécula que entra em contato. 

Em baixas concentração os radicais livres podem ser benéficos, nos defendendo 

contra agentes infecciosos, auxiliam na formação de ATP, na regulação do 

crescimento celular e na formação de prostaglandinas e leucotrienos (FLAUZINO, 

2020). 

O consumo de frutas e vegetais vem sendo associado a diminuição da incidência 

e mortalidade causada por diversas doenças crônicas não transmissíveis, como por 

exemplo câncer, doenças cardiovasculares e cerebrovasculares. A proteção oferecida 

pelas frutas e vegetais está associada ao alto conteúdo de constituíntes químicos com 

propriedades antioxidantes (LIMA et al., 2007). 

Alimentos de origem vegetal são ótimas fontes de energia, proteína, vitaminas e 

minerais, sendo a principal fonte de vitamina C, folato, fibras e compostos bioativos. 

Os compostos bioativos presentes nos alimentos de origem vegetal podem agir de 

diversas maneiras, por exemplo a ação antioxidante deve-se ao potencial de óxido-

redução de determinadas moléculas. Os compostos antioxidantes tem a capacidade 

de competir por sítios ativos e receptores em diversas estruturas celulares e na 



22 
 

  

modulação da expressão dos genes que codificam proteínas (BASTOS; ROGERO; 

ARÊAS, 2009) 

Assim como em outros produtos agrícolas, a composição química de frutos 

depende de muitos fatores externos, como por exemplo, condições climáticas, 

composição do solo, intensidade de luz, temperatura, estágio de maturação do fruto, 

método de colheita e condições de armazenamento, que afetam diretamente a 

formação do fruto, concentração de sólidos solúveis, firmeza e coloração (TOLIĆ et 

al., 2017; PARRA-CORONADO; FISCHER; CAMACHO-TAMAYO, 2015). 

 

2.6.1. COMPOSTOS FENÓLICOS 

 

Os compostos fenólicos são substâncias que possuem anel aromático com um ou 

mais substituíntes hidroxílicos e são amplamente distrubuídos no reino vegetal 

(ROCHA et al., 2011). Mais de 8000 compostos fenólicos já foram detectados em 

plantas. Os fenólicos estão presentes em vegetais, frutas e produtos industrializados 

(SILVA et al., 2010). 

A estrutura básica dos compostos fenólicos é um anel aromático carregando um 

ou mais grupos hidroxila. Compostos fenólicos de plantas são classificados com fenóis 

simples ou polifenóis, baseado no número de unidade fenólicas na molécula. Fazem 

parte dos compostos fenólicos vegetais os fenólicos simples, cumarinas, ligninas, 

lignanas, taninos condensados e hidrolisáveis, ácidos fenólicos e flavonóides 

(KHODDAMI; WILKES; ROBERTS, 2013). 

Os compostos fenólicos fazem parte do metabolismo secundário e são 

desenvolvidos por plantas em resposta à danos nos tecidos, como exposição à 

radiação ultravioleta, patógenos, ferimentos e infecções (FLAUZINO, 2020). Tem a 

função de auxiliar no crescimento e reprodução, além de serem importantes 

pigmentos, possuírem ação antipatogênica e atividade antioxidante (FLAUZINO, 

2020; SILVA et al., 2010; ROCHA et al., 2011). 

Os compostos fenólicos podem variar sua concentração de acordo com a estação 

do ano em que o fruto é cultivado, Xu et al. (2011) encontraram diferenças na 

quantidade de compostos fenólicos de uvas de um mesmo cultivar no mesmo local de 



23 
 

  

coleta em estações do ano diferentes. Apesar dos compostos fenólicos serem 

bastante estudados, ainda existem informações limitadas sobre os efeitos individuais 

das condições climáticas sobre estes compostos, como por exemplo, temperatura, 

nível de chuva, tempo de exposição à luz solar, umidade relativa do ar e do solo 

(TOLIĆ et al., 2017). 

 

2.6.2. ÁCIDO ASCÓRBICO 

 

O ácido ascórbico, ou vitamina C, é uma substância hidrossolúvel e termolábil 

com elevada importância nutricional, pois atua na absorção do ferro e apresenta 

grande atividade antioxidante, além de atuar na atividade imunológica, sendo parte do 

processo de cicatrização formando o colágeno, inibição de nitrosaminas, na oxidação 

da fenilalanina e tirosina, na produção de interferon, na reação inflamatória, na síntese 

de adrenalina, corticoesteróides e ácidos biliares (MANELA-AZULAY et al., 2003; 

FLAUZINO, 2020). 

Os seres humanos e outros primatas não são capazes de sintetizar o ácido 

ascórbico, devido a uma deficiência da gulonolactona oxidase. A falta desse composto 

impede a síntese do ácido L-ascórbico a partir da glicose (MANELA-AZULAY et al., 

2003). O organismo adulto saudável apresenta uma reserva de ácido ascórbico de 

1500 mg, e essa reserva tem de ser reposta através da alimentação, na dose de 45 a 

75 mg por dia (FLAUZINO, 2020), em situações adversas, tais como infecções, 

gravidez e amamentação, doses maiores são necessárias (MANELA-AZULAY et al., 

2003). 

O ácido ascórbico fornece proteção oxidativa às células em meio aquoso contra a 

oxidação descontrolada, devido seu alto poder redutor (COUTO; CANNIATTI-

BRAZACA, 2010). O ácido ascórbico participa dos processos de oxirredução nas 

células, e tem papel importante na biossíntese das catecolaminas, previne o escorbuto 

e é importante para o organismo no combate a infecções, além de ser fundamental na 

integridade dos vasos sanguíneos. (MANELA-AZULAY et al., 2003). 

 

3. OBJETIVOS 



24 
 

  

 

3.1. GERAL 

 

O objetivo geral deste trabalho foi otimizar a extração de polissacarídeos da polpa 

do fruto de gravatá (Bromelia balansae Mez.) utilizando extração assistida por 

ultrassom e avaliar a influência de diferentes locais de coleta com diferentes 

classificações climáticas na composição do material obtido. 

 

3.2. ESPECÍFICOS 

 

• Otimizar a extração de polissacarídeos assistida por ultrassom, quanto à 

potência, tempo de extração e razão amostra/solvente visando maior 

rendimento; 

• Analisar o material obtido quanto à presença de biocompostos (compostos 

fenólicos totais e ácido ascórbico) e quantidade total de carboidratos; 

• Determinar a atividade antioxidante da fração polissacarídea; 

• Verificar a variabilidade quanto à composição e rendimento da proporção 

polissacarídea com relação a diferentes localidades de colheita dos frutos. 

 

4. MATERIAIS E MÉTODOS 

 

As análises químicas, físicas e os ensaios experimentais foram conduzidos no 

Laboratório de Química de Alimentos da Faculdade de Ciências e Letras da UNESP, 

Campus de Assis – SP. 

 

4.1. GRAVATÁ 

 



25 
 

  

Os frutos maduros foram colhidos nos períodos de frutificação de 2020/2021 nas 

cidades de Assis – SP, Tarumã – SP e Gonçalves – MG. A identificação botânica foi 

confirmada pela bióloga Letícia Chedid Seidinger. Após a coleta, os frutos foram 

levados até o laboratório, onde foram lavados em água corrente para retirar todas 

impurezas presas a superfície e congelados. Para as análises os frutos foram 

descongelados, descascados e as sementes assim como a polpa foram separados 

manualmente. A Tabela 1 demonstra a classificação climática das regiões onde foram 

coletadas as amostras de gravatá. 

 

Tabela 1: Coordenadas, altitude, temperatura anual, precipitação anual e classificação climática 

pelo método de Köppen das regiões de coleta das amostras. 

Região Coordenadas Altitute 
Temperatura 

Anual  

Chuva 

Anual 

(mm) 

Classificação 

Climática* 

Assis 

Latitute: -22.661 

Longitude: -50.3995 

560 m 22,19 °C 125,17 Am 

Gonçal

ves 

Latitude: -22.659 

Longitude: -45.8542 

1229 m 16,82 °C 159,83 Cfb 

Tarumã 

Latitude: -22.7508 

Longitude: -50.5763 

430 m 20,9 °C 125,16 Cfa 

*Am: Tropical com excesso de chuvas e inverno seco; Cfb: Subtropical temperado sem estação seca; 

Cfa: Subtropical quente sem estação seca 

 

4.2. MÉTODOS 

 

4.2.1. UMIDADE 

 



26 
 

  

A umidade foi determinada em estufa com circulação de ar forçada a 70 °C. 

Primeiramente, em cadinhos tarados, foram pesadas amostras contendo entre 3 e 10 

g de polpa de gravatá, após a pesagem as amostras foram levadas à estufa, onde 

ficaram pelo período de 48 h. Passadas as 48 h iniciais, as amostras foram pesadas 

em intervalos de 2 em 2 horas até ser obtida uma massa constante. O experimento 

foi realizado em triplicata para cada amostra. 

 

4.2.2. EXTRAÇÃO DE POLISSACARÍDEOS 

 

4.2.2.1. EXTRAÇÃO CONVENCIONAL 

 

A extração foi realizada em uma incubadora shaker com agitação orbital e 

aquecimento. Primeiramente as amostras foram preparadas pesando a polpa do fruto 

de gravatá e adicionando o solvente para a extração, água destilada foi utilizada como 

solvente líquido, na proporção de 0,625 (g/mL) (MALINOVSKA; KUSMANOVA; 

WINKELHAUSEN, 2015).  

Após a adição do solvente, as amostras foram levadas ao shaker por um período 

de 150 minutos e agitação de 80 rpm a temperatura de 60 °C. Passados os 150 

minutos, as amostras foram centrifugadas durante 10 minutos a 2058 g, com a 

finalidade de precipitar os sólidos. O sobrenadante foi coletado e concentrado em um 

rotaevaporador, onde a água destilada foi evaporada sob pressão reduzida na 

temperatura de 70 °C. As amostras concentradas foram mantidas em refrigeração a 4 

°C durante 30 minutos para posterior purificação. 

 

4.2.2.2. EXTRAÇÃO ASSISTIDA POR ULTRASSOM 

 

4.2.2.2.1. DELINEAMENTO EXPERIMENTAL 

 



27 
 

  

O processo de extração dos polissacarídeos foi otimizado utilizando a metodologia 

de superfície de resposta, para isso foi realizado um delineamento Box-Behnken com 

três variáveis independentes: potência do ultrassom, tempo e razão solvente/amostra, 

e uma variável dependente: rendimento de polissacarídeos. Baseado em estudos 

prévios obtidos na literatura os níveis de variação foram: potência do ultrassom (X1): 

50, 100, 150 W; tempo (X2): 5,0, 7,5, 10,0 min; razão amostra/solvente (X3): 0,05, 0,06, 

0,07 g/mL (OLIVEIRA et al., 2016; MARAN; PRIYA, 2014; CHEN et al., 2015; 

SKENDERIDIS et al.,2016). Os experimentos foram conduzidos utilizando um 

aparelho de ultrassom de potência com frquência de 20 KHz e uma sonda ultrassônica 

de comprimento 4,5 cm e 1,2 cm de diâmetro. As amostras utilizadas para o 

delineamento foram os gravatás da cidade de Tarumã – SP. O delineamento 

experimental é apresentado na Tabela 2. 

O software Minitab 18 (Minitab Inc. Pensilvânia, EUA) foi utilizado para a 

realização das análises estatísticas do modelo. A significância do modelo avaliada 

através da análise de variância (ANOVA). 

 

Tabela 2: Delineamento Box-Behnken para extração assistida por ultrassom de polissacarídeos 

da polpa de gravatá. 

Experimento 
Potência 

(W) 
Tempo (min) 

Razão amostra/solvente 

(g/mL) 

1 100 7,5 0,06 

2 150 5,0 0,06 

3 100 10,0 0,05 

4 150 10,0 0,06 

5 50 7,5 0,05 

6 50 5,0 0,06 

7 50 7,5 0,07 

8 100 5,0 0,07 

9 150 5,0 0,06 

10 50 10,0 0,06 

11 150 7,5 0,05 

12 100 5,0 0,05 



28 
 

  

13 100 10,0 0,07 

14 100 7,5 0,06 

15 100 5,0 0,05 

16 100 10,0 0,05 

17 150 7,5 0,07 

18 150 10,0 0,06 

19 100 7,5 0,06 

20 100 7,5 0,06 

21 100 7,5 0,06 

22 150 7,5 0,05 

23 100 10,0 0,07 

24 50 5,0 0,06 

25 100 5,0 0,07 

26 50 7,5 0,05 

27 150 7,5 0,07 

28 50 7,5 0,07 

29 50 10,0 0,06 

30 100 7,5 0,06 

 

4.2.2.2.2. PROCESSO DE EXTRAÇÃO 

 

As extrações foram realizadas em béqueres de 50 mL, a temperatura durante as 

extrações foi controlada por um banho termostatizado para evitar superaquecimento 

das amostras. Primeiramente, as amostras foram preparadas pesando a polpa do 

fruto de gravatá e adicionando o solvente para a extração, água destilada foi utilizada 

como solvente líquido. 

Após a adição do solvente, as amostras foram levadas ao ultrassom, com 

posterior centrifugação por 10 minutos a 2058 g, com a finalidade de precipitar os 

sólidos. O sobrenadante foi coletado e concentrado em rotaevaporador, onde a água 

destilada foi evaporada sob pressão reduzida na temperatura de 70 °C. As amostras 

concentradas foram mantidas em refrigeração a 4 °C durante 30 minutos para 

posterior purificação. 



29 
 

  

 

4.2.2.3. PURIFICAÇÃO DA FRAÇÃO POLISSACARÍDEA 

 

A purificação da fração polissacarídea foi utilizada com a finalidade de remover 

todas impurezas presentes nas amostras, foram consideradas impurezas os 

monossacarídeos e dissacarídeos. A purificação foi realizada adicionando uma 

solução de etanol e água destilada à concentração de 80% (v/v). Posteriormente, as 

amostras foram mantidas em refrigeração a uma temperatura de 4 °C durante 24 

horas. Os polissacarídeos foram separados por centrifugação a 2058 g durante 10 

minutos com posterior secagem em estufa a 40 °C por 24 horas (CHEN et al., 2015; 

OLIVEIRA et al., 2016). 

Os extratos de polissacarídeos brutos secos foram macerados com auxílio de um 

almofariz e pistilo, a fim de se obter um pó, que foi armazenado em dessecador para 

usos futuros. Os cálculos de rendimento foram realizados em base seca para os dois 

métodos de extração. Assim foram obtidas 6 amostras diferentes de polissacarídeos, 

divididas por locais de coleta dos frutos e método de extração. Sendo os locais de 

coleta Assis (A), Gonçalves (G) e Tarumã (T) e os métodos de extração convencional 

(C) e assistido por ultrassom (U), foram obtidas as amostras denominadas AC, AU, 

GC, GU, TC e TU. 

O rendimento dos extratos foi calculado através da equação 1, onde R 

corresponde ao rendimento, Mg corresponde à massa seca de polpa de gravatá e Me 

corresponde à massa seca de extrato obtido após a extração. 

 

𝑅 (%) =  
𝑀𝑒 (𝑔)

𝑀𝑔 (𝑔)
 𝑥 100%          (1) 

 

4.2.3. CARBOIDRATOS TOTAIS 

 

Para a determinação de carboidratos totais foi utilizada a metodologia Fenol-

Sulfúrico descrita por Dubois et al. (1956) com modificações. A metodologia consiste 



30 
 

  

na desidratação de açúcares simples, polissacarídeos e seus derivados pela ácido 

sulfúrico com posterior complexação dos produtos formados com o fenol. Após a 

desidratação as pentoses formam o furfural, enquanto as hexoses formam o 

hidroximetilfurfural (HMF). 

Primeiramente foi contruída uma curva de calibração de D-glucose, para isso 

foram feitas soluções de D-glucose em água destilada nas concentrações 0, 10, 20, 

30, 40, 50, 60, 70, 80, 90 e 100 µg/mL, 1 mL de cada amostra foi pipetada para tubos 

de ensaio, onde posteriormente foram adicionados 1 mL de solução fenol 5% e 5 mL 

de ácido sulfúrico. Os tubos foram homogeneizados em vórtex e suas absorbâncias 

foram lidas no comprimento de onda de 480 nm. A equação da curva de calibração foi 

y = 0,0094x + 0,0158 com coeficiente de correlação R2 = 0,9971. Foram preparadas 

soluções de carboidratos na concentração de 100 µg/mL. Alíquotas de 1 mL das 

amostras foram transferidas para tubos de ensaio, onde foram adicionados 

posteriormente 1 mL de fenol 5% e 5 mL de ácido sulfúrico. Após homogeneização as 

absorbâncias foram medidas no comprimento de onda de 480 nm. 

 

4.2.4. COMPOSTOS FENÓLICOS TOTAIS 

 

Para a determinação dos compostos fenólicos totais foi utilizada a metodologia 

descrita por Singleton e Rossi (1965), sendo utilizado o reagente Folin-Ciocalteau para 

o ensaio colorimétrico. A medição de absorbância foi realizada em espectrofotômetro 

no comprimento de onda de 750 nm. 

Primeiramente foi construída uma curva de calibração utilizando ácido gálico 

como padrão em concentrações de 0 a 100 mg/L nas mesmas condições de análise 

das amostras. A equação da curva de calibração foi y = 0,0066x com coeficiente de 

correlação de R2 = 0,9902. As amostras foram solubilizadas em água destilada na 

concentração de 2,5 mg/mL. Em ambiente protegido de luz, foi adicionado a um tubo 

de ensaio 0,5 mL da amostra, 5 mL de água destilada e 0,25 mL do reagente Folin-

Ciocalteau. A mistura foi deixada em repouso por 3 minutos. Em seguida, foi 

adicionado 1 mL de solução de Na2CO3 10%, o tubo foi então homogeneizado em 

vórtex e deixado em ambiente escuro durante 1 hora até a leitura em 



31 
 

  

espectrofotômetro. As análises foram realizadas em triplicata para todas as amostras 

e os teores de compostos fenólicos foram expressos em grama equivalentes de ácido 

gálico por 100 gramas de amostra (g EAG/100g). 

 

4.2.5. ÁCIDO ASCÓRBICO 

 

A quantificação de ácido ascórbico foi realizada de acordo com a metodologia 

descrita por Souza (2007), que utiliza a reação do 2,6-diclorofenol indofenol (DCFI) 

com o ácido ascórbico contido na amostra, com posterior leitura em espectrofotômetro 

no comprimento de onda de 520 nm. 

Primeiramente foi criada uma curva de calibração utilizando ácido oxálico 0,4% 

como padrão em concentrações de 0 a 0,0595 mg/mL nas mesmas condições de 

análise das amostras. A equação da curva de calibração foi y = 0,1963x + 0,0027 com 

coeficiente de correlação de R2 = 0,9983. Essa análise foi realizada em 21 tubos de 

ensaio, sendo 3 para o branco geral e 3 para cada amostra, AC, AU, GC, GU, TC e 

TU. Os 3 tubos de cada amostra, contando o branco, foram divididos em um branco 

da amostra, amostra 1 e amostra 2, por exemplo: Bb (Branco do branco geral), B1 e 

B2 (branco 1 e 2); ACb (Branco amostra AC), AC1 e AC2; AUb, AU1 e AU2; GCb, GC1 e 

GC2; GUb, GU1 e GU2; TCb, TC1 e TC2; TUb, TU1 e TU2. 

A preparação das amostras se deu solubilizando 0,1 g de pó de carboidrato em 

ácido oxálico 0,4% em balões volumétricos de 10 mL. Alíquotas de 1 mL dos extratos 

de cada amostra foram pipetadas nos tubos b, 1 e 2, no tubo b também foi adicionado 

9 mL de água destilada para ser usado como branco da amostra. O branco geral foi 

feito com ácido oxálico 0,4% no lugar dos extratos de polissacarídeos, onde 1 mL de 

ácido oxálico foi adicionado aos tubos Bb, B1 e B2, sendo que o tubo Bb foi acrescido 

de 9 mL de água destilada. 

Primeiramente o branco (Bb) foi utilizado para zerar o espectrofotômetro, então 9 

mL de solução DCFI foi adicionado ao tubo B1 que foi homogeneizado em vórtex, com 

posterior leitura de sua absorbância, em seguida o mesmo processo foi feito com o 

tubo B2. Após as primeiras leituras foi adicionado pequenos cristais de ácido ascórbico 

aos tubos B1 e B2 que foram homogeneizados em vórtex resultando em uma solução 



32 
 

  

incolor, então foi realizada a leitura da absorbância dos tubos B1 e B2 novamente. Foi 

realizado o mesmo processo com todas as amostras. A leitura real das absorbâncias 

foi obtida subtraindo-se o valor da segunda leitura do valor da primeira. Os testes 

foram realizados em triplicata para todas as amostras. 

 

4.2.6. DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE ANTIOXIDANTE 

 

A determinação da atividade antioxidante dos polissacarídeos extraídos foi 

realizada através da metodologia descrita por Kalantzakis et al. (2006) adaptada. Este 

método de determinação consiste em avaliar a atividade sequestradora do radical livre 

DPPH • (2,2-difenil-1-picrilhidrazil). O preparo da curva padrão e das amostras foram 

realizadas de acordo com Rufino et al. (2007). Primeiramente foram preparadas 

soluções de DPPH• 0,06 mM em álcool metílico nas concentrações 0, 10, 20, 30, 40, 

50 e 60 µM, em ambiente escuro a absorbância das diferentes concentrações foram 

medidas no comprimento de onda de 515 nm. A equação da curva de calibração 

obtida foi y = 0,0107x – 0,0099 com coeficiente de correlação R2 = 0,9997. O preparo 

das amostras foi realizado adicionando álcool metílico 50%, acetona e água destilada 

na proporção 2:2:1. Primeiramente foi adicionado o álcool metílico na amostra, com 

posterior homogeneização e repouso por 60 min. Após o repouso, a amostra foi levada 

para centrifugação a 2058 g por 15 minutos, o sobrenadante foi coletado e adicional 

à um balão volumétrico. Após a retirada do álcool metílico 50%, foi adicionada a 

acetona à amostra com posterior homogenização e repouso por 60 min. Passados os 

60 minutos, as amostras foram levadas para centrifugação a 2058 g por 15 min, o 

sobrenadante foi coletado e adicionado ao mesmo balão do álcool metílico, que foi 

completado até o menisco com água destilada e homogeneizado. Foram preparadas 

soluções com três concentrações diferentes (5, 10 e 15 mg/mL). 

Após o preparo das amostras, foi realizada a determinação da atividade 

antioxidante. Para isso, 1 mL da solução de 15 mg/mL foi adicionado a 4 mL da 

solução de DPPH• 0,6 mM, as amostras foram homogeneizadas em vórtex e deixadas 

no escuro pelo período de 25 minutos. Após isso, a absorbância foi medida no 

comprimento de onda de 515 nm. Uma amostra controle sem polissacarídeos foi 



33 
 

  

preparada e teve sua absorbância medida da mesma forma. Os valores de 

absorbância foram convertidos em porcentagem de atividade antioxidante (AA) pela 

equação 2, onde Abs controle é a absorbância obtida do controle e Abs amostra é a 

absorbância obtida da amostra. 

 

𝐴𝐴 =  
(𝐴𝑏𝑠 𝑐𝑜𝑛𝑡𝑟𝑜𝑙𝑒−𝐴𝑏𝑠 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎)

𝐴𝑏𝑠 𝑐𝑜𝑛𝑡𝑟𝑜𝑙𝑒
 𝑥 100        (2) 

 

A quantidade de antioxidante necessária para reduzir a concentração inicial de 

DPPH• pela metade, ou seja, concentração eficiente (CE50) foi determinada 

graficamente. A absorbância das amostras de 5, 10 e 15 mg/mL foi medida a 515 nm, 

para isso, 1 mL de amostra foi adicionado à 4 mL de solução DPPH• 0,06 mM com 

posterior homogeneização. As medidas foram tomadas nos tempos 0 e 25 min. 

Utilizando a curva de calibração e as absorbâncias medidas foi calculado a 

concentração de DPPH• das amostras nos tempos 0 e 25 min. A porcentagem de 

DPPH• remanescente foi calculado a partir da equação 3, onde [DPPHt25] corresponde 

à concentração de DPPH• após 25 minutos de reação com as amostras e [DPPHt0] 

corresponde à concentração inicial de DPPH•. 

 

𝐷𝑃𝑃𝐻𝑟𝑒𝑚𝑎𝑛𝑒𝑠𝑐𝑒𝑛𝑡𝑒 =  
[𝐷𝑃𝑃𝐻 𝑡25]

[𝐷𝑃𝑃𝐻 𝑡0]
𝑥100      (3) 

 

Foram plotados gráficos a partir da concentração das amostras (mg/mL) versus 

porcentagem de DPPH• remanescente, e pela equação de regressão linear dos 

gráficos foram utilizados para se obter os valores de CE50 para cada amostra de 

polissacarídeo. 

 

4.2.7. ANÁLISE ESTATÍSTICA 

 



34 
 

  

Os resultados obtidos a partir do delineamento experimental foram avaliados com 

5% de significância. As determinações analíticas foram expressas como média ± 

desvio padrão de três repetições e foram comparadas pelo teste de Tukey por análise 

de variância (ANOVA). Todos os cálculos foram realizados em base seca. 

 

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO 

 

5.1. UMIDADE 

 

Na Figura 3 pode-se observar as porcentagens de umidade encontradas nas 

polpas de gravatás de frutos colhidos em diferentes locais. É possível verificar que os 

gravatás da cidade de Tarumã – SP apresentam uma porcentagem menor de 

umidade. 

 

 

Figura 3: Umidade (%) das polpas dos frutos de gravatá colhidos em três cidades diferentes. 

Valores médios (n=3) ± desvio padrão. Letras diferentes entre parênteses após os nomes das amostras 

indicam diferença estatística (Teste de Tuckey p < 0,05). 

 

Em estudos de fenologia do gênero Bromelia, Cariolatto (2019) encontrou 

exemplares de Bromelia balansae Mez. em diferentes locais de coleta com diferentes 

características físicas, como por exemplo, tamanho do fruto, número de frutos por 



35 
 

  

cacho e taxa de sólidos solúveis. Essas diferenças podem ser observadas nos frutos 

colhidos nas três cidades diferentes (Figura 4). Filippon (2009) trabalhando com a 

espécie Bromelia antiacantha Bertol., também encontrou diferenças físicas entre os 

indivíduos, sendo elas no tamanho do broto, tamanho das folhas, número de frutos e 

tamanho dos frutos. 

 

 

 

Figura 4: Frutos de gravatá colhidos em Assis (A), Gonçalves (B) e Tarumã (C) (Fonte: O autor). 

 

As mudanças climáticas entre as diferentes regiões afetam as plantas e 

consequentemente seus frutos, isso pode justificar as diferenças de umidade entre os 

gravatás de diferentes locais de coleta. Evaristo et al. (2017) encontrou diferenças nas 

umidades encontradas no endocarpo e mesocarpo de macaúbas coletadas em três 

regiões diferentes do estado de Minas Gerais. Foram obtidos os valores de umidade 



36 
 

  

43,61% para frutos nativos da região central do estado (Sete Lagoas), 38,33% e 

46,77% para frutos das regiões norte (Montes Claros) e Zona da Mata (Acaiaca) 

respectivamente. As regiões de Sete Lagoas e de Acaiaca apresentam a mesma 

classificação climática, clima temperado úmido com inverno seco e verão úmido (Cwa) 

isso pode explicar os valores semelhantes de umidade nos frutos. 

Os gravatás coletados em diferentes locais com diferentes classificações 

climáticas apresentaram diferenças estatísticas no valor de umidade da polpa, sendo 

os gravatás de Tarumã – SP os exemplares com menor porcentagem de umidade e 

os gravatás de Gonçalves – MG com a maior. Essa diferença pode ser explicada 

devido a variações climáticas e do solo encontradas em cada região de coleta e, ainda, 

devido a possíveis diferenças no período de maturação dos frutos. 

  

5.2. OTIMIZAÇÃO DA EXTRAÇÃO DE POLISSACARÍDEOS 

 

No processo de extração assistida por ultrassom, três parâmetros podem 

influenciar o rendimento de polissacarídeos: potência, tempo e razão 

amostra/solvente. Na Tabela 3 são apresentadas as variáveis independentes 

utilizadas no delineamento e o rendimento (%) obtido em cada experimento. A análise 

de variância (ANOVA) do delineamento estão presentes na Tabela 4. 

 

Tabela 3: Variáveis e resultados do delineamento Box-Behnken na extração de polissacarídeos. 

Experimento 

Variáveis 

Codificadas 

Potên

cia 

(W) 

Tempo 

(min) 

Razão 

amostra/solvente 

(g/mL) 

Rendimen

to (%) 

 X1 X2 X3     

1 0 0 0 100 7,5 0,06 11,38 

2 1 -1 0 150 5 0,06 14,47 

3 0 1 -1 100 10 0,05 13,07 



37 
 

  

4 1 1 0 150 10 0,06 14,03 

5 -1 0 -1 50 7,5 0,05 13,25 

6 -1 -1 0 50 5 0,06 19,68 

7 -1 0 1 50 7,5 0,07 15,31 

8 0 -1 1 100 5 0,07 11,08 

9 1 -1 0 150 5 0,06 13,24 

10 -1 1 0 50 10 0,06 13,58 

11 1 0 -1 150 7,5 0,05 17,05 

12 0 -1 -1 100 5 0,05 19,94 

13 0 1 1 100 10 0,07 23,83 

14 0 0 0 100 7,5 0,06 17,59 

15 0 -1 -1 100 5 0,05 22,72 

16 0 1 -1 100 10 0,05 21,41 

17 1 0 1 150 7,5 0,07 20,98 

18 1 1 0 150 10 0,06 20,06 

19 0 0 0 100 7,5 0,06 15,95 

20 0 0 0 100 7,5 0,06 19,96 

21 0 0 0 100 7,5 0,06 21,88 

22 1 0 -1 150 7,5 0,05 19,57 

23 0 1 1 100 10 0,07 25,12 

24 -1 -1 0 50 5 0,06 18,03 

25 0 -1 1 100 5 0,07 16,45 

26 -1 0 -1 50 7,5 0,05 14,06 

27 1 0 1 150 7,5 0,07 16,29 



38 
 

  

28 -1 0 1 50 7,5 0,07 14,11 

29 -1 1 0 50 10 0,06 20,25 

30 0 0 0 100 7,5 0,06 14,73 

 

 

 

Tabela 4: Análise de variância do modelo. 

Fonte GL 
Soma dos 

Quadrados 

Quadrado 

Médio 
Valor-F Valor-P 

Modelo 9 0,02 0,002 1,72 0,15 

X1 (Potência) 1 0,0003 0,0003 0,29 0,595 

X2 (Tempo) 1 0,002 0,002 1,31 0,265 

X3 (Razão) 1 0,00003 0,00003 0,02 0,880 

X1
2 1 0,002 0,002 1,53 0,231 

X2
2 1 0,003 0,003 1,08 0,311 

X3
2 1 0,0007 0,0007 0,59 0,450 

X1.X2 1 0,001 0,001 1,12 0,302 

X1.X3 1 0,00003 0,00003 0,02 0,883 

X2.X3 1 0,01 0,01 9,30 0,006 

Erro 20 0,02 0,001   

Falta de 

Ajuste 
3 0,005 0,002 1,65 0,215 

Erro Puro 17 0,02 0,001   

Total 29 0,04    

R2 = 0,437 R2 ajustado = 0,1836    



39 
 

  

 

Segundo Maran e Priya (2014), a relação entre amostra/solvente tem grande 

efeito sobre a extração. Quanto maior a quantidade de solvente utilizado maior será a 

extração, pois a área de contato entre a amostra e o líquido é maior, fazendo com que 

os polissacarídeos se dissolvam completamente no solvente. Porém, quando essa 

relação chega a um limite, o rendimento da extração pode diminuir, pois quanto mais 

solvente, menor será a taxa de energia que o ultrassom consegue transferir para a 

amostra. 

Uma maior potência do ultrasom afeta positivamente o rendimento final da 

extração, até um limite, pois os resultados obtidos passaram a diminuir. Chen et al. 

(2015) obteve resultados que indicam um maior rendimento na extração de 

polissacarídeos quanto maior a potência do ultrassom, pois quanto maior a força 

ultrassônica mais as células vegetais se rompem, liberando seus componentes no 

solvente. Porém uma potência muito alta pode causar a hidrólise dos polissacarídeos 

devido a alta intensidade da cavitação gerada pelo ultrassom, resultando em menor 

rendimento da extração.  

A eficiência da extração de polissacarídeos aumenta conforme o tempo do 

processo, pois o número de micro bolhas criadas pelo ultrassom aumenta o processo 

de cavitação provocando a disrupção das células e permitindo que o solvente entre 

em contato com o composto desejado. Porém um elevado tempo de extração pode 

causar uma redução no rendimento, causado pelo aquecimento da amostra, além da 

exposição excessiva ao ultrassom poder causar uma destruição estrutural e 

decomposição dos polissacarídeos fazendo com que a amostra libere substâncias 

insolúveis no solvente. (MARAN; PRIYA, 2014; MARAN; MEKALA; MANIKANDAN, 

2013). 

A partir da análise do delineamento Box-Behnken realizado variando-se os 

parâmetros obteve-se os resultados expressos nos gráficos de contorno (Figura 5A) 

e superfície (Figura 5B). 

De acordo com a Figura 5A, observa-se que para relações amostra/solvente 

menores (abaixo de 0,06 g/mL aproximadamente), o aumento do tempo de extração 

diminui o rendimento de extração, enquanto que para valores superiores a 0,06 g/mL, 

o aumento do tempo de extração tende a aumentar o rendimento de extração. 



40 
 

  

A partir da Tabela 3, determinamos os maiores e menores valores de rendimento 

encontrados no delineamento, onde é possível observar que os melhores resultados 

foram encontrados nos experimentos 23, 13, 15, 21 e 16, nesta ordem, e os menores 

valores nos experimentos 8, 1, 3, 9 e 4, nesta ordem. O maior valor de rendimento 

encontrado foi de 25,12% no tratamento 23 (100 W, 10 min e 0,07 g/mL), enquanto o 

menor valor encontrado foi de 11,08% no tratamento 8 (100 W, 5 min e 0,07 g/mL). 

Comparando-se esses dois tratamentos observa-se que o aumento do tempo de 

extração aumentou o redimento da extração. O maior valor de rendimento encontrado 

é superior ao encontrado por Lima e Portari (2019), que encontraram 17,89% de 

carboidratos totais em polpa de frutos de gravatás colhidos no município de Monte 

Alto – SP através do cálculo de diferença entre 100 e a soma das porcentagens de 

umidade, proteínas, lipídios e cinzas. 

 



41 
 

  

 

Figura 5: Gráficos de contorno (A) e superfície (B) de rendimento (%) versus razão massa/volume 

(g/mL); tempo (min) com potência fixada em 100 W. 

 

A partir da análise de variância dos resultados do delineamento experimental 

verificou-se que o modelo testado não se ajustou aos dados para um nível de 

significância p < 0,05. O delineamento resultou em um modelo polinomial de segunda 

ordem com a equação Rendimento = 128,9 + 0,072*X1 – 12,87*X2 – 2329*X3 – 

0,000591*X1
2 + 0,224*X2

2 + 10571*X3
2 + 0,01026*X1*X2 – 0,36*X1*X3 + 148,0*X2*X3 

(R2 = 0,437). 

Mesmo com o delineamento não apresentando nível de significância, para as 

análises seguintes, foram utilizados os parâmetros de potência do ultrassom de 100 



42 
 

  

W, tempo de 10 min e razão amostra/solvente igual a 0,07 (g/mL), pois os resultados 

convergiam para esses valores. 

 

5.3. RENDIMENTO DAS EXTRAÇÕES 

 

A Tabela 5 demonstra o rendimento da extração de polissacarídeos obtidos de 

cada amostra. É possível verificar que não houveram diferenças significativas entre 

os métodos de extração, apenas para as amostras de Gonçalves – MG, indicando que 

ambas metodologias podem ser utilizadas para a obtenção de polissacarídeos, porém 

a extração assistida por ultrassom demanda menos tempo e preserva mais as 

amostras de polissacarídeos, devido a temperatura de extração ser menor. 

 

Tabela 5: Rendimento (%) de polissacarídeos obtido pelos diferentes métodos de extração. 

Amostra 

Método de Extração* 

Convencional Ultrassom 

Assis 10,84 ± 2,79 a** 10,91 ± 0,58 a 

Gonçalves 6,20 ± 0,93 b 12,26 ± 2,6 a 

Tarumã 14,07 ± 2,87 a 15,21 ± 4,10 a 

*Valores médios (n=3) ± desvio padrão. 

**Letras iguais na mesma linha indicam que não há diferença estatística (Teste de Tuckey p < 

0,05). 

 

Foi verificado em estudo que nas mesmas condições de temperatura e tempo, a 

extração convencional de polissacarídeos apresentou resultados 1,6 vezes menores 

que a extração assistida por ultrassom, porém a diferença foi reduzida quando o 

período de tempo em que a amostra foi submetida à extração convencional aumentou 

(OLIVEIRA et al., 2016). 

Maran, Mekala e Manikandan (2013) encontraram um rendimento de 

polissacarídeos de 16,04 ± 0,53 % na polpa de  abóbora-cheirosa (Cucurbita 

moschata), Chen, et al. (2015) obtiveram 3,13 ± 0,07 % de rendimento de 



43 
 

  

polissacarídeos na polpa de amora (Morus alba), o cornel japonês (Cornus officinalis) 

apresentou 9,29 ± 0,31 % de polissacarídeo em sua polpa (YOU; YIN; ZHAO, 2013) 

e o fruto de Camptotheca acuminata apresentou um rendimento de polissacarídeos 

de 6,81 ± 0,04 % (SUN, et al., 2019). Analisando os resultados obtidos é possível 

determinar que o fruto do gravatá é uma boa fonte de polissacarídeos de origem não 

convencional. 

 

5.4. ANÁLISE DOS POLISSACARÍDEOS EXTRAÍDOS 

 

As análises de carboidratos totais, compostos fenólicos, ácido ascórbico e 

atividade antioxidante resultaram nos valores expressos na Tabela 6. 

 

Tabela 6: Resultados das análises de carboidratos totais (%), compostos fenólicos totais (g 

EAG/100g), ácido ascórbico (mg/100g), atividade antioxidante na concentração de 15 mg/mL e valores 

de IC50 (mg/mL) da porção polissacarídea extraída da polpa de gravatá. 

Amostra 
Carboidratos 

Totais (%) 

Compostos 

Fenólicos (g 

EAG/100g) 

Ácido 

Ascórbico 

(mg/100g) 

Atividade 

Antioxidante 

(%) 

CE50 

(mg/mL) 

AC 87,33 ± 3,37a* 3,44 ± 0,05b 0,06 ± 0,03c 62,17 ± 0,91d 
19,28 ± 

0,18a 

AU 91,81 ± 2,19a 3,54 ± 0,04ab 0,06 ± 0,01c 93,16 ± 0,17a 
14,17 ± 

0,95c 

GC 57,97 ± 1,06c 1,39 ± 0,03d 0,10 ± 0,01bc 62,00 ± 2,98d 
16,00 ± 

0,36b 

GU 42,57 ± 1,14d 2,82 ± 0,03c 0,17 ± 0,03a 60,25 ± 1,55d 
15,08 ± 

0,13bc 

TC 74,73 ± 6,46b 3,44 ± 0,15b 0,14 ± 0,02ab 68,46 ± 0,72c 
14,71 ± 

0,07bc 



44 
 

  

TU 73,85 ± 3,32b 3,66 ± 0,04a 0,19 ± 0,01a 86,05 ± 0,48b 
14,28 ± 

0,02c 

*Valores médios (n=3) ± desvio padrão. Letras diferentes na mesma coluna indicam que há 

diferença estatística (Teste de Tuckey, p < 0,05).  

 

5.4.1. CARBOIDRATOS TOTAIS 

 

Observando a Tabela 6 é possível notar que para as amostras de Assis – SP e 

Tarumã – SP o método de extração não afetou a quantidade de carboidratos totais, 

porém as amostras de Gonçalves – MG diferiram entre si de acordo com o método 

utilizado para a extração. 

Os maiores valores de carboidratos totais foram encontrados nos gravatás 

coletados no município de Assis – SP indicando um maior valor de polissacarídeos 

encontrados. Os gravatás do município de Gonçalves – MG apresentaram os menores 

valores de polissacarídeos, principalmente nas amostras obtidas pela metodologia de 

extração assistida por ultrassom. 

O clima do local, os nutrientes encontrados no solo e umidade relativa do ar 

diferentes podem resultar em diferentes composições para a mesma espécie de fruto. 

Em ambientes frios os compostos fotoassimilados pela fotossíntese não são 

totalmente direcionadas ao crescimento vegetal, assim, existe um aumento na 

concentração destes solutos no citoplasma, estabilizando o equilíbrio termodinâmico 

e diminuindo o estresse pela desidratação ocasionada pelo frio. Da mesma forma, 

alterações na composição dos carboidratos presentes na parede celular estão 

relacionadas com a proteção ao frio (CARVALHO, 2012). 

A região de Gonçalves – MG é consideravelmente mais fria do que as regiões de 

Assis – SP e Tarumã – SP, podendo ser uma das causas do menor valor de 

polissacarídeos na polpa do gravatá. A região de Assis – SP é a mais quente dentre 

as regiões escolhidas para a coleta das amostras, o que pode promover um maior 

acúmulo de polissacarídeos na polpa dos frutos colhidos nessa localidade. = 



45 
 

  

A diferença entre a extração convencional e a extração assistida por ultrassom 

nas amostras de Gonçalves – MG podem ser explicadas devido ao clima mais frio da 

região que possivelmente promoveu uma formação de polissacarídeos diferente das 

demais, e com o ultrassom as estruturas químicas desses polissacarídeos podem ter 

sido quebradas, resultando em um menor valor de carboidratos totais. Porém nas 

amostras de Assis – SP e Tarumã – SP ambos os métodos de extração podem ser 

aplicados para se obter polissacarídeos. 

Utilizando o método fenol-sulfúrico, Zhu et al. (2012) obtiveram o valor de 

carboidratos totais de 42,3% em cogumelos Lentinnus edodes, enquanto Caldas et al. 

(2015) testando néctares de suco de uva encontraram 13,78% e 15,07% em duas 

amostras diferentes. Souza et al. (2011) determinaram o teor de carboidratos totais 

em resíduos de polpa de frutas tropicais e encontraram 27,98% em goiaba, 10,76% 

em acerola, 9,54% no abacaxi, 12,99% na graviola, 9,14% no bacuri e 0,6% no 

cupuaçu. Assim, os extratos brutos de polissacarídeos extraídos da polpa do gravatá 

apresenteram elevados valores de carboidratos totais, indicando que, independente 

do tipo de extração, o processo foi eficiente. 

 

5.4.2. COMPOSTOS FENÓLICOS TOTAIS 

 

Regiões com elevadas taxas de incidência de raios solares promovem uma 

geração de radicais livres nas plantas, essa condição pode favorecer a biossíntese de 

compostos com propriedades antioxidantes como, por exemplo, compostos fenólicos 

e carotenoides (LIMA et al., 2007). As frutas apresentam quantitativa e 

qualitativamente, composições variadas de polifenóis em função de fatores intrínsecos 

(cultivar, variedade, estádio de maturação) e extrínsecos (condições climáticas e 

edáficas) (MELO et al., 2008).  Diferentes regiões possuem diferentes taxas de 

incidência solar, condiçoes climáticas e edáficas o que resulta em diferentes 

quantidades de compostos fenólicos presentes nos frutos de gravatá, como pode ser 

observado na Tabela 6. 

As amostras de polissacarídeos com maior quantidade de compostos fenólicos 

são dos frutos de gravatá das cidades de Tarumã – SP e de Assis – SP. Os frutos da 



46 
 

  

cidade de Gonçalves – MG apresentaram as menores concentrações de compostos 

fenólicos independente do método de extração utilizado. No entanto, é possível notar 

que as amostras de Tarumã – SP e de Gonçalves – MG foram bastante influenciadas 

pelo método de extração, sendo o método utilizando ultrassom mais eficaz na 

extração dos compostos fenólicos. Os compostos fenólicos estão presentes nos 

vegetais na forma livre ou ligados a alguma molécula, como açúcares (glicosilados), 

ésteres (esterificados), amidos (amidados) e hidroxilas (hidroxilados). No caso dos 

compostos fenólicos glicosilados, muitos parâmetros podem influenciar na eficiência 

da extração dependendo do tipo de açúcar ligado. O tempo e a temperatura expostos 

à amostra podem influenciar na degradação ou hidrólise do glicosídeo que o composto 

fenólico está ligado, afetando assim sua extração e quantificação (SPOLADORE, 

2014). A extração convencional expõe as amostras a uma temperatura elevada por 

tempo superior comparada a extração por ultrassom, o que pode ter afetado a 

quantidade final de compostos fenólicos pela degradação dos glicosídeos e dos 

compostos fenólicos livres. 

Compostos fenólicos tendem a ser hidrosolúveis, pois são frequentemente 

encontrados ligados a açúcares, sendo chamados de glicosídeos, como por exemplo 

a lignina que é encontrada ligada a celulose. Ácidos fenólicos podem ser encontrados 

ligados à lignina combinados em grupos ésteres ou na fração solúvel em álcool do 

tecido vegetal na forma de glicosídeos. Flavonóides são compostos fenólicos 

majoritariamente solúveis em água e geralmente são encontradas na forma de 

glicosídeos, os flavonóides podem ser enconcontrados em várias combinações 

glicosídicas diferentes (HARBORNE, 1973). 

Aumentar a temperatura de extração pode causar uma maior difusão dos 

polissacarídeos e outras moléculas no solvente aquoso. Porém aumentar muito a 

temperatura pode diminuir a eficácia da extração, devido a despolimerização da 

cadeia de carboidratos. As extrações com menor calor facilitam a obtenção de 

compostos fenólicos com alta capacidade antioxidante (SKENDERIDIS et al., 2016; 

OLIVEIRA et al., 2016). O aumento da concentração de compostos bioativos pode ter 

sido resultado da intensa transferência de massa causada pelo processo de cavitação 

gerado pela sonicação, o que facilita o fluxo de solvente no interior dos tecidos 

vegetais, melhorando a extração (OLIVEIRA et al., 2016). Visto isso podemos concluir 

que apesar dos extratos polissacarídeos dos frutos de Assis – SP obtidos através da 



47 
 

  

extração convencional apresentarem maior quantidade de carboidratos totais, os 

compostos fenólicos totais presentes são inferiores aos encontrados nas amostras de 

Tarumã – SP obtidos através da metodologia de extração assistida por ultrassom, 

possivelmente causada pela queda na eficácia da extração de tais compostos devido 

a temperatura elevada na extração convencional.Analisando frutos do Cerrado, Silva 

(2010) obteve o valor 2,474 g EAG/100g de compostos fenólicos na polpa, 1,3 g 

EAG/100g na casca e 0,152 g EAG/100g nas sementes de gravatás coletados em 

Campo Grande – MS. Assim, é possivel deduzir que a maior porção de fenólicos 

encontrados em frutos de gravatás estão ligados a fração de polissacarídeos. 

Analisando polpa de goiaba, Haida et al. (2015) encontraram 0,113 g EAG/100g 

na polpa com sementes, Silva (2010) obteve o valor de 0,801 g EAG/100g para frutos 

de araçá. Souza, Vieira e Lima (2011) analisando resíduos de frutos tropicais, 

obtiveram 0,025 g EAG/100g em resíduos de goiaba, 0,248 g EAG/100g em resíduos 

de acerola, 0,009 g EAG/100g em resíduos de abacaxi, 0,019 g EAG/100g em 

resíduos de graviola e 0,005 g EAG/100g em resíduos de cupuaçu. 

De maneira geral, os polissacarídeos encontrados na polpa dos frutos de gravatá 

apresentam quantidades elevadas de compostos fenólicos, se mostrando uma boa 

fonte desses compostos. 

 

5.4.3. ÁCIDO ASCÓRBICO 

 

O ácido ascórbico é um composto com potencial antioxidante muito pesquisado 

pois é muito sensível a diversas condições de processamento e armazenamento. A 

degradação da vitamina C pode ser relacionado com pH, luz, contato com oxigênio e 

temperatura (GABAS; ROMERO; MENEGALLI, 2003). Na Tabela 6 pode-se observar 

as concentrações de ácido ascórbico encontradas nas amostras de polissacarídeos 

de gravatá. 

Os valores de ácido ascórbico foram inferiores aos encontrados por Freitas 

(2019), que encontrou 48,34 mg/100g de ácido ascórbico na polpa de gravatás 

enquanto Krumreich et al. (2015) encontrou o valor de ácido ascórbico de 60,01 

mg/100g na polpa de frutos de Bromelia antiacantha Bertol. Assim, é possível deduzir 



48 
 

  

que o ácido ascórbico presente na polpa do fruto de gravatá não está ligado aos seus 

polissacarídeos, sendo assim, o processo de extração de polissacarídeos não extraiu 

pacido ascórbico. 

  

5.4.4. CAPACIDADE ANTIOXIDANTE 

 

Os valores de atividade antioxidante encontrados utilizando a metodologia de 

captura dos radicais DPPH podem ser observados na Tabela 6. 

O CE50 indica a concentração capaz de reduzir a concentração de DPPH na 

amostra em 50%, ou seja, quanto menor o CE50 maior será a atividade antioxidante 

da amostra analisada. É possível notar que para os polissacarídeos de Assis – SP 

houve uma diferença entre os métodos de extração, o que não foi observado para as 

amostras dos municípios de Gonçalves – MG e Tarumã – SP. No caso em que houve 

diferença entre as metodologias de extração, o método de extração assistido por 

ultrassom se mostrou mais eficiente para preservar os compostos antioxidantes.  

O maior valor encontrado foi na amostra de Assis – SP submetida à extração 

assistida por ultrassom, seguida pela amostra de Tarumã – SP que passou pelo 

mesmo processo. A atividade sequestradora de radical livre dos compostos fenólicos 

não depende apenas da capacidade de formar um radical fenoxil, mas também na 

estabilidade do radical fenoxil. Compostos fenólicos com substituintes que podem 

estabilizar os radicais fenoxil possuem maior capacidade antioxidante. Estudos em 

lignina indicam que nos compostos fenólicos, o grupo hidroxila livre é essencial para 

a atividade antioxidante.  A lignina apresentou valores de IC50 menores que os 

antioxidantes comerciais (PAN, et al., 2006; OLIVEIRA, et al., 2019). Os ácidos 

fenólicos possuem um anel benzênico, um agrupamento carboxílico e um grupo 

hidroxila e/ou metoxila isso os torna compostos com propriedades antioxidantes pois 

possuem a capacidade de sequestrar os radicais livres (SOARES, 2002). 

Os extratos que apresentaram maiores valores de compostos fenólicos (Assis – 

SP e Tarumã – SP obtidos através de extração assistida por ultrassom), apresentaram 

os menores valores de IC50, ou seja, maior capacidade antioxidante, devido a maior 



49 
 

  

extração e preservação dos compostos fenólicos presentes nos polissacarídeos do 

fruto de gravatá. 

Yang et al. (2013) realizaram a extração dos polissacarídeos brutos de Opuntia 

dillenii utilizando a metodologia de extração assistida por ultrassom, e avaliando os 

polissacarídeos extraídos quanto à atividade antioxidante foi encontrado um valor de 

EC50 de 408,32 µg/mL em amostras com 90,12% de pureza. Chen et al. (2003) 

obtiveram uma porcentagem inibitória de 61,6% em polissacarídeos extraídos de chá 

verde. Em frutos de Medemia argun, Mohammed et al. (2020) encontraram um IC50 

de 5,17 mg/mL nos polissacarídeos extraídos. Krumreich et al. (2015) encontraram 

178,56 mg equivalentes ao trolox/100g ao analisar os compostos antioxidantes da 

polpa de Bromelia antiacantha Bertol. 

Os polissacarídeos extraídos das polpas de gravatás apresentam significativa 

capacidade antioxidante, principalmente as amostras extraídas pela metodologia 

assistida por ultrassom. 

 

6. CONCLUSÕES 

 

O clima de diferentes locais de coleta pode afetar a composição final dos frutos, 

desde a umidade da polpa até o rendimento dos carboidratos e os compostos 

bioativos encontrados. 

As frações polissacarídeas obtidas apresentaram elevada quantidade de 

carboidratos totais, principalmente as amostras extraídas dos gravatás coletados no 

município de Assis – SP, o que indica que os métodos de extração foram eficientes. 

Os frutos da cidade de Tarumã – SP apresentaram os menores valores de 

umidade da polpa e os maiores valores de compostos fenólicos, indicando que talvez 

a quantidade reduzida de água no fruto promoveu uma maior biossíntese dos 

compostos bioativos. 

O uso de ultrassom na extração de polissacarídeos gerou bons rendimentos com 

tempo menor de processamento, além disso os polissacarídeos obtidos por essa 



50 
 

  

metodologia apresentaram maiores valores de compostos fenólicos totais e atividade 

antioxidante. 

Os polissacarídeos da polpa de gravatá se mostraram fontes interessantes de 

compostos antioxidantes, visto que o fruto está amplamente presente no território 

brasileiro, seus polissacarídeos poderiam ser uma boa fonte de aditivos alimentares, 

farmacêuticos ou cosméticos. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



51 
 

  

REFERÊNCIAS 

 

ALMEIDA, D. S. Recuperação ambiental Mata Atlântica. 3. ed. Ilhéus. Editus, 
2016. 

 

ARRIVETTI, L. O. R.; MARCONCINI, J. M.; MATTOSO, L. H. C.; GALVANI, F.; 
CORRADINI, E. Extração e caracterização de fibras de gravatá (Bromelia balansae 
Mez.) provenientes do Pantanal. Anais da I Jornada Científica – Embrapa São 
Carlos, v. 1, p. 106, 2009. 

 

BASTOS, D. H. M.; ROGERO, M. M.; ARÊAS, J. A. G. Mecanismo de ação de 
compostos bioativos dos alimentos no contexto de processos inflamatórios 
relacionados à obesidade. Arquivos Brasileiros de Endocrinologia & 
Metabologia, v. 53, p. 646-656, 2009. 

 

BASUALDO, I.; ZARDINI, E. M.; ORTIZ, M. Medicinal Plants of Paraguay: 
Underground Organs, II. Economy Botany, v. 49, p. 387-394, 1995. 

 

CALDAS, B. S.; CONSTANTINO, L. V.; SILVA, C. H. G. A.; MADEIRA, T. B.; 
NIXDORF, S. L. Determinação de açúcares em suco concentrado e néctar de uva: 
comparativo empregando refratometria, espectrofotometria e cromatografia líquida. 
Scientia Chromatographica, v.7, p. 53-63, 2015. 

 

CARIOLATTO, L. P. Fenologia, caracterização, físico-química de frutos e 
sementes de Bromelia balansae no município de Santo Cristo – RS. Cerro Largo 
– RS, 2019. 82 p. Dissertação (Mestrado em ambiente e tecnologia sustentáveis). 
Universidade Federal da Fronteira Sil, Cerro Largo, 2019. 

 

CARVALHO, C. P. Influências de baixas temperaturas no crescimento, 
conteúdo de carboidratos e aclimatização da bromélia endêmica Nidularium 
minutum Mez. Cultivada in vitro. São Paulo – SP, 2012. 119 p. Dissertação 
(Mestrado em biodiversidade vegetal e meio ambiente). Instituto de Botânica da 
Secretaria de Estado do Meio Ambiente, São Paulo, 2012. 

 

CHEN, C.; YOU, L. J.; ABBASI, A. M.; FU, X.; LIU, R. H. Optimization for ultrasound 
extraction of polysaccharides from mulberry fruits with antioxidant and hyperglycemic 
activity in vitro. Carbohydrate Polymers, v. 130, p. 122-132, 2015. 

 



52 
 

  

CHEN, H.; ZHANG, M.; XIE, B. Components and antioxidant activity of 
polysaccharide conjugate from green tea. Food Chemistry, v. 90, p. 17-21, 2003. 

 

COELHO, R. A. Obtenção de óleo de sementes de quiuí (Actinidia deliciosa) 
utilizando extração com solvente pressurizado e extração assistida com 
ultrassom. Curitiba – PR, 2015. 76 p. Tese (Doutorado em Engenharia de 
Alimentos). Universidade Federal do Paraná, Curitiba, 2015. 

 

COUTO, M. A. L.; CANNIATTI-BRAZACA, S. G. Quantificação de vitamina C e 
capacidade antioxidante de variedades cítricas. Ciência e Tecnologia de 
Alimentos, v. 30, p. 15-19, 2010. 

 

DUBOIS, M.; GILLES, K. A.; HAMILTON, J. K.; REBERS, P. A.; SMITH, F. 
Colorimetric method for determination of sugars and related substances. Analytical 
Chemistry, v. 28, p. 350-356, 1956. 

 

EVARISTO, A. B.; GOULART, S. M.; MARINS, A. D.; PIMENTEL, L. D.; GROSSI, J. 
A. S. Caracterização fisico-química de frutos de macaúba provenientes de três 
regiões do estado de Minas Gerais. Agro Tecnologia, v. 8, p. 81-92, 2017. 

 

FILIPPON, S. Uso e manejo de caraguatá (Bromelia antiacantha) no planalto 
norte catarinense: Está em curso um processo de domesticação?. Florianópolis 
– SC, 2014. 198 p. Tese (Doutorado em Recursos Genéticos Vegetais). 
Universidade Federal de Santa Catarina, Florianópolis, 2014. 

 

FIORAVANTE, M. B.; HIANE, P. A.; CAMPOS, R. P.; CANDIDO, C. J. Qualidade 
nutricional e funcional de biscoito de farinha de caraguatá (Bromelia balansae Mez). 
Eniabeu E-journals, v. 9, p. 221-235, 2016. 

 

FLAUZINO, C. A. O. Avaliação do potencial nutricional e antioxidante de 
resíduos de pequi (Caryocar brasiliense Camb.) obtidos após extração do óleo. 
Assis – SP, 2020. 50 p. Dissertação (Mestrado em Biociências). Universidade 
Estadual Paulista, Assis, 2020. 

 

FREITAS, M. N. Caracterização química da polpa de gravatá (Bromelia 
antiacantha Bertol.). Assis – SP, 2019. 28 p. Monografia (Conclusão de Curso em 
Engenharia Biotecnológica). Universidade Estadual Paulista, Assis, 2019. 

 



53 
 

  

GABAS, A. L.; TELIS-ROMERO, J.; MENEGALLI, F. C. Cinética de degradação do 
ácido ascórbico em ameixas liofilizadas. Ciência e Tecnologia de Alimentos. v. 23, 
p. 66-70, 2003. 

 

GALINDO-LEAL, C. CÂMARA, I. G. Mata Atlântica: biodiversidade, ameaças e 
perspectivas. 1. ed. Belo Horizonte. IDM Composição e Arte, 2005. 

 

GRASSINO, A. N.; BRNČIĆ, M.; VIKIĆ-TOPIĆ, D.; ROCA, S.; DENT, M.; 
BRNČIĆ, S. R. Ultrasound assisted extraction and characterization of pectin 
from tomato waste. Food Chemistry, v. 198, p. 98-100, 2015. 

 

HAIDA, K. S.; HAAS, J.; MELLO, S. A.; HAIDA, H. S.; ABRÃO, R. M.; SAHD, R. 
Compostos fenólicos e atividade antioxidante de goiaba (Psidium guajava L.) fresca 
e congelada. Revista Fitos, v. 9, p. 37-44, 2015. 

 

HARBORNE, J. B. Phytochemical Methods. 1. ed. Nova York. [Chapman and Hall 
Ltd], 1973.  

 

KALANTZAKIS, G.; BLEKAS, G.; PEGKLIDOU, K.; BOSKOU, D. Stability and 
radical-scavenging activity of heated olive oil and other vegetable oils. European 
Journal of Lipid Science and Technology, v. 108, p. 329-335, 2006. 

 

KHODDAMI, A.; WILKES, M. A.; ROBERTS, T. H. Techniques for analysis of plant 
phenolic compounds. Molecules, v. 18, p. 2328-2375, 2013. 

 

KINUPP, V. F.; BARROS, I. B. I. Teores de proteína e minerais de espécies 
nativas, potenciais hortaliças e frutas. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 
28, p. 846-857, 2008. 

 

KRUMREICH, F. D.; CORRÊA, A. P. A.; SILVA, S. D. S.; ZAMBIANI, R. C. 
Composição físico-química e de compostos bioativos em frutos de Bromelia 
antiacantha Bertol. Revista Brasileira de Fruticultura, v. 37, p. 450-456, 2015. 

 

LEHNINGER, A. L.; NELSON, D. L.; COX, M. M. Princípios de bioquímica. 3. ed. 
São Paulo. [s.n.], 2002. 

 

LIMA, M. C.; PORTARI, G. V. Centesimal composition and oxidant compounds of 
two fruits from the Cerrado (Brazilian Savannah). Revista Ceres, v. 66, p. 41-44, 
2019. 



54 
 

  

 

LIMA, A.; SILVA, A. M. O.; TRINDADE, R. A.; TORRES, R. P.; MANCINI-FILHO, J. 
Composição química e compostos bioativos presentes na polpa e na amêndoa do 
pequi (Caryocar brasiliense, Camb.). Revista Brasil Fruticultura, v. 29, p. 695-698, 
2007. 

 

LIN, L. M.; ZHAO, L. J., DENG, J., XIONG, S. H.; TANG, J.; LI, Y. M.; XIA, B. 
H.; LIAO, D. F. Enzymatic extraction, purification, and characterization of 
polysaccharydes from Penthorum chinese pursh: Natural antioxidant and 
antiinflammatory. BioMed Research International, v. 2018, p. 1-13, 2018. 

 

MALINOVSKA, R. J.; KUZMANOVA, S.; WINHELHAUSEN, E. Application of 
ultrasound for enhanced extraction of prebiotic oligosaccharides from selected 
fruits and vegetables. Ultrasonics Sonochemistry, v. 22, p. 446-453, 2015. 

 

MANELA-AZULAY, M.; MANDARIM-DE-LACERDA, C. A.; PEREZ, M. A.; 
FILGUEIRA, A. L.; CUZZI, T. Vitamina C. Anais Brasileiros de Dermatologia, v. 
73, p. 265-274, 2003. 

 

MARAN, J. P.; MEKALA, V.; MANIKANDAN, S. Modeling and optimization of 
ultrasound-assisted extraction of polysaccharide from Cucurbita moschata. 
Carbohydrate Polymers, v. 92, p. 2018-2026, 2013. 

 

MARAN, J. P.; PRIYA, B. Ultrasound-assisted extraction of polysaccharides 
from Nephelium lappaceum L. fruit peel. International Journal of Biological 
Macromolecules, v. 70, p. 530-536, 2014. 

 

MELO, E. A.; MACIEL, M. I. S.; LIMA, V. L. A. G.; NASCIMENTO, R. J. Capacidade 
antioxidante de frutas. Revista Brasileira de Ciências Farmacêuticas, v. 44, p. 
193-201, 2008. 

 

MITTERMEIER, R. A.; WERNER, T.; AYRES, J. M.; FONSECA, G. A. B. O país da 
diversidade. Ciência Hoje, v. 14, p. 20-27, 1992. 

 

MOHAMMED, J. K.; MAHDI, A. A.; AHMED, M. I.; MA, M.; WANG, H. Preparation, 
deproteinization, characterization, and antioxidant activity of polysaccharide from 
Medemia argun fruit. International Journal of Biological Macromolecules, v. 155, 
p. 919-926, 2020. 

 



55 
 

  

OLIVEIRA, C. F.; GIORDANI, D.; LUTCKEMIER, R.; GURAK, P. D.; OLIVEIRA, 
F. C.; MARCZAK, L. D. F. Extraction of pectin from passion fruit peel assisted 
by ultrasound. LWT – Food Science and Technology, v. 71, p. 110-115, 2016. 

 

OLIVEIRA, D. R.; AVELINO, F.; LOMONACO, D.; MAZZETTO, S. E.; ROSA, M. F.; 
OLIVEIRA, D. L. V. Avaliação da atividade antioxidante de lignina organosolve obtida 
do mesocarpo do dendê. Encontros Universitários da UFC, v. 4, p. 2302, 2019. 

 

PAN, X.; KADLA, J. F.; EHARA, H.; GILKES, N.; SADDLER, J. N. Organosolv 
ethanol lignin from hybrid poplar as a radical scavenger: relationship between lignin 
structure, extraction conditions, and antioxidant activity. Journal of Agricultural and 
Food Chemistry, v.54, p. 5806-5813, 2006. 

 

PARDO, M. F.; LÓPEZ, L. M. I.; CANALS, F.; AVILÉS, F. X.; NATALUCCI, C. L.; 
CAFFINI, N. O. Purification of Balansain I, an Endopeptidase from unripe fruits of 
Bromelia balansae Mez (Bromeliaceae). Journal of Agricultural and Food 
Chemistry, v. 48, p. 3795-3800, 2000. 

 

PARRA-CORONADO, A. FISHCER, G. CAMACHO-TAMAYO, J. H. Development 
and quality of pineapple guava fruit in two locations with different altitudes in 
Cundinamarca, Colombia. Bragantia, v. 74, p. 359-366, 2015. 

 

REITZ, R. Bromeliáceas e a malária – bromélia endêmica. Flora ilustrada 
Catarinense. 559 p., 1983. 

 

ROCHA, W. S.; LOPES, R. M.; SILVA, D. B.; VIEIRA, R. F.; SILVA, J. P.; AGOSTINI-
COSTA, T. S. Compostos fenólicos totais e taninos condensados em frutas nativas 
do cerrado. Revista Brasileira de Fruticultura, v. 33, p. 1215-1221, 2011. 

 

ROLIM, G. S.; CAMARGO, M. B. P.; LANIA, D. G.; MORAES, J. F. L. Classificação 
climática de Köppen e de Thotnthawaite e sua aplicabilidade na determinação de 
zonas agroclimáticas para o estado de São Paulo. Bragantia, v. 66, p. 711-720, 
2007. 

 

RUFINO, M. S. M.; ALVES, R. E.; BRITO, E. S.; MORAIS, S. M.; SAMPAIO, C. G.; 
PÉREZ-JIMÉNES, J. Metodologia científica: Determinação da atividade 
antioxidante total em frutas pela captura do radical livre DPPH. Fortaleza: 
EMBRAPA/CNPSA, 2007. 4 p. (EMBRAPA/CNPSA. Comunicado Técnico, 127). 

 



56 
 

  

SILVA, G. M. Potencial antioxidante de frutos do cerrado e do pantanal, no 
estado de Mato Grosso do Sul. Campo Grande – MS, 2010, 77 p. Dissertação 
(Pós-Graduação em Saúde e Desenvolvimento na Região Centro-Oeste). 
Universidade Federal de Mato Grosso do Sul, Campo Grande, 2010. 

 

SILVA, M. L. C.; COSTA, R. S.; SANTANA, A. S. S.; KOBLITZ, M. G. B. Compostos 
fenólicos, carotenóides e atividade antioxidante em produtos vegetais. Ciências 
Agrárias, v. 31, p. 669-682, 2010. 

 

SINGLETON, V. L.; ROSSI, J. A. Colorimetry of total phenolics with 
phosphomolybdic-phosphotungstic acid reagents. American Journal of 
Enology and Viticulture, v. 16, p. 144-158, 1965. 

 

SKENDERIDIS, P.; PETROTOS, K.; GIAVASIS, I.; HADJICHRISTODOULOU, 
C.; TSAKALOF, A. Optimization of ultrasound assisted extraction of goji berry 
(Lycium barbarum) fruits and evaluation of extracts’ bioactivity. Journal of 
Food Process Engineering, v. 40, p 1-13, 2016. 

 

SOARES, S. E. Ácidos fenólicos como antioxidantes. Revista de Nutrição, v. 15, p. 
71-81, 2002. 

 

SOUZA, M. S. B.; VIEIRA, L. M.; LIMA, A. Fenólicos totais e capacidade antioxidante 
in vitro de resíduos de polpas de frutas tropicais. Brazilian Journal of Food 
Technology, v. 14, p. 202-210, 2011. 

 

SOUZA, S. V. C. Procedimento para validação Intralaboratorial de métodos 
de ensaio: delineamento e aplicabilidade em análises de alimentos. Belo 
Horizonte – MG, 2007. 296 p. Tese (Doutorado). Universidade Federal de Minas 
Gerais, Belo Horizonte, 2007. 

 

SPOLADORE, S. F. Modelagem matemática da secagem de casca de maracujá 
e influência da temperatura na cor, compostos fenólicos e atividade 
antioxidante. Campo Mourão – PR, 2014. 35 p. Monografia (Conclusão de curso em 
Engenharia de Alimentos). Universidade Tecnológica Federal do Paraná, Campo 
Mourão, 2014. 

 

SUN, H.; LI, C.; NI, Y.; YAO, L.; JIANG, H.; REN, X.; FU, Y.; ZHAO, C. 
Ultrasonic/microwave-assisted extraction of polysaccharides from Camptotheca 
acuminata fruits and its antitumor activity. Carbohydrate Polymers, v. 206, p. 557-
564, 2019. 



57 
 

  

 

TOLIĆ, M. T.; KRBAVČIĆ, I. P.; VUJEVIĆ, P.; MILINOVIĆ, B.; JURČEVIĆ, I. L.; 
VAHČIĆ, N. Effects of weather conditions on phenolic content and antioxidant 
capacity in juice of chokeberries (Aronia melanocarpa L.). Polish Journal of Food 
and Nutritional Sciences, v. 67, p. 67-74, 2017. 

 

TREWARTHA, G. T. Mcgraw-Hill. 3. ed. Nova York [s.n.], 1954. 

 

VEILLET, S.; TOMAO, V.; CHEMAT, F. Ultrasound assisted maceration: An original 
procedure for direct aromatization of olive oil with basil. Food Chemistry, v. 123, p. 
905-911, 2010. 

 

XU, C.; ZHANG, Y.; ZHU, L.; HUANG, Y.; LI, J. Influence of growing season on 
phenolic compounds and antioxidant properties of grape berries from vines grown in 
subtropical climate. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 59, p. 1078-
1086, 2011. 

 

YANG, Q.; CHEN, H.; ZHOU, X.; ZHANG, J. Optimum extraction of 
polysaccharides from Opuntia dilleniid and evaluation of its antioxidant 
activities. Carbohydrate Polymers, v. 97, p. 736-742, 2013. 

 

YOU, Q.; YIN, X.; ZHAO, Y. Enzyme assisted extraction of polysaccharides from the 
fruit of Cornus officinalis, Carbohydrate Polymers, v. 98, p. 607-610, 2013. 

 

ZHANG, D. Y.; WAN, Y.; XU, J. Y.; WU, G. H.; LI, L.; YAO, X. H. Ultrasound 
extraction of polysaccharides from mulberry leaves and their effect on 
enhancing antioxidant activity. Carbohydrate Polymers, v. 137, p. 473-479, 
2016. 

 

ZHU, H.; SHENG, K.; YAN, E.; QIAO, J.; LV, F. Extraction, purification and 
antibacterial activities of a polysaccharide from spent mushroom substrate. 
International Journal of Biological Macromolecules, v. 50, p. 840-843, 2012.