UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA - UNESP CENTRO DE AQUICULTURA DA UNESP EFEITO DA DISTRIBUIÇÃO DA MACRÓFITA Eichhornia crassipes NO TRATAMENTO DA ÁGUA UM VIVEIRO RECEPTOR DE RESÍDUOS DE UMA FAZENDA DE AQUICULTURA Msc. Mayara Galatti Tedesque Jaboticabal, SP Fevereiro/2023 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA - UNESP CENTRO DE AQUICULTURA DA UNESP EFEITO DA DISTRIBUIÇÃO DA MACRÓFITA Eichhornia crassipes NO TRATAMENTO DA ÁGUA UM VIVEIRO RECEPTOR DE RESÍDUOS DE UMA FAZENDA DE AQUICULTURA Msc. Mayara Galatti Tedesque Orientadora: Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares Tese de doutorado apresentada ao Programa de Pós-graduação em Aquicultura do Centro de Aquicultura da UNESP - CAUNESP, como parte dos requisitos para obtenção do título Doutor. Jaboticabal, SP Fevereiro/2023 Ficha Catalográfica elaborada pela STATI - Biblioteca da UNESP Campus de Jaboticabal/SP - Karina Gimenes Fernandes - CRB 8/7418 Tedesque, Mayara Galatti D155a Efeito da distribuição da macrófita Eichhornia crassipes no tratamento de um viveiro receptor de resíduos da aquicultura / Mayara Galatti Tedesque. – – Jaboticabal, 2023 x, 71 p. : il. ; 29 cm Tese (doutorado) - Universidade Estadual Paulista, Centro de Aquicultura, 2018 Orientadora: Lúcia Helena Sipaúba Tavares Banca examinadora: Rodrigo Ney Millan, Maria Stela Maioli Castilho Noll, Antonio Fernando Manteiro Camargo, Claudinei da Cruz. Bibliografia 1. Fitorremediação. 2. Remoção de nutrientes. 3. planta aquática. 4. qualidade da água. 5. zooplâncton. I. Título. II. Jaboticabal-Centro de Aquicultura. CDU 636.3.043 Dedico esta obra aos meus pais José Antônio Tedesque e Hosana Galatti Tedesque, que tanto me apoiam e incentivam nesta vida! Agradecimentos Primeiramente quero agradecer a Olorum, a todos os orixás e entidades que me ajudaram e me guiaram para que eu chegasse até aqui. Agradecer a pessoa mais importante para a aquisição deste título, minha orientadora Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares, que com todo seu carinho, dedicação e ensinamentos pode me proporcionar não só títulos, mas me moldou e me transformou em uma pessoa e um profissional melhor, hoje a senhora faz muito mais parte dos meus caminhos, não só como minha orientadora mais como um membro da minha família. Obrigada Professora. Ao prof. Dr. Eduardo Custódio Gasparino que me proporcionou meu estágio docência e uma grande experiencia em sala de aula me dando muitas oportunidades de ministrar aulas e atuar como professora, muito obrigada por todo seu apoio, ensinamentos e paciência. Ao prof. Dr. Rodrigo Ney Millan que nos apoia e ajuda tanto, sendo um irmão mais velhos de todos nós do lab Limno. Sempre nos ajudando e tirando todas as dúvidas, meu muito obrigada. Aos meus amigos de Limnologia que estão comigo todos os dias nas alegrias e nas tristezas, nas análises certas e erradas, nas coletas malucas e nos dias de lanche, vou carregar vocês no meu coração pela eternidade... Obrigada Débora por ser essa amiga maravilhosa, conselheira, carinhosa, uma irmã mais nova que apareceu nos meus caminhos de repente, parceira que levarei para o resto dos meus dias. Obrigada Juliane por ser essa pessoa incrível que você é, uma pessoa evoluída, cheia de carinho e muito amiga, você me surpreende a cada dia, queria ter essa paciência que você tem kkk, obrigada por me ajudar tanto. Obrigada Lívia pelos dias de risadas, você sempre me faz rir, amiga, parceira, topa tudo, não importa o buraco que nos metemos, você sempre está lá rindo e nos mostrando que no final da tudo certo. Obrigada a TUTU (Lívia) e ao MOLEJO (Iago) espero ter proporcionado meus conhecimentos a vocês e conte comigo... como sempre digo tenho cara de louca mais sou um amorzinho. A todos aqueles que passaram meu muito obrigada, pois vocês também fizeram parte desta História. Obrigada Laboratório de Limnologia e Produção de Plâncton... Esses anos foram incríveis. Ao Juninho e a todos os funcionários do setor da Fazenda da UNESP de Jaboticabal que me deram o maior apoio nas atividades de campo me ajudando na manutenção da área estudada. A todos os funcionários do CAUNESP. A CAPES e a CNPq pelo financiamento deste projeto meu muito obrigada. Aos meus pais, José e Hosana que sempre me apoiaram, me dando muito amor e carinho, e que sempre me deram forças para continuar e nunca desistir dos meus sonhos. Ao santo do meu pai, que topou me ajudar em cada detalhe deste projeto, nunca medindo esforços para me apoiar, e a minha mãe que tomou até chuva para me ajudar nesse doutorado, meu muito obrigada. Ao meu marido Ruan (outro santo) que me apoia diariamente nas minhas decisões, me acompanhando em dias de coletas, idas ao laboratório tardar da noite, participando de cada detalhe e me ajudando muito. Hoje sei o quanto você é importante nos meus caminhos e o quanto sou grata a nosso pai maior por você estar do meu lado, meu eterno obrigada. A minha Filha Helen, não tenho palavras para descrever esse amor, obrigada por fazer meus dias melhores e por dar um sentido a minha vida que eu nunca imaginei que tomaria, como eu te amo. Ao meu grande amigo e irmão Alfredo que são quase 10 anos de uma amizade e no meio de toda a loucura do seu doutorado ainda teve tempo para me ajudar a montar e fazer as coletas de campo, muito obrigada. Aos meus amigos e familiares que sempre estão no meu coração, e de alguma forma participaram dessa minha jornada. Muito Obrigada! ‘ Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 8 SUMÁRIO Sumário LISTA DE FIGURAS ................................................................................................................. 9 LISTA DE TABELAS ............................................................................................................... 11 RESUMO ................................................................................................................................... 12 ABSTRACT ............................................................................................................................... 13 1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................. 14 2. OBJETIVOS ...................................................................................................................... 16 3. HIPÓTESES ...................................................................................................................... 16 4. REVISÃO DE LITERATURA ......................................................................................... 17 4.1 O Uso de Macrófitas como Retentoras de Resíduos ......................................................... 17 4.2 Eichhornia crassipes ............................................................................................................ 20 4.3 Resíduos da Aquicultura e seus Impactos ......................................................................... 22 4.4. Comunidade Zooplanctônica ............................................................................................ 26 5. MATERIAL E MÉTODOS .............................................................................................. 27 5.1 Fazenda de Aquicultura...................................................................................................... 27 5.2 Local de Estudo e Período Experimental .......................................................................... 28 5.3 Cuidados na montagem do experimento ......................................................................... 30 5.4 Clima, água e sedimento ................................................................................................... 33 5.5 Eficiência de remoção ........................................................................................................ 34 5.6 Zooplâncton ....................................................................................................................... 34 5.7 Biometria do desenvolvimento das plantas ..................................................................... 34 5.8 Análise Estatística dos Dados ........................................................................................... 35 6. RESULTADOS .................................................................................................................. 35 6.1 Variação meteorológicas ..................................................................................................... 35 6.2 Variáveis limnológicas....................................................................................................... 36 6.3 Eficiência de remoção ........................................................................................................ 41 6.4 Análise de Sedimento .......................................................................................................... 42 6.5 Zooplâncton ......................................................................................................................... 44 6.4 Biomassa da Eichhornia crassipes .................................................................................... 46 7. DISCUSSÃO ...................................................................................................................... 48 8. CONCLUSÃO ................................................................................................................... 52 9. REFERÊNCIAS ................................................................................................................ 52 10. ANEXOS ............................................................................................................................ 67 Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 9 LISTA DE FIGURAS Figura 1: Viveiro de captação de água na fazenda de aquicultura do Caunesp povoado por Eichhornia azurea, E. crassipes e Salvinia sp....................................... 17 Figura 2: Esquema da estrutura da macrófita Eichhornia crassipes......................... 20 Figura 3: Macrófita Eichhornia crassipes................................................................ 21 Figura 4: Excesso de ração na alimentação de tilápia em tanque rede....................... 24 Figura 5: Imagem via satélite da Fazenda de aquicultura do CAUNESP, com vista dos seis viveiros sequenciais (Google Earth, 2020)................................................... 28 Figura 6: Localização geográfica (A), desenho esquemático dos viveiros da fazenda de aquicultura (B), evidenciando o viveiro estudado (C), destacando os dois tratamentos (T1 e T2) com a distribuição das macrófitas em cercado (T1, E) e em quadrante (T2, F)............................................................................................... 29 Figura 7. Preparação da área experimental............................................................... 30 Figura 8: Imagens do viveiro depois das fortes chuvas de dezembro de 2019, onde: A= Erosão na entrada do viveiro, B= Deslocamento de terra para dentro da entrada do viveiro, C= Coloração d’água após a chuva.......................................................... 30 Figura 9: Esquema de distribuição das plantas na primeira fase experimental (T1), onde: A- entrada de água, B- macrófita na entrada do viveiro, C- saída de água e D- cobertura de macrófita na saída do viveiro............................................................ 31 Figura 10. Materiais utilizados para o isolamento das plantas e instalação da tela.... 32 Figura 11: Esquema de distribuição das plantas na segunda fase experimental (T2), onde: A- entrada de água, B- macrófita já adicionada na entrada do viveiro, C- saída de água e D- distribuição dos quadrantes na superfície do viveiro............... 32 Figura 12. Montagem dos quadrantes....................................................................... 33 Figura 13. Variação média mensal da precipitação e temperatura do ar durante o período experimental (T1 e T2)................................................................................. 35 Figura 14. Variação mensal de coliformes termotolerantes (NMP.100mL-1) nas amostras de água nos dois tratamentos (T1 e T2)....................................................... 40 Figura 15. Análise dos componentes principais das variáveis limnológicas e coliformes termotolerantes dos dois tratamentos (T1 e T2) comparando os pontos de coletas para os destinados meses........................................................................... 41 Figura 16. Abundância relativa da comunidade zooplanctônica da entrada (IW) e saída (WO) de água nos dois tratamentos (T1 e T2)................................................... 44 Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 10 Figura 17. Flutuação da comunidade zooplanctônica durante os cinco dias de coleta de referente a cada mês nos dois tratamentos (T1 e T2) na entrada (IW) e saída (WO) de água................................................................................................... 45 Figura 18: Avaliação semanal do crescimento das macrófitas nos dois tratamentos (T1 e T2) na IW e WO............................................................................................... 48 Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 11 LISTA DE TABELAS Tabela 1. Média e desvio padrão das variáveis limnológicas entre os meses analisados no tratamento T1 (2019)........................................................................... 38 Tabela 2. Média e desvio padrão das variáveis limnológicas entre os meses avaliados no tratamento T2 (2020)............................................................................ 40 Tabela 3. Concentração das variáveis limnológicas na entrada (IW e saída (WO) de água do viveiro e a eficiência de remoção (ER%) durante o período experimental.............................................................................................................. 41 Tabela 4: Valores obtidos para os parâmetros medidos no sedimento na entrada (IW) e saída (WO) da água do viveiro nos dois tratamentos utilizados (T1 e T2) durante os meses experimentais................................................................................ 43 Tabela 5. Índices ecológicos, espécies abundantes e número total da comunidade de Zooplanctônica na entrada (IW) e Saída (WO) de água nos dois tratamentos (T1 e T2).......................................................................................................................... 46 Tabela 6: Variáveis medidas nas plantas Eichhornia crassipes (Mart.) Solms antes (controle) e durante o período experimental nos tratamentos T1 e T2 na entrada (IW) e saída (WO) de água do viveiro...................................................................... 47 ANEXOS Tabela 7. Eficiência de emoção (%) ao longo dos meses nos dois tratamentos T1 (2019) e T2 (2020)..................................................................................................... 67 Tabela 8. Composição da taxa de zooplâncton do tratamento T1 aos variados meses nos dois pontos de coleta............................................................................... 68 Tabela 9. Composição de taxa de zooplâncton do tratamento T2 aos variados meses nos dois pontos de coleta............................................................................... 70 Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 12 RESUMO O objetivo deste estudo foi utilizar a macrófita Eichhornia crassipes para o tratamento de água de um viveiro receptor de resíduo em uma fazenda de aquicultura. O trabalho foi dividido em duas partes (T1 e T2) avaliando dois pontos de coleta: entrada (IW) e saída (WO) de água do viveiro. Cada tratamento, está relacionado com a distribuição das macrófitas na superfície da água, sendo que no tratamento T1 as macrófitas ficaram disposta na entrada de água no viveiro ocupando 25 m2 e outra na saída com 284 m2, ambos cercados por telas. No tratamento T2, a entrada de água permaneceu idêntica ao T1 com 25 m2 e a outra distribuição das plantas ficaram dispostas ao longo de toda a superfície, colocados em 15 quadrantes de 2,5 m2 totalizando 37,5 m2 de tratamento com macrófita. Foram realizadas coletas em dois períodos: agosto a dezembro 2019 (T1) e agosto a dezembro de 2020 (T2), com análises de água, sedimento, macro e micronutrientes nas plantas e a avaliação da comunidade zooplanctônica. A macrófita foi eficiente nos dois tratamentos. No tratamento T1 ocorreu a diminuição de nutrientes, DBO5, clorofila-a e alterações nos fatores físicos da água com condutividade elevada, grande incorporação de nutrientes pelas plantas em sua biomassa, principalmente o fósforo. No tratamento T2, houve maior remoção para fósforo, amônia, ortofosfato, clorofila-a e DBO5, com grande absorção do fósforo além do nitrogênio e fósforo. Para os dois tratamentos altas taxas de remoção foram encontradas para coliformes termotolerantes e, apenas no mês de agosto no tratamento T1 não apresentou remoção, podendo estar relacionado ao período de manejo das plantas. Para análise de sedimento altas taxas de matéria orgânica e fósforo foram encontradas na saída (WO) de água no T2. A comunidade zooplanctônica não foi influenciada pelos tratamentos, com dominância de Rotifera, seguido de Copepoda e Cladocera, este último representado apenas por duas espécies, Bosmina longirostris e Diaphanosoma birgei, presente em todos os meses de coleta nos dois tratamentos. Assim, conclui-se que o uso de E. crassipes tem grande eficiência no tratamento de resíduos da aquicultura, com função promissora nas atividades de fitorremediação, sendo eficaz como ferramenta da ecotecnologia. Palavra-chave: Fitorremediação, remoção de nutrientes, planta aquática, qualidade da água, zooplâncton. Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 13 ABSTRACT The objective of this work was to use the macrophyte Eichhornia crassipes in the treatment of a nursery receiving waste in an aquaculture farm. The work was divided into two parts (T1 and T2) evaluating two collection points: input (IW) and output (WO) of pond water. Each treatment is related to the distribution of macrophytes on the surface of the water, and in treatment T1 the macrophytes were discarded at the water inlet in the nursery occupying 25 m2 and another at the exit with 284 m2, both surrounded by screens. In the T2 treatment, the water input considering the T1 with 25 m2 and the other distribution of the plants were discarded along the entire surface, positioned in 15 quadrants of 2.5 m2 totaling 37.5 m2 of treatment with macrophyte. Collections were carried out in two different periods: August to December 2019 (T1) and August to December 2020 (T2), with analyzes of water, sediment, macro and micronutrients in the plants and the evaluation of the zooplankton community. Through the results obtained, it was observed that the macrophytes were efficient in both treatments. In the T1 treatment, the removal of nutrients, BOD5, chlorophyll-a and alterations in the physical factors of the water with high conductivity, great incorporation of nutrients by the plants in their biomass, mainly phosphorus, occurred. In the T2 treatment, there was greater removal of phosphorus, ammonia, orthophosphate, chlorophyll-a and BOD5, with a large incorporation of phosphorus in addition to phosphorus and phosphorus. For the two treatments, high removal rates were found for thermotolerant coliforms and, only in the month of August, treatment T1 did not show removal, which may be related to the period of plant exchange. For sediment analysis high rates of organic matter and phosphorus were found in the water output (WO) in T2. The zooplankton community was not influenced by treatments, with dominance by Rotifera, followed by Copepoda and Cladocera, the latter represented by only two species, Bosmina longirostris and Diaphanosoma birgei, present in all months of collection in both treaties. Through the data obtained, it was concluded that the use of the macrophyte Eichhornia crassipes is highly effective in the treatment of aquaculture waste, with a promising function in phytoremediation activities, being effective as an ecotechnology tool. Key-words: Phytoremediation, nutrient removal, aquatic plant, water quality, zooplankton. Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 14 1. INTRODUÇÃO A aquicultura é uma atividade importante na produção de alimentos que proporciona benefícios econômicos e sociais, mas tem despertado preocupação quanto aos impactos ambientais especialmente com os efluentes gerados por suas atividades e a disposição desses resíduos em ambientes aquáticos (Henry-Silva; Camargo, 2008). O efluente da aquicultura é tipicamente enriquecido com nitrogênio, fósforo, matéria orgânica e material particulado, podendo ainda conter produtos químicos utilizados no controle de doenças dos organismos cultivados (Lin et al., 2002; Anh et al., 2010; Sipaúba-Tavares, 2013). Entre os principais compostos nitrogenados o nitrogênio amoniacal e o nitrito são compostos oxidação da amônia a nitrato com elevadas concentrações nos tanques de piscicultura que apresentam altas concentrações de nutrientes (Midlen e Redding, 2000). O lançamento de efluentes sem tratamento em ambientes aquáticos pode resultar na acumulação crônica de nutrientes, causando a eutrofização artificial, provocando mudanças nas condições físicas e químicas dos ambientes aquáticos, com alterações qualitativas e quantitativas nas comunidades aquáticas (Tundisi et al., 2008). As fazendas de aquicultura geram grande impacto com a introdução rotineira de quantidades elevadas de nitrogênio e fósforo via ração e/ou fertilizantes, causando a eutrofização artificial e favorecendo o crescimento descontrolado de macrófitas e microalgas, em especial de Cyanobacteria. Estes microrganismos apresentam grande importância sanitária, podendo ser prejudicial ao ambiente e contaminar a musculatura dos peixes com cianotoxinas, proporcionando inviabilidade na comercialização inviável a comercialização (Costa et al., 2017b). Avaliações limnológicas destes corpos d’água devem ser realizadas periodicamente, para que as ações antropogênicas sejam controladas evitando sérias alterações ambientais (Sipaúba-Tavares, 2013). A aplicação de boas práticas de manejo hídrico e alimentar se faz necessária no tratamento do efluente aquícola com a finalidade de adequar as atividades com a legislação ambiental vigente. Nesse contexto, tecnologias visando o equilíbrio do ambiente podem gerar melhoria na qualidade da água nos sistemas produtivos (Aguilar- Alarcón et al., 2020; Pedersen e Wik, 2020). Ecotecnologias são técnicas que podem ser aplicadas para controlar os impactos, como por exemplo, o uso de macrófitas aquáticas que removem os nutrientes da água necessário ao seu metabolismo. Quando manejadas de forma correta macrófitas removem Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 15 metais tóxicos que são elementos prejudiciais aos corpos hídricos (Esteves, 1998). A fitorremediação utiliza plantas hiperacumuladoras para retirar o máximo volume de um elemento ou substância no menor tempo possível de áreas contaminadas (água e solo), diminuindo assim, os teores de poluentes no ambiente (Costa et al., 2017a). Baker e Brooks (1989) afirmaram que as plantas com capacidade de acumular e suportar grandes concentrações de metais em suas raízes são chamadas de hiperacumuladoras. Estas plantas são capazes de acumular nos tecidos concentrações de cobalto (Co), cobre (Cu), cromo (Cr), chumbo (Pb) ou níquel (Ni) por até 0,1% de massa seca, enquanto zinco (Zn) ou manganês (Mn) alcançam até 1%. Pontederia parviflora alexander é um exemplo de macrófita que tem a capacidade de absorver concentrações superiores ao limite de toxicidade do Cu, sendo classificada como resistente ao metal. Essa macrófita acumula cerca de 1.200 mg kg-1 na raiz e é considerada como hiperacumuladora (Souza et al., 2009). A fitorremediação tem sido considerada uma opção ecologicamente correta para restaurar recursos aquáticos poluídos, sendo uma alternativa econômica em comparação a maioria dos tratamentos já estabelecidos em áreas contaminadas (Costa et al., 2017a). A aplicação desta tecnologia tem sido sugerida para remoção de metais tóxicos (Odjegba e Fasidi, 2004; Tangahu et al., 2011; Melignani et al., 2015) e na remoção de toxinas da água (Pflugmacher et al., 2015). Eichhornia crassipes conhecida como aguapé, é uma macrófita flutuante, com a capacidade de armazenar nutrientes além do necessário, úteis ao seu desenvolvimento (Denículi et al., 2000). Encontrada em represas, lagos ou viveiros, reduz grande parte da carga orgânica contida no meio aquático, sendo utilizada para tratamentos de efluentes através da bioacumulação (Sipaúba-Tavares et al, 2002). Ao realizar análises nos corpos hídricos das fazendas de aquicultura estaremos sempre um passo à frente de grandes impactos, prevenindo complicações e apresentando melhores perspectiva de qualidade de água. O principal objetivo deste trabalho foi avaliar o uso da macrófita Eichhornia crassipes com a finalidade no tratamento de um viveiro receptor de resíduos em uma fazenda de aquicultura. Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 16 2. OBJETIVOS 1. Avaliar o potencial da macrófita Eichhornia crassipes como retentora de nutrientes comparando a entrada com a saída de água de um viveiro receptor de resíduo da aquicultura; 2. Comparar dois modelos de distribuição da macrófita na superfície do viveiro e seu efeito nas condições da água; 3. Avaliar a macrófita E. crassipes em relação ao seu crescimento e influência na comunidade zooplanctônica; 4. Verificar se a macrófita flutuante afeta nas condições do sedimento do viveiro. 3. HIPÓTESES 1. A Eichhornia crassipes tem potencial para ser empregada em processos de fitorremediação em viveiro receptor de resíduos de aquicultura; 2. Assimilação de resíduos poderia ser influenciada pela disposição das plantas no corpo hídrico, com efeito na remoção de nutrientes, qualidade e microbiologia da água; 3. Processos de redução de nutrientes no sedimento e potencial de absorção de macro e micronutrientes pelas plantas; Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 17 4. REVISÃO DE LITERATURA 4.1 O Uso de Macrófitas como Retentoras de Resíduos As macrófitas aquáticas são, em sua grande maioria, vegetais terrestres que ao longo de seu processo evolutivo adaptaram-se ao ambiente aquático, apresentando algumas características de grande capacidade de adaptação em diferentes condições ambientais (Esteves, 1998). As plantas aquáticas estão presentes em todos os tipos de massas de água, mesmo em águas com baixa carga nutricional, sendo fundamentais no metabolismo dos ecossistemas, na ciclagem de nutrientes e fluxo de energia (Figura 1). Na maioria dos casos as macrófitas aquáticas colonizam extensas áreas, e de fato trazem prejuízos ao uso múltiplo dos reservatórios (Straškraba e Tundisi, 2013). Com adequado manejo e monitoramento constante, é possível antecipar-se aos problemas, minimizando as consequências adversas utilizando-as como ferramenta ecológica para diminuir processos de eutrofização (Pompêo, 2017). Figura 1: Viveiro de captação de água na fazenda de aquicultura do Caunesp povoado por Eichhornia azurea, E. crassipes e Salvinia sp. Fonte: Viveiro de abastecimento do Caunesp (Imagem do autor). Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 18 A adição constante de poluentes nos corpos hídricos advindo de atividades antropogênicas acaba contaminando o ambiente. Partindo dessa premícia, vários tratamentos são utilizados para limpar esses resíduos, um deles é a fitorremediação, sendo eficaz e de baixo custo. Esta técnica utiliza as plantas para descontaminar áreas com o acúmulo de metais tóxicos, efluentes domésticos e industriais no entanto, o mecanismo utilizado pelas plantas, na maioria das vezes, é a rizofiltração, que consiste na absorção dos contaminantes pela raiz das macrófitas (Rai, 2009; Sharma, et al., 2015; Sood et al., 2012). A fitorremediação além do baixo custo é uma tecnologia sustentável comparada aos processos tradicionais com a possibilidade de tratamento indoor ou outdoor, um produto natural para remoção de poluentes. O sucesso da fitorremediação depende da capacidade de tolerância de uma espécie a determinados poluentes. A limitação desse tratamento está atrelada às condições adequadas de crescimento para as plantas, além disso, clima e intensidade luminosa influenciam no seu desenvolvimento (Sood et al., 2012). Neste contexto, os estudos de fitorremediação em macrófitas permitem avaliar o grau de contaminação do ambiente aquático, podendo ser uma alternativa viável para tratar corpos hídricos eutrofizados. A implantação da fitorremediação para tratamento de efluentes vem sendo utilizada com a finalidade de remoção dos resíduos descartados nos corpos d´água. Muitos estudos vêm mostrando que essa alternativa apresenta custo reduzido e assim, o poder das plantas pode ser potencializado com aplicação de espécies adaptadas à bioacumulação de poluentes específicos (Sipaúba-Tavares et al., 2002; Henry-Silva e Camargo, 2006). A utilização de macrófitas aquáticas no tratamento de efluentes tem demonstrado resultados satisfatórios na redução de matéria orgânica, nitrogênio e fósforo, além de metais pesados (Pereira et al., 2012). Borges e Sipaúba-Tavares (2017) utilizaram três macrófitas, sendo uma flutuante (Eichhornia crassipes) e duas emergentes (Typha domingensis e Cyperus giganteus) em um wetland para tratamento de efluente de ranicultura, com a remoção de 90% dos coliformes termotolerantes, 50% de nitrato, 40% de nitrito e 15% de fósforo. Guedes-Alonso et al. (2020) testaram algumas macrófitas na eficiência de remoção de poluentes de um sistema de lagoas que trata águas residuais no campus de Tafira, da Universidade de Las Palmas de Gran Canaria (Ilhas Canárias, Espanha), onde utilizaram as plantas Phragmites, Cyperus, Pontederia, Canna e Typha. O desempenho do sistema foi eficiente para sólidos suspensos totais (TSS) (98%), DBO Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 19 (92%), íons sulfato (85%), turbidez (83%) e indicadores fecais (> 99,9%), N-amônio (12%), N-total (26%) e P-total (9,5%). Outra vantagem de utilizar macrófitas aquática no tratamento de efluentes inclui o apelo para a estética ecológica, o controle de insetos e mau cheiro, com remoção de sólidos suspensos e microrganismos patogênicos, atuando como biofiltro e permitindo a instalação do sistema próximo à comunidade (Henry-Silva e Camargo, 2006). Além do acúmulo de metais tóxicos, de acordo com avaliações de Greco (2010), o aguapé apresenta uma eficiência de remoção de 87,98% de nitrogênio amoniacal (N- NH3) e teor de celulose de 20,2%. A autora ainda aponta que espécies utilizadas em tratamento de efluentes, através da técnica de fitorremediação, têm grandes potenciais de serem reaproveitadas como futuros combustíveis e geradores de energia, devido a seus elevados teores de celulose. Sipaúba-Tavares e Braga (2007), reutilizaram a macrófitas (E. crassipes) de um tratamento de efluente de aquicultura como fertilizante para tanques de piscicultura e, em estudo posterior (Sipaúba-Tavares et al., 2009), como meio de cultura para microalga. As macrófitas aquáticas apresentam um fundamental desempenho na transformação e redução de nutrientes, sendo responsáveis por até 75% da remoção de nitrogênio e 73% da remoção de fósforo, influenciando diretamente no crescimento vegetal e em uma gama de variedades de processos químicos, físicos e biológicos (Reddy e Debusk, 1987). Devido ao fato das macrófitas aquáticas constituírem um grupo muito grande, são utilizadas em diferentes tratamentos, como por exemplo: espécies emergentes como Phragmites australis, Typha latioólia, Oryza sativa e Scirpus lacustres, são adaptadas para crescerem em sedimento saturado e anóxico, encontradas em a diferentes fluxos hídricos e profundidades (Brix, 1994). Em sistemas dominados por macrófitas submersas, espécies de alta produtividade como Elodea canadenses e Egeria densa, absorvem nutrientes de águas que muitas vezes se encontram eutrofizadas, porém, não sobrevivem em águas com alto teor de matéria orgânica. As macrófitas flutuantes, são atualmente o grupo mais utilizado no tratamento d água, adaptam-se em diferentes habitats, usando desde espécies de grande porte como a Eichhornia crassipes, até plantas diminutas, como Lemna sp. A alta produtividade da E. crassipes é muito explorada em tratamentos de depuração de efluentes (Brix, 1994; Salati et al., 2003). Esta macrófita é uma grande aliada da microbiota, propiciando o aumento da remoção de nutrientes e na diminuição da demanda bioquímica de oxigênio (Sipaúba-Tavares et al., 2017a). Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 20 4.2 Eichhornia crassipes Pontederiaceae, possui nove gêneros incluindo Eichhornia. Sendo composta por oito espécies de plantas aquáticas, entre elas Eichhornia crassipes (Mart.) Solms, comumente conhecida como aguapé, é uma planta aquática monocotiledônea flutuante, nativa da América do Sul tropical, abundante no pantanal, hoje introduzida em todos os continentes (Parsons e Cuthbertson, 2001; Dersseh et al., 2019). É uma planta flutuante, com capacidade de armazenar nutrientes além do necessário, onde estes elementos químicos são utilizados para o seu desenvolvimento (Denículi et al., 2000). A morfologia radicular é altamente plástica e fibrosa, possuindo uma única raiz principal com muitas laterais. O sistema radicular de E. crassipes, funciona como um filtro, retirando o material particulado da água e armazenando para seu metabolismo (Pott e Pott, 2000) (Figura 2). Figura 2: Esquema da estrutura da macrófita Eichhornia crassipes. Adaptado de: https://www.floravascular.com/index.php?spp=Eichhornia%20crassipes Raiz Planta filha Floração Estolão Lâmina foliar Istmo Foliar Pecíolo Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 21 Os pecíolos de E. crassipes são eretos e horizontais como estolões. Existem dois tipos de folhas, finas e redondas. As folhas finas ficam eretos enquanto as redondas possuem uma borda levemente ondulada, com os dois tipos de folhas podendo ser macios, brilhantes e glabros. As folhas possuem nervuras semiparalelas seguindo sua curvatura (Parsons e Cuthbertson, 2001). A planta possui lindas flores violetas com seis pétalas que podem ser encontradas durante todo o ano em condições favoráveis. No entanto, a intensidade da floração pode diferir ao longo das quatro estações. A fruta contém 300 sementes em uma cápsula fina de três células que mede 1-1,5 mm de comprimento com muitas costelas longitudinais. Em regiões com temperaturas em torno de 25°C, as sementes podem permanecer inativas por até 20 anos e depois germinar com água (Dersseh et al., 2019) (Figura 3). Figura 3: Macrófita Eichhornia crassipes. Fonte: Imagem do autor. Geralmente, temperaturas entre 20 e 35°C aumentam a germinação, enquanto temperaturas em torno de 35°C acelera o crescimento (Parsons e Cuthbertson, 2001; Malik, 2007). Adapta-se facilmente às diferentes condições aquáticas e desempenha um importante papel na extração e acumulação de metais (Bakrim et al., 2022). Assim, E. crassipes é considerada ideal para utilização na rizofiltração de metais, bem como, outros elementos tóxicos. Bakrim et al., (2022) estudando a fitorremediação de metais pesados por E. crassipes em Taiwan verificaram que está espécie é capaz de absorver elevadas concentrações de Cu, Zn, Ni e Pb, acumulando esses elementos, principalmente, nas raízes. Esta planta é caracterizada por seu elevado crescimento, rápida e extensa disseminação e forte tolerância às variações de pH e nutrientes, bem como, às condições Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 22 de temperatura (Téllez et al., 2008). Pode dobrar de peso rapidamente, alcançando uma produtividade de 150 toneladas/hectare/ano (Westlake, 1963) com alto potencial para reter material inorgânico e orgânico em sua biomassa, sendo frequentemente considerada uma espécie invasora (Villamagna e Murphy, 2009). Por isso, foi reconhecida pela União Internacional para a Conservação da Natureza como uma das 100 espécies invasoras mais agressivas e identificada como uma das 10 plantas daninhas mais severas do mundo (Patel, 2012). No entanto, E. crassipes possui muitos benefícios potenciais, mas com consequências financeiras e ambientais (Yan et al., 2017; Su et al., 2018). Tem sido utilizado como agente fitorremediador para tratamentos de águas residuais devido à sua capacidade de absorver metais tóxicos e crescer em águas poluídas (Mishra e Maiti, 2017; Mustafa e Hayder, 2021). Também tem sido considerada como uma fonte potencial de bioenergia (Carreño-Sayago e Rodríguez, 2018) e biofertilizante (Manyuchi et al., 2019). Eichhornia crassipes, pode ser excelente fonte de aminoácidos, vitaminas e minerais na dieta alimentar de muitos organismos (Wolverton e Mcdonald, 1979; Sipaúba-Tavares et al., 2019); no caso do excesso de biomassa vegetal pode ser aproveitada na produção de papel (Morton, 1975), na produção de biogás (Wolverton e McDonald, 1979) e atualmente na produção de microalgas devido ao seu elevado valor proteico e lipídico (Sipaúba-Tavares et al., 2009) Tradicionalmente, a planta é usada para tratar distúrbios gastrointestinais, como diarréia, vermes intestinais, distúrbios digestivos e flatulência. Além disso, os grãos foram aproveitados para o funcionamento saudável do baço. A planta também é rica em vários compostos bioativos que exibem uma ampla gama de propriedades farmacológicas (Sharma et al., 2020). 4.3 Resíduos da Aquicultura e seus Impactos Água é o recurso mais importante em todos os aspectos da vida. Seu correto manejo conduz a excelentes resultados nas atividades humanas. Porém seu mau uso pode provocar degeneração do meio físico natural, bem como, afetar as relações humanas (Casarin e Santos, 2018). Segundo Pillay (1992), impacto ambiental é qualquer alteração das propriedades físicas, químicas e biológicas do meio ambiente, resultante das atividades humanas que direta ou indiretamente afetam a saúde, a segurança e o bem-estar da população, sendo Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 23 causada por qualquer forma de matéria ou energia que altera as condições estéticas, sanitárias do meio ambiente e a qualidade dos recursos ambientais. A aquicultura é uma atividade de produção de organismos aquáticos, tais como peixes, camarões, rãs e algas, cuja a produção acarreta muitos impactos devido à descarga de elevadas concentrações de nitrogênio e fósforo, em função do manejo alimentar e fertilização (Sipaúba-Tavares et al., 2010). A produção de organismos aquáticos, vem ganhando espaço nas estatísticas de fornecimento de pescados há décadas, representando em 2016 a parcela de 47% das 171 milhões de toneladas de pescados atingidas ao ano (FAO, 2018). A pesca por captura está limitada por fatores como o período de reprodução dos peixes, quantidade de pescado por metro quadrado que prejudica a logística e diante de tais desafios, a aquicultura tem se tornado uma alternativa para suprir a demanda (Sidonio et al., 2012). A tendência de crescimento da aquicultura vem crescendo com o desenvolvimento de novos pacotes tecnológicos, melhoramento genético e esforços públicos e privados, certamente em alguns anos a atividade será mais relevante no fornecimento de pescados para o mundo em termos de volumes produzidos, em comparação com a pesca extrativista (Montaño e Souza, 2016). Matos et al. (2016) afirmaram que a produção máxima permissível de pescado não pode ultrapassar a capacidade de absorção do ambiente, isto ocorre quando há um aumento do fluxo de partículas e dos nutrientes que estão dissolvidos na água, estes são provenientes da dieta e metabolismos dos peixes e sendo os principais responsáveis pelos impactos relacionados a aquicultura. Porém, com o aumento da produção, os impactos negativos também vêm ganhando força, principalmente pelo acréscimo excessivo de nitrogênio e fósforo, eutrofizando o corpo d’água (Martinez-Porchas e Martinez-Cordova, 2012). Erondu e Anyanwu (2005) também destacaram como impactos a introdução de agentes patogênicos exóticos em ambientes naturais junto à introdução de espécies invasoras, além de possíveis mudanças na paisagem de locais onde empreendimento aquícolas são instalados, resultando na destruição de habitats e perda da biodiversidade local. Para a produção de tilápia do Nilo (Oreochromis niloticus), comumente cultivada em tanques escavados ou tanques-rede, não mais do que 34% do nitrogênio e 55% do fósforo existente nas rações são retidos pelos animais ao longo do seu desenvolvimento (David et al., 2017). As elevadas concentrações de matéria orgânica e nutrientes, podem Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 24 comprometer a qualidade da água e a composição do sedimento dos viveiros (Queiroz et al., 2005) O mau uso de arraçoamento pode ser visualizado na Figura 4. Figura 4: Excesso de ração na alimentação de tilápia em tanque rede. Fonte: http://www.snatural.com.br/doencas-peixes-tratamentos/, (última visualização 11/02/2022). Estimativas indicam que cerca de 133 kg de N (nitrogênio) e 25 kg de P (fósforo) são liberados para o ambiente a cada tonelada de peixe produzido em sistemas de aquicultura superintensiva (Islam, 2005; Nyanti et al., 2012). De acordo com Minucci et al. (2005), esses fatores influenciam o oxigênio dissolvido, condutividade elétrica, matéria orgânica, pH, biomassa bentônica e planctônica. O nitrogênio geralmente é proveniente do arraçoamento, sendo que uma parte é excretada pelos organismos na forma de amônia, enquanto o restante é excretado na forma de nitrogênio orgânico (Queiroz et al., 2005). O fósforo é encontrado nos fertilizantes orgânicos, utilizados como forma de adubo para aumentar a produtividade primária dos viveiros de aquicultura (Sipaúba-Tavares, 2013). De acordo com Pereira e Mercante (2005), o nitrogênio amoniacal é resultante do catabolismo dos peixes, sua concentração é diretamente proporcional à biomassa do sistema e possui forte influência do pH, quando em ambiente ácido, maior será a porcentagem do íon amônio (NH4+) e, quanto mais básico o meio maior será a amônia (NH3) que é forma mais tóxica. http://www.snatural.com.br/doencas-peixes-tratamentos/ Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 25 O nitrogênio pode estar presente no ambiente aquático na forma de amônia, amônio, nitrito, nitrato, amoníaco e óxido nitroso e, apesar das formas nitrogenadas serem um fator limitante à produção primária, a concentração elevada é tóxica aos organismos aquáticos podendo alterar a dinâmica local pela floração de algas (Pereira e Mercante, 2005). A eutrofização antrópica ou artificial pode ser consequência da criação de organismos aquáticos, em função do aumento da biomassa e lançamento de efluentes que alteram a estrutura da dinâmica ecológica do ambiente, aumentando a produtividade primária. O grau de trofia e a qualidade da água da aquicultura depende da água de origem, das boas práticas de manejo, dos alimentos inseridos e da capacidade do meio assimilar os resíduos (Macedo e Sipaúba-Tavares, 2010). O aumento da comunidade fitoplanctônica ocasionado por este processo pode provocar um acúmulo de matéria orgânica na sua decomposição, tendem a diminuir os níveis de oxigênio dissolvido (Esteves, 1998). A eutrofização é o aumento das concentrações de nutrientes, principalmente fósforo e nitrogênio. Com a decorrência das ações no ecossistema aquático, a passagem de oligotrófico e/ou mesotrófico para eutrófico ou mesmo hipereutrófico tem como consequência o aumento da produtividade primária no sistema (Esteves, 2011). Quando induzida pelo homem, é denominada artificial, cultural ou antrópica, onde os nutrientes são originados de diversas fontes como efluentes domésticos e industriais, aquicultura, atividades agrícolas, entre outras (Sipaúba-Tavares, 2013). Em águas continentais, o fósforo é um fator limitante da produtividade primária, sendo apontado como o principal responsável pela eutrofização artificial destes ecossistemas (Esteves, 2011). A eutrofização tem ainda, como consequência, a floração de espécies de Cyanobacteria que produzem e eliminam toxinas (Calijuri et al., 2006). A eutrofização pode causar alterações na composição e influenciar na distribuição das comunidades aquáticas, causando desequilíbrio na biodiversidade desses ecossistemas aquáticos continentais, muitas vezes em um curto período (Rigozini e Rueda, 2012). Tratar os efluentes, pode favorecer a diminuição ou a não ocorrência da eutrofização, assim, promovendo a redução dos impactos nos corpos d’água, mantendo o funcionamento do ecossistema aquático e possibilitando o reuso para diversas atividades. A piscicultura é uma atividade que utiliza os recursos hídricos de forma intensiva, sendo considerada potencialmente poluidora, portanto, é necessário utilizar métodos de tratamentos que garantam a boa qualidade do efluente (Rauh, 2018). A redução dos Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 26 resíduos gerados a partir das atividades de aquicultura será cada vez mais importante à medida que as normas ambientais se tornam mais rigorosas, sendo indispensável o uso de tecnologias para o manejo de resíduos, de modo a manter a legalidade, a rentabilidade de qualquer empreendimento (Henry-Silva e Camargo, 2008). 4.4. Comunidade Zooplanctônica O zooplâncton é um grupo de invertebrados microscópicos que está presente nos mais variados ecossistemas aquáticos (Von-Dassow e Montresor, 2011). A sua importância está diretamente relacionada ao fluxo de energia nos ecossistemas aquáticos, constituindo um elo essencial entre os produtores primários e os consumidores de níveis tróficos superiores. Esses organismos são responsáveis pela produtividade secundária no transporte e regeneração de nutrientes pelo seu elevado metabolismo (Tundisi et al., 2008). A comunidade zooplanctônica é composta por diferentes grupos de organismos, sendo livre natante e solitária, podendo viver associadas às plantas aquáticas ou no sedimento e de modo colonial, apresenta grande sensibilidade as alterações ambientais, por isso, muitas espécies são usadas como bioindicadoras de qualidade da água (Souza et al., 2013). São organismos com curto ciclo de vida e grande número de prole, muitas espécies são definidas como estrategistas “r” (Neves et al., 2003). Alterações na qualidade da água, composição e abundância do fitoplâncton, podem aumentar ou diminuir sua densidade e riqueza de espécies (Eler et al., 2003). A biomassa zooplanctônica é representada na grande maioria pelos Rotifera, Cladocera e Copepoda (Cardoso, et al., 2008). O filo Rotifera é composto por animais cujo comprimento varia de 0.1 a 1 mm, a maioria das espécies são solitárias de vida livre-natante, sendo a principal característica a presença de um órgão ciliado denominado coroa utilizado na natação e alimentação, o tronco é envolto por uma epiderme de queratina conhecida como lórica (Ruppert e Barnes, 1996). A subordem Cladocera da classe Branchiopoda atingem a maior diversificação ecológica. Quanto ao tamanho, podem variar de 0,2 e 2,0 mm (Ghidini et al., 2009). Possuem uma carapaça bivalva que cobre a maior parte do corpo, exceto a cabeça. Apresentam olho composto de tamanho variável de espécie para espécie, o olho é facilmente distinguível do ocelo quando presente (ElMoor-Loureiro et al., 1997). Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 27 Algumas são conhecidas como “pulgas d’água” e são alimento para peixes e outros invertebrados planctônicos, como os Copepoda (Duarte e Silva, 2008). Daphnidae, Bosminidae, Sididae e Moinidae são as mais representativas com ocorrência em variados corpos d’água (Rocha et al, 2011). O ciclo de vida dos Cladocera abrange tanto reprodução assexuada, por partenogênese, quanto reprodução sexuada. A maioria das espécies apresenta ampla distribuição em água doce (Rocha e Güntzel, 1999). A subclasse Copepoda pertence ao subfilo Crustacea da classe Maxillopoda e é encontrado em praticamente todos os ambientes aquáticos e úmidos. Com comprimento podendo variar de 0.5 a 6 mm (Thorp e Covich, 2009) O nome do grupo vem do grego Kope= remo, fazendo referência à forma das pernas unidas por uma placa ou esclerito intercoxal que fornece movimento semelhante a de um remo (Amaral e Nalin, 2011). Copepoda da ordem Calanoida e Cyclopoida, podem ser encontrados tanto na região limnética como na litorânea de lagos e reservatórios. Cyclopoida consegue sobreviver em ambientes poluídos e/ou eutrofizados (Perbiche-Neves et. al. 2016), já Calanoida requer um ambiente com boa qualidade da água (Matsumura-Tundisi e Tindisi, 2003). De acordo com Pinto-Coelho et al. (1999), o zooplâncton não é dependente direto do acúmulo de nutrientes que ocorre na eutrofização, mas depende indiretamente quando os obtêm em sua alimentação. Brito et al. (2011) afirmam que o aumento da biomassa zooplanctônica, junto às alterações na sua composição e densidade, está associado ao estado trófico da água, sugerindo que o grau de trofia pode disponibilizar maiores recursos alimentares, aumentando a comunidade fitoplanctônica. Em aquicultura o zooplâncton é dominado pelos Rotifera em função da água com características eutróficas (Millan e Sipaúba-Tavares, 2021). 5. MATERIAL E MÉTODOS 5.1 Fazenda de Aquicultura O Centro de Aquicultura da UNESP (CAUNESP) é uma unidade complementar da Universidade Estadual Paulista (UNESP) campus Jaboticabal-SP (Figura 5). O CAUNESP é constituído por seis viveiros de criação semi-intensivo de peixes, dispostos em sequência com sistema de fluxo contínuo de água a qual, passa diretamente de um viveiro para o outro sem tratamento prévio. Estes viveiros também recebem água proveniente de outros tanques e viveiros menores, e dos laboratórios de nutrição, Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 28 reprodução e dos setores de ranicultura e carcinicultura (Sipaúba-Tavares et al., 1991; Macedo e Sipaúba-Tavares, 2005). Figura 5: Imagem via satélite da fazenda de aquicultura do CAUNESP, com vista dos seis viveiros sequenciais (Google Earth, 2020). Fonte: imagem retirada do aplicativo Google Earth Pro visualizado dia 13/04/2020. A fazenda é abastecida por várias nascentes situadas na parte mais elevada do Caunesp, próxima aos setores de bovinos e caprinos. A piscicultura é composta por conjuntos de viveiros e tanques de fundo natural ou alvenaria, com berçários e estufas para a produção de alevinos, engorda e manutenção de reprodutores. Em geral, são realizados diversos experimentos com os peixes, sendo as espécies mais utilizadas: matrinxã (Brycon cephalus), pacu (Piaractus mesopotamicus), tambaqui (Colossoma macropomum), piauçu (Leporinus macrocephalus) e tilápia (Oreochromis niloticus) (Sipaúba-Tavares et al., 1991; Macedo e Sipaúba-Tavares, 2005). 5.2 Local de Estudo e Período Experimental O CAUNESP conta com seis viveiros que variam de 1.822 e 8.068 m2. Nos viveiros são desenvolvidos a criação de organismos aquáticos pertinentes as pesquisas do Caunesp, exceto o viveiro 6, que nos últimos vinte anos foi transformado num receptor de resíduos, porém algumas espécies de peixes ainda existem no local. Este viveiro, V1 V2 V3 V4 V5 V6 Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 29 recebe grande parte do aporte de águas residuais provenientes da fazenda de aquicultura (Macedo e Sipaúba-Tavares, 2005) (Figura 5). O Viveiro 6 está localizado nas coordenadas 21°15’19” S e 48°18’21” O a uma altitude a 595 metros, área de 2.507 m2, profundidade média de 1,6 m e comprimento máximo efetivo de 63 m, com renovação de água equivalente a 5% do volume total por dia (22 m3 h-1 de fluxo) a 2 quilômetros do perímetro urbano (Macedo e Sipaúba-Tavares, 2005). Este viveiro é utilizado para abastecimento de vários setores da Universidade, principalmente, no período de seca, onde a água serve para irrigação de plantas e hortaliças e para a lavagem das ruas do campus. Parte da água deságua diretamente no córrego Jaboticabal (Sipaúba-Tavares 2013). O período experimental foi divido em duas etapas durante os meses de ago/dez de 2019 (T1) e 2020 (T2). Duas avaliações de distribuição da macrófita Eichhornia crassipes na superfície do viveiro foram realizadas da seguinte forma: no tratamento T1, foi introduzida uma cobertura de 25 m2 na entrada do viveiro (IW) e outra de 284 m2 na saída de água (WO) onde as macrófitas foram cercadas com uma tela. No tratamento T2, quinze quadrantes foram distribuídos na superfície do viveiro e, cada um contendo 2,5 m2 no total de 37,5 m2 de planta e, na entrada do viveiro também foi colocado 25 m2 de área de cobertura vegetal (Figura 6). Figura 6: Localização geográfica (A), desenho esquemático dos viveiros da fazenda de aquicultura (B), evidenciando o viveiro estudado (C), destacando os dois tratamentos (T1 e T2) (D) com a distribuição das macrófitas em cercado (T1, E) e em quadrantes (T2, F). As amostras para análise de água e zooplâncton foram realizadas durante cinco dias consecutivos e o sedimento foi coletado três vezes por semana em cada mês de coleta. B A V6 IW WO IW WO T1 T2 C F D E Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 30 5.3 Cuidados na montagem do experimento A preparação da área experimental foi necessária para o início das atividades. A equipe do setor da Engenharia Rural da Unesp de Jaboticabal realizou poda de algumas árvores (A), limpeza no entorno do viveiro (B) e remoção de alguns entulhos que haviam dentro do viveiro, como: pedaços de redes, galhos e uma caixa d´água (C e D) (Figura 7). Figura 7: Preparação da área experimental. Fonte: Imagem do autor. Inicialmente a proposta para este estudo foi manter uma estrutura de tratamento durante oito meses consecutivos, de agosto de 2019 a março de 2020, porém devido a fortes chuvas no mês de dezembro, 80% das plantas colocadas para o tratamento foram perdidas, além de um pequeno desmoronamento na entrada do viveiro (Figura 8). Figura 8: Imagens do viveiro depois das fortes chuvas de dezembro de 2019, onde: A= Erosão na entrada do viveiro, B= Deslocamento de terra para dentro da entrada do viveiro, C= Coloração d’água após a chuva. Fonte: Imagem autor. Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 31 Assim, ocorreu a necessidade de um replanejamento experimental (Figura 8). Quando o experimento foi retomado em março de 2020, ocorreu a pandemia por COVID- 19, quando entramos em isolamento social, conseguindo retomar as atividades somente em agosto de 2020. Na primeira etapa (T1), foi introduzida uma cobertura de 25 m2 na entrada do viveiro (IW), (Figura 9A e B) e foi selecionado uma área de 284 m2 na saída de água (WO) (Figura 9C e D). Figura 9: Esquema de distribuição das plantas na primeira fase experimental (T1), onde: A- entrada de água, B- macrófita na entrada do viveiro, C- saída de água e D- cobertura de macrófita na saída do viveiro. Fonte: Imagem do autor. Foi criada uma cerca para isolar as plantas evitando o escape, utilizando uma tela plástica contendo dois cabos de aço de 3 mm, amarrados com braçadeiras de plástico e flutuadores de espuma para que a tela não afundasse. Além disso, foram enterrados ferros de construção redondo 3/8 para que a tela se mantivesse ereta, com 40 cm abaixo da superfície e 40 cm acima da superfície da água, evitando que as plantas escapassem (Figura 10). Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 32 Figura 10. Materiais utilizados para o isolamento das plantas e instalação da tela. Fonte: Imagem do autor. Na segunda etapa experimental (T2), a entrada do viveiro permaneceu idêntica à anterior (25 m2) a saída do tratamento 1 foi removida e a distribuição das plantas aquáticas foi realizada por meio de 15 quadrantes de 2,5 m2, cobrindo a parte mais central do viveiro entre a entrada (IW) e saída (WO) de água (Figura 11). Figura 11: Esquema de distribuição das plantas na segunda fase experimental (T2), onde: A- entrada de água, B- macrófita já adicionada na entrada do viveiro, C- saída de água e D- distribuição dos quadrantes na superfície do viveiro. Fonte: Imagem do autor. Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 33 Os quadrantes contendo as macrófitas foram confeccionado com tela plástica vazada com braçadeira presa aos canos de PVC mantendo 40 cm abaixo e 40 cm acima da superfície da água evitando o escape das macrófitas (Figura 12). Figura 12. Montagem dos quadrantes. Fonte: Imagem do autor. 5.4 Clima, água e sedimento Os dados meteorológicos foram obtidos a partir da estação meteorológica Agrometeorologia do Departamento de Ciências Exatas da Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias/UNESP (Jaboticabal-SP). A velocidade do vento foi medida utilizando um anemômetro Lutron AM-4201 em todas as coletas. As variáveis físicas e químicas da água foram avaliadas nos pontos de amostragem (IW e WO), com coletas de superfície em recipientes específicos para este fim. Nitrato, nitrito, amônia, fósforo total e ortofosfato foram quantificados por espectrofotômetro de acordo com Koroleff (1976) e Golterman et al. (1978). Clorofila-a foi determinada extraindo os pigmentos com álcool 90% e lida em espectrofotômetro (663nm e 750 nm) processada de acordo com Nusch (1980). A condutividade elétrica, pH, potencial oxi-redução e a temperatura foram mensurados com sonda multiparâmetros Horiba U-50G. Os sólidos totais suspensos, sólidos totais dissolvidos e demanda bioquímica de oxigênio (DBO5) foram determinados segundo Boyd e Tucker (1992). Amostras para quantificação de coliformes totais foram coletadas em frascos de vidro previamente esterilizados e, a quantificação ocorreu pela Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 34 técnica de tubos múltiplos em meio A1 (Greenberg et al., 1992). O sedimento foi coletado nos dois pontos, utilizando um coletor de PVC de quatro centímetros de diâmetro na entrada de água (IW) e, com o auxílio da draga de Eckman na saída (WO). Para avaliação dos macro e micronutrientes e matéria orgânica do sedimento foi utilizada a metodologia do o manual de Fertilidade de Solos Tropicais (Silva, 2009). 5.5 Eficiência de remoção A eficiência de remoção foi mensurada através da fórmula: Er (%) = (Ci-Co) x 100 Ci Er é a eficiência de remoção (%), Ci é a concentração de entrada e Co é a concentração na saída (Kadlec e Wallace, 2009). 5.6 Zooplâncton O zooplâncton foi amostrado nos dois pontos amostrais, em cinco dias consecutivos de cada mês, filtrando 20 L de água (coletados por um balde) através de uma rede de plâncton (58 μm) e concentrado. As amostras foram preservadas em formalina 4% e deixadas em repouso. O volume total coletado foi mensurado e armazenado em frascos de vidro âmbar. Copepoda e Cladocera foram contados em câmara reticulada sob estereomicroscópio (40X). Amostras de Rotifera foram analisadas em câmara de Sedgewick-Rafter sob microscópio Leitz (100X). Espécies de Rotifera, Copepoda e Cladocera foram identificadas de acordo com a literatura especializada (Koste, 1978; Reid, 1985; Elmoor-Loureiro, 1997). 5.7 Biometria do desenvolvimento das plantas O crescimento de E. crassipes, foi determinado a cada sete dias nos dois períodos de coleta, medindo o comprimento foliar e o comprimento do rizoma. Medidas foram realizadas em quinze plantas coletadas aleatoriamente no início do experimento que foram demarcadas e isoladas. As plantas foram coletadas em quadrante de 0,18 m2, posteriormente, no laboratório foram lavadas em água corrente retirando o material aderido (perifiton e sedimento), secas a 60°C e pesadas até peso constante. A composição dos nutrientes foi analisada no início e no final do experimento segundo Bataglia et al. (1983). Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 35 5.8 Análise Estatística dos Dados Os dados de pH, temperatura, condutividade elétrica, potencial redox, oxigênio dissolvido, sólidos totais solúveis e dissolvidos, alcalinidade, amônia, nitrato, nitrito, fósforo total, ortofosfato, clorofila-a e demanda biológica de oxigênio foram submetidos a ANOVA de dois fatores. Ocorrendo diferenças significativas o teste de Tukey foi aplicado, comparando os dados de IW x WO de cada mês (diferenciados pelas letras maiúsculas) e comparando os meses dentro de cada ponto de coleta (diferenciados pelas letras minúsculas), avaliado pelo programa AgroEstat, comparando os pontos amostrais, com nível de significância p<0,05. Ao conjunto de dados limnológicos foram avaliados por análise de componentes principais para cada tratamento individualmente comparando IW e WO entre os meses coletados e entre os dois tratamentos no período experimental realizada através do programa STATISTICA versão 10 (Statsoft, 2010). As análises de dominância e abundância foram realizadas para a comunidade zooplanctônica. As espécies foram consideradas dominantes quando a densidade foi superior a 50% do número total de espécies na amostra, e abundantes quando o número de espécimes foi superior à densidade média de todas as espécies ocorrentes (Lobo e Leighton, (1986). A diversidade da comunidade planctônica foi calculada com o índice de Shannon-Wierner (H´) (Pielou, 1975). A riqueza (S) foi calculada como o número de espécies presentes, uniformidade ou equitabilidade (E) foi determinada como: H / H max, onde H é o índice de Shannon-Wierner e H max = lnS. 6. RESULTADOS 6.1 Variação meteorológicas Durante o período experimental as condições climáticas variaram conforme os meses estudados, o mês de agosto apresentou a menor precipitação nos dois tratamentos. A precipitação foi mais elevada em dezembro com 164,9 mm e 295 mm nos tratamentos T1 e T2. Tanto a temperatura quanto a precipitação apresentaram os memos valores em agosto com 20,8°C com 12,4 mm e 10,3 mm nos tratamentos T1 e T2. A média de temperatura foi de 26ºC com tendência de maiores temperaturas no mês de outubro (Figura 13). Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 36 Figura 13. Variação mensal média da precipitação e temperatura do ar durante o período experimental (T1 e T2). Os dados de vento variaram diariamente e mensalmente, sendo que nos dois tratamentos as maiores intensidade ocorreram na saída de água (WO), devido ao distanciamento da vegetação facilitando a circulação de ar, com média de 12 km/h no T1 e 8 km/h no T2. 6.2 Variáveis limnológicas Em geral, foram observadas diferenças significativas em quase todos os parâmetros limnológicos, exceto ORT e STD no T2 (p>0,05) (Tabelas 1 e 2). O pH foi bésico durante todo o experimento nos dois tratamentos, variando de 7,3±0,1 a 8,1±1,0 na IW e de 6,5±0,1 a 7±0,3 na WO do T1 (p<0,05). No T2 somente o mês de outubro não apresentou diferença significativa (p<0,05) quando comparada IW e WO. A condutividade elétrica foi elevada durante todo o período experimental acima de 110±10 µS cm-1 (T2) (p<0,05). O potencial oxidação-redução (ORP) foi menor para setembro (p<0,05) na IW no T1 (185±17 mV-1) sendo que os valores mais elevados ocorreram em dezembro com 337±24 mV-1 na IW e 308±29 mV-1 na WO. No T2 a ORP 0 75 150 225 300 Aug Sep Oct Nov Dec P re ci p it at io n (m m ) T em p eratu re °C 0 10 20 30T1 T2 0 75 150 225 300 Aug Sep Oct Nov Dec P re ci p it at io n (m m ) T em p eratu re °C 0 10 20 30 Precipitation Air Temperature Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 37 não apresentou diferença significativa (p>0,05) (Tabelas 1 e 2). A temperatura da água foi mais elevada nos meses mais chuvosos (novembro e dezembro) (p<0,05), variando de 26±0,6°C (WO-dezembro) a 27,7±0,7°C (IW-novembro) no T1 e de 25,9±0,6°C a 27,7±0,4 (IW-dezembro). No mês de agosto foi observada a menor temperatura em relação aos outros meses (Tabelas 2 e 3). O oxigênio dissolvido foi inversamente proporcional a temperatura, com maior concentração em agosto (p>0,05). Ao longo do período experimental no T2 o oxigênio apresentou um declínio nos meses de com maior precipitação (novembro e dezembro) com concentrações variadas de 3,5±0,6 mg L-1 (WO-novembro no T1) a 5±0,1 mg L-1 (IW-novembro no T2). O TSS foi mais elevado no mês de outubro na IW com 25±3 mg L-1 no T1 e, no T2 em setembro com 13,6±3 mg L-1 (p<0,05). Para TDS o mês de agosto foi o mais elevado com 231±80 mg L-1 (IW) no T1 e 127±16 mg L-1, e no T2 foi no mês de dezembro com 89±56 mg L-1 (IW) e 80,6±42 mg L-1 (WO) (Tabelas 1 e 2). Os compostos nitrogenados apresentaram diferenças significativas (p<0,05). A amônia foi mais elevada em dezembro na IW com 47,4±3 µg L-1 para o T1, o mês de agosto não apresentou diferenças entre IW e WO com média de 8±0,5 µg L-1 (p<0,05). No T2 apenas agosto apresentou diferença significativa quando comparada IW com WO para os teores de amônia (p>0,05). Elevados teores de nitrato foram encontrados na IW do experimento com 395±93 µg L-1 no mês de outubro no T1 (p<0,05). Para o T2 agosto, setembro e outubro apresentaram maiores teores de nitrato na WO (p<0,05). Nitrito não apresentou diferença significativa (p>0,05) entre IW e WO no mês de agosto. Fósforo total apresentou diferença nos meses de novembro e dezembro (p<0,05) entre IW e WO no tratamento T1 (p<0,05). Ortofosfato não apresentou diferença significativas quando comparada IW e WO (p>0,05). O ortofosfato não apresentou diferença significativa (p>0,05) quando comparada IW com WO. Os meses de setembro e outubro na IW apresentaram os maiores teores com 24,3±2 µg L-1 e 25,7±7 µg L-1 respectivamente (Tabelas 1 e 2). Diferenças significativas (p<0,05) foram encontradas para os teores de clorofila- a nos meses de setembro, outubro e dezembro quando comparado IW e WO. Para o tratamento T2 setembro foi o único mês que não apresentou diferença entre IW e WO (p>0,05), com os maiores teores em novembro na IW 67,2±5 µg L-1 e 40±4 µg L-1 na WO. O mês de agosto foi o único que não apresentou diferenças significativas (p>0,05) entre IW e WO no T1 para DBO5. Tabela 1. Média e desvio padrão das variáveis limnológicas entre os meses analisados no tratamento T1 (2019). Treatment T1 Variables IW WO Aug Sep Oct Nov Dec Aug Sep Oct Nov Dec pH 7.9±1Aa 7.5±1Aa 8±1Aa 7.8±1Aa 7.3±0.1Aa 7±0.3Ba 6.8±0,6Ba 6.9±1Ba 7±0.5Ba 6.5±0.1Ba Temp 22.4±0.2Ac 24.2±1Ab 26.9±0.5Aa 27.7±0.7Aa 27.3±1Aa 22.1±0.2Ac 24±1Ab 25.9±0,3Ba 26.7±0.4Ba 26±0.6Ba Cond 115±11Ab 137±10Aa 141±10Aa 138±2Aa 134±2Aa 110±10Ab 119±10Bab 127±4Aa 131±1Aa 124±10Aab ORP 232 ±27Abc 185±17Bc 289±59Aab 260±44Aab 337±24Aa 281±57Aab 235±22Ab 264±51Aab 245±25Aab 308±29Aa DO 6.5±0.5Aa 5.1±0.4Ab 4.3±0.2Ab 4.7±0.1Ab 4.8±0.6Ab 6.1±0.4Aa 4±0,5Bb 4±0,5Ab 4.5±0.2Ab 4.4±0.7Ab TSS 24±6Aa 16±1Ab 25±3Aa 16±4Ab 16±5Ab 19±2Aa 13±3Aab 9±2Bb 13±3AAb 12±3Ab TDS 231±80Aa 94±57Ab 95±36Ab 83±23Ab 75±17Ab 127±16Ba 59±20Ac 96±25Aab 58±18Abc 77±25Abc NH4 8.2±0.5Ad 28.7±6Ab 23.1±3Ab 14.5±3Ac 47,4±3Aa 8.1±0.7Ac 20,2±3Bb 9.7±4Bc 8.0±2Bc 33.1±7Ba NO3 133±17Ab 351±26Aa 395±93Aa 116±90Ab 41.8±19Ac 163±17Abc 242±44Bab 294±73Ba 119±17Ac 34±8Ad NO2 26±9Abc 39,5±13Aa 30.2±6Aab 21.7±6Abc 17±3Ac 33.6±6Aa 23,8±9Bab 24.1±5Aa 9.7±3Bc 13.1±1Abc TP 39±6Aa 45±8Aa 61±16Aa 18±10Bb 15±2Bb 36±7Ab 40±4Aab 43±6Aab 33±13Ab 68±25Aa ORT 57±14Aa 67±10Aa 55±14Aa 18±11Ab 14±13Ab 46±12Aabc 51±20Aab 52±7Aa 34±15Abc 30±19Ac Chloro-a 26±6Aa 26±4Aa 27±2Aa 20±6Aa 24±6Aa 24±4Aa 15±2Bc 17±4Bbc 21±2Aab 17±2Bb DBO5 37.6±2Aa 38.9±2Aa 41±5Aa 41.1±3Aa 38.8±2Aa 38.3±4Aa 29±3Bb 27.2±2Bb 27.5±3Bb 25.2±4Bb T- Temperature (°C); Cond- Conductivity (µS.cm-1); ORP- Oxidation Reduction Potential (mV-1); DO- Dissolved Oxygen (mg L-1); TSS- Total Solids Solubilized (mg L-1); TDS- Total Dissolved solids (mg L-1); NH4- Ammonia (µg L-1); NO3- Nitrate (µg L-1); NO2- Nitrite (µg L-1); TP- Total Phosphorus (µg L-1); ORT- orthophosphate (µg L-1); Chloro-a- Chlorophyll-a (µg L-1); DBO5- Biological Demand for Oxygen (mg L-1). Letras Maiúsculas representam diferenças estatísticas entre os pontos de coleta, letra minúsculas representam diferenças estatísticas entres os meses. D o u to ran d a M ay ara G alatti T ed esq u e P ro fa. D r. L ú cia H elen a S ip aú b a T av ares 3 8 Tabela 2. Média e desvio padrão das variáveis limnológicas entre os meses avaliados no tratamento T2 (2020). Treatment T2 Variables IW WO Aug Sep Oct Nov Dec Aug Sep Oct Nov Dec pH 8.1±0.6Aa 7.7±0.2Aa 7.6±0.3Aa 7.8±0.1Aa 7.7±0.1Aa 7.5±0.1Ba 7.3±0.3Ba 7.3±0.1Aa 7.3±0.2Ba 7.2±0.1Ba Temp 22.6±0.3Ad 24.2±0.7Ac 26±0.7Ab 27.1±0.4Aa 27.7±0.4Aa 22.4±0.4Ad 23.7±0.6Ac 25.2±0.6Bb 25.9±0.6Bab 26.6±0.2Ba Cond 145±5Aa 144±4Aa 149±2Aa 146±4Aa 141±6Aa 136±7Ba 139±0.8Ba 142±1Ba 140±0.8Ba 133±3Bb ORP 247±58Aa 332±130Aa 279±61Aa 278±59Aa 338±40Aa 248±44Aa 299±67Aa 285±37Aa 314±73Aa 352±25Aa DO 5.9±2Aa 6.1±0.3Aa 5.9±0.3Aa 5±0.1Abc 4.7±0.1Ac 5.8±0.3Aa 4.8±0.5Bb 4.5±0.5Bb 3.5±0.6Bb 4.3±0.6Ab TSS 9.8±3Aa 13.6±3Aa 10±1Aa 11.4±3Aa 10.4±2Aa 5.4±2Bb 7.8±2Bb 7±2Bb 12±1Aa 5,8±2Bb TDS 76±29Aa 62.2±25Aa 94±19Aa 75.4±41Aa 89±56Aa 55.8±14Aa 59±9Aa 76.8±17Aa 65±22Aa 80.6±42Aa NH4 15.7±2Aa 7.6±3Ab 8.1±3Ab 9.2±3Ab 7.5±2Ab 8.6±0.8Bab 10±3Aa 9.7±2Aab 10±1Aa 5.5±2Ab NO3 166±47Aa 109±39Bab 145±13Bab 110±54Aab 94±27Aab 178±19Ab 204±27Ab 320±37Aa 103±35Ac 34.6±5Bd NO2 28±9Aab 16.3±5Bd 32.5±13Bbc 43±3Aa 29.1±3Ac 28.2±4Bb 24.7±4Ab 40.5±3Aa 42±3Aa 28.4±4Ab TP 78.1±7Aa 88.1±36Aa 78.4±18Aa 30±2Ab 32±5Ab 26.4±6Bab 31.3±7Ba 24.9±6Bab 26,1±2Aab 21.8±3Bb ORT 21.6±5Aab 24.3±2Aa 25.7±7Aa 16.3±2Aab 15.1±3Ab 17.1±6Aa 20.2±6Aa 20±4Aa 15.6±3Aa 14.4±4Aa Chloro-a 42.7±4Ab 40.2±8Ab 35.4±3Ab 67,2±5Aa 43.1±5Ab 25.6±5Bb 35±12Aab 25.8±4Bb 40±4Ba 32±5Bab DBO5 70.7±8Aab 65.2±13Ab 87.2±11Aa 55.7±11Abc 46.8±5Ac 53.8±13Bb 72±8Aa 74.8±12Aa 43±3Bb 40.7±6Ab T- Temperature (°C); Cond- Conductivity (µS.cm-1); ORP- Oxidation Reduction Potential (mV-1); DO- Dissolved Oxygen (mg L-1); TSS- Total Solids Solubilized (mg L-1); TDS- Total Dissolved solids (mg L-1); NH4- Ammonia (µg L-1); NO3- Nitrate (µg L-1); NO2- Nitrite (µg L-1); TP- Total Phosphorus (µg L-1); ORT- orthophosphate (µg L-1); Chloro-a- Chlorophyll-a (µg L-1); DBO5- Biological Demand for Oxygen (mg L-1). Letras Maiúsculas representam diferenças estatísticas entre os pontos de coleta, letra minúsculas representam diferenças estatísticas entres os meses. D o u to ran d a M ay ara G alatti T ed esq u e P ro fa. D r. L ú cia H elen a S ip aú b a T av ares 3 9 Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 40 No tratamento T1 a demanda biológica de oxigênio foi baixa em outubro (41±5 mg L-1 na IW e 27,2±2 mg L-1 na WO) e mais elevada no tratamento T2, no mês de setembro na saída de água (WO) com 72±8 mg L-1 (p>0,05) (Tabelas 1 e 2). Na entrada de água (IW) as concentrações de coliformes termotolerantes no viveiro foram elevadas variando de 4,8±1 a 3,0±1 NMP.100mL-1 no T1 e de 5,0±1 a 3,4±0,9 NMP.100mL-1 no T2. Independente da distribuição das macrófitas no viveiro a redução de coliformes termotolerantes foi elevada sendo baixa entre agosto a novembro no T2, variando de 0,04±0,001 a 0,07±0,01 NMP.100mL-1 (Figura 14). Figura 14. Variação mensal de coliformes termotolerantes (NMP.100mL-1) nas amostras de água nos dois tratamentos (T1 e T2). Comparando os dois tratamentos (T1 e T2) nos dois pontos amostrais (IW e WO) submetidos a análise de componentes principais (PCA) evidenciou que 35% de resposta, com dois agrupamentos diferenciados, relacionando as variáveis com maior eficiência de remoção para cada mês e tratamento (Figura 15). O eixo 1 (20,43%), apresentou uma relação negativa com o mês de agosto na IW e WO no T1 relacionado a coliformes, pois foi o mês que apresentou maiores valores para este componente. A maioria dos dados da IW e WO no mês de setembro no tratamento T2 estão relacionados a este eixo. Componentes como fósforo total, DBO, clorofila-a e pH apresentaram grande remoção no tratamento T2. 0 2 4 6 8 Aug Sep Oct Nov Dec Aug Sep Oct Nov Dec T1 N M P. 1 0 0 m l-1 IW WO 0 2 4 6 8 Aug Sep Oct Nov Dec Aug Sep Oct Nov Dec T2 N M P. 1 0 0 m l-1 IW WO Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 41 Figura 15. Análise dos componentes principais das variáveis limnológicas e coliformes termotolerantes dos dois tratamentos (T1 e T2) comparando os pontos de coletas para os destinados meses. Para o eixo 2 (15,89%) amônia, condutividade temperatura, TSS, nitrato e ortofosfato estão relacionados ao T1, os três últimos componentes estão negativamente relacionados ao mês de outubro na IW e os outros três componentes estão positivamente relacionados a WO nos meses de setembro, outubro, novembro e dezembro e a IW de dezembro (Figura 15). 6.3 Eficiência de remoção A eficiência de remoção nos dois tratamentos utilizados foi maior na saída de água (WO) (Tabela 3). Tabela 3. Concentração das variáveis limnológicas na entrada (IW e saída (WO) de água do viveiro e a eficiência de remoção (ER%) durante o período experimental. Variables T1 T2 IW WO ER% IW WO ER% TSS (mg L-1) 19.4±5 13.2±3 29.4 11.04±3 7.6±2 32.3 TDS (mg L-1) 115±57 83.4±4 22.7 79.32±35 67.4±25 14.5 NH4 (µg L-1) 24.3±4 15.8±5 32.7 48.1±2 8.7±1 14.3 NO3 (µg L-1) 207±40 170±45 15.1 124.8±29 167.9±20 13.8 NO2 (µg L-1) 26.8±11 20.8±7 27.3 29.78±8 32.7±3 5.4 TP (µg L-1) 35.4±8 44±10 9.6 61.2±20 130.5±5 47.4 ORT (µg L-1) 42.2±13 42.6±24 8.9 20.6±4 17.4±5 12.5 Chloro-a (µg L-1) 24.6±5 18.8±3 38.6 63.1±5 158.4±5 29.2 DBO (mg L-1) 39.5±3 29.4±4 25.6 55.7±11 56.8±8 14.8 TC (nmp100ml-1) 4±0.4 1.2±0.2 74.72 4.4±0.7 0.1±0.02 97.8 TSS- Total Solids Solubilized; TDS- Total Dissolved solids; NH4- Ammonia; NO3- Nitrate; NO2- Nitrite; TP- Total Phosphorus; ORT- orthophosphate; Chloro-a- Chlorophyll-a; DBO5- Biological Demand for Oxygen; TC- Thermotolerant Coliforms. -6 -5 -4 -3 -2 -1 0 1 2 3 4 5 Factor 1: 20,43% -6 -5 -4 -3 -2 -1 0 1 2 3 4 5 F ac to r 2 : 1 5 ,8 9 % Ago IW Ago WO Set IW Sete WO Out IW Out WO Dez WO Nov IW Nov WO Dez IW Ago IW Ago WO Set IW Set WO Out IW Out WO Dez WO Nov IW Nov WO Dez IW T 1 T2 Coliformes Ortofosfato Fosforo Total Nitrito Nitrato Amonia Acanilidade DBO Clorofila -a TSS TDS ORP Oxigenio Condutividade pH Temperatura Coliformes Ortofosfato Fosforo Total Nitrito Nitrato Amonia Acanilidade DBO Clorofila -a TSS TDS ORP Oxigenio Condutividade pH Temperatura Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 42 sendo que no tratamento T2, onde as macrófitas ficaram distribuídas em quase toda a superfície da água, foi maior para TDS, NH4, NO3, NO2, Cloro-a e DBO5. A maior remoção foi observada para coliformes termotolerantes com 74,7% no T1 e 97,8% no T2. Baixas eficiências de remoção (abaixo de 10%) foram apresentadas para TP com 9,6% e ORT com 8,9% no T1 e para NO2 com 5,4% no T2. 6.4 Análise de Sedimento Diferenças estatísticas foram encontradas nas análises de sedimento (p<0,05). O pH foi ácido durante toda a fase experimental nos dois tratamentos. No tratamento T1 a MO foi mais elevada (p<0,05) no mês de agosto na WO (22,5±5,5 g L-1). Para IW apenas o mês de novembro apresentou o menor teor com 10±0 g L-1. No tratamento T2 a matéria orgânica foi bem mais elevada na WO (p<0,05), chegando a 55±3 g L-1 no mês de agosto, sendo que na entrada do experimento não ultrapassou em média 12,5 g L-1 (Tabela 4). Para o fósforo (P), elevados teores foram encontrados na WO nos dois tratamentos (p<0,05), porém, o mês de outubro do T1 não apresentou diferenças significativas (p>0,05) quando comparada IW com WO. No T2 variou de 26±1 mg L-1 no mês de agosto na IW a 102±14,5 mg L-1 no mês de setembro na WO, em ambos os tratamentos o mês de agostos apresentou os menores teores quando comparado os meses (p<0,05) (Tabela 4). Foram analisados dois micronutrientes, o cálcio (Ca) e o magnésio (Mg), sendo que o Ca foi encontrado em maior teor no mês de agosto (p<0,05) com 28,5±2,5 µg L-1 na IW e 42,5±13 µg L-1 na WO no T1. Para o tratamento T2 apenas o mês de dezembro não apresentou diferença significativas quando comparado IW com WO, em média com 53 µg L-1 (p>0,05). Para o Mg no tratamento T1 os meses de agosto e outubro na IW foram observados os menores teores dentro os cinco meses (p<0,05) amostrados. Na WO os meses mais chuvosos como novembro e dezembro apresentaram em média 5,5±0,5 µg L-1 sendo que o mês de agosto na WO apresentou o maior teor deste micronutriente (11±2 µg L-1). No tratamento T2 não foi encontrada diferença significativas (p>0,05). O potássio (K) foi similar nos pontos IW e WO durante todo o experimento (p>0,05) nos dois tratamentos (Tabela 4). Tabela 4: Valores obtidos para os parâmetros medidos no sedimento na entrada (IW) e saída (WO) da água do viveiro nos dois tratamentos utilizados (T1 e T2) durante os meses experimentais. OM – Organic Matter (g L-1).; P – Phosphorus (mg L-1); Ca – Calcium (µg L-1); Mg – Magnesium (µg L-1); K – Potassium (µg L-1). Letras Maiúsculas representam diferenças estatísticas entre os pontos de coleta, letra minúsculas representam diferenças estatísticas entres os meses. Treatment 1 Variables IW Aug Sep Oct Nov Dec Aug Sep Oct Nov Dec pH 5.2±0.05Ab 5.4±0.05Aab 5.3±0.2Aab 5.7±0.05Aa 5.6±0.1Aa 5.3±0Aa 5.3±0.05Aa 5.2±0.3Aa 4.8±0.1Bb 4.9±0Bb OM 12.5±1.5Ba 13±1Aa 13±1Aa 10±0Bb 11±1Aa 22.5±5.5Aa 11.5±1.5Ab 11.5±1.5Ab 15±4Aab 13±1Ab P 28.5±2.5Bc 25.5±2.5Bc 47.5±17Aa 31.5±5.5Bb 28.5±5.5Bc 49.5±10Aa 39.5±2.5Ac 45.5±14Ab 48±12Aa 51.5±3.5Aa Ca 28.5±2.5Ba 28±2Ba 29.5±1.5Aa 26.5±0.5Ab 25.5±0.5Ab 42.5±13Aa 31±3Ab 25.5±2.5Bb 25.5±3Ab 26±0.1Ab Mg 7.5±0.5Bb 8.5±0.5Aab 7.5±1.5Ab 9±0Aa 8±0Ab 11±2Aa 7.5±1.5Aab 7±1Aab 5±1Bb 5.5±0.5Bb K 1.7±0.2Aa 1.5±0.1Aa 1.5±0.05Aa 1.4±0.5Aa 1.3±0.05Aa 2.1±0.5Aa 1.8±0.2Aa 1.5±0.1Aa 1.5±0.2Aa 1.4±0.2Aa Treatment 2 Variables IW Aug Sep Oct Nov Dec Aug Sep Oct Nov Dec pH 5.7±0.2Ab 5.5±0Ab 6.4±0Aa 5.9±0.2Ab 6.3±0.05Aa 5.1±0.2Aa 5.2±0Aa 5.3±0Aa 5.3±0Aa 5.6±0.1Ba MO 12±0.5Ba 13±0.5Ba 12±0Ba 13±0.5Ba 13±1Ba 53±0.5Aa 55±3Aa 45±0Ab 51±0.5Aa 33±3Ac P 26±1Bd 42±9.5Bc 63±5.5Ba 47±7Bc 53±7.5Bb 78±2Ac 102±14Aa 75±25Ac 87±1Ab 68.5±8.5Ac Ca 29±1.5Bb 31±2Bb 46±0.5Ba 32±10Bb 53±5Aa 52±4Ab 49±2Ab 79±4Aa 58±2Ab 53±1.5Ab Mg 9±0.5Ab 9±1Ab 13±0Aa 8±0.5Ab 10±0.5Ab 11±0.5Aa 10±0.5Aa 11±0Aa 12±0.5Aa 11±0.5Aa K 1.4±0.05Aa 1.6±0.1Aa 1.6±0Aa 1.2±0.1Aa 1.6±0.05Aa 1.9±0.5Aa 1.8±0.05Aa 1.5±0Aa 1.9±0.05Aa 1.7±0.1Aa P ro fa. D r. L ú cia H elen a S ip aú b a T av ares D o u to ran d a M ay ara G alatti T ed esq u e 4 3 Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 44 6.5 Zooplâncton A comunidade zooplanctônica foi composta por 45 espécies, com 40 de Rotifera, três de Copepoda e dois de Cladocera. Rotifera apresentou eleva abundância relativa apresentando na entrada do viveiro 76% e 72% e na saída do viveiro com 61% e 50% , nos tratamentos T1 e T2, respectivamente Cladocera e Copepoda apresentaram maior abundância na saída (WO) do viveiro, onde Copepoda apresentou 34,2% (T1) e 44,6% (T2) e Cladocera apresentou 4,5% (T1) e 5,3% (T2) (Figura 16). Figura 16. Abundância relativa da comunidade zooplanctônica da entrada (IW) e saída (WO) de água nos dois tratamentos (T1 e T2). As espécies de Cladocera e de Copepoda estiveram presentes ao longo do período experimental nos dois tratamentos, o mesmo não ocorreu com as de Rotifera onde Brachionus havanaensis esteve ausente na IW e, Colurella uncinata e Lecane cornuta foram ausentes na WO nos dois tratamentos. As espécies do gênero Filinia (F. opoliensis e F. longisteta) só estiveram presentes em dezembro tanto no T1 quanto no T2. Já Proales doliares esteve presente somente em agosto e setembro durante o período experimental (Anexo Tabelas 8 e 9). A flutuação da comunidade zooplanctônica durante os cincos dias consecutivos nos meses estudados foram intensas, estando os Cladocera em maior densidade na saída de água (WO) nos dois tratamentos. Rotifera apresentou maior densidade no T2 na entrada de água (IW) e Copepoda uma tendência de maior densidade na saída de água nos meses de outubro, novembro e dezembro. Rotifera tendeu a decrescer ao longo do 0% 20% 40% 60% 80% 100% IW WO IW WO T1 T2 % Cladoceran Copepod Rotifer Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 45 período experimental no T1 e no T2, já Cladocera e Copepoda na saída de água (WO) a densidade aumentou a partir de setembro (Figura 17). Figura 17. Flutuação da comunidade zooplanctônica durante os cinco dias de coleta de referente a cada mês nos dois tratamentos (T1 e T2) na entrada (IW) e saída (WO) de água. Nos dois tratamentos a maior biomassa foi observada na saída de água (WO) com 8.274,42 ind L-1. Se comparada as entradas de água a maior biomassa foi no T1 com 6.109,64 ind L-1. Foram observadas cinco espécies dominantes nos dois tratamentos ( Ascomorpha sp., Keratella cochleares, Proales doliares, Proales sp) (Tabela 5, 8 e 9 anexos). As espécies de Cladocera Bosmina longirostris e Diaphanosoma birgei fotam abundantes no T2 em novembro e dezembro, já os nauplios de Calanoida e Cyclopoida foram abundantes nos dois tratamentos ao longo do período experimental. Entre as espécies de Rotifera Brachionus falcatus, Epiphanes macrourus, Epiphanes sp e Lepadella ovalis foram abundantes ao longo do período experimental. Testudinella patina e Trichocerca longiseta foram abundantes somente na IW, já Euchlanis sp. em agosto e setembro na IW e WO do tratamento T1. No tratamento T2 somente Colurella obtusa foi abundante na WO nos meses estudados Brachionus caldatus, Epiphanes macrourus, 0 250 500 750 1000 Cladocera In d .L -1 T1 0 1000 2000 3000 Copepoda In d .L -1 0 2000 4000 6000 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 Rotifera In d .L -1 IW WO 1 1111 33333 55555 A S O N D 0 250 500 750 1000 Cladocera In d .L -1 T2 0 1000 2000 3000 4000 Copepoda In d .L -1 0 2000 4000 6000 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 Rotifera In d .L -1 IW WO 1 1111 33333 55555 A S O N D Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 46 Lepadella ovalis, Keratella tropica foram abundantes em variados meses do período experimental (Tabela 8 e 9 – Anexo). Os índices ecológicos da comunidade zooplanctônica durante período experimental foi maior na WO, sendo mais elevado no T2. Na entrada de água (IW) somente equitabilidade foi maior no T1 (Tabela 5). Tabela 5. Índices ecológicos, espécies abundantes e número total da comunidade de Zooplanctônica na entrada (IW) e Saída (WO) de água nos dois tratamentos (T1 e T2). Índices Ecológicos T1 T2 IW WO IW WO Equitabilidade 0.56 0.64 0.41 0.72 Riqueza 60 70 69 81 Diversidae (H’) 1.09 1.38 1.18 1.48 Total de espécies abundante 15 19 11 20 Total de espécies dominantes 9 8 8 9 Zooplankton total (ind.L-1) 6,109.64 8,927.98 5,909.71 8,274.42 6.4 Biomassa da Eichhornia crassipes As plantas controle foram coletadas para uma avaliação inicial da biomassa das macrófitas. N, S, Fe, Zn, Cu e Mn foram os elementos que apresentaram menores concentrações nas plantas controle. Boro foi o único micronutriente que as concentrações foram mais elevadas nas plantas controle com 0,3 mg kg-1 no T1 e 0,2 mg kg-1 no T2 (Tabela 6). Os nutrientes mais abundantes na biomassa das plantas foram P, K, Ca, Mg e N, sendo P o mais abundante nos dois tratamentos. Os outros nutrientes foram abaixo de 15 mg kg-1 (Fe). No tratamento T1 o P foi o mais abundante e no T2 o K também apresentou concentrações mais elevadas que o P em agosto (IW) e de setembro a outubro (IW e WO). No entanto o que apresentou a mais elevada concentração foi Ca somente no mês de agosto nos dois tratamentos 100 e 80 mg kg-1 no T1 e 170 e 90 mg kg-1 no T2, na entrada e saída de água, respectivamente. N foi abundante em concentrações menores que o P e K e maiores do que Ca, variando de 38,6 mg kg-1 (dez, WO) a 51,6 mg kg-1 (nov, IW) no T1 e de 36,8 mg kg-1 (nov, WO) a 50,1 mg kg-1 (ago, WO) no T2. O Zn e B apresentaram as menores concentrações, abaixo de 0,9 mg kg-1 (out, WO, T2) para o Zn e de 0,2 mg kg- 1 para o B. No tratamento T1 na IW as concentrações de Zn foram bem menores que a de B, variando de 0,03 a 0,05 mg kg-1. As concentrações de Cu foram menores no T2, Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 47 variando 0,2 a 0,8 mg kg-1, ao contrário ocorreu com o Fe variando de 8 a 15 mg kg-1 no T2 e de 5 a 9 mg kg-1 no T1, ao longo do período experimental. O S nos dois tratamentos na saída de água (WO) as concentrações foram iguais a 1 mg kg-1 e na entrada de água (IW) variou de 2 a 3 mg kg-1 no T1 e de 1 a 7 mg kg-1 no T2. O Mn apresentou concentrações iguais na IW e WO no tratamento T2 e no T1 a variação foi de 0,9 a 1 mg kg-1 (Tabela 6). Tabela 6: Variáveis de macro e micronutrientes das plantas Eichhornia crassipes (Mart.) Solms antes (controle) e durante o período experimental nos tratamentos T1 e T2 na entrada (IW) e saída (WO) de água do viveiro. As plantas alcançaram 8,5 a 55 cm no T1 e de 10,8 a 49,5 cm no T2 de comprimento total (rizoma mais plantas aérea) em 28 dias de crescimento, havendo necessidade da troca das plantas a cada 4 semanas. As plantas localizadas na saída da água em geral foram maiores. O crescimento foi maior a partir de 14 dias, praticamente atingindo quase o dobro do tamanho inicial. O crescimento foi similar entre os dois tratamentos variando de 10,5±2,5 cm no início e 49,4±6 cm no final para o T1 e para o T2 foi e 11,5±2 cm a 45±5 cm (Figura 18). Treatment 1 Varables IW WO Control Aug Sep Oct Nov Dec Aug Sep Oct Nov Dec N (g Kg-1) 30,7 40,8 45,6 47,9 51,6 41,9 35,5 40,6 45,6 49,7 38,6 P (g Kg-1) 60,4 80,1 75,6 73,8 79,5 79,9 70,2 70,8 68,3 78,6 83,6 K (g Kg-1) 70,1 65,9 59,8 57,8 53,7 48,9 65,8 68,3 60,9 63,7 59,8 Ca (mg Kg-1) 90 100 10 10 12 12 80 50 50 50 50 Mg (mg Kg-1) 30 40 40 30 30 30 20 20 20 20 20 S (mg Kg-1) 0,75 2 3 2 2 2 1 1 1 1 1 Fe (mg Kg-1) 4 5 6 6 5 5 9 8 8 8 7 Zn (mg Kg-1) 0,03 0,03 0,04 0,03 0,03 0,05 0,05 0,6 0,1 0,3 0,5 Cu (mg Kg-1) 0,2 1 1 1 2 1 3 4 3 3 4 Mn (mg Kg-1) 0,9 0,9 1 0,9 1 0,9 0,9 1 1 1 1 B (mg Kg-1) 0,3 0,2 0,2 0,2 0,2 0,2 0,2 0,2 0,2 0,2 0,2 Treatment 2 Variables IW WO Control Aug Sep Oct Nov Dec Aug Sep Oct Nov Dec N (g Kg-1) 32,2 42,6 46,5 45,8 46,8 41,9 50,1 42,9 43,5 36,8 38,5 P (g Kg-1) 63,5 52 53 52 79,5 102 63 51 57,5 78,6 87,5 K (g Kg-1) 65,1 65,9 63,3 60,6 69,8 65,8 60,8 61,6 61,1 61,8 61,3 Ca (mg Kg-1) 81 170 30 10 10 30 90 30 10 60 50 Mg (mg Kg-1) 31 20 50 40 10 10 10 10 20 20 20 S (mg Kg-1) 0,5 1 5 6 3 7 1 1 1 1 1 Fe (mg Kg-1) 4 8 8 9 10 9 10 9 9 14 15 Zn (mg Kg-1) 0,01 0,02 0,06 0,2 0,07 0,6 0,04 0,7 0,9 0,08 0,7 Cu (mg Kg-1) 0,2 0,6 0,6 0,3 0,5 0,2 0,4 0,6 0,8 0,4 0,3 Mn (mg Kg-1) 0,7 1 0,9 1 1 1 1 0,9 1 1 1 B (mg Kg-1) 0,2 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 48 Figura 18: Avaliação semanal do crescimento das macrófitas nos dois tratamentos (T1 e T2) na IW e WO. 7. DISCUSSÃO Neste estudo a distribuição das plantas influenciou na remoção de diversos parâmetros sendo mais efetivo no T2 para o fósforo, coliformes termotolerantes e TSS. Para os demais parâmetros o T1 apresentou melhores taxas de remoção. A eficiência de remoção depende principalmente, da condutividade hidráulica da matriz de suporte da fauna associada com tipo e quantidade de microrganismos, fornecimento de oxigênio para os microrganismos, características químicas do substrato (Saeed e Sun, 2012), bem como o clima e latitude da região (Araújo et Al., 2016). Durante quase toda a fase experimental foi observado elevada condutividade, pH alcalino e o OD abaixo de 6,5 mg L-1, chegando a 3,5 mg L-1 em novembro no tratamento T2. A presença das plantas aquáticas pode determinar pequenas flutuações no pH, e menores teores de oxigênio dissolvido e condutividade elétrica elevada (Crispim et al., 2009). Os teores de clorofila-a foram influenciados pela distribuição das macrófitas nos dois tratamentos. No T2 apresentou maior remoção com 59,5% isso porque as macrófitas ficaram distribuídas de forma espalhadas ao longo do viveiro, influenciando as zonas de remanso do viveiro. Os TSS e TDS no tratamentoT1, em outubro e agosto apresentaram significância quando comparada IW e WO afirmando que a diferença está entre os meses e não no tratamento, somente TSS no T2 apresenta uma diferença significativa entre entrada e saída de água neste caso indicando que a distribuição das plantas influenciou no tratamento deste viveiro. T1 1 7 14 21 Time (days) 0 20 40 60 cm IW WO T2 1 7 14 21 Times (days) 0 20 40 60 cm IW WO Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 49 No entanto, quando as plantas flutuantes formam extensos tapetes podem ter efeito adverso nos ecossistemas de água doce, criando condições anóxicas, que reduzem fortemente a biomassa animal e diversidade, dificultando a produção de peixes (Scheffer et al. 2003, Chatterjee e Dewanji 2014). Assim, uma das maiores dificuldades na aplicação das macrófitas no tratamento é seu controle, pois esses produtores primários crescem rápido, invadindo o local e por isso é necessário acompanhar o crescimento, removendo de forma consistente as plantas maiores ao longo do tempo. Neste estudo o crescimento foi rápido havendo a necessidade de troca a cada 28 dias. O uso de macrófitas no tratamento da água tem efeito diretamente no meio aquático, uma vez que essas plantas ocupam espaços diferentes na coluna d’água e utilizam diferentes estratégias de crescimento, na obtenção de nutrientes e de sobrevivência. Eichhornia crassipes apresenta atividade antibacteriana contra Enterococcus faecalis, Escherichia coli e Staphylococcus aureus e atua na inibição do crescimento de diversas outras bactérias, devido a sua atividade inibidoras de glicosídeos saponinas e suas agliconas, impedido assim o desenvolvimento destes microrganismos (Gutiérrez-Morales et al., 2017). Neste estudo, foi observado a eficiência das macrófitas na remoção de coliformes, com 74% no T1 e 97% no T2 de remoção, agosto no T1, sendo influenciado pelo tempo de adaptação das plantas, colocadas com quinze dias de antecedência, antes da coleta e prejudicando sua eficácia. Assim, foi verificado que as plantas para esse tipo de tratamento têm maior eficácia de remoção após 15 dias de introdução no sistema. Algumas espécies de macrófitas possuem capacidade de absorver metais tóxicos e purificar águas contaminadas (Gago, 2019). Essas plantas possuem um sistema radicular capaz de adsorver partículas dissolvidas em água, além disso, suas raízes podem servir de morada para bactérias e fungos que assimilam matéria orgânica tornando-a disponível para ser absorvidas pelas macrófitas (Fletcher et al., 2022). A capacidade das plantas flutuantes em remover nutrientes pode ser usada para melhorar a qualidade da água, especialmente Eichhornia crassipes, a principal macrófita flutuante geralmente estudada. Sipaúba-Tavares et al. (2002) verificaram que a redução dos níveis de nitrato, fósforo total e ortofosfato foram eficientes com o uso de E. crassipes em wetlands. Para determinar os estoques de nutrientes das plantas (potencial de recuperação de recursos), as macrófitas tem maior capacidade de absorção para os poluentes do tipo macronutriente, em oposição aos estoques do tipo micronutriente, sugerindo que o acúmulo de biomassa é uma característica crítica para a exportação e recuperação de N, Doutoranda Mayara Galatti Tedesque Profa. Dr. Lúcia Helena Sipaúba Tavares 50 P, K , Mg, Ca e, de fato, Mo (Zhou et al., 2017). Isso está relacionado a estratégias de crescimento das plantas entre a energia investida na reprodução versus o crescimento vegetativo para monopolizar a luz (Craft, 2016). Concentrações teciduais mais altas, impulsionadas por características fisiológicas, plasticidade fenotípica e concentrações de poluentes no meio de crescimento provavelmente são mais importantes na determinação de estoques permanentes de poluentes do tipo micronutriente Cu, Fe e Zn (Ali et al. , 2013). Se o regime de colheita ao longo do tempo não for considerado, a recuperação de macronutrientes é mais facilmente alcançada simplesmente colhendo plantas de alta biomassa, enquanto para micronutrientes é necessária uma atenção mais próxima à especificidade da espécie, particularmente para identificar hiperacumuladoras. O P tende a ser superior nas camadas mais profundas do sedimento (Colman et al., 2016). As fortes chuvas em sistemas de aquicultura aumentam a quantidade de P na coluna d’água, confirmando assim a eficiência das macrófitas na remoção, apresentando grandes quantidade deste composto em sua biomassa. Elevadas concentrações de MO se acumulam na superfície do sedimento em viveiros com o passar dos anos principalmente, quando não ocorre um manejo adequado. Em geral, as concentrações de MO são maiores na superfície do sedimento e alguns centímetros abaixo (Bhadha e Jawitz, 2010). Neste estudo,