UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 

FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA 

 

 

 

 

 

AVALIAÇÃO HEPÁTICA POR MEIO DOS EXAMES 

IMAGINOLÓGICOS, BIOQUÍMICOS E CITOPATOLÓGICO 

EM PAPAGAIOS VERDADEIROS (Amazona aestiva) 

MANTIDOS SOB CUIDADOS HUMANOS 

 

 

 

 

THATIANA FELIX SANCHES 

 

 

 

 

 

 

BOTUCATU - SP 

2023 



 

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 

FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA 

 

 

 

AVALIAÇÃO HEPÁTICA POR MEIO DOS EXAMES 

IMAGINOLÓGICOS, BIOQUÍMICOS E CITOPATOLÓGICO EM 

PAPAGAIOS VERDADEIROS (Amazona aestiva) MANTIDOS SOB 

CUIDADOS HUMANOS 

 

 

 

 

 

THATIANA FELIX SANCHES 

 

 

 

Dissertação apresentada junto ao programa de 

Pós-Graduação em Animais Selvagens para 

obtenção do título de Mestre. 

Orientadora: Prof.a Titular Maria Jaqueline 

Mamprim 

 

 

BOTUCATU - SP 

2023 

 



1 
 

  

FICHA CATALOGRÁFICA ELABORADA PELA SEÇÃO TÉC. AQUIS. TRATAMENTO DA INFORM. 

DIVISÃO TÉCNICA DE BIBLIOTECA E DOCUMENTAÇÃO - CÂMPUS DE BOTUCATU - UNESP 

BIBLIOTECÁRIA RESPONSÁVEL: ROSEMEIRE APARECIDA VICENTE-CRB 8/5651 

Sanches, Thatiana Felix. 

Avaliação hepática por meio dos exames imaginológicos, 

bioquímicos e citopatológico em papagaios verdadeiros 

(Amazona aestiva) mantidos sob cuidados humanos / Thatiana 

Felix Sanches. - Botucatu, 2023 

 

Dissertação (mestrado) - Universidade Estadual Paulista 

"Júlio de Mesquita Filho", Faculdade de Medicina 

Veterinária e Zootecnia 

Orientador: Maria Jaqueline Mamprim 

Capes: 50500007 

 

1. Papagaio (Ave). 2. Fígado - Doenças. 3. Ultrassom. 

4. Citopatologia. 5. Diagnóstico por imagem. 6. Patologia 

clinica veterinária. 

 
Palavras-chave: Citopatologia por agulha fina; Diagnóstico 

por imagem; Hepatopatia; Patologia clínica; Ultrassom. 



2 
 

Mini Biografia da Autora 

 

Graduação em medicina veterinária pela Faculdade de Medicina 

Veterinária e Zootecnia da Universidade de São Paulo (FMVZ-USP) em dezembro de 

2012. Realizou Programa de Aprimoramento Profissional e Saúde Pública em 

Medicina de Animais Selvagens pela Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias 

da Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (FCAV- Unesp) – Campus 

de Jaboticabal, durante o período de março de 2013 a fevereiro de 2015. Durante os 

anos de 2015 a 2021 atuou como médica veterinária na prática de clínica médica de 

animais silvestres e exóticos mantidos como pets na cidade de São Paulo, capital. 

Desde de março de 2021 é mestranda do Programa de Pós-Graduação em Animais 

Selvagens da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade 

Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (FMVZ-Unesp) – Campus de Botucatu. 

 

  



3 
 

Nome da autora: Thatiana Felix Sanches 

Título: AVALIAÇÃO HEPÁTICA POR MEIO DOS EXAMES IMAGINOLÓGICOS, 

BIOQUÍMICOS E CITOPATÓGICO EM PAPAGAIOS VERDADEIROS (Amazona 

aestiva) MANTIDOS SOB CUIDADOS HUMANOS. 

 

COMISSÃO EXAMINADORA 

 

Profa. Dra. Titular Maria Jaqueline Mamprim 

Presidente e Orientadora 

Departamento de Cirurgia Veterinária e Reprodução Animal 

Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia – Unesp – Botucatu 

 

Profa. Dra. Titular Sheila Canevese Rahal 

Membro 

Departamento de Cirurgia Veterinária e Reprodução Animal 

Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia – Unesp – Botucatu  

 

M. V. Dra. Isabela Cristina de Souza Marques 

Membro 

Faculdade de Tecnologia em Saúde – Fatesa – Ribeirão Preto  

 

 

 

Data da Defesa: 14 de junho de 2023. 

 

 

 



4 
 

Agradecimentos institucionais: 

 

O presente trabalho foi realizado com apoio da Coordenação de Aperfeiçoamento de 

Pessoal de Nível Superior – Brasil (CAPES) – Código de Financiamento 001. 

À CAPES pela bolsa de estudos, número do processo 88887.641755/2021-00. 

À FINEP (Financiadora de Estudos e Projetos), convênio número 01.12.0530.00.  

Ao CEMPAS - Centro de Medicina e Pesquisa em Animais Selvagens da FMVZ. 

 

  



 

Agradecimentos 

 

Agradeço, primeiramente, com muito carinho aos papagaios verdadeiros que fizeram 

parte deste estudo, sem eles este trabalho não seria possível.  

A Profa. Dra. Maria Jaqueline Mamprim por ter me aceitado como orientada e por ter 

abraçado meu projeto de mestrado. Obrigada por essa oportunidade linda e por ter 

aberto as portas do Setor de Diagnóstico por Imagem para que eu pudesse aprender 

tanto.  

A Dra. Jeana Pereira da Silva por toda a ajuda e dedicação com a realização dos 

exames de imagem, com o desenvolvimento do projeto e também por ter me 

aguentado atrás de você pra acompanhar os exames de outros projetos. 

A Vanessa Wickbold, Priscila Zorzetto e Karina Menezes do Laboratório de Patologia 

Clínica Veterinária (LPCVet) por ter disponibilizado o laboratório para que os exames 

bioquímicos fossem processados, e por terem ficado até depois do expediente 

rodando meu material. Muito obrigada meninas por tornarem o laboratório uma 

segunda casa pra mim. 

Ao Alexandre Battazza e a Fernanda Zuliani pela realização da leitura das lâminas de 

citopatologia e por aceitarem o desafio. 

As residentes do Serviço de Diagnóstico por Imagem Paula Campbell, Andriele Suppi, 

Alice Jorge, Amanda Ishi por todo carinho e paciência em me explicar e ensinar tantas 

coisas sobre as diferentes modalidades do diagnóstico por imagem. Vocês foram 

fundamentais para meu crescimento profissional nessa especialidade. Obrigada 

também pelos momentos de descontração e por fazerem do Setor de Imagem o lugar 

mais leve e acolhedor do HV.  

A Profa. Dra. Leticia Rocha Inamassu por me acolher em suas aulas e nas discussões 

dos casos da rotina no Setor de Diagnóstico por Imagem, pelos ensinamentos, pelas 

dicas e pelos momentos de descontração também. 

Aos professores do Laboratório Clínico Veterinário Profa. Dra. Regina Kiomi Takahira, 

Prof. Dr. Paulo Fernandes Marcusso e, em especial a Profa. Dra. Livia Fagundes 

Moraes, por terem me acolhido e ensinado tantas coisas sobre o mundo da patologia 



1 
 

clínica veterinária e por terem me mostrado tantas coisas na arte da docência. Muito 

obrigada por terem me dado essa oportunidade e pelo carinho.  

Aos funcionários e residentes do Centro de Medicina e Pesquisa em Animais 

Selvagens (CEMPAS) por terem disponibilizado os animais e o espaço para que eu 

pudesse realizar o estudo. E em especial ao Senhor Levi por ter me ajudado com o 

manejo dos papagaios e por todo o carinho com os animais. 

A minha mãe, Fatima, e a minha vó, Patrocínia, pelo apoio e orações, e aos meus 

sogros, Conceição e Samuel, que nos ajudaram tanto com a mudança para Botucatu.  

Ao meu marido, Fernando, por ter embarcado nessa experiência comigo. Por termos 

realizado nosso sonho de adolescente, da época que estávamos no cursinho pré-

vestibular, de estudar na mesma universidade. Às vezes, nem imaginamos que 

sonhos que foram deixados para trás podem se realizar de uma forma diferente e 

inesperada. Obrigada por todo amor, carinho e paciência, principalmente, nos 

momentos difíceis.  

E aos meus filhos felinos Sara, Suzy, Simon e Stella por sempre ficarem comigo 

deitados no meu colo, pisando no computador ou passando em frente a tela, pedindo 

carinho ou simplesmente deitados ao meu lado me fazendo companhia enquanto eu 

passava horas escrevendo ou estudando. Vocês tornaram tudo mais leve e cheio de 

amor. 

 

 

 



 

Lista de tabelas 

Capítulo 2. Artigos científicos 
Artigo 1. Exame Ultrassonográfico e Elastografia 2D Shear Wave em fígado de 

papagaios-verdadeiros (Amazonas aestiva) hígidos 

Tabela 1. Resultados obtidos nas mensurações realizadas através da elastografia 

2D Shear Wave em fígado de papagaios verdadeiros (Amazona aestiva). 

 

Artigo 2. Mensurações da silhueta hepática em exame radiográfico de 

papagaios verdadeiros (Amazona aestiva) hígidos  

Tabela 1. Resultados obtidos nas mensurações da silhueta hepática no exame 

radiográfico na projeção ventrodorsal. 

 

Artigo 3. Avaliação comparativa dos exames hepáticos de bioquímica e 

citopatologia por agulha fina em papagaios-verdadeiros (Amazona aestiva) 

Tabela 1. Resultados dos exames bioquímicos séricos para avaliação hepática de 

Amazona aestiva. 

Tabela 2. Número de aves que obtiveram diferentes valores de AST de acordo com 

o resultado da citopatologia por agulha fina. 

 



 

Lista de figuras 

Capítulo 1. Considerações iniciais 

3. Revisão de literatura 

Figura 1. Projeção radiográfica ventrodorsal com esquema das mensurações 

realizadas para a avaliação da silhueta hepática. A-B: largura cintura da ampulheta 

cardiohepática; C-D: largura da silhueta hepática em sua maior dimensão; E-F: 

largura hepática direita. Fonte: SANCHES et al., 2023. 

Figura 2. Imagem ultrassonográfica modo B do fígado de papagaio verdadeiro 

(Amazona aestiva) em corte transversal. É possível observar o parênquima 

grosseiro e identificar os lobos hepáticos direito (D) e esquerdo (E) e o coração (C). 

Fonte: SANCHES, 2023. 

 

Capítulo 2. Artigos científicos 

Artigo 1. Exame Ultrassonográfico e Elastografia 2D Shear Wave em fígado de 

papagaios-verdadeiros (Amazonas aestiva) hígidos  

Figura 1. Imagem ultrassonográfica modo B do fígado de papagaio verdadeiro 

(Amazona aestiva) em corte transversal. É possível observar o parênquima 

grosseiro e identificar os lobos hepáticos direito (D) e esquerdo (E). Note o íntimo 

contato do ápice cardíaco (a) com os lobos hepáticos, (c) coração. 

Figura 2. Imagem Ultrassonográfica 2D Shear Wave do fígado de papagaio 

verdadeiro (Amazona aestiva). A. Imagem ultrassonográfica do lobo direito 

hepático. B. Realização das mensurações na ROI. 

 

Artigo 2. Mensurações da silhueta hepática em exame radiográfico de 

papagaios verdadeiros (Amazona aestiva) hígidos  

Figura 1. Projeção radiográfica ventrodorsal com esquema das mensurações 

realizadas para a avaliação da silhueta hepática. A-B: largura cintura da ampulheta 

cardiohepática (LCA); C-D: largura da silhueta hepática em sua maior dimensão 

(LSH); E-F: largura hepática direita (LHD); G-H: distância esterno-costela direita 

(DEC). 



 

LISTA DE ABREVIATURAS 

2D SWE – two-dimensional Shear Wave elastography 

ALT – alanina aminotransferase 

ARFI – acoustic radiation force impulse 

AST – aspartato aminotransferase 

CAF – citopatologia por agulha fina 

Cempas – Centro de Medicina e Pesquisa em Animais Selvagens 

CEUA – Comissão de Ética no Uso de Animais 

CPK – creatinina fosfoquinase 

E – Módulo de Young 

EMR – elastography magnetic resonance 

FA – fosfatase alcalina 

FMVZ – Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia 

g - grama 

GGT – gama glutamiltransferase 

GLDH – glutamato desidrogenase 

kg – quilograma 

kPa – quilopascoal 

m/s – metros por segundo 

ml – mililitros 

PP – piroxidal 5-fosfato 

pSWE – point Shear Wave 

ROI – region of interest 

SISBIO – Sistema de Autorização e Informação em Biodiversidade 

SWE – Shear wave  

TE – transiente elastography 

Unesp – Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquista Filho” 

  



2 
 

SUMÁRIO 

RESUMO ........................................................................................................ 3 

ABSTRACT .................................................................................................... 4 

CAPÍTULO 1: Considerações iniciais ............................................................. 5 

1. Introdução ................................................................................................. 6 

2. Objetivos ................................................................................................... 8 

3. Revisão de literatura ................................................................................ 8 

3.1 Psitaciformes ....................................................................................................... 8 
3.2 Anatomia e fisiologia hepática ............................................................................ 9 
3.3 Hepatopatias em psitacídeos ............................................................................ 10 
3.4 Métodos diagnósticos das hepatopatias em psitacídeos ................................. 13 

4. Referências Bibliográficas ..................................................................... 30 

CAPÍTULO 2: Artigos científicos .................................................................. 38 

Artigo 1. Exame Ultrassonográfico e Elastografia 2D Shear Wave em 

fígado de papagaios-verdadeiros (Amazonas aestiva) hígidos .............. 39 

Resumo ................................................................................................................... 39 

1. Introdução ............................................................................................................ 39 
2. Material e Métodos .............................................................................................. 41 
3. Resultados ........................................................................................................... 44 
4. Discussão ............................................................................................................ 46 

5. Conclusão ............................................................................................................ 49 
6. Referências ......................................................................................................... 49 

Artigo 2. Mensurações da silhueta hepática em exame radiográfico de 

papagaios verdadeiros (Amazona aestiva) hígidos ................................. 53 

Resumo ................................................................................................................... 53 
1. Introdução ............................................................................................................ 53 

2. Material e Métodos .............................................................................................. 54 
3. Resultados ........................................................................................................... 56 
4. Discussão ............................................................................................................ 57 
5. Conclusão ............................................................................................................ 60 

6. Referências ......................................................................................................... 60 

Artigo 3. Avaliação comparativa dos exames hepáticos de bioquímica e 

citopatologia por agulha fina em papagaios-verdadeiros (Amazona 

aestiva) ........................................................................................................ 63 

Resumo ................................................................................................................... 63 

1. Introdução ............................................................................................................ 63 
2. Material e Métodos .............................................................................................. 64 
3. Resultados ........................................................................................................... 66 
4. Discussão ............................................................................................................ 67 

5. Conclusão ............................................................................................................ 73 
6. Referências ......................................................................................................... 73 

Apêndices ................................................................................................... 76 

 



3 
 

SANCHES, T. F. Avaliação hepática por meio dos exames imaginológicos, 
bioquímicos e citopatológico em papagaios verdadeiros (Amazona aestiva) 
mantidos sob cuidados humanos. Botucatu, 2023. 90 p. Dissertação 
(Mestrado em Animais Selvagens) – Faculdade de Medicina Veterinária e 
Zootecnia, Campus de Botucatu, Universidade Estadual Paulista.  

 

RESUMO 
O diagnóstico de hepatopatias em psitacídeos pode ser difícil, pois os sinais 

clínicos são inespecíficos e vários testes diagnósticos são necessários. Diante 

das dificuldades encontradas em se obter o acompanhamento da doença 

hepática, esse estudo objetivou avaliar a condição hepática de papagaios 

mantidos em cativeiro pela radiografia, elastografia, citopatologia hepática e 

dosagens séricas bioquímicas para obter referências de normalidade e detectar 

possíveis alterações. Foram avaliados 20 papagaios verdadeiros submetidos 

aos exames de radiografia, ultrassonografia, citopatologia por agulha fina, 

bioquímica sérica e elastografia 2D Shear Wave sob sedação. As aves foram 

divididas em 2 grupos (CAF normal e alterada) para as análises comparativas 

bioquímicas e mensurações para padrões de normalidade nos exames de 

imagem. No grupo de aves com CAF normal, foi realizado o exame radiográfico, 

e se obteve, na projeção ventrodorsal, a média da largura da silhueta hepática 

de 2,34 cm, e os valores máximo e mínimo foram de 2,01 e 2,66 cm. Já na 

elastografia as médias encontradas foram de 1,47 m/s e 6,55 kPa, com os 

intervalos de 1,36 a 1,59 m/s e 5,55 a 7,56 kPA.  Na comparação da atividade 

enzimática entre o grupo de aves com CAF normal e alterada houve significância 

estatística apenas para a AST (p=0,04) e as provas de função hepática 

apresentaram valores normais para os 2 grupos. A AST pode trazer informações 

a respeito da lesão hepática, mas a influência da lesão muscular sobre seus 

valores séricos é significativa. A CAF se mostrou um método seguro e funcional 

para a espécie e a elastografia um método diagnóstico promissor.  

 

Palavras-chave: hepatopatia, diagnóstico por imagem, ultrassom, exame 

radiográfico, patologia clínica, citopatologia por agulha fina 

  



4 
 

SANCHES, T. F. Liver evaluation through analysis of imaging, biochemical 
and cytopathological examinations of blue-fronted parrots (Amazona 
aestiva) kept under human care. Botucatu, 2023. 90 p. Dissertation (Master’s 
Degree in Wild Animals) – Faculty of Veterinary Medicine and Animal Science, 
Campus of Botucatu, São Paulo State University. 

 

ABSTRACT 
The diagnosis of liver disease in psittacine birds can be difficult, as clinical 

signs are nonspecific and several diagnostic tests are required. Faced with the 

difficulties encountered in monitoring liver disease, this study aimed to evaluate 

the liver condition of amazon parrots kept in captivity using radiography, 

elastography, liver cytopathology and serum biochemical measurements to 

obtain normality references and detect possible changes. For this study, 20 blue-

fronted amazon parrots (Amazona aestiva) underwent radiography, 

ultrasonography, fine needle cytopathology, serum biochemistry and 2D Shear 

Wave elastography under sedation. The birds were divided into 2 groups (normal 

and altered FNC) for biochemical comparative analyzes and measurements for 

normality patterns in imaging exams. In group of birds with normal FNC, the 

radiographic examination, ventrodorsal projection, the average width of the liver 

silhouette was 2.34 cm, and the maximum and minimum values were 2.01 and 

2.66 cm. In elastography, the averages found were 1.47 m/s and 6.55 kPa, with 

the intervals from 1.36 to 1.59 m/s and 5.55 to 7.56 kPa. Comparing enzymatic 

activity between the group of birds with normal and altered FNC, there was 

statistical significance only for AST (p=0.04) and liver function tests showed 

normal values for both groups. AST could provide information about liver injury, 

but the influence of muscle injury on its serum values is significant. FNC proved 

to be a safe and functional method for the species and elastography a promising 

diagnostic method.  

 

Keywords: liver disease, diagnostic imaging, ultrasound, radiographic 

examination, clinical pathology, fine needle cytopathology. 

  



5 
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

CAPÍTULO 1: Considerações iniciais 

  



6 
 

1. Introdução 

 
A ordem Psittaciformes é composta por 403 espécies 

pertencentes as famílias: Strigopidae, Cacatuidae, Psittacidae e Psittaculidae 

(GILL et al., 2023). No Brasil são listadas 87 espécies de psitacídeos 

pertencentes a família Psittacidae, sendo 12 espécies do gênero Amazona 

(PACHECO et al., 2021). 

É comum no Brasil a manutenção de animais silvestres como 

animais de estimação (BONELLO, 2006) e os papagaios ganham a simpatia 

devido sua inteligência, curiosidade e capacidade de imitar sons, sendo uma 

espécie muito procurada como animal de companhia (SICK, 1997). 

Sob cuidados humanos, a maioria dos Psittaciformes recebe dieta 

inadequada, tendo como consequência distúrbios nutricionais que representam 

os problemas de saúde mais frequentes na rotina clínica de aves de companhia 

(GRESPAN e RASO, 2014). A doença hepática gordurosa, também conhecida 

como lipidose hepática, é comum em papagaios mantidos como animais de 

companhia em consequência da alimentação frequentemente a base de 

sementes com alto teor de gordura ad libitum (STANFORD, 2005).  

O diagnóstico de doenças hepáticas em psitacídeos pode ser difícil, 

pois os sinais clínicos são inespecíficos e, frequentemente, as manifestações 

clinicas de insuficiência hepática não ocorrem até estágios avançados da doença 

(HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 2005; REAVILL e LENNOX, 2007).  

Dessa forma, a identificação das hepatopatias é realizada com 

base em uma compilação de evidências a partir da história clínica, exame físico, 

testes de patologia clínica, exames de imagem e exame histopatológico por meio 

de biópsia (DONELEY, 2004; HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 2005, 

CARCIOFI e OLIVEIRA, 2007). 

A interpretação das atividades de enzimas hepáticas 

frequentemente avaliadas em mamíferos tem sido aplicada nas aves; contudo, 

estudos experimentais que analisam a sensibilidade e a especificidade dessas 

enzimas se limitam a poucas espécies aviárias (CAMPBELL, 2015).  



7 
 

O aumento hepático é facilmente demonstrado em radiografias 

ventrodorsais, sendo a hepatomegalia um achado de alteração comum em aves 

(KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 2010).  

O exame ultrassonográfico permite a avaliação da estrutura interna 

dos órgãos, possibilitando a observação da extensão, gravidade e 

desenvolvimento de doenças hepáticas (KRAUTWALD-JUNGHANNS et al., 

2001), sendo que algumas alterações no parênquima hepático podem ser 

observadas ultrassonograficamente, tais como neoplasia, cisto, inflamação, 

congestão ou degradação gordurosa (KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 

2011b; AUGUSTO e HILDEBRANDT, 2014). 

No entanto, a realização da biópsia hepática é frequentemente 

necessária para diagnosticar, de forma definitiva e caracterizar adequadamente 

a doença hepática (GRUNKEMEYER, 2010), A biópsia hepática em humanos 

ainda é considerada o exame “padrão ouro” para avaliação e caracterização da 

doença hepática (RIFAI et al., 2011; SPOREA et al., 2013), pois possibilita a 

classificação do estágio da fibrose e também permite a observação, quando 

presente, de esteatose, necrose e atividade inflamatória (BARR et al., 2015). 

Entretanto, é um procedimento invasivo com alto custo e, apesar de baixo, há o 

risco de complicações graves, como hemorragia (RIFAI et al., 2011).  

A elastografia é um método novo e não invasivo para o 

estadiamento da doença hepática crônica, desenvolvida para reduzir o número 

de biópsias, tornando-se um procedimento amplamente aplicado para a 

detecção de fibrose hepática, em medicina humana, sendo um procedimento 

mais confortável e sem riscos para o paciente quando comparado a biopsia 

(RIFAI et al., 2011). 

Diversos estudos em pacientes humanos portadores de fibrose 

hepática demonstraram que a velocidade das ondas de cisalhamento possuí 

correlação com os estágios da fibrose hepática, assim a elastografia por Shear 

Wave (SWE) é amplamente aplicada como método diagnóstico para prever o 

estadiamento da fibrose hepática em humanos (TAMURA et al., 2019). 

Na medicina veterinária, os estudos utilizando a técnica de 

elastografia são recentes e baseiam-se na padronização de valores de 

referência em diferentes tecidos como baço, fígado, rins e próstata de cães e 



8 
 

gatos; e também para avaliação de neoplasias mamárias em cadelas 

(FERNANDEZ et al., 2017).   

Desta forma o presente estudo objetivou uma avaliação 

elastográfica, radiográfica e de bioquímica sérica de animais considerados 

hígidos pela citopatologia por agulha fina e exame clínico, bem como avaliar os 

valores bioquímicos observados em animais com alterações ao exame 

citológico.  

 

2. Objetivos 
 

2.1. Objetivo Geral 

Avaliar o parênquima hepático de psitacídeos por meio dos exames 

ultrassonográfico, radiográfico, laboratorial e citopatologia aspirativa. 

 

2.2. Objetivos específicos 

a)  Avaliar o parênquima hepático de uma população de 

psitacídeos, provenientes de apreensões, por meio do exame 

ultrassonográfico Modo B e elastográficos e considerados normais 

quando comparados à citopatologia por agulha fina; 

b)  Fazer as mensurações da silhueta cardiohepática em 

papagaios com CAF normal; 

c)  Comparar os níveis enzimáticos séricos de papagaios 

verdadeiros sem alterações e com alterações no exame 

citopatológico por agulha fina.   

 

 

3. Revisão de literatura 

 

3.1 Psitaciformes  
 



9 
 

A ordem Psittaciformes é composta por 403 espécies 

pertencentes as famílias: Strigopidae, Cacatuidae, Psittacidae e Psittaculidae 

(GILL et al., 2023). No Brasil são listadas 87 espécies de psitacídeos 

pertencentes a família Psittacidae, sendo 12 espécies do gênero Amazona 

(PACHECO et al., 2021). 

É comum no Brasil a manutenção de animais silvestres como 

animais de estimação (BONELLO, 2006) e os papagaios ganham a simpatia 

devido sua inteligência, curiosidade e capacidade de imitar sons, sendo uma 

espécie muito procurada como animal de companhia (SICK, 1997). 

Sob cuidados humanos, a maioria dos Psittaciformes recebe dieta 

inadequada, tendo como consequência distúrbios nutricionais que representam 

os problemas de saúde mais frequentes na rotina clínica de aves de companhia 

(GRESPAN e RASO, 2014).  

 Melo et al. (2018) realizaram um estudo baseado na aplicação de 

um questionário a respeito da alimentação de psitacídeos sob cuidados 

humanos em residências brasileiras e, diante das 130 respostas coletadas, 

constataram que 60% das aves recebiam uma dieta a base de sementes de 

girassol acrescida de outros itens alimentares (ração extrusada, verduras, 

legumes e comida caseira). O Amazona aestiva representado por 79,20% dos 

psitacídeos no estudo.  

Nas aves cativas, a obesidade é um distúrbio nutricional comum, 

e os papagaios do gênero Amazona sp. estão entre as espécies que possuem 

predisposição para esta condição, estando a lipidose hepática entre os efeitos 

deletérios do acúmulo de gordura (GRESPAN e RASO, 2014).  

 

3.2 Anatomia e fisiologia hepática 

 

O fígado é um órgão acessório do sistema digestório e a maior 

glândula do corpo (ZAEFARIAN et al., 2019) com funções endócrina e exócrina 

(DENBOW, 2015). O fígado normal de uma ave adulta tem a coloração 

vermelho-púrpura escuro e é composto pelos lobos direito e esquerdo 

(GRUNKEMEUER, 2010), unidos cranialmente na linha média (DENBOW, 2015; 



10 
 

DONELEY, 2016), com o lobo direito sendo maior na maioria das espécies 

(GRUNKEMEUER, 2010).  

O fígado fica envolto por uma cápsula fina e elástica de tecido 

conjuntivo, que permite sua expansão (DONELEY, 2016). A região cranioventral 

dos lobos circunda o ápice do coração e a superfície visceral está em contato 

com o proventrículo, ventrículo e baço (GRUNKEMEUER, 2010).  Ventralmente, 

o fígado está em contato direto com o esterno e, na maioria das aves, o fígado 

saudável não se estende além da borda caudal do esterno (SCHMIDT et al., 

2015). 

Segundo ZAEFARIAN (2019) o fígado é um órgão vital que está 

envolvido em uma ampla gama de funções, incluindo o metabolismo de 

gorduras, carboidratos, proteínas, vitaminas e minerais, remoção de resíduos e 

desintoxicação. É o principal local de armazenamento das vitaminas 

lipossolúveis (A, D, K e E), bem como da vitamina B12, glicogênio, alguns 

minerais (Fe e Cu) e também está envolvido na ativação da vitamina D. O fígado 

é o principal local de fagocitose pelas células de Kupffer, que destroem células 

sanguíneas envelhecidas e patógenos que podem entrar através do sangue 

porta-hepático.  

Quando presente, a vesícula biliar, está localizada na superfície 

visceral do lobo direito e pode ter formato de pera, alongada ou cilíndrica 

(SCHMIDT et al., 2015).  A bile é drenada de ambos os lobos do fígado pelos 

ductos hepáticos direito e esquerdo (GRUNKEMEUER, 2010).  As pombas, a 

maioria dos psitacídeos e avestruzes não possuem vesícula biliar (DONELEY, 

2016). Nestas espécies, o ramo do ducto hepático direito forma o ducto 

hepatoentérico direito que se esvazia diretamente no duodeno 

(GRUNKEMEUER, 2010).   

 

3.3 Hepatopatias em psitacídeos  

 

O tecido hepático tem uma capacidade maior de regeneração do 

que muitos outros tecidos, assim como uma grande capacidade de reserva 

funcional, dessa forma, fazer o diagnóstico precoce de doença hepática é difícil, 



11 
 

porque até 80% da função hepática deve estar comprometida antes que um 

processo patológico possa se tornar clinicamente aparente (JAENSCH, 2000). 

Após uma necrose hepática extensa, geralmente, observa-se a 

regeneração do parênquima sem cicatrizes, desde que a matriz extracelular 

normal permaneça intacta (DONELEY, 2004; HOCHLEITHNER e 

HOCHLEITHNER, 2005). A lesão hepática crônica comumente se manifesta 

como fibrose (DONELEY, 2004; HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 2005).  

A fibrose ocorre devido a um aumento anormal na deposição de 

colágeno e outros componentes da matriz extracelular em decorrência à lesão 

crônica, podendo ser consequência de uma variedade de causas (BARR et al., 

2015). As células estreladas hepáticas mudam de células armazenadoras de 

lipídio típicas para células com aparência de miofibroblasto, que posteriormente 

desenvolve capacidade de sintetizar colágeno, levando ao desenvolvimento da 

fibrose hepática (HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 2005). 

 Portanto, a fibrose consiste em uma doença crônica e debilitante 

que frequentemente resulta da hepatite crônica em psitacídeos (LEE et al., 

2011). Sua etiologia geralmente não é determinada, mas pode estar relacionada 

a desnutrição crônica, processos infecciosos, exposição a toxinas e doenças 

imunomediadas e a ocorrência de hiperplasia dos ductos biliares é, 

frequentemente, observada em psitacídeos com doenças hepáticas, inclusive 

hepatites crônicas, fibrose hepática e lipidose hepatocelular (LEE et al., 2011). 

Já foram descritos como causa de fibrose hepática crônica parasitismo por 

Platynosomum proxillicens em cacatua (Cacatua sulphurea) (KAZACOS et al., 

1980) e Histomonas meleagridis em codornas (HASSAN et al., 2020). 

Como resultado de fibrose crônica uma doença em estágio final ou 

cirrose é caracterizada pela perda da arquitetura hepática normal devido a 

regeneração do parênquima, seguido por fibrose e, frequentemente, hiperplasia 

dos ductos (HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 2005). O tecido fibroso é 

depositado na área da lesão, levando a uma extensa remodelação do tecido e 

mudanças nas capacidades funcionais dos hepatócitos (DONELEY, 2004). 

A obesidade é uma condição clínica frequentemente observada em 

papagaios do gênero Amazona, podendo ser ocasionada por inatividade física 

combinada com alta ingestão de gordura (LEVINE, 2003; GRESPAN e RASO, 



12 
 

2014). A obesidade aviária pode resultar em problemas como fígado gorduroso, 

falta de resistência física devido ao impacto da gordura nos sacos aéreos, 

aterosclerose em artérias coronárias e outros vasos sanguíneos e até acidente 

vascular cerebral devido a êmbolos gordurosos de hipercolesterolemia (LEVINE, 

2003). 

A síndrome do fígado gorduroso, conhecida também por 

degeneração hepática gordurosa, lipidose hepática ou esteatose hepática é uma 

doença comum em psitacídeos cativos (CARCIOFI e OLIVEIRA, 2007), 

especialmente papagaios do gênero Amazona (GODOY, 2007). Ocorre em 

consequência do desequilíbrio do metabolismo energético, associado ao 

acúmulo excessivo de gordura abdominal e hepática (HARRISSON E 

MCDONALD, 2005). É observada em aves adultas alimentadas com dieta a base 

de sementes predominantemente oleaginosas (especialmente sementes de 

girassol), ou quando guloseimas gordurosas (laticínios, chocolate, etc) são 

oferecidas (DAVIES, 2000).  

Nos casos das aves engaioladas acredita-se também que esteja 

associado à falta de exercícios, devido à restrição de espaço, combinado ao alto 

consumo de alimento, provocando um balanço energético positivo (ZAEFARIAN 

et al., 2019). Pode ser fatal se não for diagnosticada a tempo e tratada 

agressivamente (CARCIOFI e OLIVEIRA, 2007). Morte súbita em Amazona sp. 

tem sido descrita, tendo como única alteração histopatológica o acúmulo de 

gordura nos hepatócitos (CARCIOFI e OLIVEIRA, 2007; MACWHIRTER, 2010).  

Devido à inespecificidade dos sinais clínicos, o diagnóstico de 

doenças hepáticas em psitacídeos pode ser difícil e, (REAVILL e LENNOX, 

2007) frequentemente, as manifestações clinicas de insuficiência hepática não 

ocorrem até o estágio avançado da doença (HOCHLEITHNER e 

HOCHLEITHNER, 2005).  

Entre os diversos sinais clínicos podem ser observados anorexia, 

perda de peso, letargia, fraqueza, diarreia, poliuria, polidipsia, diminuição do 

empenamento, obesidade, regurgitação, êmese, morte súbita e dispneia pode 

ocorrer em casos de hepatomegalia e/ou ascite (LUMEIJ, 1994; 

HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 2005; GRUNKEMEUER, 2010; 

GRANGE, 2014).  



13 
 

Existem alguns sinais clínicos que são altamente sugestivos de 

insuficiência hepática, entretanto, nenhum é patognomônico (LUMEIJ, 1994; 

HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 2005). A insuficiência hepática está 

associada a colorações amarelas ou verdes dos uratos e/ou fezes, o que pode 

resultar em biliverdinúria ou bilirrubinúria (LUMEIJ, 1994). As penas 

desenvolvem uma cor preta brilhante devido á exposição da melanina pela perda 

total do pigmento verde ou azul normal (HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 

2005). Crescimento excessivo do bico e das unhas, hematomas ou sangramento 

na pele e tempo de coagulação prolongado podem estar associados à 

insuficiência hepática (LUMEIJ, 1994; HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 

2005).  

Dessa forma, a identificação das hepatopatias é realizada com 

base em uma compilação de evidências a partir da história clínica, exame físico, 

testes de patologia clínica, exames de imagem e exame histopatológico por meio 

de biópsia (DONELEY, 2004; HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 2005, 

CARCIOFI e OLIVEIRA, 2007). 

 

3.4 Métodos diagnósticos das hepatopatias em psitacídeos 

 

3.4.1 Exames bioquímicos 

 

O volume total de sangue de uma ave é de aproximadamente 10% 

(6 a 12ml/100g) do peso do seu corpo, mas podem haver variações dessa 

quantidade entre as espécies (ECHOLS, 1999). Como regra geral, 10% do 

volume total sanguíneo, ou o equivalente a 1% do peso corpóreo da ave, pode 

ser coletado com segurança de aves saudáveis (POWER, 2006; DYER e 

CERVASIO, 2008). Dessa forma, 1ml de sangue pode ser coletado de uma ave 

saudável que pesa 100 gramas sem efeitos deletérios para o animal (ECHOLS, 

1999; POWER, 2006; DYER e CERVASIO, 2008).  

A punção venosa da veia jugular é um procedimento que pode ser 

usado para coleta de sangue da maioria das espécies de aves, sendo a veia 

jugular direita geralmente a de escolha, devido ao seu calibre ser maior que o da 

jugular esquerda (CAMPBELL, 1994; ECHOLS, 1999; POWER, 2006). Para a 

realização de testes bioquímicos em amostras de sangue de aves é 



14 
 

recomendado o uso de tubos contendo heparina de lítio como anticoagulante 

(HOCHLEITHNER, 1994; ECHOLS, 1999; CRAY e ZAIAS, 2004; DONELEY, 

2016). 

Anormalidades no hemograma de pacientes aviários com doença 

hepática são inespecíficas, mas podem dar uma indicação quanto à cronicidade 

e condição patológica subjacente do processo da doença (GRANGE, 2014). A 

anemia pode ocorrer nesses casos como resultado de coagulopatias, trauma 

hepático ou hemocromatose, enquanto leucocitose pode estar presente em 

doenças hepáticas infecciosas ou inflamatórias (GRUNKEMEYER, 2010). O 

hemograma pode revelar parasitas que causam danos hepáticos 

(GRUNKEMEYER, 2010), como, por exemplo, Haemoproteus spp. (DONOVAN 

et al., 2008), Plasmodium spp. e Leucocytozoon spp. (FERRELL et al., 2007). 

De acordo com CAMPBELL (2015), a interpretação das atividades 

de enzimas hepáticas comumente avaliadas em mamíferos tem sido aplicada 

nas aves. Contudo, estudos experimentais que analisam a sensibilidade e a 

especificidade dessas enzimas se limitam a poucas espécies aviárias. Como a 

especificidade e a sensibilidade dessas enzimas podem variar em função da 

espécie e da natureza da doença hepática, é possível fazer apenas 

considerações generalizadas a respeito das alterações nas atividades 

enzimáticas.  

Nas aves, segundo SCHIMIDT et al. (2007), as provas de função 

hepática podem ser realizadas por testes de atividade enzimática, onde a 

aspartato aminotransferase (AST), a alanina aminotransferase (ALT) e a 

glutamato desidrogenase (GLDH) refletem lesão hepatocelular. Enquanto, a 

gama glutamiltransferase (GGT) e a fosfatase alcalina (FA) apresentam-se 

aumentadas em casos de colestase ou indução por drogas. Também podem ser 

realizados testes metabólitos ou testes funcionais do fígado por meio da 

dosagem do colesterol total, ácidos biliares, bilirrubinas, glicose e as proteínas. 

A alta atividade da AST tem sido encontrada em uma infinidade de 

tecidos (fígado, músculo esquelético e cardíaco, cérebro e rins), mas 

principalmente no fígado e tecidos musculares, e sua distribuição entre os 

tecidos varia dependendo da espécie (HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 

2005; CAPTELLI e CROSTA, 2013, CAMPBELL, 2015). Com o auxílio de um 



15 
 

cofator, o piroxidal 5-fosfato (PP), sua função é catalisar a transaminação de L-

aspartato e 2-oxoglutarato a oxalacetato e glutamato (VILA, 2013). 

A atividade plasmática da AST é sensível, mas não específica para 

dano hepatocelular e lesão muscular, sendo frequentemente avaliada 

juntamente com a creatinina fosfoquinase (CK), uma enzima muscular 

específica, para diferenciar entre os danos hepáticos e musculares (HARR, 

2002; HARR, 2005; HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 2005; CAPTELLI e 

CROSTA, 2013, CAMPBELL, 2015). 

Já as mudanças na AST podem indicar danos aos hepatócitos, mas 

não identificarão o estado funcional do fígado (FUDGE, 2000).  As concentrações 

de ácidos biliares podem fornecer informações sobre a capacidade funcional do 

fígado (GRANGE, 2014). A desvantagem dos ácidos biliares é que muitos 

processos de doenças crônicas podem ter concentrações normais (FUDGE, 

2000).  

A atividade da ALT ocorre em muitos tecidos diferentes 

(HOCHLEITHNER, 1994) como no fígado e no músculo esquelético, 

extravasando para o sangue quando há lesão tecidual (CAMPBELL, 2015). Esta 

enzima catalisa a transaminação reversível da L-alanina e o 2-oxoglutarato a 

piruvato e L-glutamato e, como a AST, também precisa do cofator PP para atuar 

(VILAS, 2013).  

O valor diagnóstico da ALT em aves é muito baixo. Sua atividade 

plasmática não é um teste especifico, tampouco sensível, para a detecção de 

doença hepatocelular em aves (HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 2005; 

CAMPBELL, 2015). Em muitos casos, pacientes com lesão hepática grave 

tiveram atividades de ALT normais (HOCHLEITHNER, 1994; DONELEY, 2016).  

A GGT é uma enzima encontrada nas células das membranas dos 

ductos biliares (DONELEY, 2016), que possui alta especificidade e baixa 

sensibilidade para o tecido hepático aviário (FUDGE, 2000; DONELEY, 2016). 

Aumentos significativos de GGT são devido á obstrução ou danos a árvore biliar 

que podem incluir neoplasias, inflamação ou colelitíase (HARR, 2005; GRANGE, 

2014). Dano hepático sozinho não altera significativamente a concentração 

plasmática da GGT (HARR, 2005).  



16 
 

Níveis elevados de GGT foram observados em pombos com 

doença hepática súbita induzida experimentalmente (LUMEIJ, 1997). Aumentos 

marcantes também foram relatados em aves com carcinoma do ducto biliar 

(HARR, 2005). Nota-se aumento da atividade sérica da GGT em algumas aves 

com doença hepática, porém em outras não, indicando que a atividade 

plasmática pode aumentar em algumas espécies dependendo da origem da 

alteração hepática; entretanto, a importância dessa enzima na detecção de 

doenças hepáticas nas aves ainda não foi totalmente definida (CAMPBELL, 

2015). 

Níveis muito baixos de atividade da FA foram encontrados no 

fígado das espécies aviárias estudadas, e os aumentos na atividade plasmática 

parecem ser específicos para atividade osteoblástica e alteração óssea 

associado ao crescimento, trauma, reparo, osteomielite, neoplasia, 

hiperparatireoidismo nutricional secundário e deposição da casca do ovo (HARR, 

2002; HARR, 2005; CAMPBELL, 2015). A realização de mais investigações em 

doenças colestáticas e do trato biliar, como o carcinoma biliar, poderá elucidar a 

sensibilidade e especificidade da FA nesses casos (HARR, 2002; HARR, 2005). 

O colesterol plasmático provém tanto da dieta como da síntese 

hepática (VILA, 2013). É eliminado na forma de ácidos biliares e sua 

concentração aumenta quando há obstrução extra-hepática, fibrose hepática e 

hiperplasia dos ductos biliares (CAMPBELL, 2015). As aves carnívoras 

apresentam uma concentração plasmática maior em relação as aves que se 

alimentam de frutas ou de grãos (HOCHLEITHNER, 1994). 

Altas concentrações de colesterol podem ser causadas por 

hipotireoidismo, dietas ricas em gorduras e lipemia, ocorre também durante a 

vitelogênese em aves fêmeas que se preparam para a oviposição e no período 

pós-prandial (CAMPBELL, 2015). A hipercolesterolemia, geralmente, é 

acompanhada por lipemia, especialmente em papagaios do gênero amazona, 

araras e cacatuas com degeneração hepática gordurosa (HOCHLEITHNER, 

1994). Hipocolesterolemia pode estar associada ao estágio final da falência 

hepática, má digestão ou má absorção e inanição (CAPITELLI e CROSTA, 2013, 

CAMPBELL, 2015). 



17 
 

As concentrações de ácidos biliares podem fornecer informações 

sobre a capacidade funcional do fígado, pois dependem da extração, conjugação 

e excreção hepática (REAVILL e LENNOX, 2007). A desvantagem dos ácidos 

biliares é que muitos processos de doenças crônicas podem ter concentrações 

normais (FUDGE, 2000).  

Em várias espécies de aves ainda não foram estabelecidas as 

faixas de variações de referência da concentração plasmática de ácidos biliares 

em amostras obtidas em jejum, havendo a necessidade de obtenção de 

intervalos de referência para testes espécie-específicos (CAMPBELL, 2015). 

Conforme VILA (2013) a importância clínica das concentrações de 

bilirrubina ou biliverdina nas aves ainda é desconhecida. Sabe-se que a 

biliverdina é a responsável pela coloração esverdeada dos uratos que aparecem 

nos casos de doença hepática. No plasma, a presença desta coloração ocorre 

em doenças hepatobiliares graves e está associada a um prognóstico 

desfavorável.  

A grande maioria das proteínas circulantes no plasma são 

sintetizadas pelo fígado, a exceção das imunoglobulinas (VILA, 2013), que são 

produzidas pelos linfócitos B e plasmócitos e são importantes componentes da 

proteína total do plasma (CAMPBELL, 2015). Dentre as proteínas plasmáticas 

produzidas pelo fígado estão: a albumina, que representa de 40 a 50% do teor 

de proteína total do plasma das aves, proteínas de transporte, proteínas de 

coagulação, fibrinogênio, enzimas e hormônios (CAMPBELL, 2015; ZAEFARIAN 

et al., 2019).  

A hipoproteinemia pode ser verificada na insuficiência hepática 

devido a menor produção de albumina, mas pode estar presente em outros 

casos como na doença renal, má absorção intestinal, inanição e parasitose 

gastrointestinal (CAMPBELL, 2015). Na insuficiência hepática há diminuição 

significativa dos valores das proteínas totais, concomitantemente à diminuição 

da proporção albumina/globulinas (SCHIMIDT, 2007).  

Anormalidades proteicas podem ser ainda mais investigadas com 

eletroforese para determinar as mudanças relativas em cada fração proteica. No 

entanto, os intervalos de referência normais na eletroforese não foram 

determinados para todos os pacientes aviários (GRUNKEMEYER, 2010), 



18 
 

havendo a necessidade de mais estudos para definir melhor seu valor 

diagnóstico (JAENSCH, 2000).  

 

3.4.2 Biópsia e citopatologia hepática 

 

Considerada o exame “padrão ouro”, a biópsia hepática, é 

frequentemente necessária para diagnosticar de forma definitiva e caracterizar 

adequadamente a doença hepática (GRUNKEMEYER, 2010; RIFAI et al., 2011; 

SPOREA et al., 2013), pois possibilita a classificação do estágio da fibrose e 

também permite a observação, quando presente, de esteatose, necrose e 

atividade inflamatória (BARR et al., 2015).  

No entanto, o tecido obtido por meio da biópsia representa apenas 

uma pequena fração do volume hepático (aproximadamente 1/50.000 do volume 

total do fígado em humanos) podendo resultar em erro de amostragem, uma vez 

que, processos inflamatórios e fibrose se distribuem de forma irregular pelo 

parênquima hepático (CUI et al., 2003; BARR et al., 2015). 

Amostras de tecido hepático podem ser obtidas por técnicas 

percutâneas com agulha as cegas ou técnicas guiadas por ultrassom, 

endoscopia e laparoscopia (GRUNKEMEYER, 2010). A informação obtida 

através da biópsia é dependente do método de colheita, da natureza da doença 

e da forma que a amostra é fixada (JAENSCH, 2000; GRUNKEMEYER, 2010). 

Uma biópsia hepática pode ser realizada em aves com peso 

corporal superior a 145 gramas e a biópsia guiada é possível em aves com peso 

corporal a partir de 350 gramas (KRAUTWALD-JUNGHANNS et al., 2001), 

sendo um procedimento relativamente seguro em aves pesando pelo menos 250 

gramas (KOLLIAS, 1984).  

Em aves, o lóbulo direito é preferido por causa de seu tamanho 

maior, mas isso aumenta o risco de perfuração da vesícula biliar em espécies 

que a apresentam (JAENSCH, 2000). Dentre os riscos inerentes a realização da 

biópsia hepática estão: hemorragia grave, perfuração de órgãos internos, asfixia 

secundária ao vazamento de liquido livre no celoma em sacos aéreos rompidos 



19 
 

iatrogenicamente e riscos anestésicos em pacientes clinicamente 

comprometidos (GRUNKEMEYER, 2010).  

Previamente a realização de uma biópsia hepática, recomenda-se 

administrar vitamina K1 (1 a 2mg/kg) entre 24 e 48 horas antes do procedimento, 

como método profilático contra possíveis hemorragias em consequência da 

deficiência da mesma (KOLLIAS, 1984; KRAUTWALD-JUNGHANNS et al., 

2001). 

O exame de citopatologia por agulha fina (CAF) constitui em um 

procedimento menos invasivo e pode ser realizada guiada por ultrassom 

(NORDERBERG et al., 2000; RADEMACHER et al., 2012). Essa técnica fornece 

uma amostragem de tecido com risco mínimo para a coleta do tecido suspeito 

dentro da cavidade corporal, podendo ser realizada em animais conscientes ou 

sedados, dependendo do temperamento e da condição clínica do paciente 

(RADEMACHER et al., 2012). 

A CAF guiada por ultrassom na medicina de animais silvestres e 

exóticos mostrou-se segura e efetiva em pequenos mamíferos, aves e répteis 

(RAMIRO et al., 1993; NORDERBERG et al., 2000; HAUPTMAN et al., 2001). A 

vantagem desta técnica diagnóstica é que os testes de coagulação geralmente 

não são necessários, a menos que o hemograma ou a condição clínica do 

paciente sugiram uma coagulopatia (RADEMACHER et al., 2012). 

Nordberg et al. (2000) realizaram um estudo em que 27 papagaios 

sadios do gênero Amazona foram submetidos a CAF guiada por ultrassom, a fim 

de avaliar a viabilidade da realização da técnica usando diferentes métodos para 

a coleta de material. De acordo com o estudo as amostras de melhor qualidade 

(baixa hemodiluição e alto número e qualidade de células hepáticas) foram 

obtidas inserindo superficialmente a agulha no parênquima hepático repetidas 

vezes rapidamente enquanto o mínimo de aspiração por sucção era aplicado. 

Após a coleta de amostra, foi realizado exame ultrassonográfico do fígado no 

qual não foi detectada hemorragia em nenhum dos papagaios, assim como não 

houve mortalidade ou morbidade. 

A realização do exame citopatológico hepático na rotina veterinária 

de pequenos animais está se expandindo devido sua rapidez de diagnóstico, 

simplicidade da técnica e por se tratar de um procedimento menos invasivo, em 



20 
 

comparação a biópsia (TEIXEIRA e LAGOS, 2007). Além de possibilitar a 

identificação das alterações hepatocelulares com base nas características 

dessas células (CAMPBELL e GRANT, 2022). 

Dessa forma, a busca por métodos não invasivos para a avaliação 

hepática são um importante campo de pesquisa em crescimento (CUI et al., 

2003; BARR et al., 2015). 

 

3.4.3 Exames radiográfico e ultrassonográfico 

 

Técnicas por imagem são particularmente importantes para o 

diagnóstico de doenças nas aves (KRAUTWALD-JUNGHANNS et al., 2011). 

Elas fornecem muitas informações sobre o tamanho, forma e estrutura dos 

órgãos internos e dão suporte a interpretação de resultados clínicos e 

laboratoriais (KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 2010).  

Nos exames radiográficos aviários os sacos aéreos proporcionam 

um contraste negativo permitindo a diferenciação da silhueta dos órgãos 

celomáticos (MCMILLAN, 1994; PEES, 2008; KRAUTWALD-JUNGHANNS et 

al., 2011; NAGUIB, 2017). Devido aos tamanhos relativamente pequenos de 

diversas espécies, são rotineiramente realizados exames radiográficos do corpo 

inteiro, permitindo em uma única imagem a avaliação conjunta da cavidade 

celomática e do sistema esquelético (ARNUAT, 2006).  

O exame radiográfico adequado é aquele que permite a obtenção 

de pelo menos duas projeções em planos ortogonais (por exemplo, lateral e 

ventrodorsal) com a menor sobreposição possível de estruturas na área de 

interesse (PRAES, 2013). No entanto, o conhecimento da anatomia radiográfica 

normal é fundamental para a interpretação correta dos exames de imagem 

(SMITH et al., 1990) 

Para a realização da projeção ventrodorsal, a ave é posicionada 

em decúbito dorsal com ambas as patas estendidas caudalmente e asas 

lateralmente ao corpo para evitar sobreposição (KRAUTWALD-JUNGHANNS et 

al., 2011). Para a projeção lateral a ave deve ser posicionada em decúbito lateral 

direito com os membros pélvicos esticados caudalmente e os torácicos 



21 
 

estendidos dorsalmente (KRAUTWALD-JUNGHANNS et al., 2011; STANFORD, 

2017). 

Em várias espécies de aves, principalmente em papagaios, a 

silhueta cardíaca juntamente com a hepática forma uma ampulheta. O fígado é 

melhor avaliado na projeção ventrodorsal, junto ao coração, através da avaliação 

desta forma de ampulheta (FARROW, 2009; KRAUTWALD-JUNGHANNS e 

PEES, 2010; KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 2011a; CROSTA et al., 

2018). 

Em condições fisiológicas, na projeção ventrodorsal, a silhueta 

hepática normalmente não se estende além das linhas imaginárias que unem o 

coracoide e o acetábulo bilateralmente, e quando aumentado ultrapassa essa 

delimitação (KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 2011a; PINTO et al., 2017).  

Porém, dentre as limitações da avaliação hepática na projeção 

ventrodorsal está a sobreposição do proventrículo com o lobo hepático esquerdo 

(HARCOURT-BROWN, 2005). Se a ave estiver com o proventrículo repleto ou 

com aumento patológico torna-se difícil saber se o fígado está aumentando ou 

não nesta região (HARCOURT-BROWN, 2005; CROSTA et al., 2018).  

Segundo MCMILLAN (1994) a largura da silhueta hepática pode 

ser avaliada através de mensurações na projeção ventrodorsal. Onde, primeiro 

é mensurada, a partir da região anatômica do ápice cardíaco, a distância entre 

o esterno e o limite do gradil costal direito (distância esterno/costela) (medida C-

D na Fig. 1). A medida obtida deve ser dividida por dois e o valor resultante é a 

estimativa do tamanho normal esperado da silhueta hepática direita. Depois é 

realizada a mensuração da largura direta da silhueta hepática. A mensuração é 

realizada a partir da mesma região de encontro do ápice cardíaco com o esterno 

até a borda direta da silhueta hepática (medida A-B na Fig. 1). Se a medição do 

tamanho da silhueta hepática direita for maior que o valor esperado obtido pela 

distância esterno/costela dividido por dois, o fígado é considerado aumentado. E 

se for menor, é considerado reduzido. 



22 
 

 

O aumento hepático é facilmente demonstrado em radiografias 

ventrodorsais, sendo a hepatomegalia um achado de alteração comum em aves 

(KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 2010). As identificações de 

hepatomegalia na projeção lateral são menos consistentes, porque nesta 

projeção o fígado só pode ser diferenciado dos órgãos circundantes por meio do 

uso de contraste (KRAUTWALD-JUNGHANNS et al., 2001).  

No entanto, de modo geral, na projeção lateral o fígado não deve 

ultrapassar o esterno (KRAUTWALD-JUNGHANNS et al., 2001; PINTO, 2017; 

CROSTA et al., 2018). Já diminuição do volume da silhueta hepática 

(microhepatia) e a assimetria hepática ocorrem com menos frequência que a 

hepatomegalia (PINTO, 2017). 

Apesar de existirem diferentes métodos conhecidos para serem 

obtidas mensurações da silhueta hepática, existem poucos dados disponíveis na 

literatura a respeito de intervalos de referência para essas medidas radiográficas 

dentre as diferentes espécies de aves (GEERINCKX, et al., 2019).  

Figura 1. Projeção radiográfica ventrodorsal com esquema das mensurações 
realizadas para a avaliação da silhueta hepática. A-B: largura cintura da ampulheta 
cardiohepática; C-D: largura da silhueta hepática em sua maior dimensão; E-F: largura 

hepática direita. Fonte: SANCHES et al., 2023. 



23 
 

Estudos radiográficos com dados numéricos de largura hepática, 

largura da silhueta cardiohepática ou com a relação proposta por MCMILLAN 

(1994) foram feitos apenas com algumas espécies aviárias, tais como 

Cyanopsitta spixii (RETTMER, et al., 2011), Falco rusticolus e híbridos de Falco 

rustico lus com Falco peregrinus (CALIENDO et al., 2016) e Psittacus erithacus 

(ZOLLER et al., 2019). O conhecimento desses parâmetros é de grande 

interesse, devido ao fato de os distúrbios hepáticos em aves serem difíceis de 

diagnosticar (GEERINCKX, et al., 2019). 

Doenças infecciosas e metabólicas frequentemente causam 

aumento simétrico da silhueta hepática, sendo as mais frequentes, enquanto 

neoplasias e doenças granulomatosas promovam aumento assimétrico (PINTO, 

2017). A hepatomegalia também pode estar associada com neoplasias, 

processos inflamatórios e lipidose, e a microhepatia é atribuível a fibrose 

hepática em estágio final, mas em algumas aves ocorre sem o processo 

patológico aparente (KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 2011a). Sugere-se 

que isso está associado a aves com dietas inadequadas ou baseadas em 

sementes (DAVIES, 2000). 

O exame radiográfico não possibilita um esclarecimento 

complementar, pois para diferenciar uma massa neoplásica de um aumento de 

fígado causado por outra etiologia são necessários o exame ultrassonográfico e 

a coleta de material histológico ou citológico (NORDBERG et al., 2000). O exame 

ultrassonográfico proporciona mais informações, principalmente no que diz 

respeito à estrutura interna, ou seja, o parênquima do órgão (KRAUTWALD-

JUNGHANNS e PEES, 2010). A ecotextura fisiológica do fígado é homogênea, 

delicadamente granulada e com média ecogenicidade (Figura 2), com sua 

estrutura interna interrompida por vasos sanguíneos, os quais seguem 

transversal e longitudinalmente (KRAUTWALD-JUNGHANNS et al., 2001; 

HOCHLEITHNER, 2006; KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 2010). 



24 
 

 

Existem três janelas acústicas para abordar as vísceras 

celomáticas do paciente aviário: (1) a abordagem cranioventral, na linha média, 

caudal ao esterno; (2) a abordagem caudoventral, entre os ossos púbicos; e (3) 

a abordagem lateral, na área do flanco diretamente atrás da última costela de 

cada lado (KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 2011b). Embora nem sempre 

seja necessário, o ideal seria realizar jejum de 2 a 4 horas antes do exame 

(HELMER, 2005), pois o trato gastrointestinal pode prejudicar a avaliação devido 

as sombras acústicas ou reverberação que os gases causam (AUGUSTO e 

HILDEBRANDT, 2014). 

O exame ultrassonográfico permite a avaliação da estrutura interna 

dos órgãos, possibilitando a observação da extensão, gravidade e a evolução 

das doenças hepáticas (KRAUTWALD-JUNGHANNS et al., 2001). Alterações do 

parênquima tais como neoplasia, cisto, inflamação, congestão ou degeneração 

gordurosa podem ser sugeridas pelo exame ultrassonográfico (KRAUTWALD-

JUNGHANNS e PEES, 2011a; AUGUSTO e HILDEBRANDT, 2014). 

Figura 2. Imagem ultrassonográfica modo B do fígado de papagaio 
verdadeiro (Amazona aestiva) em corte transversal. É possível 
observar o parênquima grosseiro e identificar os lobos hepáticos 
direito (D) e esquerdo (E) e o coração (C). Fonte: SANCHES, 2023. 



25 
 

Em estudo ultrassonográfico hepático de tucanos toco 

(Ramphastos toco) realizado por Silva et al. (2019), foi possível caracterizar os 

contornos hepáticos, as características do parênquima (ecotextura, 

ecogenicidade), evidenciar as paredes dos vasos portais e avaliar a vesícula 

biliar, demonstrando o quanto o exame ultrassonográfico é elucidativo para 

espécies aviárias.  

Em aves, a vesícula biliar repleta é facilmente reconhecida 

ultrassonograficamente como uma estrutura de arredondada a oval no interior 

do parênquima hepático (HOCHLEITHNER, 2006; KRAUTWALD-JUNGHANNS 

et al., 2017). Normalmente, é observada como um órgão liso e nitidamente 

definido, com paredes finas, de reflexo intenso e conteúdo anecogênico 

(KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 2011b). Alguns vasos maiores, como a 

veia porta direita e a artéria hepática direita, podem ser vistos juntos a vesícula 

biliar. Na maior parte dos psitaciformes e dos columbiformes a vesícula biliar está 

ausente (HOCHLEITHNER, 2006; KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 2010).  

Basicamente, a ultrassonografia pode diferenciar não apenas as 

mudanças dentro do parênquima hepático (por exemplo, difusas ou focais) e seu 

tamanho, mas também mudanças na forma e no sistema venoso hepático 

(GRUNKEMEYER, 2010). Assim como acontece em espécies de mamíferos, a 

imagem ultrassonográfica de um fígado gorduroso em aves é caracterizada por 

aumento da ecogenicidade (ou seja, alterações difusas no parênquima hepático) 

e hepatomegalia (KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 2011a; AUGUSTO e 

HILDEBRANDT, 2014). 

A infiltração gordurosa, que causa o aumento da ecogenicidade do 

fígado, é comumente observada em psitacídeos sob cuidados humanos em 

instituições zoológicas ou em residências e, geralmente, é ocasionada por dieta 

não equilibrada ou com alto valor energético, associado à restrição de exercícios 

(AUGUSTO, 2007). 

Um diagnóstico etiológico exato da causa da doença, no entanto, 

não é possível apenas com o auxílio do ultrassom, mas é um método que facilita 

medidas diagnósticas adicionais como punção para colheita de biopsia 

(GRUNKEMEYER, 2010). Estudos ultrassonográficos também permitem um 

diagnóstico rápido e confiável quanto a presença de líquido livre na cavidade 



26 
 

celomática, enquanto estudos radiográficos apenas mostram sombras difusas 

nesses casos (KRAUTWALD-JUNGHANNS et al., 2001). 

 

3.4.4 Elastografia 

 

Dentro da ultrassonografia diagnóstica, um método novo e não 

invasivo para o estadiamento da doença hepática crônica tem sido desenvolvido 

para reduzir o número de biópsias. A elastografia tornou-se um procedimento 

amplamente aplicado para a detecção de fibrose hepática, em medicina humana, 

sendo um procedimento mais confortável e sem riscos para o paciente do que a 

biopsia (RIFAI et al., 2011). 

A elastografia, ou imagem de elasticidade, é uma modalidade de 

imagem de ultrassom que pode fornecer informação clinicamente útil sobre a 

rigidez tecidual (BARR, 2017). Essa técnica utiliza a elasticidade alterada dos 

tecidos moles em várias doenças para produzir informações qualitativas e 

quantitativas, que podem ser utilizadas para fins diagnósticos (SIGRIST et al., 

2017). 

A rigidez tecidual é estimada pela propriedade física denominada 

Módulo de Young (E), uma proporcionalidade constante que relaciona uma força 

aplicada por unidade de área (estresse) com a mudança relativa resultante na 

dimensão do tecido (tensão), e os métodos de elastografia por ultrassom podem 

ser divididos em duas categorias: quase-estáticas, ou de tensão, e dinâmica, ou 

ondas de cisalhamento (OZTURK et al., 2018). 

Dentre as diferentes técnicas de elastografia que possibilitam a 

avaliação, de forma não invasiva, do tecido hepático com base na rigidez tecidual 

estão: elastografia transitória (Transiente Elastography - TE); elastografia de 

quantificação pontual por onda de cisalhamento (point Shear Wave elastography 

- pSWE); elastografia bidimensional por onda de cisalhamento (two-dimensional 

Shear Wave elastography - 2D-SWE) e elastografia por ressonância magnética 

(elastography magnetic resonance - EMR) (SPOREA et al., 2013; JUNIOR et al., 

2020). Ambas as elastografia pSWE e 2D-SWE envolvem o uso da tecnologia 

denominada Impulso de Força de Radiação Acústica (Acoustic Radiation Force 

Impulse - ARFI) (BARR et al., 2015). 



27 
 

A ARFI produz uma força mecânica capaz de gerar ondas de 

cisalhamento nos tecidos avaliados (BARR, 2017). É um método capaz de 

quantificar as propriedades mecânicas do tecido, pois afere a velocidade de 

propagação da onda de cisalhamento induzida pela radiação acústica através do 

mesmo (FRULIO e TRILLAUD, 2013). 

Segundo BARR (2017) as ondas de cisalhamento se propagam no 

tecido de forma semelhante a uma pedra arremessada em um lago. Nessa 

analogia, as ondas de cisalhamento são representadas pelas ondulações na 

água, enquanto a pedra atua como a força aplicada, que é produzida pelos 

pulsos da ARFI.  

A velocidade da onda de cisalhamento é estimada através do 

movimento tecidual em sua resposta com o uso de ultrassom em modo B (BARR, 

2017). A aferição é expressa em metros por segundo (m/s), que representa a 

velocidade da onda de cisalhamento percorrendo perpendicularmente a sua 

fonte de origem (FRULIO e TRILLAUD, 2013). A velocidade varia de acordo com 

a rigidez tecidual, sendo assim, tem velocidade mais lenta em tecidos mais moles 

e mais rápidas em tecidos mais rígidos (BARR, 2017). 

A elastografia por Shear Wave (SWE) utiliza um software 

específico acoplado ao aparelho de ultrassonografia tradicional para a realização 

do exame (SCHMILLEVITCH e GORSKI, 2013). A imagem projetada na tela do 

ultrassom em modo B, possibilita a visualização do órgão e a escolha da região 

de interesse (region of interest – ROI) e para a aquisição dos valores de 

velocidade das ondas de cisalhamento (JUNIOR et al., 2020). Por meio do 

transdutor são emitidos pulsos acústicos que geram ondas de cisalhamento na 

ROI e ao mesmo tempo, pulsos de captação são também são emitidos pelo 

transdutor para avaliar em metros por segundo (m/s) a rigidez tecidual (SPOREA 

et al., 2013). 

 Já a elastografia por 2D Shear Wave funciona da mesma forma, 

mas possibilita avaliar uma ROI maior e realiza a propagação das ondas em 

profundidades crescentes no tecido detectando o tempo de chegada da onda de 

cisalhamento em múltiplos locais laterais a região de incidência (CARVALHO et 

al., 2015). Isso permite a geração de elastograma de acordo com o módulo de 

Young do tecido (kPa ou m/s) em tempo real (JUNIOR et al., 2020). 



28 
 

Diversos estudos em pacientes humanos portadores de fibrose 

hepática demonstraram que a velocidade das ondas de cisalhamento possuí 

correlação com os estágios da fibrose hepática, assim a elastografia por Shear 

Wave é amplamente aplicada como método diagnóstico para prever o 

estadiamento da fibrose hepática em humanos (TAMURA et al., 2019). 

Na medicina veterinária, os estudos utilizando a técnica de 

elastografia são recentes e baseiam-se na padronização de valores de 

referência em diferentes tecidos como baço, fígado, rins e próstata de cães e 

gatos; e também para avaliação de neoplasias mamárias em cadelas 

(FERNANDEZ et al., 2017).  

A investigação da rigidez hepática por meio da elastografia já foi 

descrita em cães, gatos e coelhos. Nestes estudos diferentes técnicas foram 

utilizadas como a elastografia de transição, elastografia point Shear Wave e 

elastografia 2D Shear Wave (QIU et al., 2018; TAMURA et al., 2019; KIM et al., 

2020; PARK et al., 2021; CHA et al., 2022; PONAMAREV et al., 2022; 

PUCCINELLI, 2022).  

No estudo conduzido por Tamura et al. (2019) com elastografia 2D 

Shear Wave, cães com fibrose hepática clinicamente relevante (classificação 

≥F2) demonstraram achados elastográficos maiores em comparação a cães sem 

fibrose hepática de relevância clínica (classificação F0-1), semelhantes aos 

encontrados em pacientes humanos.  

A elastografia 2D Shear Wave é uma técnica que possibilita a 

avaliação do tecido hepático como um todo. Sua técnica é simples, segura, e 

não invasiva (BARR, et al., 2015). Podendo ser realizada com o animal sedado 

ou acordado (QIU, et al. 2018; TAMURA, et al., 2019), sendo a única exigência 

a realização de jejum prévio para melhor visualização hepática e diminuição de 

artefatos gerados pelo trato gastrointestinal (BARR et al., 2020).  

O uso da elastografia tem amplo potencial clínico nas áreas de 

diagnóstico e monitoramento (PALMERI e NIGHTINGALE, 2011). Na medicina 

humana, estudos demonstram sua utilidade na caracterização de neoplasias 

(mama, próstata, fígado e tireoide), estadiamento da fibrose hepática de forma 



29 
 

não invasiva, avaliação de coágulos venosos, visualização de inflamação e 

cicatrização tecidual (PALMERI e NIGHTINGALE, 2011). 

Estes são alguns exemplos das possibilidades que os métodos 

elastográficos podem oferecer para as aplicações clínicas na medicina 

veterinária nos próximos anos (CARVALHO et al., 2015). 

   



30 
 

4. Referências Bibliográficas 
 

ARNUAT, L. S. Estudo radiográfico das afecções do sistema esquelético em 
aves, dissertação de mestrado, FMVZ-USP, 123p, 2006. 
 
AUGUSTO, A. Q.; HILDEBRANDT, T. B. Ultrassonografia. In: CUBAS, Z. S.; 
SILVA, J. C. R.; CATÃO-DIAS, J. L. Tratado de animais selvagens, 90: 1706-
1720, 2014. 
 
AUGUSTO, A. Q. Ultra-sonografia. In: CUBAS, Z. S.; SILVA, J. C. R.; CATÃO-
DIAS, J. L. Tratado de Animais Selvagens, 55: 879- 895, 2007. 
 
BARR, R. G.; FERRAIOLI, G.; PALMERI, M. L.; GOODMAN, Z. D.; GARCIAS-
TSAO, G.; RUBIN, J.; GARRA, B.; MYERS, R. P.; WILSON, S. R.; RUBENS, D.; 
LEVINE, D. Elastography assessment of liver fibrosis: Society of radiologists in 
ultrasound consensus conference statement. Radiology, v. 276, n. 3, sept. 2015.  

 
BARR, R. G.; Princípios da elastografia. In: BARR, R. G. Elastografia: Uma 
Abordagem Prática, 2: 33-50, 2017. 
 
BONELLO, F. L. Avaliação do manejo e do potencial zoonótico de papagaios-
verdadeiros (Amazona aestiva) mantidos em cativeiro domiciliar. Dissertação 
(mestrado) – Universidade Estadual Paulista, Faculdade de Odontologia, 72 p., 
2006. 
 
CALIENDO, V.; MIDDELTON, R.; RAGHAW, R. Radiographic measurement of 
internal organs in Gyr Falcons (Falco rusticolus) and Gyr Peregrine Hybrids 
(Falco rusticolus x Falco peregrinus). Journal of Exotic Pet Medicine, 25: 13-17, 
2016.  
 
CAMPBELL, T. W. Bioquímica clínica das aves. In: THRALL, M. A.; WEISER, G.; 
ALLISON, R. W.; CAMPBELL, T. W. Hematologia e Bioquímica Clínica 
Veterinária, 2a edição, 35: 508-521, 2015. 
 
CAMPBEL, T. W.; GRANT, K. R. Mammalian cytodiagnosis. In: CAMPBEL, T. 
W.; GRANT, K. R. Exotic Animal Hematology and Cytology, 5th ed., 7: 99-174, 
2022. 
 
CAMPBELL, T. W. Hematology. In: Ritchie, W. B.; HARRISON, G. J.; 
HARRISON, L. R. Avian Medicine: Principles and Application, 9: 176- 198, 1994. 
 
CAPITELLI, R.; CROSTA, L. Overview of psittacine blood analysis and 
comparative retrospective study of clinical diagnosis, hematology and blood 
chemistry in selected psittacine species, Veterinary Clinics: Exotic Animal 
Practice, 16: 71-120, 2013. 
 
CARCIOFI, A. C.; OLIVEIRA, L. D. Doenças nutricionais. In: CUBAS, Z. S.; 
SILVA, J. C. R.; CATÃO-DIAS, J. L. Tratado de animais selvagens, 53: 838-864, 
2007. 
 



31 
 

CARVALHO, C. F.; CINTRA, T. C. F.; CHAMMAS, M. C. Elastography: principles 
and considerations for clinical research in veterinary medicine. Journal of 
Veterinary Medicine and Animal Health, vol. 7, n. 3, pp. 99-110, 2015. 
 
CHA, J.; KIM, J.; KO, J.; KIM, J.; E., K. Effects of confounding factors on liver 
stiffness in two-dimensional shear wave elastography in beagle dogs. Frontiers 
in Veterinary Science, vol. 9, 2022. 
 
CRAY, C.; ZAIAS, J. Laboratory procedures. Veterinary Clinics Exotic Animal 
Practice, 7: 487-518, 2004. 
 
CROSTA, L.; MELILLO, A.; SCHNITZER, P. Basic radiography. In: CHITTY, J.; 
MONKS, D. BSAVA Manual of Avian Practice, 18: 269-285, 2018. 
 
CUI, X. W.; FRIEDRICH-RUST, M.; MOLO, C.; IGNEE, A.; SCHREIBER-
DIETRICH, D.; DIETRICH, C. F. Liver elastography, comments on EFSUMB 
elastography guidelines. World Journal of Gastroenterology, 19 (38): 6329-6347, 
2013. 
 
DAVIES, R. R. Avian liver disease: etiology and pathogenesis, Seminars in Avian 
and Exotic Pet Medicine, vol. 9, n°3, pp. 115-125, 2000. 
 
DENBOW, D. M. Gastrointestinal anatomy and physiology. In: Scanes, C. G. 
Sturkie’s Avian Physiology, 6a edition, 14: 337-366, 2015. 
 
DONELEY, B. Clinical anatomy and physiology. In: Doneley, B. Avian Medicine 
and Surgery in Practice, Companion and Aviary Birds, 2a edition, 1: 1-43, 2016. 
 
DONELEY, B. Treating liver disease in the avian patient. Seminars in Avian and 
Exotic Pet Med, vol. 13, n° 1 (January), 8-15, 2004. 
 
DONOVAN, T. A.; SCHRENZEL, M.; TUCKER, T. A.; PRESSIER, A. P.; STALIS, 
I. H. Hepatic hemorrhage, hemocoelom, and sudden death due to Haemoproteus 
infection in passerine birds: eleven cases. Journal of Veterinary Diagnostic 
Investigation, vol. 20, n. 3, p. 304-313, 2008. 
 
DYER, S. M.; CERVASIO, E. L. An overview of restraint and blood collection 
techniques in exotic pet practice. Veterinary Clinics Exotic Animal Practice, 11: 
423- 443, 2008. 
 
ECHOLS, S. Collecting diagnostic samples in avian patients. Veterinary Clinics 
of North America: Exotic Animal Practice, volume 2, 3: 621-649, 1999. 
 
FARROW, C. F. The torso. In: FARROW, C. F. Veterinary Diagnostic Imaging: 
Birds, Exotic Pets and Wildlife, 20: 209-236, 2009. 
 
FERNANDEZ, S.; FELICIANO, M. A. R.; BORIN-CRIVELLENTI, S.; 
CRIVELLENTI, L. Z.; MARONEZI, M.C.; SIMÕES, A. P. R. et al. Acoustic 
radiation force impulse (ARFI) elastography of adrenal glands in healthy adult 
dogs. Arq. Bras. Med. Vet. Zootec., v.69, n. 2, p. 340-346, 2017. 
 



32 
 

FERREL, S. T.; SNOWDEN, K.; MARLAR, A. B.; GARNER, M.; LUNG, N. P. 
Fatal hemoprotozoal infections in multiple avian species in a zoological park. 
Journal of Zoo and Wildlife Medicine, 38, 2: 309-316, 2007. 
 
FRULIO, N.; TRILLAUD, H. Ultrasound elastography in liver, Diagnostic and 
Interventional Imaging, 94, 515 -534, 2013. 
 
FUDGE, A. M. Avian liver and gastrointestinal testing. In: FUDGE A. M. 
Laboratory Medicine: Avian and Exotic Pets, 6: 47-55, 2000. 
 
GEERINCKX, L.; VEKENS, EL. V.; SAUNDERS, J. H.; LAUTENSCHLÄGER, I.; 

CAELENBERG, A. I. L. V. Literature review of radiographic measurements of 
internal organs in Psittaciformes. Journal of Exotic Pet Medicine, 28: 60-68, 2019. 
 
GILL, F.; DONSKER, D; RASMUSSEN, P. (Eds). IOC World Bird List, v.13.1, 
2023. DOI: 10.14344/IOC.ML.13.1. 
 
GODOY, S. N. Psitaciformes (arara, papagaio, periquito). In: CUBAS, Z. S.; 
SILVA, J. C. R.; CATÃO-DIAS, J. L. Tratado de animais selvagens, 16: 22-251, 
2007. 
 
GRANGE, F. Diagnosing and treating avian hepatic disease. World Small Animal 
Veterinary Association World Congress Proceedings, 2014. 
 
GRESPAN, A.; RASO, T. F. Psittaciformes (araras, papagaios, periquito, 
calopsitas e cacatuas). In: CUBAS, Z. S.; SILVA, J. C. R.; CATÃO-DIAS, J. L. 
Tratado de animais selvagens, 28: 614-656, 2014. 
 
GRUNKEMEYER, V. L. Advanced diagnostic approaches and current 
management of avian hepatic disorders. Veterinary Clinics: Exotic Animal 
Practice, 13: 413-427, 2010. 
 
HARCOURT-BROWN, N. H. Diagnostic imaging. In: HARCOURT-BROWN, N. 
H.; CHITTY, J. BSAVA Manual of Psittacine Birds, 9: 97-106, 2005. 
 
HARR, K. Clinical chemistry of companion avian species: a review, Veterinary 
Clinical Pathology, vol. 31, n.3, 2002. 
 
HARR, K. Diagnostic value of biochemistry. In: HARRISON, G.; LIGHTFOOT, T. 
Clinical Avian Medicine, vol. 1, 23: 613- 629, 2005. 
 
HARRISON, G. J.; MCDONALD, D. Nutricional considerations section II – 
Nutricional disorders. In: HARRISON, G.; LIGHTFOOT, T. Clinical Avian 
Medicine, vol. 1, 4: 115-152, 2005. 
 
HASSAN, A. K.; NAEEM, E. V.; SOLIMAN, M. A. Investigation the prevalence of 
commom parasitic infections in farmed quails in upper Egypt. International 
Journal of Veterinary Sciences, 3, 2: 38-50, 2020. 
 



33 
 

HAUPTMAN, K.; TICHY, F.; KNOTEK, Z. Clinical diagnosticts of hepatopathies 
in small mammals: evaluation of importance of individual methods. Acta 
Veterinaria Brno, 70: 297-311, 2001. 
 
HELMER, P. Advances in diagnostic imaging. In: HARRISON, G.; LIGHTFOOT, 
T. Clinical Avian Medicine, vol. 1, 25: 654- 659, 2005. 
 
HOCHLEITHNER, C. Ultrasound in pet birds. Israel Journal of Veterinary 
Medicine, 61(1): 26-27, 2006. 
 
HOCHLEITHNER, M. Biochemistries. In: RITCHIE, B. W.; HARRISON, G. J.; 
HARRISON, L. R. Avian Medicine: Principles and Application, 11: 223- 245, 
1994. 
 
HOCHLEITHNER, M.; HOCHLEITHNER, C.; HARRISON L. D. Evaluating and 
treating the liver. In: HARRISON, G. J.; LIGHTFOOT, T. L. Clinical avian 
medicine, vol. 1, 15: 441-449, 2005. 
 
JAENSCH, S. Diagnosis of avian hepatic disease. Seminars in Avian and Exotic 
Pet Medicine, vol. 9, n° 3 (July), 126-135, 2000. 
 
JUNIOR, D. C.; SOUZA, F. F.; MAGALHÃES, V. C. Introdução a elastografia, 
princípios e técnicas de elastografia. In: JUNIOR, D. C.; FERREIRA, P. R. A.; 
TENORE, S. B.; MAGALHÃES, V. C. Elastografia Hepática – Guia Prático, 1: 14-
25, 2020). 
 
KAZACOS, K. R.; DHILLON, A. S.; WINTERFIELD, R. W.; TRACHER, H. L. Fatal 
hepatic trematodiases in cackatoos due Platynosomum proxillicens – case 
report. American Association of Avian Pathologists, vol. 24, n. 3, p. 788-793, 
1980. 
 
KIM, K.; LEE, J.; SO, Y. S.; JUNG, M.; KANG, K.; CHOI, M.; YOON, J. Feasibility 
and reliability of two-dimensional shear-wave elastography of the liver of clinically 
healthy cats. Frontiers in Veterinary Science, vol. 7, 2020. 
 
KOLLIAS, G. V. Liver biopsy techniques in avian clinical practice. Veterinary 
Clinics of North America: Small Animal Practice, vol. 14, n° 2 (march), 287-298, 
1984.  
 
KRAUTWALD-JUNGHANNS, M. E.; PEES, M. Liver and spleen. In: 
KRAUTWALD-JUNGHANNS, M. E.; PEES, M.; REESE, S.; TULLY, T. 
Diagnostic Imaging of Exotic Pets, 1.9: 114-121, 2011a. 
 
KRAUTWALD-JUNGHANNS, M. E.; PEES, M. Ultrasonographic examination. In: 
KRAUTWALD-JUNGHANNS, M. E.; PEES, M.; REESE, S.; TULLY, T. 
Diagnostic Imaging of Exotic Pets, 1.2: 36-56, 2011b. 
 
KRAUTWALD-JUNGHANNS, M. E; PEES, M. Técnicas de diagnóstico por 
imagem. In: TULLY Jr., T. N.; DORRESTEIN, G. M.; JONES, A. K. Clínica de 
Aves, 5: 88, 2010.  
 



34 
 

KRAUTWALD-JUNGHANNS, M. E; SCHINDLER, S. V. T. M.; CRAMER, K.  
Radiography and ultrasonography in the backyard poultry and waterfowl patient. 
Journal of Avian Medicine and Surgery, 31(3): 189-197, 2017. 
 
KRAUTWALD-JUNGHANNS, M. E.; SCHROFF, S.; BARTELS, T. Radiographic 
investigation. In: KRAUTWALD-JUNGHANNS, M. E.; PEES, M.; REESE, S.; 
TULLY, T. Diagnostic Imaging of Exotic Pets, 1.1, 17-35, 2011.  
 
KRAUTWALD-JUNGHANNS, M. E.; ZEBISCH, K.; ENDERS, F.; PEES, M.; 
WILLUHN, J. Diagnosis of liver disease in birds by radiography and 
ultrasonography: under special consideration of ultrasound-guided liver biopsies, 
Seminars in Avian and Exotic Pet Exotic Pet Medicine, vol. 10, n°4, 153-161, 
2001. 
 
LEE, S. Y.; KIM, D. Y.; PARK, H. M. Hepatic fibrosis and bile duct hyperplasia in 
a young orange winged Amazon parrot (Amazona amazonica), Journal of 
Veterinary Clinics, 28(6): 617-620, 2011. 
 
LEVINE, B. S. Common disorders of Amazons, Australian parakeets, and African 
grey parrots, Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine, vol. 12, n° 3 (July), pp. 
125-130, 2003. 
 
LUMEIJ, J. T. Hepatology. ln: Ritchie, B. W.; Harrison, G. J.; Harrison, L. R. Avian 
Medicine: Principles and Application, 20: 522- 537, 1994. 
 
MACWHIRTER, P. Anatomia, fisiologia e nutrição básicas. In: TULLY JR, T. N.; 
DORRESTEIN, G. M.; JONES, A. K. Clínica de Aves, 2 ed., 2: 22-48, 2010. 
 
MCMILLAN, M. C. Imaging techniques. In: RITCHIE, B. W.; HARRISON, G. J.; 
HARRISON, L. R. Avian Medicine: Principles and Application, 12: 246-326, 1994. 
 
MELO, L. L.; VASCONCELOS, A. B.; PARLAMENTO, H. F.; CHAVES, K. N.; 
BARBOSA, J. G. Perfil alimentar de psitacídeos cativos em residências no Brasil. 
V Semana de Medicina Veterinária, Universidade Federal de Alagoas, Maceió-
AL, setembro, 2018. 
 
NAGUIB, M. Avian radiography and radiology. Part 1. Companion Animal, vol. 
22, n° 8, pp. 486-493, 2017. 
 
NORDBERG, C.; O’BRIEN, R. T.; PAUL-MURPHY, J.; HAWLEY, B. Ultrasound 
examination and guided fine-needle aspiration of the liver in amazon parrots 
(Amazona species), Journal of Avian Medicine and Surgery, 14(3):180-184, 
2000. 
 
OZTURK, A.; GRAJO, J. R.; DHYANI, M.; ANTHONY, B. W.; SAMIR, A. E. 
Principles of ultrasound elastography. Abdominal Radiology, April, 2018.  
 
PACHECO, J. F.; SILVEIRA, L. F.; ALEIXO, A.; AGNE, C. E.; BENCKE, G. A.; 
BRAVO, G. A. et al. Annotated checklist of the birds of Brazil by the Brazilian 
Ornithological Records Committee, 2nd edition. Ornithology Research, 115p., 
2021.   



35 
 

 
PALMERI, M. L.; NIGHTINGALE, K. N. What challenges must be overcome 
before ultrasound elasticity imaging is ready for the clinic? Imaging Med., 3(4), 
pp. 433-444, 2011. 
 
PARK, S.; CHOI, J.; KIM, K.; OH, D.; YOON, J.; CHOI, M. Point shear wave 
elastography of the liver in healthy adult cats. American Journal of Veterinary 
Research, vol. 82, issue 4, 2021. 
 
PEES, M. Radiography, In: CHITTY, J.; LIERZ, M. BSAVA Manual of Raptors, 
Pigeons and Passerine Birds, 11: 114-120, 2008. 
 
PINTO, A. C. B.; LORIGADOS, C.A.B.; ARNAUT, L. S.; UNRUH, S. M. 
Radiologia em repteis, aves e roedores de companhia. In: Cubas, Z. S.; Silva, J. 
R.; Catão-Dias, J. L. Tratado de Animais Selvagens, 88: 1654-1692, 2017. 
 
PONAMAREV, V.; ANDREEVA, A.; POPOVA, O. Prospects of transient 
elastography’ using in the veterinary hepatology. The Federation of American 
Societies for Experimental Biology Journal, vol. 36, issue S1, 2022. 
 
POWER, L. V. Common procedures in psittacines. Veterinary Clinics Exotic 
Animal Practice, 9: 287- 302, 2006. 
 
PRAES, P. L. Estudo radiográfico retrospectivo das alterações do proventrículo 
em psitacídeos, dissertação de mestrado, FMVZ-USP, 76p, 2013. 
 
PUCCINELLI, C.; PELLIGRA, T.; BRIGANTI, A.; CITI, S. Two-dimensional Shear 
wave elastography of liver in healthy dogs: anesthesia as a source of variability. 
International Journal of Veterinary Science and Medicine, vol. 10, issue 1, 2022. 
 
QIU, T.; WANG, H.; SONG, J.; LING, W.; SHI, Y.; GUO, G.; LUO, Y. Assessment 
of liver fibrosis by ultrasound elastography and contrast-enhanced ultrasound: a 
randomized prospective animal study. Experimental Animals, 67(2), 117-126, 
2018. 
 
RADEMANCHER, N.; GASCHEN, L.; TULLY, T. N. Clinical technique: 
ultrasound-guided fine-needle aspirate in ferrets, Journal of Exotic Pet Medicine, 
21: 235-237, 2012. 
 
RAMIRO, I.; ACKERMAN, N.; SCHUMACHER, J. Ultrasound-guided 
percutaneous liver biopsy in snakes. Veterinary Radiology and Ultrasound, vol. 
34, n. 6, pp. 452-454, 1993. 
 
REAVILL, D. R.; LENNOX, A. Comparison of serum biochemistry values and liver 
biopsy histopathology results in psittacines, 9th European Association of Avian 
Veterinarians Conference, Zurich, 2007. 
 
RETTMER, H.; DEB, A.; WATSON, R.; HATT, J. M.; HAMMER, S. Radiographic 
measurement of internal organs in Spix’s Macaws (Cyanopsitta spixii). Journal of 
Avian Medicine and Surgery, 25 (4): 254-258, 2011. 
 



36 
 

RIFAI, K.; CORNBERG, J.; MEDERACKE, I.; BAHR, M. J.; WEDEMEYER, H.; 
MALINSKI, P.; BANTEL, H.; BOOZARI, B.; POTTHOFF, A.; MANNS, M. P.; 
GEBEL, M. Clinical feasibility of liver elastography by acoustic radiation force 
impulse imaging (ARFI), Digestive and Liver Disease an International Journal of 
Gastroenterology and Hepatology, 43: 491-497, 2011. 
 
SCHMIDT, E. M. S.; LOCATELLI-DITTRICH, R.; SANTIN, E.; PAULILLO, A. C. 
Patologia clínica em aves de produção – uma ferramenta para monitorar a 
sanidade avícola – revisão, Archives of Veterinary Science, v. 12, n. 3, p. 9-20, 
2007. 
 
SCHMIDT, R. E.; REAVILL, D. R.; PHALEN, D. N. Liver In: Schmidt, R. E.; 
Reavill, D. R.; Phalen, D. N. Pathology of Pet and Aviary Birds, 2a edition, 4: 95- 
125, 2015. 
 
SCHMILLEVITCH, j.; GORSKI, A. Elastografia ARFI na quantificação dos graus 
de fibrose hepática. Gastroenterologia Endoscopia Digestiva, 32(1): 16-18, 2013. 
  
SICK, H. Famílias e Espécies: Ordem Psittaciformes. In: SICK, H. Ornitologia 
Brasileira, 10: 351-382, 1997. 
 
SIGRIST, R. M. S.; LIAU, J.; KAFFAS, A. E.; CHAMMAS, M. C.; WILLMANN, J. 
K. Ultrasound elastography: review of techniques and clinical applications. 
Theranostics, vol. 7. n. 5, 2017.  
 
SILVA, J. P. Estudo anatômico e imaginológico dos órgãos celomáticos do 
tucano toco (Ramphastos toco – Müller, 1776). Dissertação (mestrado em 
Animais Selvagens) – Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, 
Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”. Botucatu, p. 89, 2019. 
 
SMITH, B. J.; SMITH, S. A; FLAMMER, K.; SPAULDING, K. A.; SMALLWOOD, 
J. E. The normal xeroradiographic and radiographic anatomy of the orange-
winged amazon parrot (Amazona amazonica amazonica). Veterinary Radiology, 
vol. 31, n. 3, pp. 114-124, 1990. 
 
SPOREA, I.; GILJA, O. H.; BOTA, S.; SIRLI, R.; POPESCU, A. Liver 
Elastography – An Update. Medical Ultrasonography: An International Journal of 
Clinical Imaging, vol. 15, n°4, 304-314, 2013. 
 
STANFORD, M. Cage and aviary birds. In: MEREDITH, A.; JOHNSON-
DELANEY, C. BSAVA Manual of Exotic Pets, 15 ed., p. 167- 187, 2017. 
 
STANFORD, M. Nutrition and nutritional diseases. In: HARCOURT-BROWN, N.; 
CHITTY, J. BSAVA Manual of Psittacine Birds, 2nd edition, 12: 136-154, 2005. 
 
TAMURA, M.; OHTA, H.; SHIMBO, G.; OSUGA, T.; SASAKI, N.; MORISHITA, 
K.; KAGAWA, Y.; TAKIGUCHI, M. Usefulness of noninvasive shear wave 
elastography for the assessment of hepatic fibrosis in dogs with hepatic disease. 
Journal of Veterinary Internal Medicine, 33 (5): 2067-2074, 2019. 
 



37 
 

TEIXEIRA, L. B. C.; LAGOS, M. S. Diagnóstico citológico das hepatopatias 
caninas. Bol. Med. Vet., Espírito Santo do Pinhal, v. 3, n. 3, p. 52-66, jan/dez. 
2007. 
 
VILA, L. G. Bioquímica em aves: revisão de literatura. Seminários Aplicados do 
Programa de Pós-Graduação em Ciência Animal da Escola de Veterinária e 
Zootecnia da Universidade Federal de Goiás, 2013. 
 
ZAEFARIAN, F.; ABDOLLAHI, M. R.; COWIESON, A.; RAVINDRAN, V. Avian 
liver: the forgotten organ, Molecular Diversity Preservation International (MDPI) 
Journal Animals, 9, 63, 2019. 
 
ZOLLER, G. CHASSANG, L. STEYVOORT, O. V.; HUYNH, M. Comparison of 
dorsoventral erect and ventrodorsal supine radiographic views for the evaluation 
of intracoelomic organs in clinically normal African Grey Parrots (Psittacus 
erithacus). Journal of Avian Medicine and Surgery, 33 (3): 218-228, 2019. 
 
 
  



38 
 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

 
 
 
 
 
 
 
 

CAPÍTULO 2: Artigos científicos   



39 
 

Artigo 1. Exame Ultrassonográfico e Elastografia 2D Shear Wave em 

fígado de papagaios-verdadeiros (Amazonas aestiva) hígidos  
 

Thatiana Felix Sanchesa, Maria Jaqueline Mamprima, Jeana Pereira da Silvaa, 

Alexandre Battazzab, Sheila Canevese Rahala 

aFaculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia – Unesp – Campus Botucatu/SP, Brasil 
bLaboratório de Patologia Veterinária ObjetivaVet – Botucatu/SP, Brasil 

 

Resumo 

O diagnóstico de doenças hepáticas em psitacídeos pode ser difícil, pois os 

sinais clínicos são inespecíficos, nesse sentido a elastografia 2D Shear Wave 

tem sido empregada em humanos para detecção das alterações hepáticas como 

um método substituto as biópsias. Este estudo teve por objetivo realizar 

mensurações elastográficas 2D Shear Wave do parênquima hepático de 

papagaios verdadeiros, considerados hígidos por meio do exame clínico e 

avaliação de citopatologia por agulha fina do parênquima. Foram realizadas a 

avaliação ultrassonográfica hepática modo B e as mensurações das velocidades 

das ondas de cisalhamento em m/s em 10 papagaios submetidos à jejum de 3 

horas e posterior sedação. Ultrassonográficamente ao modo B foi possível 

diferenciar os dois lobos hepáticos direito e esquerdo, sendo o lobo direito maior 

em relação ao esquerdo. O parênquima hepático mostrou-se de ecotextura 

grosseira, com ecogenicidade média e margens regulares. Dentre os valores 

obtidos no exame de elastografia 2D-SW foram encontradas as seguintes 

médias: 1,47 m/s e 6,55 kPa, com os intervalos de confiança de 95% de 1,36 a 

1,59 m/s e 5,55 a 7,56 kPA. A elastografia se mostrou um método diagnóstico 

factível e promissor para a avaliação hepática em papagaios verdadeiros, 

podendo postergar a realização de métodos invasivos, tais como biópsias, para 

o diagnóstico de hepatopatias.  

 

Palavras-chave: ultrassonografia, psitacídeos, citopatologia aspirativa, 

elastograma hepático 

 

1. Introdução 

 



40 
 

O diagnóstico de doenças hepáticas em psitacídeos pode ser difícil, 

pois os sinais clínicos são inespecíficos e, frequentemente, as manifestações 

clínicas de insuficiência hepática não ocorrem até o estágio final da doença 

(HOCHLEITHNER e HOCHLEITHNER, 2005; REAVILL e LENNOX, 2007). 

As modalidades de exames por imagem são particularmente 

importantes para o diagnóstico de doenças nas aves (PEES, 2013), pois elas 

fornecem muitas informações quanto ao tamanho, forma e estrutura dos órgãos 

internos e dão suporte a interpretação de resultados clínicos e laboratoriais 

(KRAUTWALD-JUNGHANNS e PEES, 2010).  

O exame ultrassonográfico permite a avaliação da estrutura interna 

dos órgãos, possibilitando a observação da extensão, gravidade e 

desenvolvimento de doenças hepáticas (KRAUTWALD-JUNGHANNS et al., 

2001). Algumas alterações do parênquima hepático podem ser determinadas 

pelo exame ultrassonográfico e dentre essas podemos observar neoplasia, cisto, 

inflamação, congestão ou degradação gordurosa (KRAUTWALD-JUNGHANNS 

e PEES, 2011; AUGUSTO e HILDEBRANDT, 2014). 

No entanto, a biópsia hepática é frequentemente o padrão ouro 

para diagnosticar de forma definitiva e caracterizar adequadamente a doença 

hepática, pois possibilita a classificação do estágio da fibrose e também permite 

a observação, quando presente, de esteatose, necrose e atividade inflamatória 

(GRUNKEMEYER, 2010; BARR et al., 2015). Porém, trata-se de um 

procedimento invasivo e, apesar de baixo, há o risco de complicações graves, 

como hemorragia (RIFAI et al., 2011).  

Por outro lado, a citopatologia por agulha fina (CAF) guiada por 

ultrassom fornece uma técnica de amostragem com risco mínimo para a coleta 

do tecido suspeito dentro da cavidade corporal (NORDERBERG et al., 2000; 

RADEMACHER et al., 2012). Pode ser realizada em animais conscientes ou 

sedados, dependendo do temperamento e da condição clínica do paciente 

(RADEMACHER et al., 2012). 

Devido aos riscos dos métodos diagnósticos invasivos um método 

novo e não invasivo para o estadiamento da doença hepática crônica tem sido 

desenvolvido para reduzir o número de biópsias, a elastografia, que se tornou 

um procedimento amplamente aplicado para a detecção de fibrose hepática em 



41 
 

medicina humana, sendo um procedimento mais confortável e sem riscos para 

o paciente quando comparado à biopsia (RIFAI et al., 2011). 

Diversos estudos em pacientes humanos portadores de fibrose 

hepática demonstraram que a velocidade das ondas de cisalhamento possuí 

correlação com os estágios da fibrose hepática, assim a elastografia por Shear 

Wave é amplamente aplicada como método diagnóstico para prever o 

estadiamento da fibrose hepática em humanos (TAMURA et al., 2019). 

Na medicina veterinária, os estudos utilizando a técnica de 

elastografia são recentes e baseiam-se na obtenção de valores de referência em 

diferentes tecidos como baço, fígado, rins e próstata de cães e gatos; e também 

para avaliação de neoplasias mamárias em cadelas (FERNANDEZ et al., 2017).   

Portanto, o objetivo deste trabalho foi obter referências de 

normalidade na elastografia 2D Shear Wave do fígado de papagaios hígidos, a 

fim de possibilitar a utilização desse método não invasivo para diagnóstico de 

fibrose hepática nesta espécie. 

 

2. Material e Métodos 
 

Este estudo foi aprovado pela Comissão de Ética no Uso de 

Animais (CEUA) da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da 

Universidade Estadual “Júlio de Mesquita Filho” (FMVZ-Unesp) sob o número 

CEUA 0079/2021, e também obteve autorização pelo Sistema de Autorização e 

Informação em Biodiversidade (SISBIO) sob o número 78644-1. 

Foram avaliados 32 papagaios verdadeiros (Amazona aestiva) e 

somente entraram para o estudo as 10 aves que apresentaram o exame de 

citopatologia hepática sem alterações. Os papagaios verdadeiros estavam 

alocados no Centro de Medicina e Pesquisa em Animais Silvestres (Cempas) do 

Hospital Veterinário, pertencente a FMVZ-Unesp. As aves, foram provenientes 

de apreensão onde eram mantidas em cativeiro de forma ilegal, portanto foram 

submetidas a diferentes tipos de manejo ambiental e alimentar. Durante a 

permanência no CEMPAS, as aves foram mantidas em recinto coletivo amplo 

com acesso a solário, alimentadas com ração extrusada, frutas e água ad libitum. 



42 
 

Todas as aves eram adultas, com peso médio de 382 gramas e sexo 

indeterminado. 

No dia anterior a realização do estudo as aves foram 

acondicionadas em gaiolas individuais, para que cada indivíduo pudesse ser 

avaliado separadamente, e receberam suplementação de 2,5mg/kg de vitamina 

K1 (fitomenadiona) pela via intramuscular visando minimizar a ocorrência de 

hemorragias durante a realização da CAF, de acordo com o sugerido por Kollias 

(1984) e Krautwald-Junghanns et al. (2001). 

No dia do estudo, a contenção física foi realizada manualmente 

para a pesagem e aplicação da medicação sedativa composta por 30mg/kg de 

cetamina e 5mg/kg midazolam pela via intramuscular, e também 0,2mg/kg de 

cetoprofeno e 5mg/kg cloridrato de tramadol por via oral como analgésicos 

devido à realização da CAF. A escolha da via oral como via de administração 

teve como objetivo facilitar a administração desses fármacos no dia seguinte aos 

procedimentos. 

 

Exame ultrassonográfico 

As aves foram submetidas somente a jejum alimentar prévio de três 

horas, para realização da sedação, a fim de impedir a interferência de conteúdo 

alimentar e gases intestinais na obtenção das imagens ultrassonográficas e 

evitar falsos positivos na elastografia.  

O exame ultrassonográfico do celoma foi realizado com a ave em 

decúbito dorsal e equipamento LOGIQ® S8 (GE Healthcare, Korea) com 

transdutor linear de 8,5 a 10 Hz acoplado a ave na região caudal ao esterno. A 

plumagem da região caudal ao esterno e cranial a abertura da cloaca foi 

umedecida e afastada com álcool isopropílico 1:1 diluído em água para promover 

a exposição da pele, e evitar artefato de gás. Para obtenção das imagens foi 

utilizado gel ultrassonográfico como meio de contato entre o transdutor e a pele 

da ave.  

No ultrassom modo B, foram realizadas as imagens do fígado nos 

cortes transversal e longitudinal para a avaliação do parênquima, descrevendo 

a ecogenicidade e ecotextura. A pré-avaliação ultrassonográfica compõe o pré-



43 
 

requisito para uma análise mais fidedigna da elastografia 2D Shear Wave (BARR 

et al 2020). A área de interesse (ROI) foi posicionada no lobo direito hepático 

com a caixa de mensuração em uma profundidade de 1cm abaixo da cápsula 

hepática (BARR et al 2020).  

Com este equipamento também foi realizada a elastografia 

ultrassonográfica 2D Shear Wave sendo avaliada a rigidez hepática por meio de 

12 mensurações em quilopascal (kPa) e metros por segundo (m/s) em cada ROI 

no lobo hepático direito de cada ave. Destas 12 mensurações foram 

desconsideradas duas com valores extremos, a fim de garantir o critério de 

confiabilidade para os valores de IQR/M ≤30% para as medidas em kPa e IQR/M 

≤15% para as medidas em m/s (BARR et al., 2020). 

 

Citopatologia por agulha fina - CAF 

As amostras citopatológicas foram coletadas no lobo direito 

hepático devido seu maior tamanho em relação ao lobo esquerdo, segundo 

sugerido por Jaensch (2000) e na região escolhida como ROI para a elastografia. 

A CAF guiada por ultrassom foi realizada com agulha 24G ¾” por 

capilaridade com movimentos rápidos e repetidos de “vai e vem” em diferentes 

direções. O material coletado foi depositado em lâmina de vidro e o esfregaço 

citológico realizado com a técnica de squash. Os esfregaços citológicos foram 

submetidos a Coloração Panótico® Rápido (Laborclin, Brasil), de acordo com as 

orientações da bula do produto. Os esfregaços citológicos foram analisados por 

dois patologistas experientes. 

Nos primeiros minutos após a realização da CAF as aves foram 

acompanhadas ultrassonograficamente para avaliação da presença ou ausência 

de complicações hemorrágicas em decorrência do procedimento. Diante da não 

ocorrência de complicações as aves foram alocadas individualmente em caixas 

de transporte, sob aquecimento, para acompanhamento da recuperação da 

sedação. 

Quando as aves já conseguiam manter-se em estação e empoleirar 

retornaram para as gaiolas individuais e foram mantidas até o dia seguinte para 

ficarem sob observação. No dia seguinte foram avaliadas quanto ao seu estado 



44 
 

geral e antes de serem devolvidas ao recinto coletivo receberam mais uma dose 

analgésica de cetoprofeno e cloridrato de tramadol por via oral.  

 

Análise estatística: 

As análises estatísticas foram executadas com o software SAS® 

Studio. Todos os dados foram avaliados quanto ao seu padrão de normalidade 

com o teste de Shapiro-Wilk. Para os valores obtidos nas mensurações 

elastográficas foram determinadas as médias, desvios padrões, valores mínimos 

e máximos com intervalos de confiança de 95%.  

 

3. Resultados 
 

Ao exame ultrassonográfico modo B os fígados dos papagaios 

verdadeiros, foram localizados na região médio-ventral da cavidade, com a face 

cranial em íntimo contato com o ápice cardíaco e a face caudal com o ventrículo, 

e apresentaram contornos regulares e definidos.  Foi possível diferenciar dois 

lobos hepáticos sendo o direito maior em relação ao esquerdo. O parênquima 

hepático se mostrou homogêneo com ecotextura grosseira e ecogenicidade 

média (Figura 1), sendo interrompido pelos vasos hepáticos caracterizados por 

estruturas anecoicas. A vesícula biliar não foi caracterizada, pois é ausente nesta 

espécie. 

Não foram observadas complicações hemorrágicas em 

decorrência da realização da CAF e todas as aves apresentaram boa 

recuperação após o procedimento. As amostras de tecido obtidas pela CAF 

foram compostas por hepatócitos, células de ductos e células inflamatórias que 

possibilitaram a avaliação citopatológica e a presença ou ausência de 

alterações. Porém, foram encontrados fatores limitantes tais como alterações 

anatômicas (lordose) e presença de conteúdo em trato gastrointestinal que 

impossibilitaram a realização do procedimento. Outro fator limitante foi a 

ocorrência de amostras com celularidade insuficiente para que a avaliação 

citopatológica pudesse ser efetuada. 



45 
 

A presença de alterações como microvacuolizações, 

macrovacuolizações e pigmentos basofílicos intracitoplasmáticos, assim como a 

impossibilidade da realização da CAF devido aos fatores limitantes citados e 

amostras com celularidade insuficientes constituíram os fatores excludentes 

para que apenas 10 aves fossem classificadas como sem alterações citológicas 

hepáticas e inclusas nos resultados finais obtidos nas mensurações 

elastográficas. 

Os resultados das mensurações efetuadas na elastografia 

encontram-se na tabela 1, seguindo o teste de Shapiro-Wilk todas as variáveis 

estudadas possuem distribuição normal (p > 0,05). A figura 2 ilustra localização 

da obtenção das imagens e dados da elastografia 2D Shear Wave. 

 

Figura 1. Imagem ultrassonográfica modo B do fígado de papagaio verdadeiro 
(Amazona aestiva) em corte transversal. É possível observar o parênquima grosseiro e 
identificar os lobos hepáticos direito (D) e esquerdo (E). Note o íntimo contato do ápice 
cardíaco (a) com os lobos hepáticos, (C) coração.  

 

 

 

Figura 2. Imagem Ultrassonográfica 2D Shear Wave do fígado de papagaio verdadeiro 
(Amazona aestiva). A. Imagem ultrassonográfica MODO B do lobo direito hepático. B. 
Realização das mensurações na ROI. 



46 
 

Tabela 1. Valores obtidos das mensurações realizadas por meio da elastografia 
2D Shear Wave em fígado de papagaios verdadeiros hígidos. 

Mensurações 

elastográficas 
Média Desvio padrão 

Intervalo de 

confiança de 95% 

Velocidade (m/s) 1,47 ±0,16 1,36 a 1,59 

Kilopascal (kPa) 6,55 ±1,40 5,55 a 7,56 

 

 

4. Discussão 
 

Com o propósito de gerar dados ultrassonográficos de ecotextura, 

ecogenicidade e elastográficos de papagaios verdadeiros, esse estudo realizou 

os exames de imagem em um grupo de aves com exame de citopatologia por 

agulha fina com resultados celulares dentro dos padrões de normalidade e 

também sem a presença de sinais clínicos. 

A CAF mostrou-se um método seguro para ser realizado em 

papagaios, pois não foram observadas complicações hemorrágicas e as aves 

apresentaram boa recuperação logo após o procedimento. A escolha da CAF 

como método diagnóstico teve como base o fato de ser um exame que se 

aproxima do “padrão ouro” (biópsia hepática), por ser uma técnica de menor risco 

e possuir alta eficácia na avaliação e identificação das alterações 

hepatocelulares (TEIXEIRA e LAGOS, 2007; ADALI et al., 2020).  

Dentre os riscos inerentes à realização d