
 
UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “Júlio de Mesquita Filho” - UNESP  

INSTITUTO DE BIOCÊNCIAS DE BOTUCATU - IBB  

  
Caio Augusto Gomes Goes  

  
Análise comparativa da diversidade de satélites nos gêneros da família 

Erythrinidae (Characiformes, Teleostei)  

  
Orientador: Prof. Assoc. Fabio Porto Foresti Co-orientador: Prof. Dr. Ricardo Utsunomia  

  
Botucatu, SP - 2023 –  

 
2  

  
UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “Júlio de Mesquita Filho” - UNESP  

INSTITUTO DE BIOCÊNCIAS DE BOTUCATU - IBB  

  
Caio Augusto Gomes Goes  

  
Análise comparativa da diversidade de satélites nos gêneros da família 

Erythrinidae (Characiformes, Teleostei)  

  
Tese apresentada ao Instituto de 
Biociências de Botucatu, Universidade 
Estadual Paulista - UNESP, como parte dos 
requisitos para a obtenção do título de 
Doutor em Ciências Biológicas (Zoologia).   

  
Orientador: Prof. Assoc. Fabio Porto Foresti Co-orientador: Prof. Dr. 

Ricardo Utsunomia  

  
Botucatu, SP - 2023 -  

  
3  

  
UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA

Câmpus de Botucatu

ATA DA DEFESA PÚBLICA DA TESE DE DOUTORADO DE CAIO AUGUSTO GOMES GOES,
DISCENTE DO PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS BIOLÓGICAS (ZOOLOGIA),
DO INSTITUTO DE BIOCIÊNCIAS - CÂMPUS DE BOTUCATU.

Aos 26 dias do mês de janeiro do ano de 2024, às 09:00 horas, no(a) Departamento de

Ciências Biológicas – UNESP Bauru, realizou-se a defesa de TESE DE DOUTORADO de CAIO

AUGUSTO GOMES GOES, intitulada Análise comparativa da diversidade de satélites

nos gêneros da família Erythrinidae. A Comissão Examinadora foi constituida pelos

seguintes  membros:  Prof.  Dr.  FABIO  PORTO  FORESTI  (Orientador(a)  -  Participação

Presencial)  do(a)  Departamento  de  Ciências  Biológicas  /  Faculdade  de  Ciências  –

Universidade Estadual  Paulista Júlio  de Mesquita Filho –  Campus de Bauru,  Prof.  Dr.

MARCELO DE BELLO CIOFFI (Participação Presencial) do(a) Departamento de Genética e

Evolução / Universidade Federal de São Carlos (UFSCAR), Prof. Dr. ROBERTO FERREIRA

ARTONI (Participação Presencial) do(a) Departamento de Biologia Estrutural, Molecular e

Genética / Universidade Estadual de Ponta Grossa , Pós-Doutorando DUILIO MAZZONI

ZERBINATO DE ANDRADE SILVA (Participação Virtual) do(a) National Institute of Health,

Profa.  Dra.  FERNANDA  DOTTI  DO  PRADO  (Participação  Virtual)  do(a)  Universidade

Estadual  do  Norte  do  Paraná.  Após  a  exposição  pelo  doutorando  e  arguição  pelos

membros da Comissão Examinadora que participaram do ato, de forma presencial e/ou

virtual, o discente recebeu o conceito final:_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ . Nada mais havendo, foi

lavrada a presente ata, que após lida e aprovada, foi assinada pelo(a) Presidente(a) da

Comissão Examinadora.

Prof. Dr. FABIO PORTO FORESTI

Instituto de Biociências - Câmpus de Botucatu -
Rua Doutor Antonio Celso Wagner Zanin, s/nº, 18618689

http://www.ibb.unesp.br/#!/pos-graduacao/ciencias-biologicas-zoologia/CNPJ: 48031918002259.

Aprovado 


4  

  
“Não nos cabe decidir o tempo em que vivemos. Apenas 

precisamos decidir o que fazer com o tempo que nos é dado.”  

  
J. R. R. Tolkien  
  

5  

  
Esse trabalho é dedicado à minha filha Clara, que eu ainda nem 

conheço mas já me faz querer ser uma pessoa melhor.  

  
6  

  
Agradecimentos  

  
Muitas pessoas me ajudaram a concluir essa etapa, e todas merecem um agradecimento 

especial.  

  
Agradeço a Deus pelo caminho até aqui, que não foi fácil, mas que eu não mudaria nada.  

  
A Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior – CAPES, pelo auxílio 

concedido.  

  
A Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho – UNESP, por todo o conhecimento 

adquirido aqui, seja acadêmico ou pessoal.  

  
Ao Instituto de Biociências, da Universidade Estadual Paulista, campus de Botucatu, pela 

oportunidade de concluir a pós-graduação.  

  
Ao Laboratório de Genética de Peixes, local que me fascinou e me fez mudar de carreira. 

Terminamos nossa jornada juntos, e mal posso esperar para o que vem no novo Laboratório de 

Genômica e Conservação de Peixes.  

  
As instituições parceiras por todo o apoio oferecido a esse trabalho e a mim: Laboratório de 

Biologia e Genética de Peixes (Botucatu), Laboratório de Citogenética de Peixes (São Carlos), e 

Laboratório de Biotecnologia de Peixes (Pirassununga).  

  
Ao meu orientador, Prof. Doutor Fábio Porto-Foresti, por ter visto meu potencial, quando nem 

eu mesmo sabia disso. Com certeza você é uma pessoa chave na minha vida, que alterou totalmente 

o rumo que ela ia levando. Obrigado por todo o aconselhamento, ensinamentos, amizade, desafios, 

momentos de descontração e de suporte. Obrigado por sempre estar disponível para uma boa 

conversa, seja ela por motivos profissionais ou pessoais. Com você eu aprendo todo dia, e em algum 

momento da minha vida eu gostaria de lidar com pessoas do mesmo jeito que você. Obrigado por 

me fazer cientista e uma pessoa muito melhor.  

  
Ao meu coorientador, Prof. Doutor Ricardo Utsunomia, por toda a orientação profissional e 

amizade. Com certeza você é um dos pesquisadores mais influentes da minha carreira, e obrigado 

por me ensinar tanto.  


7  

  
Ao Prof. Dr. Marcelo Cioffi, e a toda equipe do Laboratório de Citogenética de Peixes da 

UFSCAR, em especial aos amigos Francisco e Renata. Vocês foram essenciais para o desenvolvimento 

desse trabalho e são inspirações para mim. Muito obrigado pela parceria, oportunidades e 

reconhecimento.  

  
A todos os companheiros do Laboratório de Genômica e Conservação de peixes, que foram 

muito importantes para todo o desenvolvimento do meu doutorado. Zeni, Henrique, Natalia, 

Amanda, Gabi, Verônica, Camila, Eduardo, Bia, Mel, Vitor, Helio, Kevin, Michel, Auany, Mariana, 

Letícia, Tadaka, Gabriel, Vinicius, Mingau, José, Gisloti, Lara, Luisa, Giovanna Igepi, Giovana e 

Manuela. E a todos os incontáveis amigos que participaram desse grupo, mas seguiram seus próprios 

caminhos. Cada um de vocês participou da minha formação de alguma maneira, e seria impossível 

passar por todo esse caminho se não fosse na companhia de pessoas tão especiais. Quando a hora 

chegar, vou guardar com carinho lembranças de cada um de vocês.   

  
A todos os amigos que fiz após minha saída de Pirajuí, em especial Raul, Angela, Ana Julia, 

Eduardo, Giovanna, Beca, Edgar e Ana Luísa. É graças aos momentos felizes do lado de vocês que 

suportei as dificuldades que encontrei por aqui.  

  
Aos meus sogros, Daniel e Liene, meus cunhados, Daniel, Natalia, Aline e Saulo, e a toda a 

minha família de modo geral. Tem um pedacinho de vocês em cada uma dessas páginas e muito 

obrigado por todo o apoio.  

  
Aos meus maiores e mais antigos amigos, Ewerton, Lucas, Neto, Marcelo, Gleice, Pilpo, 

Daniel, Adolfo e Ana Clara. Hoje nos vemos muito pouco, e a falta que sinto da companhia de vocês 

é a maior prova de que construímos uma amizade verdadeira e duradoura. Algumas das minhas 

memórias mais felizes estão ligadas a vocês, e todos vocês moram em meu coração. É uma alegria 

para mim saber que nossas aventuras juntos estão muito longe de acabar.  

  
Aos meus pais, Donizeti e Nilva, que são as pedras fundamentais que sustentam a minha vida. 

Eu mal consigo imaginar o quanto vocês sacrificaram para que eu conseguisse chegar até aqui. Pai, 

você sempre foi o meu exemplo e a minha bússola para saber se aquele era o caminho certo a se 

seguir. Muito obrigado por me ensinar toda sua honestidade, sua honra e por ser o espelho de pai 

que eu gostaria de seguir. Eu já te disse uma vez, mas se conseguir ser a metade da pessoa que o 

senhor é, ficarei plenamente satisfeito. Mãe, muito obrigado por estar sempre cuidando de mim, 

seja de perto ou de longe. Eu consigo sentir seu zelo e amor mesmo aqui de Bauru, e sinto sua 

presença sempre perto de mim. Muito obrigado por vocês me amarem incondicionalmente, e por 

me darem sempre um lugar para voltar.  

  
8  

  
A minha amada esposa, Karoline. Da última vez que escrevi um agradecimento, ainda éramos 

namorados, e uma das minhas maiores alegrias foi ter me casado com você. Esses últimos tempos 

não foram nada fáceis, e saiba que se você não estivesse ao meu lado, eu não teria chegado até aqui. 

Obrigado por me causar os sorrisos mais sinceros e enxugar as lágrimas mais verdadeiras. Você é a 

pessoa que me dá propósito, que me faz levantar e seguir em frente, que me faz enfrentar medos e 

receios. Todo dia eu quero ser um homem melhor para ser merecedor de estar do seu lado. Tudo o 

que construímos juntos é especial porque é feito a base do nosso amor, que é o sentimento mais 

lindo que eu já senti. Tenho muito orgulho da mulher que você é, com posicionamento, 

contestadora, feminista, gentil e amorosa. Tenho certeza de que você vai conseguir alcançar todos 

os seus objetivos e metas, seja elas quais forem, por que eu conheço toda a energia que forma a 

pessoa que você é. Nossa filha não poderia ter escolhido uma pessoa melhor para ser sua mãe. Amo 

você e todas as suas versões, mais do que ontem e menos do que amanhã.   

  
E finalmente, agradeço a você Clarinha, por ter me escolhido para ser seu pai. Eu nunca fiz 

isso, mas pode ter certeza de que vou me esforçar para ser o melhor pai que você poderia ter. Eu 

mal posso esperar para te ter em meus braços, e você é o maior presente que eu poderia receber. 

Eu e sua mãe escolhemos te trazer para um mundo que, sinceramente, não é um lugar muito 

amigável. Mas nós temos certeza de que mesmo a menor das pessoas pode fazer do mundo um lugar 

melhor. Algum dia, quando você estiver lendo isso, saiba que o meu mundo já se tornou melhor só 

por saber que você está chegando. Seu pai te ama muito, tudo isso é por você.  

  
9  

  
RESUMO  

  
   O genoma dos eucariotos é formado em grande parte de sequências repetitivas, como famílias 

multigênicas, elementos transponíveis e DNAs satélites (satDNAs). Dentre estas, satDNAs são 

sequências repetidas in tandem que podem formar arrays de milhares de repetições de seus 

monômeros. Tradicionalmente, a evolução de satDNAs segue os preceitos da hipótese library, que 

considera que espécies próximas compartilham uma mesma biblioteca de satDNAs, com 

divergências na amplificação dessas sequências em cada grupo. Recentemente, o desenvolvimento 

de ferramentas bioinformáticas permitiu a caracterização de catálogos de satDNAs denominados 

satelitomas, e essa ferramenta tem trazido importantes informações acerca da evolução desse tipo 

de sequência em diversos grupos, como plantas, insetos, moluscos, aves e peixes. Neste sentido, a 

família Erythrinidae abriga os peixes neotropicais dos gêneros Hoplerythrinus, Erythrinus e Hoplias, 

foco de estudos citogenéticos devido a presença marcante de cromossomos sexuais e diversificação 

cariotípica, com a presença de diversos cariomorfos para espécies como Hoplias malabaricus e 

Erythrinus erythrinus. Sendo assim, o presente trabalho teve como objetivo caracterizar e observar 

a similaridade entre os satelitomas de Hoplerythrinus unitaeniatus, E. erythrinus (cariomorfo A), 

Hoplias intermedius e H. malabaricus (cariomorfos F e G), a fim de testar a hipótese de haver a 

presença de satDNAs conservados em todos os grupos. As análises detectaram a presença de seis 

satDNAs compartilhados entre todos os catálogos descritos neste trabalho. Com exceção de um 

desses satDNAs, todos os outros demonstraram padrão de clusterização por Fluorescence in situ 

hybridization (FISH) em regiões centroméricas ou teloméricas de todos os indivíduos analisados. 

Além disso, foi possível observar similaridade entre os catálogos corroborando as relações 

filogenéticas estabelecidas para o grupo. Nossos resultados demonstram o grande 

compartilhamento de satDNAs entre a família Erythrinidae, corroborando com a hipótese library, 

além de levantar novas evidências em relação a caracterização de H. malabaricus como um complexo 

de espécies.  

  
10  

  
ABSTRACT  

  
   The genome of eukaryotes is made up largely of repetitive sequences, such as multigenic families, 

transposable elements, and satellite DNAs (satDNAs). SatDNAs are tandem repeat sequences that 

can form arrays of thousands of repeats of their monomers. Traditionally, the evolution of satDNAs 

follows the precepts of the library hypothesis, which considers that closely related species share the 

same library of satDNAs, with divergences in the amplification of these sequences in each group. 

Recently, the development of bioinformatics tools has allowed the characterization of catalogs of 

satDNAs called satelitomes, and this tool has provided important information about the evolution of 

this type of sequence in several groups, such as plants, insects, mollusks, birds, and fish. In this sense, 

the family Erythrinidae represents the Neotropical fishes of the genera Hoplerythrinus, Erythrinus, 

and Hoplias, the focus of cytogenetic studies due to the marked presence of sex chromosomes and 

karyotypic diversification, with the presence of several karyomorphs for species such as Hoplias 

malabaricus and Erythrinus erythrinus. Thus, the present work aimed to characterize and compare 

the satelitomes of Hoplerythrinus unitaeniatus, E. erythrinus (karyomorph A), Hoplias interdemius 

and H. malabaricus (karyomorphs F and G) to observe the similarity of these catalogs and diagnose 

the presence of conserved satDNAs in all groups. Our analyses detected the presence of six satDNAs 

shared among all catalogs described in this work, also represented in the satellitome of H. 

malabaricus (karyomorph D). Except for one of these sequences, all the others showed clustering 

patterns by FISH in the centromeric or telomeric regions of all the individuals analyzed. Furthermore, 

it was possible to observe the similarity among the catalogs, corroborating the phylogenetic 

relationships established for the group, with the catalogs of H. unitaeniatus and E. erythrinus being 

closer to each other than to any other catalog of Hoplias. Our results demonstrate the great sharing 

of satDNAs among the Erythrinidae family, corroborating the library hypothesis as well as raising new 

evidence in relation to the characterization of H. malabaricus as a species complex.  

    
11  

  
SUMÁRIO  

1  INTRODUÇÃO ............................................................................................................................................................12 

1.1  Características gerais de DNAs satélites .................................................................................................. 12 

1.2  Evolução de DNAs satélites .................................................................................................................... 14 

1.3  Caracterização de catálogos de DNAs satélites e satelitômica comparativa .............................................. 16 

1.4  Estudo de DNAs satélites em peixes Neotropicais: de marcadores citogenéticos a evolução de ................ 18 

satelitomas .................................................................................................................................................. 18 

1.5  Família Erythrinidae e sua importância para citogenômica ...................................................................... 21 

2 OBJETIVOS ..................................................................................................................................................................22 

3  MATERIAIS E MÉTODOS ............................................................................................................................................23 

3.2.1  Extração do DNA genômico total e sequenciamento ....................................................................................24 

3.2.2  Caracterização dos satelitomas por TAREAN .................................................................................................24 

3.2.3  Filtragem de famílias multigênicas e eliminação de redundâncias ...............................................................24 

3.2.4  Caracterização de abundância e divergência dos satDNAs ...........................................................................25 

3.2.5  Comparação entre os satelitomas descritos ..................................................................................................25 

3.2.6  Seleção dos satDNAs para FISH e desenho de primers .................................................................................26 

3.2.7  Obtenção de cromossomos mitóticos ............................................................................................................26 

3.2.8  PCRs e marcação das sondas ..........................................................................................................................27 

3.2.9  Hibridização in situ fluorescente (FISH) .........................................................................................................28 

4  RESULTADOS ..............................................................................................................................................................29 

4.1  Análises citogenéticas ............................................................................................................................ 29 

4.2  Descrição de cinco novos satelitomas para a família Erythrinidae ............................................................ 29 

4.3  Comparação entre os catálogos de Erythrinidae refletem as relações filogenéticas do grupo .................... 41 

4.4  Compartilhamento de sequências consensos revela seis satDNAs conservados na família  ....................... 42 

Erythrinidae ................................................................................................................................................. 42 

4.5  Mapeamento por FISH de sequências conservadas demonstra o compartilhamento de padrões 

de clusterização ........................................................................................................................................... 44 

4.6  MSTs revelam diferentes padrões de expansão de haplótipos em satélites conservados de  ..................... 49 

Erythrinidae ................................................................................................................................................. 49 

5  DISCUSSÃO ................................................................................................................................................................52 

6  CONSIDERAÇÕES FINAIS ...........................................................................................................................................56 

7  REFERÊNCIAS .............................................................................................................................................................57 

MATERIAIS SUPLEMENTARES ........................................................................................................................................74 


12  

  
1  INTRODUÇÃO  

  
1.1  Características gerais de DNAs satélites  

  
O genoma dos eucariotos é repleto de sequências repetitivas, tais como elementos 

transponíveis (TEs), famílias multigênicas, pseudogenes e DNAs satélites (satDNAs) (Kim et al., 2014). 

Tradicionalmente, as sequências repetitivas são divididas em repetidas in tandem, como famílias 

multigênicas e satDNAs, e dispersas pelo genoma, como TEs (López-Flores e Garrido-Ramos, 2012). 

SatDNAs são tradicionalmente definidos como arrays formados por milhares de repetições em 

tandem (cabeça-cauda) de unidades altamente similares entre si denominadas monômeros, 

geralmente localizadas em segmentos cromossômicos heterocromáticos (López-Flores e 

GarridoRamos, 2012; Biscotti et al., 2015). Sua estrutura genômica diverge da estrutura encontrada 

em famílias multigênicas (DNAs ribossomais e histonas, por exemplo), em que as unidades 

repetitivas são formadas por vários tipos de sequência, tais como genes e espaçadores, contrastando 

com a repetição de um único tipo de sequência observada nos satDNAs (Ruiz-Ruano et al., 2016). 

SatDNAs podem variar em seu tamanho desde poucas bases até milhares de nucleotídeos, sendo 

classificados de acordo com o seu tamanho em microssatélites, minissatélites ou satélites, apesar de 

não haver um consenso nos limites de tamanho de cada categoria (Tautz et al., 1993; Kim et al., 

2014).  

O conceito de satDNAs define essas sequências como parte das regiões heterocromáticas do 

genoma (Louzada et al., 2020; Thakur et al., 2021). A localização desse tipo de sequência em regiões 

de heterocromatina é cada vez melhor fundamentada, devido ao mapeamento cromossômico de 

cada vez mais satDNAs em diversas espécies(Šatović-Vukšić e Plohl, 2023). Entretanto, vale ressaltar 

que poucas espécies têm a posição cromossômica de satDNAs conhecida, frente a ampla diversidade 

global. Com o aprofundamento do estudo de satDNAs, clusters desse tipo de sequência também têm 

sido observados em regiões eucromáticas (Kuhn et al., 2012; Feliciello et al., 2015; Ruiz-Ruano et al., 

2016), incluindo casos interessantes como o do besouro Rhynchophorus ferrugineus. Nesta espécie, 

satDNAs correspondem a cerca de 25% do genoma, com as famílias mais abundantes localizadas de 

forma dominante em regiões eucromáticas, sendo esse um dos catálogos de satDNAs mais diverso 

em insetos (Montiel et al., 2022).  


13  

  
A noção de que satDNAs podiam ser considerados como “DNA lixo” vem sendo cada vez mais 

abandonada, devido ao acúmulo de evidências do papel destas sequências na estrutura e evolução 

cromossômica (Plohl et al., 2014; Escudeiro et al., 2019; Vozdova et al., 2020). O grande acúmulo de 

satDNAs nos centrômeros de diversas espécies demonstra o papel destas sequências na organização 

da cromatina centromérica (Plohl et al., 2014; Hartley e O’Neill, 2019; Talbert e Henikoff, 2022) e 

pareamento meiótico dos cromossomos (Larracuente, 2014). Algumas evidências apontam que a 

evolução dessas sequências pode estar relacionada a especiação, como a presença de satDNAs 

centroméricos diferentes para espécies próximas, apontando a substituição dessas sequências 

durante o processo de especiação (Camacho et al., 2022). Além disso, a função dos satDNAs na 

formação da heterocromatina tem sido cada mais estabelecida, através de estudos relacionados a 

transcrição dessas sequências, apontando sua função na manutenção da heterocromatina, definição 

da identidade do centrômero e preservação da estabilidade genômica (Ahmad et al., 2020; 

Podgornaya, 2022; Šatović-Vukšić e Plohl, 2023).  

Um número crescente de estudos vem deixando cada vez mais destacada a relação intrínseca 

entre satDNAs e TEs, principalmente relacionado a dispersão das sequências repetidas in tandem 

(Meštrović et al., 2015; Paço et al., 2019; Zattera e Bruschi, 2022). O principal mecanismo de 

dispersão dos TEs é a rolling circle replication (Kapitonov e Jurka, 2007; Thomas e Pritham, 2015), no 

qual, durante o processo, os TEs podem incorporar sequências in tandem em sua estrutura, 

contribuindo com sua dispersão ao longo do genoma (Yang e Barbash, 2008; Dias et al., 2015; Šatović 

e Plohl, 2013). Sendo assim, as sequências in tandem incorporadas aos TEs podem dar origem a 

arranjos clássicos de satDNAs, que são mantidos por crossing over desigual e outros mecanismos de 

transferência não-recíproca (Plohl et al., 2012; Garrido-Ramos, 2017;).  

A descoberta dos satDNAs deu-se através de um pequeno pico de ultracentrifugação de CsC1 

(Kit e Hsu, 1961), de onde originou-se o nome “DNA satélite”. Após sua descoberta, diversas 

metodologias foram utilizadas para a caracterização deste tipo de sequência, como a cinética de 

renaturação (Hutton e Wetmur, 1973; Botchan, 1974;) e a digestão com enzimas de restrição (Horz 

e Zachau, 1977; Kopecka et al., 1978), por exemplo. Apesar da precisão em se caracterizar um 

satDNA através dessas ferramentas, essas metodologias não eram eficientes, devido a dependência 

da aleatoriedade da enzima selecionada ser compatível com um monômero de algum satDNA. Além 

disso, satDNAs são sequências muito dinâmicas, apresentando alterações de maneira rápida e 

frequente, tornando muitas dessas sequências espécie-específicas, dificultando o estudo da 

evolução dessas sequências em grupos próximos utilizando ferramentas que não sejam eficientes na 


14  

  
caracterização de DNAs satélites. O panorama do estudo de DNAs satélites começou a mudar com o 

surgimento e popularização do sequenciamento de nova geração (ou NGS, de next generation 

sequencing), permitindo a geração massiva de dados a custos reduzidos (Park e Kim, 2016). A 

possibilidade de obtenção de dados genômicos de diversas espécies, incluindo as não modelo, e o 

surgimento de ferramentas e protocolos dedicados ao estudo de sequências repetitivas, tais como o 

Repeat explorer (Novák et al., 2013), TAREAN (Novák et al., 2017) e a pipeline SatMinner (RuizRuano 

et al., 2016), tem possibilitado a caracterização de catálogos de satDNAs de grupos e espécies 

específicas, contribuindo de forma impactante para o estudo da evolução de satDNAs.  

  
1.2  Evolução de DNAs satélites  

  
SatDNAs representam um grupo de sequências extremamente diverso, acumulando 

diferenças em conteúdo A+T, tamanho dos monômeros, tamanho de arrays, localização na 

cromatina e distribuição cromossômica (Šatović-Vukšić e Plohl, 2023). Sendo assim, o surgimento de 

formas de se caracterizar coleções de satDNAs para diversas espécies tem se tornado um fator 

importante para o desenvolvimento de novos insights sobre a origem e evolução dessas sequências.  

Recentemente, o estudo do catálogo de satDNAs de gafanhotos demonstrou que os satDNAs 

de Locusta migratória podem ser encontrados de forma clusterizada ou não-clusterizada (dispersa) 

pelo genoma (Ruiz-Ruano et al., 2016). Esse fator levou os autores a propor um modelo de origem e 

evolução desse tipo de sequência no genoma, sendo o primeiro passo para o surgimento de um 

satDNA a duplicação de uma sequência genômica, através de mecanismos como deslizamento na 

replicação ou rolling circle replication, dando origem a pequenos arrays. Nesse momento, esses 

pequenos arrays podem ser disseminados pelo genoma, por mecanismos como a ação de TEs e 

reinserção. Em eucariotos, qualquer um desses novos pequenos arrays podem passar por 

amplificação local por mecanismos como crossing over desigual, levando a formação de um cluster 

que pode ser visualizado por Fluorescence in situ hybridization (FISH) (Ruiz-Ruano et al., 2016).  

Em termos de evolução de sequências repetidas in tandem, duas características são 

destaque: baixa variabilidade nas sequências das unidades repetitivas (monômeros) e grande 

variação no número de cópias (Charlesworth et al., 1994; Plohl et al., 2012; Garrido-Ramos, 2017, 

2021; Lower et al., 2018; Thakur et al., 2021). Neste sentido, o mecanismo de evolução em concerto 

exerce um papel importante na evolução de satDNAs, contribuindo para a homogeneização dos 

monômeros (Elder Jr e Turner, 1995; Smith, 1976; Stephan, 1986). Nesse modelo, monômeros em 


15  

  
arrays de satDNAs evoluem em conjunto, mantendo baixa variabilidade nas sequências entre eles, 

devido a mutações ocorridas em monômeros específicos serem eliminadas ou distribuídas, através 

de mecanismos de trocas não-recíprocas (crossing over desigual, conversão gênica), num mecanismo 

denominado drive molecular (Dover, 1982, 1986; Strachan et al., 1985). Sendo assim, os monômeros 

de um determinado satDNA podem ser homogeneizados de maneiras diferentes entre espécies, 

resultando em sequências homogêneas dentro de cada espécie, mas com rápida divergência entre 

as espécies, levando à formação de variantes espécie-específicas (Dover, 1987; Bachmann e Sperlich, 

1993; Garrido-Ramos et al., 1999; Plohl et al., 2012).   

Em contraposição, as mutações recorrentes em sequências repetidas in tandem podem se 

acumular ao longo de um satDNA, diminuindo ou desabilitando os mecanismos de homogeneização 

de sequências, conforme o proposto no modelo de evolução divergente (Nijman e Lenstra, 2001). 

Esse modelo pressupõe que um novo monômero divergente pode ser amplificado e formar uma 

nova subfamília de repetições in tandem, relacionando esse modelo evolutivo com o surgimento de 

novos satDNAs. Em apoio, análises experimentais revelam que os mecanismos de homogeneização 

são menos eficientes nos monômeros finais da matriz repetitiva, podendo este ser uma fonte do 

surgimento de novas sequências (Smith, 1976; McAllister e Werren, 1999; Mravinac e Plohl, 2007).  

Desde os primeiros estudos voltados a satDNAs, observava-se a presença de um ou mais 

satDNAs extremamente diferentes em seu número de cópias dentro de um genoma (Šatović-Vukšić 

e Plohl, 2023). Os mesmos mecanismos de trocas não-recíprocas responsáveis pela evolução em 

concerto também têm a capacidade de alterar drasticamente os arrays de sequências repetidas in 

tandem, tendo como consequência, durante o processo de especiação, a possível diminuição do 

número de cópias de um satDNA abundante ou a expansão de um satDNA pouco abundante, sendo 

esse o principal princípio da “hipótese library” (Fry e Salser, 1977). De acordo com esse modelo, 

espécies próximas compartilham parcial ou integralmente um catálogo de satDNAs, mas a 

abundância de cada um pode variar drasticamente. Cada vez mais evidências reforçam a hipótese 

library em diversos grupos, como peixes (Utsunomia et al., 2017; Goes et al., 2022, 2023) e insetos 

(Palacios-Gimenez, et al., 2020; Camacho et al., 2022), além de cada vez mais surgirem relatos de 

satDNAs conservados ao longo de muito tempo em espécies relativamente distantes e, em casos 

extremos, presentes em toda uma ordem (Plohl et al., 2010; Petraccioli et al., 2015; Halbach et al., 

2020; dos Santos et al., 2021;). Entretanto, Belyayev et al., (2020) aponta algumas questões em 

discordância a hipótese library, tais como o surgimento de novos satDNAs, como as bibliotecas 


16  

  
sobrevivem a purificação do repetoma relacionado a especiação, e a subsequente evolução em 

concerto e o surgimento de novos satDNAs relacionados a TEs.   

A descrição de satDNAs conservados ao longo de grupos distantes e por muito tempo ocorre 

em grupos como peixes (dos Santos et al., 2021), moluscos (Plohl et al., 2010; Petraccioli et al., 2015), 

e insetos (Halbach et al., 2020). Enquanto a existência dessas sequências pode expandir o conceito 

da hipótese library, expandindo a conservação de satDNAs em espécies distantes, a conexão de 

algumas dessas sequências com TEs pode afetar as conclusões sobre a ancestralidade comum dessas 

sequências, abrindo a possibilidade de uma transferência horizontal (Šatović Vukšić e Plohl, 2021). 

Nesse sentido, o surgimento de tecnologias que permitem a caracterização de catálogos de satDNAs 

para cada espécie torna-se fundamental para o melhor entendimento da evolução de satDNAs, 

permitindo a análise completa do conjunto de satDNAs presentes naquele grupo e em espécies 

relacionadas, para assim corroborar ou desafiar a hipótese library.  

  
1.3  Caracterização de catálogos de DNAs satélites e satelitômica comparativa  

  
Com a popularização e disponibilidade cada vez maior de sequenciamento de nova geração 

e o surgimento de tecnologias voltadas para o estudo de sequências repetitivas, como o 

RepeatExplorer (Novák et al., 2013) e TAREAN (Novák et al., 2017), a descrição de catálogos de 

satDNAs para cada espécies específicas tornou-se possível. O primeiro catálogo descrito utilizando 

essas metodologias foi o do gafanhoto Locusta migratoria (Ruiz-Ruano et al., 2016), em que os 

autores propõem o nome satelitoma para a coleção de satDNAs que forem descritos para cada 

espécie. Neste trabalho pioneiro, houve a descrição de 62 famílias de satDNAs, com padrões 

clusterizados e dispersos pelos cromossomos (Ruiz-Ruano et al., 2016). Além disso, o padrão de 

distribuição de cinco satDNAs relacionados em uma superfamília demonstra que satDNAs não 

clusterizados podem se tornar clusterizados por amplificação local de um dos muitos arrays dessa 

sequência dispersa pelo genoma (Ruiz-Ruano et al., 2016).   

Atualmente, cerca de 70 satelitomas foram descritos, principalmente para plantas, peixes, 

insetos e moluscos, mas com representações em mamíferos, anfíbios e nematoides (revisão em 

Šatović-Vukšić e Plohl, 2023). A caracterização de satelitomas tem permitido conclusões 

interessantes relacionadas a relação entre quantidade de satDNAs presentes em uma determinada 

espécie e a representatividade dos satDNAs no genoma. Em peixes, por exemplo, Megaleporinus 

macrocephalus apresenta 164 satDNAs em seu satelitoma, representando 2,78% de seu genoma 


17  

  
(Utsunomia et al., 2019), enquanto Astyanax lacustris tem apenas 33 satDNAs em seu catálogo, com 

nenhum representando mais de 0,002% de abundância (Goes et al., 2022). Em insetos, os 

satelitomas variam de apenas um satDNA em Cydalima perspectalis (Cabral-de-Mello et al., 2021) 

até 129 no gafanhoto Vandiemenella viatica (Palacios-Gimenez et al., 2020). A abundância neste 

grupo também é extremamente variável, com Hippodamia variegata apresentando 30 satDNAs 

formando 15% do genoma (Mora et al., 2020) e Rhodnius prolixus apresentando 39 satDNAs 

correspondendo a 8% do genoma (Montiel et al., 2021). O mesmo cenário repete-se em plantas, 

com satelitomas variando de 11 satDNAs para espécies do gênero Olea representando cerca de 24% 

do genoma (Mascagni et al., 2022) e 23 satDNAs em Vicia faba com representatividade de 2,7% do 

genoma dessa espécie (Robledillo et al., 2018). Outra aplicação do estudo de satelitomas é a 

prospecção de satDNAs que estão relacionados à evolução e composição de cromossomos sexuais e 

Bs em diversos grupos, principalmente peixes (Silva et al., 2017; Utsunomia et al., 2019; 

SerranoFreitas et al., 2020; ; Stornioli et al., 2021; Kretschmer et al., 2022) e insetos (Milani et al., 

2018, 2021; Ruiz-Ruano et al., 2018).   

Com a caracterização de satelitomas de espécies, surge a possibilidade de se comparar esses 

catálogos e avaliar a evolução dessas sequências, mesmo em espécies não-modelo. A análise 

comparativa entre gafanhotos das espécies L. migratoria e Oedaleus decorus, pertencentes a 

subfamília Oedipodinae, revelou o compartilhamento de 41 famílias de satDNAs, representando 12 

grupos ortólogos, formando uma biblioteca ancestral para esse grupo (Camacho et al., 2022), em 

conformidade a hipótese library. Os autores postulam que as demais famílias de satDNAs devem 

representar tanto os satDNAs exclusivos de apenas uma espécie, quanto os surgidos durante a 

especiação desses dois grupos. De forma similar, a comparação entre satelitomas de diferentes 

linhagens de barbeiros (Triatoma infestans) caracterizou 34 satDNAs presentes em todas as 

linhagens analisadas, de um total de 42 satDNAs presentes no satelitoma (Pita et al., 2017). Mesmo 

em grupos mais complexos, a comparação entre satelitomas demonstra o compartilhamento de 

sequências entre espécies próximas, como a comparação realizada em toupeiras da espécie Talpa 

aquitania, em que a maioria dos satDNAs presentes nessa espécie são compartilhados com outras 

espécies do gênero Talpa (Gutiérrez et al., 2022). Peixes neotropicais representam um dos principais 

grupos alvo de estudos relacionados a evolução de satDNAs e o papel dessas sequências na evolução 

cromossômica (Silva et al., 2017; Utsunomia et al., 2019; Crepaldi e Parise-Maltempi, 2020; 

SerranoFreitas et al., 2020; dos Santos et al., 2021; Stornioli et al., 2021; Goes et al., 2022, 2023; 

Kretschmer et al., 2022). Sendo assim, a comparação de satelitomas envolvendo espécies desse 


18  

  
grupo tem muito a contribuir para o entendimento da evolução dessas sequências, devido à grande 

diversidade do grupo e presença de diversos sistemas de cromossomos sexuais, cromossomos B e 

diferentes cariomorfos para a mesma espécie.    

  
1.4  Estudo de DNAs satélites em peixes Neotropicais: de marcadores citogenéticos a evolução de  

satelitomas  

  
A região Neotropical reúne desde parte do México até o sul da Argentina, e compreende a 

maior diversidade de peixes do planeta, com aproximadamente 9100 espécies diagnosticadas, sendo 

cerca de 5160 espécies presentes em águas continentais (Reis et al., 2016). Dentre estas, uma das 

ordens mais diversas em número espécies são os Characiformes, com 2342 espécies descritas, 

divididas em 24 famílias (Eschmeyer e Fricke, 2023), sendo um grupo extremamente importante do 

ponto de vista da citogenética de peixes, devido a diversos casos de diversidade de cariomorfos, 

presença de diversos sistemas sexuais e cromossomos B.  

O estudo de satDNAs voltado para Characiformes teve seu início com a descrição de 

marcadores citogenéticos clássicos, como o As51 para o gênero Psalidodon (Mestriner et al., 2000), 

SATH1 e SATH2 para Prochilodus (Jesus et al., 2003), 5sHindIII para Hoplias (Haff et al., 1993) e 

pPh2004 para Paradon (Vicente et al., 2003), levando a conclusões significativas para cada um desses 

grupos. As51 foi descrito no genoma de Psalidodon scabripinnis (Mestriner et al., 2000) e mapeado 

em populações desta mesma espécie, além de Psalidodon fasciatus, Astyanax janeiroensis, 

Psalidodon paranae, Astyanax lacustris e Astyanax sp. D (Mantovani et al., 2004; Abel et al., 2006; 

Vicari et al., 2008; Kantek et al., 2009), demonstrando a presença desse satDNA em posição similar 

dos cromossomos de todos esses grupos, com exceção de A. lacustris (Kantek et al., 2009; Goes et 

al., 2022). Além disso, outros trabalhos também permitiram a localização desse satDNA em posição 

similar ao 18S rDNA, além de sua presença em cromossomos B de P. scabripinnis e P. fasciatus (Vicari 

et al., 2008; Silva et al., 2016). No gênero Prochilodus, o estudo dos satDNAs SATH1 e SATH2 permitiu 

inferir a origem intraespecífica dos cromossomos B de Prochilodus lineatus (Jesus et al., 2003; Artoni 

et al., 2006;) e o compartilhamento dessa sequência com o cromossomo supranumerário de duas 

outras espécies, Prochilodus argenteus e Prochilodus costatus, sugerindo uma origem ancestral 

destes elementos genômicos (Melo et al., 2017). O satDNA 5SHindIII, anteriormente chamado de 

Hop (Haff et al., 1993) foi descrito em Hoplias malabaricus e apresenta muitas semelhanças com o 

gene e os espaçadores da família multigênica 5S rDNA (Martins et al., 2006) sendo esta sua possível 

origem. Este satélite é exclusivo da espécie H. malabaricus, estando ausente até mesmo em espécies 


19  

  
próximas como Hoplias lacerdae (Ferreira et al., 2007; Blanco et al., 2010), e é representado por FISH 

em todos os cariomorfos de H. malabaricus, com diferenças entre o número de sítios entre estes 

(Blanco et al., 2010; Cioffi et al., 2010, 2011, 2013; Cioffi e Bertollo, 2010; Oliveira et al., 2018), 

tornando este satDNA um bom marcador citogenético para o grupo, demonstrando a evolução 

cariotípica entre os cariomorfos de H. malabaricus (Cioffi et al., 2009).  

O surgimento do Repeat Explorer (Novák et al., 2013) e mais recentemente do TAREAN (Novák 

et al., 2017) impulsionou de forma significante o estudo de satDNAs em peixes da ordem 

Characiformes. A primeira espécie deste grupo a ter seu satelitoma descrito foi P. paranae, contendo 

um total de 45 famílias de DNAs satélites (Silva et al., 2017). Diversos destes satDNAs descritos foram 

encontrados por FISH nos cromossomos desta e de duas espécies relacionadas, além de evidenciar 

as diferenças entre o conteúdo de satDNAs nos cromossomos Bs de P. paranae, P. bockmanni e P. 

fasciatus (Silva et al., 2017). Em continuidade aos estudos relacionados à cromossomos B, foram 

caracterizadas 51 famílias de satDNAs satélites para P. lineatus (Stornioli et al., 2021). O mapeamento 

por FISH apresentou um grande acúmulo de DNAs satélites nas três variantes de cromossomos B da 

espécie, um fato que é explicado devido a sua natureza não recombinante e a predominância de 

regiões heterocromáticas nestes elementos (Camacho et al., 2000). Outro importante dado 

levantado por Stornioli et al. (2021) é a possível origem do cromossomo B em P. lineatus, a partir do 

par 4 de autossomos, visto que o satDNA PliSat05-178 foi observado exclusivamente nos 

cromossomos B e nos dois autossômicos do par.  

Outros trabalhos destacam-se na satelitômica de peixes Neotropicais, como por exemplo o 

catálogo desenvolvido para M. macrocephalus formado por 164 satDNAs, sendo este o maior 

satelitoma caracterizado em peixes neotropicais (Utsunomia et al., 2019). Neste caso, foi possível 

observar uma maior concentração de DNAs satélites em fêmeas da espécie (1.46% do genoma a 

mais, ao se comparar ao macho), com três satélites exclusivos da biblioteca feminina, além do 

satélite mais abundante da espécie, o MmaSat01-566, ser apresentado em uma proporção maior no 

landscape feminino. Corroborando com estes dados, 14 dos 30 DNAs satélites analisados por 

Utsunomia et al. (2019) apresentaram sinais de FISH somente no cromossomo W da espécie, 

possibilitando a criação de ferramentas não invasivas para sexagem de indivíduos de M. 

macrocephalus, como a combinação de um satélite pertencente a um par autossômico 

(MmaSat9837) com um W-específico (MmaSat97-39) na técnica de FISH. Seguindo a abordagem de 

DNAs satélites em cromossomos sexuais, Kretschmer et al., 2022, realizou a descrição do satelitoma 

da espécie Triportheus auritus e mapeamento por FISH dos satélites com abundância diferencial 


20  

  
entre machos e fêmeas nesta espécie e em mais duas da família Triportheidae. Pela técnica de FISH 

foram revelados 15 DNAs satélites W-específicos em T. auritus, ocorrendo uma acumulação de DNAs 

satélites neste cromossomo. O FISH comparativo entre as três espécies apresentou a trajetória do 

cromossomo sexual para este grupo, visto que esta família possui uma origem em comum em seus 

cromossomos sexuais ZW.  

Apesar do crescente interesse em satelitomas de peixes, estudos comparativos ainda são 

escassos, estando presentes apenas na família Characidae (Goes et al., 2022) e Serrasalmidae (Goes 

et al., 2023), além da descrição do CharSat01-52, um satélite conservado para toda a ordem 

Characiformes (dos Santos et al., 2021). A análise comparativa entre três satelitomas de peixes da 

família Characidae (P. fasciatus, P. bockmanni e A. lacustris), em conjunto ao já publicado satelitoma 

de P. paranae  demonstrou uma alta similaridade entre as bibliotecas de DNAs satélites entre esses 

dois gêneros, com 10 satélites presentes em todas as espécies (Goes et al., 2022), Além do reforço à 

hipótese library, esse trabalho acrescentou informações acerca do DNA satélite As51, que representa 

o mais abundante DNA satélite em P. paranae, P. fasciatus e P. bockmanni, sendo possível verificar a 

origem desta variante anteriormente à diferenciação de Psalidodon e Astyanax, e posterior 

surgimento de novas variantes em Psalidodon (Goes et al., 2022). Recentemente, o estudo 

comparativo entre os catálogos de Colossoma macropomum e Piaractus mesopotamicus 

demonstrou o compartilhamento de 21 satDNAs entre esses dois gêneros, demonstrando que a 

baixa diferenciação de satDNAs nesse grupo pode se relacionar a estabilidade cariotípica observada 

nesses peixes (Goes et al., 2023). Além disso, esse trabalho também evidenciou o compartilhamento 

de sequências consensos de 10 satDNAs descritos em Serrasalmidae com pelo menos outra família 

de Characiformes, expandindo o conhecimento sobre a manutenção de satDNAs, em especial os 

curtos, ao longo de grupos divergidos há muito tempo (Goes et al., 2023).  

Como demonstrado, a descrição de novos catálogos de satDNAs para peixes neotropicais 

pode trazer novas informações relacionadas a diversificação de cariótipos e cariomorfos, surgimento 

de cromossomos B e evolução de sistemas sexuais. Em especial, a comparação de catálogos, além 

de permitir o melhor entendimento da evolução dessas sequências, revela importantes informações 

sobre a história evolutiva dos grupos. Nesse sentido, Characiformes ainda guarda famílias que 

apresentam grande interesse evolutivo. Uma das mais representativas nessa questão é a família 

Erythrinidae, que apresenta um vasto histórico de estudos citogenéticos e ainda não avaliada em 

relação ao seu conteúdo ou compartilhamento de satDNAs entre seus gêneros.   


21  

  
1.5  Família Erythrinidae e sua importância para citogenômica  

  
A família Erythrinidae é composta por apenas três gêneros: Erythrinus (Scopoli, 1777), Hoplias 

(Gill, 1903) e Hoplerythrinus (Gill, 1895), com cerca de 20 espécies descritas (Eschemeyer e Fricke, 

2023). Apesar de conter um número de espécies reduzido, os indivíduos desse grupo apresentam 

ampla distribuição por toda a América do Sul, fato que, em conjunto ao hábito de vida sedentário 

desses animais, leva a existência de diversas barreiras para o fluxo gênico dessas populações (Reis et 

al., 2003). Essa condição é particularmente importante para os peixes da família Erythrinidae, que 

demonstram diferenciação cromossômica específicas de algumas populações (Bertollo et al., 2000; 

Cioffi et al., 2012). Conhecidos popularmente como “Traíras”, esse grupo é foco de estudos 

citogenéticos a mais de 40 anos, devido a presença de grande variabilidade cariotípica, variando 

entre táxons com diversos cariomorfos diferentes e outros com estruturas cariotípica conservadas 

(Bertollo, 1978, 2000, 2007; Santos et al., 2009; Blanco et al., 2010), além da ampla gama de sistemas 

sexuais presentes nessa família, sendo estes bem delimitados ou comprovadamente em estágios 

iniciais de diferenciação (Bertollo et al., 2000, 2007; Cioffi e Bertollo, 2010; Cioffi et al., 2012, 2017; 

Martinez et al., 2016; Sember et al., 2018).    

Especificamente no gênero Hoplias, H. malabaricus é uma das espécies mais estudadas do 

ponto de vista citogenético, devido a sua significante variabilidade cariotípica, com presença de sete 

cariomorfos distintos (A-G) (Bertollo et al., 2000; Cioffi et al., 2012). A presença de diferentes 

sistemas sexuais é fundamental para a descrição desses cariomorfos, com 2n = 42 para o cariomorfo 

A, sem a presença de um sistema sexual definido (Sember et al., 2018); 2n = 42 para o cariomorfo B, 

com sistema sexual XX/XY (Fenocchio et al., 2000; Cioffi et al., 2010); 2n = 40 para o cariomorfo C, 

com sistema sexual XY, apesar desses cromossomos não estarem diferenciados morfologicamente 

(Cioffi e Bertollo, 2010); 2n = 40 em fêmeas do cariomorfo D, enquanto os machos desse cariomorfo 

apresentam 2n = 39, devido a um sistema sexual X1X2Y (Bertollo et al., 1997; Cioffi e Bertollo, 2010); 

2n = 42 para o cariomorfo E (Bertollo et al., 2000); 2n = 40 para o cariomorfo F, com um sistema XY 

recente (Freitas et al., 2018) e 2n = 40 para fêmeas do cariomorfo G, enquanto os machos 

apresentam 2n = 41, devido a um sistema sexual XY1Y2 (Oliveira et al., 2018). Apesar de evidências 

apontarem uma relação próxima entre os cariomorfos E, F e G (Bertollo et al., 2000), uma gama de 

análises citogenéticas e moleculares, incluindo DNA barcode, levam a hipótese de H. malabaricus 

representar um “complexo de espécies” (Santos et al., 2009; Cavallaro et al., 2000; Cioffi et al., 2012; 

Marques et al., 2013). Reforçando essa hipótese, apesar da existência de cariomorfos diferentes 


22  

  
vivendo em simpatria, híbridos entre estes não são observados (Dergam et al., 1998, 2002), com a 

exceção esporádica de um caso de hibridização seguido de aumento da ploidia (Utsunomia et al., 

2014).   

A mesma variação cromossômica pode ser encontrada em espécies dos gêneros restantes de 

Erythrinidae, como Erythrinus erythrinus e Hoplerythrinus unitaeniatus. Nestes casos, existe a 

variação de número diploide entre 2n = 48 a 2n = 52 em H. unitaeniatus (Giuliano-Caetano et al., 

2001; Diniz e Bertollo, 2003; Rosa et al., 2012) e variação entre 2n = 54 a 2n = 52 em E. erythrinus, 

devido a presença de 4 cariomorfos nessa espécie (A, B, C e D), com sistemas sexuais X1X1X2X2/X1X2Y 

(Bertollo et al., 2004; Cioffi et al., 2010; Martins et al., 2013). Devido ao modo de vida desses animais, 

que leva a existência de grande variabilidade cariotípica nos três gêneros de Erythrinidae, essa 

família representa um marco para o estudo da citogenética de peixes neotropicais. Sendo assim, este 

grupo apresenta grande potencial para o estudo de satelitomas, levando a um maior 

compreendimento da manutenção de satDNAs ao longo de espécies e cariomorfos tão variáveis, 

resultado da dinâmica evolutiva desses animais  

  
2 OBJETIVOS  

  
Diante do proposto e tendo em vista a relevância crescente de análises comparativas 

relacionadas a sequencias de DNA não codificantes, além da recente caracterização do satelitoma 

de H. malabaricus, cariomorfo D (Toma et al., in prep.), o presente trabalho teve como objetivo 

aumentar o conhecimento da biologia estrutural e evolutiva das famílias de DNA satélites dentro da 

família Erythrinidae, através da caracterização de cinco novos satelitomas, representantes dos 

gêneros Hoplias, Hoplerythrinus e Erythrinus, preenchendo as lacunas existentes para a comparação 

completa de todos os gêneros deste grupo e melhor entendimento da dinâmica evolutiva dessas 

sequências e seu papel na evolução cromossômica desses animais. Para isso, pretendemos:  

➔ Caracterizar cinco satelitomas adicionais de indivíduos do gênero Erythrinus (E. 

erythrinus cariomorfo A), Hoplerythrinus (H. unitaeniatus) e Hoplias (Hoplias intermedius, H. 

malabaricus cariomorfos F e G), visando produzir um panorama mais completo da abundância e 

riqueza de DNAs satélites nos gêneros da família Erythrinidae.  

➔ Caracterizar o nível de similaridade através da comparação dos catálogos de DNAs 

satélites produzidos neste trabalho em conjunto ao catálogo produzido para a espécie H. 


23  

  
malabaricus (cariomorfo D), visando diagnosticar o nível de similaridade entre os catálogos de 

indivíduos de diferentes espécies e gêneros dentro da família Erythrinidae.  

➔Identificar, especificamente em H. malabaricus, possíveis satélites com abundâncias  

diferenciais em cada cariomorfo analisado (D, F e G), visando identificar um provavel papel dos DNAs 

satélites na diversificação dos cariomorfos observados nessa espécie.  

➔ Mapear a localização cromossômica dos satélites que eventualmente estejam  

conservados para diferentes espécies ou cariomorfos, visando diagnosticar uma possível correlação 

entre manutenção dessas sequências e localização cromossômica.   

  
3  MATERIAIS E MÉTODOS  

  
3.1  Material  

  
No presente trabalho foram analisados indivíduos representantes dos três gêneros da família 

Erythrinidae. Foram coletados indivíduos de E. erythrinus (cariomorfo A), H. unitaeniatus, H. 

intermedius e H. malabaricus (cariomorfos F e G). Todas as mostras foram cedidas pela Universidade 

Federal de São Carlos, através do Prof. Dr. Marcelo de Bello Cioffi.  

  
Figura 1: Espécies da família Erythrinidae analisadas, H. intermedius (A), H. malabaricus (B), E. erythrinus  

(C)  e  H.  unitaeniatus  (D).  Fontes:  FishBase  

(https://www.fishbase.se/summary/FamilySummary.php?ID=103)  e  Encyclopedia  of  Life  

(https://eol.org/pages/6903).  

  
3.2  Métodos  

  
24  

  
3.2.1  Extração do DNA genômico total e sequenciamento  

  
A extração de DNA genômico (gDNA) total seguiu o método de fenol-clorofórmio-álcool 

isoamílico, estabelecido por (Russell e Sambrook, 2001). Para isso, foram utilizados fragmentos de 

fígado de H. malabaricus (F) (macho), H. malabaricus (G) (fêmea), H. intermedius (macho), H. 

unitaeniatus (macho) e E. erythrinus (A) (macho). Os DNAs obtidos passaram por checagem de sua 

integridade em gel de agarose 1%. Posteriormente, os DNAs obtidos foram enviados para o 

sequenciamento de short reads (2x 150bp paired-end) na plataforma BGISEQ-500, da BGI (BGI 

Shenzhen Corporation, Shenzhen, China).   

  
3.2.2  Caracterização dos satelitomas por TAREAN  

  
A caracterização dos satelitomas de H. malabaricus (F), H. malabaricus (G), H. intermedius, H. 

unitaeniatus e E. erythrinus foram realizadas utilizando o software TAREAN (Novák et al., 2017). 

Todas as bibliotecas utilizadas passaram por uma etapa de filtragem de qualidade e correção nos 

tamanhos dos reads, utilizando o software Trimmomatic (Bolger et al., 2014). Após essa etapa, foi 

realizada uma seleção aleatória de 2x 500.000 reads, para a clusterização no TAREAN. 

Posteriormente, as sequências apontadas como sendo em tandem pelo output do TAREAN foram 

filtradas da biblioteca original, utilizando o software DeconSeq (Schmieder e Edwards, 2011). Após a 

retirada das sequências já identificadas pelo TAREAN, uma nova amostragem de 2x 500.000 reads 

foi realizada, com posterior clusterização pelo TAREAN. Cada ciclo que resulta em um output do 

TAREAN com satélites putativos é denominado iteração, e esse processo é repetido até que nenhuma 

sequência em tandem seja identificada pelo TAREAN.  

  
3.2.3  Filtragem de famílias multigênicas e eliminação de redundâncias  

  
Após a finalização das iterações no TAREAN, foi realizada uma filtragem buscando famílias 

multigênicas que porventura possam ter sido caracterizadas pela metodologia. Para isso, foram 

utilizadas sequências das famílias multigênicas 5S rDNA, 18S rDNA, 25s rDNA, Histona H1 e genes  

U1, U2, U4, U5 e U6, utilizando o software Geneious v. 8.1 e qualquer sequência similar as famílias 

multigênicas citadas foram descartadas. A seguir, foi realizada uma análise comparativa dentro de 


25  

  
cada catálogo obtido pelo TAREAN visando verificar a similaridade entre suas próprias sequências, 

buscando possíveis redundâncias. Para isso, foi utilizado o software RepeatMasker 

(https://github.com/ fjruizruano/satminer/blob/master/rm_homology.py) seguindo os padrões 

estabelecidos por (Ruiz-Ruano et al., 2016), com sequências com acima de 95% de similaridade 

sendo consideradas as mesmas variantes de um satélite, similaridade entre 80% e 95% consideradas 

variantes de um mesmo satélite e similaridade entre 50% e 80% consideradas superfamílias.  

  
3.2.4  Caracterização de abundância e divergência dos satDNAs.  

  
Após a caracterização pelo TAREAN e a devida filtragem para famílias multigênicas e 

redundâncias, foi utilizado o software RepeatMasker (Smit et al., 2017) utilizando a ferramenta 

“cross_match”, para o estudo da abundância e divergência de cada um dos satDNAs encontrados 

nos novos satelitomas. Para isso, foi utilizado uma amostra de 10 milhões de reads de cada biblioteca 

e o resultado da abundância foi calculado através de uma proporção entre a quantidade de reads 

mapeados de cada satélite dividido pelo total de nucleotídeos utilizado na análise. Com esse 

resultado, os satDNAs foram classificados em ordem decrescente de abundância, e renomeados com 

uma abreviação para cada espécie (Hin para H. intermedius, Hun para H. unitaeniatus e Eer para E. 

erythrinus A) em adição ao termo “Sat” e o número do catálogo, em ordem decrescente de 

abundância, além de seu tamanho em pares de base (HmfSat01-139, por exemplo) como proposto 

por Ruiz-Ruano et al., 2016. Para os catálogos descritos para os cariomorfos de Hoplias, houve uma 

adaptação da regra de nomenclatura visando diferenciar os catálogos. Os nomes formados pela 

primeira letra do gênero, em maiúsculo, seguido da primeira letra epíteto específico em conjunto a 

letra do cariomorfo específico (Hmf para H. malabaricus F, Hmg para H. malabaricus G,). Também 

utilizando o RepeatMasker, a divergência média das sequências foi calculada utilizando a distância 

entre essas sequências. Para isso, foi utilizado o parâmetro Kimura-2, tendo como base o script 

calcDivergenceFromAlign.py, pertencente ao RepeatMasker (Smit et al., 2017).   

  
3.2.5  Comparação entre os satelitomas descritos  

  
De forma semelhante a busca por redundâncias nos catálogos descritos, realizamos uma 

comparação global de todos os satélites descritos em H. malabaricus (F), H. malabaricus (G), H. 

intermedius, H. unitaeniatus e E. erythrinus (A), em conjunto com o satelitoma de H. malabaricus (D) 


26  

  
(Toma et al., in. prep.). Para isso, também utilizamos o software RM_homology (https://github.com/ 

fjruizruano/satminer/blob/master/rm_homology.py), com uma etapa adicional de alinhamento 

utilizando o software Geneius 8.1, utilizando a opção de novo assemble. Os critérios para a 

confirmação do compartilhamento de um satDNA entre dois satelitomas foi o mesmo descrito por 

(Ruiz-Ruano et al., 2016), sendo considerados satDNAs compartilhados aqueles que estabelecem no 

mínimo uma relação de superfamília (acima de 50% de similaridade).  

  
3.2.6  Seleção dos satDNAs para FISH e desenho de primers  

  
A seleção dos satDNAs para o mapeamento cromossômico seguiu alguns critérios, sendo o 

primeiro deles a exclusão de satDNAs exclusivos de apenas um grupo. A partir daí, selecionamos 

satDNAs para a FISH de acordo com cinco categorias: 1- satDNAs compartilhados entre os seis 

grupos; 2- satDNAs compartilhados apenas entre os três cariomorfos de Hoplias; 3- satDNAs 

compartilhados entre todos os catálogos do gênero Hoplias; 4- satDNAs compartilhados entre H. 

unitaeniatus e E. erythrinus.  

O desenho de primers foi realizado utilizando o software Geneious 8.1, seguindo critérios 

relacionados ao tamanho do satDNA. Para satélites com menos de 600bp foram desenhados primers 

divergentes, enquanto para satDNAs maiores de 600bp foram desenhados primers convergentes 

(Figura 2). A qualidade dos primers foi checada utilizando o Multiple Primer Analyzer (ThermoFisher 

Scientific), visando evitar o auto pareamento e formação de grampos.   

  
Figura 2: Confecção de primers divergentes para satélites menores de 600bp (a) e convergentes para 

satélites maiores de 600bp (b).  

  
3.2.7  Obtenção de cromossomos mitóticos  

  
27  

  
A obtenção de cromossomos mitóticos seguiu os procedimentos estabelecidos por Bertollo  

et al., 2015 e Foresti et al., 1981. Previamente, foi realizado o estímulo a mitose, com aplicação de 

fermento biológico na musculatura dorsolateral dos animais, seguindo o protocolo estabelecido por 

Oliveira et al., 1988. Após 48 horas, os animais foram submetidos ao tratamento com Colchicina (1 

ml de solução a 0,005%/ 100 gramas de peso), por 45 minutos. Após anestesiados, os animais foram 

sacrificados e fragmentos do rim anterior foram retirados, visando obter uma suspensão celular e 

hipotonização das células, em solução de cloreto de Potássio (KCL) 0,075M durante 21 minutos a 

36ºC. A fixação do material foi feita utilizando solução de metanol (3 partes) e ácido acético (1 parte).  

  
3.2.8  PCRs e marcação das sondas  

  
As reações de amplificação em cadeia da polimerase (PCR) foram realizadas para cada um dos 

satDNAs, a partir do DNA genômico de H. malabaricus (F) e E. erythrinus (A), devido a maioria dos 

primers desenhados servirem para a todas as espécies que compartilhavam os satDNAs. Diferentes 

diluições de DNAs foram utilizadas (10%, 1% e 0,1%), e as reações seguiram os seguintes parâmetros: 

1x PCR Buffer, 1,5 mM de MgCl2, 200 µM de dNTP, 0,1 µM de Primer A + Primer B, 0,1U de Taq 

polimerase e 100ng de DNA genômico, em uma reação total de 12,5 µl. A marcação das sondas foi 

realizada com kit de Nick-Translation mix (Roche, Manheim, Alemanha), utilizando Atto550-dUTP 

(vermelho), Atto488-dUTP (verde), Atto425-dUTP (ciano) e Atto680-dUTP (amarelo).  

Devido ao alto número de satélites, as reações em termociclador variaram de acordo com os 

parâmetros exigidos para cada DNA satélite. Todas as amplificações foram checadas em gel de 

agarose 2%. Um resumo das reações aplicadas encontra-se no esquema abaixo:  

  
95°C ➔ 5min  

       *95°C ➔ 20s      

 *54°C –58ºC ➔ 15s     

 *72°C ➔ 15 – 36s      

72°C ➔ 14min.  

* Repetidos em ciclos por 30 vezes  

  
28  

  
3.2.9  Hibridização in situ fluorescente (FISH)  

  
O procedimento de hibridação seguiu o protocolo de alta adstringência (Yano et al., 2017; 

Sassi et al., 2022). O tratamento inicial das lâminas envelhecidas a temperatura ambiente overnight 

ou a 60 °C por 1h, foi realizado utilizando 100 µl de solução de RNAse (10 µg/ml) em câmara úmida 

a 37ºC por 1h. Após esta etapa, uma lavagem em PBS 1x por agitação foi realizada, com o 

subsequente tratamento em 100 µl de solução de Pepsina (495 µl de H2O miliq autoclavada + 5 µl 

HCl 1M + 1,5 µl Pepsina (20mg/µl)). Após essa etapa, uma nova lavagem com PBS 1x foi realizada, 

seguida de uma lavagem em série alcoólica, utilizando álcool a 70%, 85% e 100%, por dois minutos 

em cada. As lâminas foram desnaturadas utilizando o tratamento com Formamida 70%, por 3min e 

15s a 72ºC, com posterior lavagem em série alcoólica como anteriormente, com o álcool 70% gelado. 

O mix de hibridização conteve 2 µl de cada sonda desejada, além de uma quantidade de hybridization 

buffer (2g sulfatodextrano em 10 ml de 50% formamida em 2xSSC/50 mM), completando 20 µl de 

solução, desnaturada em termociclador a 86ºC por 10 min e resfriado a 4 °C por pelo menos 2 min 

antes da aplicação. Após a aplicação do mix de hibridação em cada lâmina, estas foram incubadas a 

37ºC em câmara úmida, por um período overnight. Após isso, as lâminas foram lavadas em 1xSSC a 

65ºC e solução de 4xSSC/Twen (4xSSC, 0,05% Tween 20) a temperatura ambiente, ambos por 5 

minutos em agitação. Finalmente, após uma lavagem em 1xPBS por um minuto e desidratação em 

série alcóolica, as lâminas foram coradas com 20 µl de DAPI + Antifading.  

  
3.2.10  Produção de Minimum spanning trees (MST).  

  
Visando analisar os padrões de abundância e divergência de haplótipos, satélites conservados 

para os seis grupos analisados foram selecionados para construção de minimum spaning trees 

(MSTs). Devido a limitações técnicas, essa análise incluiu apenas satélites com sequências consensus 

menores do que 150 pb. Para isso, foram realizadas amostragens aleatórias de 2 x 500.000 reads das 

bibliotecas genômicas de cada grupo, para a filtragem de monômeros de cada satDNA selecionado, 

com a exceção de satDNA pouco abundantes (HmfSat45-56 e Hmf52-49), em que 2 x 1.000.000 de 

reads foram utilizados na amostragem aleatória. Após a obtenção de reads correspondentes a 

monômeros dos satDNAs selecionados, foi realizado o alinhamento destes com dímeros dos 

respectivos satDNAs, e a região central do monômero correspondente foi extraída para as análises 

seguintes. Após isso, os singletons foram retirados, utilizando o software CD-HIT (Fu et al., 2012), e 


29  

  
os monômeros restantes foram utilizados para a construção das MSTs, utilizando o software 

PHYLOVIZ (Nascimento et al., 2016).    

  
4  RESULTADOS  

  
4.1  Análises citogenéticas  

  
Indivíduos de H. malabaricus (F), H. malabaricus (G), H. intermedius, H. unitaeniatus e E.  

erythrinus (A) foram amostrados e submetidos aos métodos de obtenção de cromossomos 

metafásicos in vivo. As amostras utilizadas foram selecionadas independente do sexo. Os números 

diploides obtidos foram: 2n = 40 para H. malabaricus (F), 2n = 40 para H. malabaricus (G), 2n = 50 

para H. intermedius, 2n = 52 para H. unitaeniatus e 2n = 54 para E. erythrinus (D) (Figura 3).   

  
Figura 3: Metáfases dos cariomorfos de H. malabaricus (F) (a) e H. malabaricus (G) (b), H.  

intermedius (c), H. unitaeniatus (d), E.erythrinus (e). Barra = 10 µm  

  
4.2 Descrição de cinco novos satelitomas para a família Erythrinidae  

  
A caracterização dos satelitomas propostos seguiu a pipeline desenvolvida para o software 

TAREAN, utilizando as opções padrão. As iterações foram realizadas até que nenhum satDNA fosse 

recuperado, sendo realizadas três iterações para H. malabaricus (F), H. malabaricus (G), H. 

intermedius e H. unitaeniatus, e quatro iterações para E. erythrinus (A). Sendo assim, foram 

caracterizadas 56 famílias de satDNAs para H. malabaricus (F), 45 famílias de satDNAs para H. 

malabaricus (G), 73 famílias de satDNAs para H. intermedius, 40 famílias de satDNAs para H. 

  
30  

  
unitaeniatus e 49 famílias de satDNAs para E. erythrinus. As características gerais dos satelitomas 

caracterizados encontram-se nas tabelas 2 a 6.  

  
 Tabela 2: Características gerais do satelitoma de H. malabaricus (F).  

SatDNA RUL A+T (%) Abundância Divergência (%) 

HmfSat01-139 139 65 0.009206394 10.56 

HmfSat02-1894 1894 65 0.008210824 13.51 

HmfSat03-46 46 44.4 0.008194474 8.86 

HmfSat04-513 513 60.6 0.006027545 3.78 

HmfSat05-2936 2936 55 0.00556974 8.13 

HmfSat06-453 453 63.4 0.002245702 3.02 

HmfSat07-149 149 50 0.001863612 9.13 

HmfSat08-2944 2944 55 0.001419167 8.32 

HmfSat09-31 31 45.2 0.001339327 10.01 

HmfSat10-28 28 53.6 0.001292539 9.4 

HmfSat11-1922 1922 60 0.001099455 6.6 

HmfSat12-58 58 51.7 0.001007309 2.89 

HmfSat13-212 212 58 0.000827472 6.09 

HmfSat14-49 49 55.6 0.000759121 5.64 

HmfSat15-1192 1192 60 0.000754676 6.07 

HmfSat16-702 702 55 0.000701037 1.57 

HmfSat17-292 292 62.7 0.000697888 2.61 

HmfSat18-84 84 60 0.000564623 14.43 

HmfSat19-719 719 60 0.000530547 1.45 

HmfSat20-42 42 52.4 0.000526884 5.64 

HmfSat21-42 42 50 0.000501426 18.34 

HmfSat22-34 34 47.1 0.000488391 13.02 

HmfSat23-707 707 48.4 0.000438815 0.81 

HmfSat24-217 217 60 0.000424977 7.49 

HmfSat25-941 941 55 0.000422212 0.91 

HmfSat26-378 378 55 0.000396309 12.49 

HmfSat27-53 53 64.2 0.000394314 5.28 

HmfSat28-142 142 66.9 0.000391119 7.17 

HmfSat29-141 141 60 0.000386276 6.59 

HmfSat30-684 684 50.1 0.000366284 1.63 

HmfSat31-93 93 55 0.000311843 5.63 

HmfSat32-403 403 50 0.00028446 4.25 


31  

  
HmfSat33-177 177 55 0.000257428 13.84 

HmfSat34-636 636 60 0.000240682 4.28 

HmfSat35-1313 1313 55 0.000239686 3.19 

HmfSat36-168 168 60 0.00022959 7.96 

HmfSat37-841 841 55 0.000222987 10.46 

HmfSat38-1394 1394 55 0.00022106 1.29 

HmfSat39-57 57 50.9 0.000208419 1.71 

HmfSat40-457 457 49.7 0.00020737 6.92 

HmfSat41-177 177 60 0.00020577 11 

HmfSat42-192 192 60 0.000178224 5 

HmfSat43-129 129 50 0.000169116 5.61 

HmfSat44-186 186 55 0.00016579 2.09 

HmfSat45-56 56 53.6 0.000163946 4.67 

HmfSat46-50 50 58 0.000154555 1.45 

HmfSat47-326 326 60 0.000149251 2.86 

HmfSat48-42 42 54.8 0.000137447 4.73 

HmfSat49-322 322 60 0.000136745 5.57 

HmfSat50-199 199 58.8 0.000125397 4.82 

HmfSat51-83 83 50 0.000115893 1.86 

HmfSat52-49 49 44.4 0.00011306 6.2 

HmfSat53-41 41 61.1 0.000111406 4.78 

HmfSat54-35 35 48.6 9.17E-05 4.57 

HmfSat55-47 47 51.1 8.07E-05 7.8 

HmfSat56-126 126 52.4 7.03E-05 9.66 

 
Tabela 3: Características gerais do satelitoma de H. malabaricus (G).  

  
SatDNA RUL A+T (%) Abundância Divergência (%) 

HmgSat01-58 58 50 0.027450575 2.9 

HmgSat02-513 513 60.8 0.01049602 3.91 

HmgSat03-46 46 47.8 0.006170622 9.51 

HmgSat04-139 139 63.3 0.004969837 12.44 

HmgSat05-63 63 38.9 0.002287971 6.81 

HmgSat06-260 260 46.5 0.002229842 11.36 


32  

  
HmgSat07-212 212 58 0.001908067 6.47 

HmgSat08-152 152 63.2 0.001585596 15.85 

HmgSat09-1240 1240 59 0.000874338 10.46 

HmgSat10-705 705 61.7 0.000862115 16.09 

HmgSat11-49 49 46.9 0.00076433 5.22 

HmgSat12-292 292 62.7 0.000702072 2.32 

HmgSat13-58 58 51.7 0.000687842 2.91 

HmgSat14-31 31 41.9 0.000645255 9.18 

HmgSat15-1140 1140 48.4 0.000576824 2.25 

HmgSat16-696 696 48.6 0.000564546 1.07 

HmgSat17-719 719 51.5 0.00054403 1.32 

HmgSat18-84 84 53.6 0.000504293 15.29 

HmgSat19-141 141 65.2 0.000461919 5.91 

HmgSat20-42 42 54.8 0.00045691 18.28 

HmgSat21-206 206 60 0.000445914 7.04 

HmgSat22-941 941 63.9 0.00035215 0.73 

HmgSat23-168 168 70.8 0.000329272 7.34 

HmgSat24-42 42 52.4 0.000304269 5.77 

HmgSat25-322 322 74.8 0.00029605 4.37 

HmgSat26-620 620 55.6 0.00027497 2.9 

HmgSat27-1380 1380 45.3 0.000271407 0.74 

HmgSat28-1312 1312 52.7 0.000270847 1.42 

HmgSat29-684 684 50.1 0.000265859 1.06 

HmgSat30-27 27 44.4 0.000248715 10.86 

HmgSat31-28 28 53.6 0.000235337 8.3 

HmgSat32-827 827 55 0.00020717 2.07 

HmgSat33-177 177 71.2 0.000203107 11.09 

HmgSat34-403 403 57.8 0.000191261 5.93 

HmgSat35-192 192 64.1 0.000186896 6.01 


33  

  
HmgSat36-177 177 65.5 0.000173289 16.05 

HmgSat37-467 467 44.4 0.000173259 9.41 

HmgSat38-142 142 67.6 0.0001542 8.01 

HmgSat39-34 34 47.1 0.000153018 7.88 

HmgSat40-49 49 49 0.000144479 5.82 

HmgSat41-21 21 71.4 0.000140705 6.76 

HmgSat42-23 23 43.5 0.000133235 14.83 

HmgSat43-142 142 60 0.000129129 5.96 

HmgSat44-56 56 53.6 0.000115051 6.17 

HmgSat45-588 588 56.1 0.000114585 12.67 

 
Tabela 4: Características gerais do satelitoma de H. intermedius.  

 
SatDNA RUL A+T (%) Abundância Divergência (%) 

HinSat01-294 294 62.6 0.042113345 6.27 

HinSat02-193 193 60.6 0.028559905 5.8 

HinSat03-138 138 28.3 0.009379041 6.25 

HinSat04-152 152 62.3 0.00815127 9.72 

HinSat05-174 174 70.1 0.005576086 9.31 

HinSat06-66 66 40.9 0.004948455 8.54 

HinSat07-159 159 27.7 0.004870451 5.32 

HinSat08-152 152 65.8 0.003852308 10.25 

HinSat09-38 38 47.4 0.002464525 11.44 

HinSat10-305 305 64.9 0.002305419 7.44 

HinSat11-3739 3739 43.1 0.002278421 6.07 

HinSat12-267 267 60.3 0.002039765 5.8 

HinSat13-69 69 55.1 0.001677834 8.97 

HinSat14-33 33 30.3 0.00128553 15.93 

HinSat15-1034 1034 55 0.001243605 2.22 

HinSat16-73 73 60.3 0.00121805 6.13 

HinSat17-153 153 62.7 0.001115466 9.43 

HinSat18-505 505 44.2 0.001055075 9.76 

HinSat19-58 58 53.4 0.000984144 1.97 

HinSat20-1284 1284 55 0.000808446 5.76 

HinSat21-1856 1856 60.8 0.000791266 10.22 


34  

  
HinSat22-294 294 63.9 0.000766709 5.3 

HinSat23-923 923 60 0.000703258 1.45 

HinSat24-1122 1122 55.9 0.000546758 2.76 

HinSat25-49 49 46.9 0.000539588 6.29 

HinSat26-152 152 67.1 0.000539559 7.6 

HinSat27-1773 1773 58.4 0.000520975 8.14 

HinSat28-34 34 55.9 0.000509009 16.39 

HinSat29-1013 1013 49.8 0.000452142 1.02 

HinSat30-1591 1591 61.2 0.00043092 0.56 

HinSat31-906 906 55 0.000424033 1.44 

HinSat32-84 84 53.6 0.000408506 17.24 

HinSat33-296 296 64.9 0.00038673 7.67 

HinSat34-765 765 55 0.00035709 1.04 

HinSat35-27 27 55.6 0.000353442 5.76 

HinSat36-21 21 52.4 0.000351965 6.56 

HinSat37-30 30 60 0.000347533 8.31 

HinSat38-1972 1972 60 0.000345755 2.4 

HinSat39-405 405 56.5 0.000312836 4.71 

HinSat40-42 42 50 0.000302744 14.03 

HinSat41-50 50 64 0.000285113 2.95 

HinSat42-168 168 70.2 0.000284341 8.38 

HinSat43-1062 1062 54.7 0.00028281 0.71 

HinSat44-686 686 49.3 0.000281238 0.81 

HinSat45-598 598 56 0.000267935 4.39 

HinSat46-885 885 51.4 0.000262126 5.73 

HinSat47-1393 1393 45.8 0.000262046 0.63 

HinSat48-54 54 48.1 0.000253195 8.09 

HinSat49-273 273 57.9 0.000245606 7.27 

HinSat50-175 175 69.1 0.000224826 11.24 

HinSat51-30 30 46.7 0.000212737 2.37 

HinSat52-42 42 50 0.00019782 3.94 

HinSat53-106 106 58.5 0.000196661 1.98 

HinSat54-685 685 52.6 0.000193752 7.57 

HinSat55-61 61 65.6 0.000180517 16.86 

HinSat56-42 42 50 0.000178757 8.67 

HinSat57-815 815 67.6 0.000175168 4.14 

HinSat58-378 378 55.3 0.000174956 4.81 

HinSat59-219 219 53.4 0.000170101 6.71 

HinSat60-1510 1510 60 0.000163511 1.16 


35  

  
HinSat61-20 20 55 0.000163015 17.48 

HinSat62-51 51 66.7 0.000157135 10.23 

HinSat63-512 512 60.7 0.000128542 4.82 

HinSat64-143 143 71.3 0.000123427 6.23 

HinSat65-47 47 59.6 0.000122971 3.51 

HinSat66-56 56 53.6 0.000121791 5.12 

HinSat67-60 60 66.7 0.000113381 6.33 

HinSat68-49 49 44.9 0.000106068 3.41 

HinSat69-41 41 61 0.000101313 3.01 

HinSat70-50 50 58 9.63E-05 2.14 

HinSat71-322 322 73.3 9.50E-05 10.78 

HinSat72-21 21 47.6 9.01E-05 0.48 

HinSat73-232 232 56.5 8.31E-05 7.99 

 
Tabela 5: Características gerais do satelitoma de H. unitaeniatus.  

 
SatDNA RUL A+T (%) Abundância Divergência (%) 

HunSat01-130 130 68.5 0.007945853 4.2 

HunSat02-141 141 61.7 0.005153603 8.04 

HunSat03-85 85 60 0.005087716 10.12 

HunSat04-45 45 38.9 0.004078272 2.71 

HunSat05-44 44 47.7 0.00237464 10.96 

HunSat06-86 86 48.8 0.001962165 6.95 

HunSat07-33 33 63.6 0.00146289 4.15 

HunSat08-51 51 64.7 0.000767729 3.86 

HunSat09-43 43 55.8 0.000687789 4.14 

HunSat10-177 177 64.4 0.000586401 11.46 

HunSat11-49 49 49 0.000533146 6.57 

HunSat12-41 41 48.8 0.00051128 11.25 

HunSat13-56 56 55.4 0.00047154 4.46 

HunSat14-31 31 41.9 0.000456787 8 

HunSat15-48 48 52.1 0.000433383 6.06 

HunSat16-820 820 53.5 0.000403238 15.63 


36  

  
HunSat17-923 923 53.4 0.000382169 4.25 

HunSat18-1053 1053 55.2 0.000365779 5.11 

HunSat19-958 958 64.4 0.000360095 2.38 

HunSat20-42 42 52.4 0.000311904 4.63 

HunSat21-700 700 51.9 0.000321884 9.11 

HunSat22-62 62 54.8 0.000273588 2.15 

HunSat23-152 152 61.8 0.00026705 18.15 

HunSat24-92 92 66.3 0.000249978 7.74 

HunSat25-653 653 55 0.000246734 8.77 

HunSat26-43 43 58.1 0.000214082 3.29 

HunSat27-1752 1752 49.7 0.000207505 4.33 

HunSat28-23 23 52.2 0.000207017 5.88 

HunSat29-764 764 47 0.000185375 1.5 

HunSat30-1096 1096 60 0.000168512 2.17 

HunSat31-31 31 48.4 0.000150241 5.61 

HunSat32-427 427 56 0.000122164 6.05 

HunSat33-49 49 51 0.00012124 6.11 

HunSat34-98 98 50 0.000115088 2.1 

HunSat35-214 214 52.3 0.000114939 7.71 

HunSat36-142 142 71.8 0.000113669 10.68 

HunSat37-32 32 50 0.000113562 7.74 

HunSat38-63 63 50.8 0.00011342 1.38 

HunSat39-369 369 61 8.96E-05 7.12 

HunSat40-58 58 55.2 8.89E-05 10.22 

 
37  

  
Tabela 6: Características gerais do satelitoma de E. erythrinus (A).  

 
SatDNA RUL A+T (%) Abundância Divergência (%) 

EerSat01-242 242 56.2 0.009269251 6.78 

EerSat02-130 130 68.5 0.00878756 4.28 

EerSat03-141 141 61.7 0.006156787 7.59 

EerSat04-45 45 44.4 0.0003664956 2.79 

EerSat05-473 473 62.2 0.001704209 10.14 

EerSat06-111 111 60 0.000128471 4.8 

EerSat07-31 31 41.9 0.000937735 7.26 

EerSat08-51 51 64.7 0.000935156 3.74 

EerSat09-41 41 51.2 0.000610733 11.17 

EerSat10-43 43 55.8 0.000596528 4.28 

EerSat11-871 871 53.6 0.000586566 4.8 

EerSat12-49 49 49 0.000533559 6.67 

EerSat13-691 691 52.8 0.00053318 9.28 

EerSat14-177 177 44.4 0.00053005 11.03 

EerSat15-835 835 53.8 0.000484409 12.85 

EerSat16-84 84 53.6 0.000446449 16.52 

EerSat17-56 56 60 0.000438513 4.74 

EerSat18-1053 1053 55.1 0.000403777 4.9 

EerSat19-958 958 63.5 0.000396183 2.4 

EerSat20-48 48 52.1 0.000395122 5.41 

EerSat21-94 94 60 0.000342821 7.96 

EerSat22-152 152 59.9 0.000324135 16.92 

EerSat23-62 62 44.4 0.000307026 1.97 


38  

  
EerSat24-42 42 52.4 0.000279482 4.56 

EerSat25-1767 1767 49.6 0.000262658 3.7 

EerSat26-31 31 64.5 0.000238926 10.64 

EerSat27-43 43 58.1 0.00023639 3.28 

EerSat28-1019 1019 45.9 0.0002301 1.73 

EerSat29-772 772 47 0.000197752 1.46 

EerSat30-21 21 57.1 0.000182298 7.28 

EerSat31-14 14 64.3 0.000172444 10.36 

EerSat32-940 940 59.5 0.000164376 6.99 

EerSat33-214 214 53.3 0.000155149 6.51 

EerSat34-921 921 50 0.000155028 2.62 

EerSat35-76 76 55 0.000147384 5.66 

EerSat36-1270 1270 55 0.000141402 2.47 

EerSat37-905 905 55 0.000141098 2.36 

EerSat38-31 31 48.4 0.000134339 6.07 

EerSat39-49 49 49 0.00013065 5.41 

EerSat40-59 59 44.4 0.000126351 1.05 

EerSat41-583 583 55 0.00012056 4.46 

EerSat42-39 39 48.7 0.000119666 7.84 

EerSat43-427 427 55.7 0.000115252 3.11 

EerSat44-80 80 65 0.000114391 2.12 

EerSat45-28 28 50 0.000109812 6.04 

EerSat46-50 50 65 0.000109477 9.61 

EerSat47-32 32 50 0.000104942 7.13 

EerSat48-52 52 65 9.57E-05 2.79 

EerSat49-389 389 61.7 7.09E-05 7.99 

 
39  

  
A maior variação de comprimento das unidades repetidas (RUL – repeat unit lenght) (Tabela 

7) foi observada em H. intermedius, com o tamanho das unidades variando entre 3739bp e 20bp 

(mediana = 168), sendo o HinSat11-3739, presente em H. intermedius o maior satélite observado 

dentre os catálogos descritos. Para as demais espécies, a variação do tamanho das unidades 

observadas foram: 2944bp a 28bp para H. malabaricus (F) (mediana = 177), 1380bp a 21bp para H. 

malabaricus (G) (mediana = 177), 1752bp a 23bp para H. unitaeniatus (mediana = 85) e 1767bp a 

14bp para E. erythrinus (mediana = 84), sendo o EerSat31-14 o menor satélite caracterizado para os 

catálogos descritos. Houve a predominância de satélites longos (> 100bp) para todos os catálogos 

descritos do gênero Hoplias, com esta fração das famílias de satDNAs representando 64,28% do 

satelitoma de H. malabaricus (F), 64,44% do satelitoma de H. malabaricus (G) e 61,64% do satelitoma 

de H. intermedius. Entretanto, observou-se um equilíbrio entre satDNAs longos e curtos em H. 

unitaeniatus e E. erythrinus (A), com satDNAs longos representando 57,51% e 53,06% destes 

catálogos, respectivamente.   

A análise do conteúdo A+T demonstrou uma leve tendência a satDNAs ricos em A+T para os 

cinco catálogos descritos, com médias de 55.5 para H. malabaricus (F), 55.65 para H. malabaricus 

(G), 56.08 para H. intermedius, 55.08 para H. unitaeniatus e 54.96 para E. erythrinus (A). A maior 

variação foi observada em H. intermedius, com conteúdo A+T variando entre 27,7% entre 71,3%. Os 

dados encontram-se resumidos na tabela 7 e Figura 4.  

  
Tabela 7: Médias e variações de conteúdo A+T dos satelitomas descritos.  

 
Espécie   A+T (%) médio  Variação A+T (%)  Variação RUL 

H. malabaricus (F)  55.5  44.4 – 66.9  28bp – 2944bp 

H. malabaricus (G)  55.65  38.9 – 74.8  21bp – 1380bp 

H. intermedius  56.08  27.7 – 71.3  20bp – 3739bp 

H. unitaeniatus  55.08  38.9 – 71.8  23bp – 1752bp 

E. erythrinus (A)  56.96  41.9 – 68.5  14bp – 1767bp 

  
40  

  
Figura 4: Representação gráfica da variação do conteúdo A+T e RUL dos satelitomas descritos neste 

trabalho. A esquerda, satDNAs, em ordem crescente de conteúdo A+T (eixo X) e conteúdo A+T em 

porcentagem (eixo Y). A direita, tamanho das sequências (eixo X) e contagem de satDNAs daquele 

tamanho (eixo Y).  

  
As análises comparativas entre os satDNAs de cada catálogo revelaram a presença de 

superfamílias (SF) para todos os grupos. Foram descritas sete superfamílias para H. intermedius, seis 

superfamílias para H. malabaricus (G), cinco superfamílias para H. unitaeniatus e quatro 

superfamílias para H. malabaricus (F) e E. erythrinus. Em todos os catálogos, destaca-se o 

  
41  

  
agrupamento de satélites longos em uma mesma superfamília, além da similaridade entre satélites 

curtos e regiões de satélites longos. Todos os alinhamentos observados para as superfamílias 

encontram-se no material suplementar. Além disso, os satélites HmgSat05-63 e HmgSat14-31, 

agrupados na SF3, foram caracterizados como uma high order repeat (HOR) (Figura 5).  

  
Figura 5: HOR encontrada entre dois satDNAs em H. malabaricus (G). As setas pretas representam a 

repetição dos monômeros do HmgSat14-31, enquanto as setas vermelhas e azuis representam as 

sub-repartições do HmgSat05-63.  

  
4.3  Comparação entre os catálogos de Erythrinidae refletem as relações filogenéticas do grupo  

  
Utilizando a ferramenta rm_homology, em conjunto a alinhamentos do software Geneious, 

utilizando as opções de novo assemble, foi possível realizar análises comparativas entre as 

sequências consensos dos cinco novos catálogos descritos, em conjunto ao satelitoma de H. 

malabaricus (D), já descrito em Erythrinidae (Toma et al., in prep.). Foram considerados satélites 

conservados aqueles que apresentaram similaridade entre 50% e 100%, sendo considerados partes 

de uma mesma superfamília (50% - 80%), variantes de um mesmo satélite (80% - 95%) ou mesmas 

variantes (95% -100%).  

 As análises comparativas demonstraram a presença de famílias de satDNAs isoladas por 

TAREAN apenas em cariomorfos específicos de H. malabaricus, apesar desses grupos estarem 

reunidos em uma mesma espécie. Foram observados 15 satDNAs isolados apenas no catálogo de H. 

malabaricus (D), 10 satDNAs apenas em H. malabaricus (F) e 3 satDNAs apenas em H. malabaricus 

(G). Destaca-se a grande similaridade entre os catálogos descritos para os cariomorfos F e G de H. 

malabaricus, sendo que 82,2% das sequências consensos de satDNAs descritas para H. malabaricus 

(G) encontram similaridade com alguma sequência consensos no catálogo de H. malabaricus (F), 

agrupadas em, no mínimo, superfamílias (> 50% de similaridade) (Tabela 8). Apesar de ainda 

  
42  

  
apresentar grande similaridade com os catálogos do cariomorfos F e G, o catálogo descrito para H. 

malabaricus (D) apresenta menos compartilhamento de consensos com os outros cariomorfos, com 

55,35% de suas sequências compartilhadas com o cariomorfo F e 50% de suas sequências 

compartilhadas com o cariomorfo G (Tabela 8).   

  
 Tabela 8: Matriz de similaridade entre o conteúdo de um satelitoma (horizontal) contra todos os 

outros satelitomas analisados (vertical).  

  
O catálogo de H. intermedius compartilha mais sequencias consensus com os catálogos 

descritos para H. malabaricus, com compartilhamento de 29 satDNAs entre esta espécie e H. 

malabaricus (D) e H. malabaricus (F), e 27 satDNAs compartilhados com H. malabaricus (G) (Figura 

6). Apesar de um número representativo de sequências compartilhadas nesses grupos, o alto 

número de satélites descritos por TAREAN apenas em H. intermedius (34 satDNAs), faz com que a 

porção do satelitoma de H. intermedius representada em outros catálogos do gênero Hoplias varie 

entre 32% (cariomorfo D) e 39% (cariomorfo F).   

Os satelitomas de H. unitaeniatus e E. erythrinus (A) mostraram o compartilhamento de 31  

sequências consensos de satDNAs, sendo a segunda maior taxa de compartilhamento de sequências, 

com 77.5% dos satélites de H. unitaeniatus sendo compartilhados com E. erythrinus (A) ao nível de 

superfamília, no mínimo. E. erythrinus (A) e H. unitaeniatus representaram os catálogos mais 

divergentes em relação aos cariomorfos de H. malabaricus e H. intermedius, com, no máximo, 22.5% 

de sequências compartilhadas com um desses catálogos (12 satDNAs entre H. unitaeniatus e H. 

intermedius).  

  
4.4  Compartilhamento de sequências consensos revela seis satDNAs conservados na família  

Erythrinidae  

  
 HmaSat  HmfSat  HmgSat  HinSat  HunSat  EerSat  

HmaSat  100  55,35  62,2  32,87  22,5  18,36  

HmfSat  55,35  100  82,2  39,72  22,5  20,40  

HmgSat  50  66,07  100  36,98  20  16,32  

HinSat  42,85  51,78  60  100  30  24,48  

HunSat  16,07  16,07  17,77  16,43  100  63,26  

EerSat  16,07  17,85  17,77  16,43  77,5  100  


43  

  
As análises comparativas para os catálogos descritos de Erythrinidae revelaram a ocorrência 

de seis satDNAs conservados para esta família, sendo quatro dessas sequências consideradas 

satélites curtos (<100bp) e as duas restantes, satélites longos (>100bp) (Tabela 9). Destaca-se o fato 

de que, na grande maioria dos casos, os satDNAs considerados conservados para todas as espécies 

apresentaram uma relação de variantes do mesmo satélite (80% a 95% de similaridade) ou mesma 

variante (>95%), com exceção dos satélites HunSat35-214 e EerSat33-214, que apresentam 

similaridade de, em média, 70% com os satélites HmaSat51-219, HmfSat24-217 HmgSat21-206 e 

HinSat59-219, agrupando-se como uma superfamília. A maioria das divergências observadas entre 

os satDNAs considerados conservados para todas as espécies dá-se através de substituições de 

nucleotídeos, destacando-se os grupos HmaSat20-49, HmfSat14-49, HmgSat11-49, HinSat25-49, 

HunSat11-49 e EerSat12-49; e HmaSat53-56, HmfSat45-56, HmgSat44-56, HinSat66-56, HunSat1356 

e EerSat17-56, onde as sequências divergem apenas por substituição de uma base em H. 

unitaeniatus e E. erythrinus (A). Entretanto, no grupo HmaSat23-42, HmfSat20-42, HmgSat24-42, 

HinSat52-42, HunSat15-48 e EerSat20-48, a principal divergência entre as sequências é devida a uma 

inserção de seis bases, ocorrida em H. unitaeniatus e E. erythrinus (A). Todos os alinhamentos 

encontram-se no material suplementar.  

Além disso, foi possível observar a conservação de satDNAs em grupos específicos, sendo 

eles: satDNAs conservados em H. malabaricus, satDNAs conservados no gênero Hoplias, satDNAs 

conservados entre os gêneros Hoplerythrinus e Erythrinus, e satDNAs conservados em diversas 

espécies, mas ausentes em pelo menos um grupo (Figura 6), baseados na análise das sequências 

consensus.   

  
44  

  
Figura 6: Mapa de calor dos satélites conservados, divididos em 5 grupos: todas as espécies 

analisadas, presentes apenas nos cariomorfos de H. malabaricus, presentes em satelitomas do 

gênero Hoplias, incluindo H. intermedius, satDNAs conservados em diversos grupos, mas não 

presentes em todos, e apenas compartilhados entre H. unitaeniatus e E. erythrinus. Em conjunto, 

uma filogenia baseada na quantidade de satDNAs compartilhados entre os grupos, analisando-se 

apenas as sequências consensus.  

  
4.5  Mapeamento por FISH de sequências conservadas demonstra o compartilhamento de padrões 

de clusterização.  

  
O mapeamento por FISH foi realizado em indivíduos de H. malabaricus dos cariomorfos F e 

G, H. intermedius, H. unitaeniatus e E. erythrinus. Para o mapeamento das sequências, selecionamos 

todos os satDNAs considerados conservados para todas as espécies, sendo representados pelos 

satDNAs HmfSat14-49, HmfSat24-217, HmfSat45-56, HmfSat52-49, HunSat15-48 e HmfSat33-177 

(Figura 7). O mapeamento dessas sequências demonstra o mesmo padrão de clusterização para 

todos os grupos mapeados, com acúmulo dessas sequências principalmente em regiões teloméricas, 

com HmfSat14-49 demonstrando clusters em todos os telômeros de todos os grupos analisados, 

além da região pericentromérica de um par de cromossomos em H. malabaricus F e H. malabaricus 

G. HmfSat45-56 demonstra um padrão de clusterização disperso pelos telômeros de todos os grupos, 

com maior evidência em 2 pares nos cariomorfos de H. malabaricus. HmfSat52-49 e HunSat15-48 

apresentam variação no número de cromossomos marcados, com 14 a 6 pares marcados (Figura 7). 

HmfSat24-217 demonstra um padrão de distribuição cromossômica mais restritos, presente nos 

telômeros de 2 pares em H. malabaricus F e 1 par nas demais espécies. O único exemplo de satDNA 

não clusterizado foi o HmfSat33-177, exibindo o mesmo padrão para todas as espécies.   


45  

  
Figura 7: Mapeamento das famílias de satDNAs conservados para todos os grupos analisados. Em H. 

malabaricus F (HMF), H. malabaricus G (HMG), H. intermedius (HIN), H. unitaeniatus (HUN) e E. 

erythrinus (ERY). Barra = 10 µm.  

  
Além disso, foram realizados mapeamentos direcionados a satDNAs conservados em 

catálogos específicos, sendo esses HmfSat01-139, HmfSat04-513 e HmfSat42-192, específicos para 

os três cariomorfos de H. malabaricus; HmfSat02-1894, HmfSat06-453, HmfSat12-58, HmfSat13-212 

e HmgSat08-152, específicos para o gênero Hoplias; HunSat21-700, EerSat02-130 e EerSat03-141, 

específicos para H. unitaeniatus e E. erythrinus; (Figuras 8, 9 e 10, respectivamente).  

Dentre os satDNAs específicos para os cariomorfos de H. malabaricus, HmfSat01-139, 

HmfSat04-513 e HmfSat42-192 demonstraram clusterização somente em H. malabaricus F e G, 

ausente nas demais espécies (Figura 8). HmfSat01-139 e HmfSat42-513 demonstraram clusters em 

regiões centroméricas dos dois cariomorfos, com variação no número de cromossomos marcados 

para HmfSat01-139 (14 cromossomos em H. malabaricus (F) e 12 cromossomos em H. malabaricus 

(G)), e conservação do número de cromossomos marcados para HmfSat42-513 (1 par de 

cromossomos em ambos os cariomorfos) (Figura 08). HmfSat04-513 demonstrou clusters em regiões 

teloméricas em 22 cromossomos de ambos os cariomorfos (Figura 08).  

  
46  

  
Figura 08: Mapeamento de satDNAs específicos dos cariomorfos de H. malabaricus F (HMF) e G 

(HMG)). Os satDNAs mapeados e suas respectivas cores estão descritos em cada imagem. Barra = 10 

µm.  

  
Dentre os satDNAs específicos do gênero Hoplias, HmfSat02-1894, HmgSat08-152 e 

HmfSat06-453 demonstraram clusters nas porções centroméricas dos cromossomos. Nestes casos, 

HmgSat08-152 e HmfSat06-453 foram conservados no número de cromossomos marcados para 

todas as espécies (1 par e 2 pares, respectivamente), enquanto HmfSat02 demonstrou clusterização 

em 5 pares em H. malabaricus (F), 3 pares em H. malabaricus (G), com uma sintenia em um dos 

pares com HmgSat08-152 e apenas 1 par em H. intermedius. O caso mais discrepante foi o 

HmfSat13212, centromérico nos dois cariomorfos de H. malabaricus e clusterizado nos telômeros 

de um par em H. intermedius (Figura 09). HmfSat12-58 demonstrou clusterização em regiões 

teloméricas de todos os cromossomos, mantendo esse padrão em todas as espécies. Nenhum sinal 

desses satélites foi observado em H. unitaeniatus e E. erythrinus.  

  
47  

  
Figura 09: Mapeamento de satDNAs específicos do gênero Hoplias (H. malabaricus (F) (HMF), G 

(HMG) e H. intermedius (HIN)). Os satDNAs mapeados e suas respectivas cores estão descritos em 

cada imagem. Barra = 10 µm.  

  
Todos os satDNAs selecionados para o mapeamento entre H. unitaeniatus e E. erythrinus 

foram localizados em regiões pericentromérica para ambas as espécies (Figura 10). Neste caso, 

chama atenção de um satDNA presente em praticamente todos os centrômeros das duas espécies 

(EerSat02-130), um satDNA presente em todos os centrômeros de E. erythrinus e presente em 17 

pares de H. unitaeniatus (EerSat03-141) e a conservação de 1 par marcado em ambas as espécies 

para o HunSat21-700 (Figura 10).  

  
48  

  
Figura 10: Mapeamento de satDNAs específicos de H. unitaeniatus e E. erythrinus. Os satDNAs 

mapeados e suas respectivas cores estão descritos em cada imagem. Barra = 10 µm.  

  
49  

  
4.6  MSTs revelam diferentes padrões de expansão de haplótipos em satélites conservados de  

Erythrinidae  

  
Para investigar a homogeneização e compartilhamento de haplótipos entre os grupos, 

selecionamos os satDNAs HmfSat14-49, HmfSat20-42, HmfSat45-56 e HmfSat52-49, todos presentes 

nos seis satelitomas analisados. Todos esses satDNAs demonstraram clusterização em regiões 

teloméricas de todas as espécies analisadas, om variação entre presença em todos os cromossomos 

(HmfSat14-49 e HmfSat45-56) ou apenas alguns cromossomos (HmfSat20-42 e HmfSat52-49). Foi 

possível observar dois padrões principais: satDNAs que compartilham haplótipos entre todas as 

espécies (HmfSat14-49 e HmfSat45-56) e satDNAs com haplótipos apenas compartilhados entre as 

espécies do gênero Hoplias ou entre Erythrinus e Hoplerythrinus (HmfSat20-42 e HmfSat52-49). 

HmfSat14-49 demonstrou dois haplótipos principais, sendo um deles compartilhado entre todos os 

gêneros (Figura 11). Neste caso, é possível observar a amplificação do segundo haplótipo principal 

apenas em Hoplias, com pouca abundância em Erytrinus e Hoplerytrhinus. De modo similar, 

HmfSat45-56 demonstrou dois haplótipos principais, compartilhados entre todos os grupos 

analisados. Entretanto, nesse caso foi possível observar a predominância de sequências provindas 

de H. unitaeniatus e E. erythrinus, devido a maior abundância desse satDNA nesses dois grupos 

(Figura 12).  

  
50  

  
Figura 11: MST linear obtida através de reads correspondentes ao HmfSat14-49 dos seis grupos 

presentes neste trabalho. O diâmetro do círculo são proporcionais a abundância do haplótipo. 

Círculos pretos representam 1 base de divergência entre os haplótipos, enquanto triângulos pretos 

representam 5 bases de divergência.  

  
Figura 12: MST linear obtida através de reads correspondentes ao HmfSat45-56 dos seis grupos 

presentes neste trabalho. O diâmetro do círculo são proporcionais a abundância do haplótipo. 

Círculos pretos representam 1 base de divergência entre os haplótipos, enquanto triângulos pretos 

representam 5 bases de divergência.  

  
51  

  
As MSTs obtidas através dos monômeros dos satDNAs HmfSat20-42 e HmfSat52-49 não 

demonstraram nenhum haplótipo compartilhado entre Hoplias e os outros dois gêneros da família 

Erythrinidae (Figuras 13 e 14). Para HmfSat20-42, o alinhamento das sequências consensus dos seis 

grupos analisados demonstram uma inserção de 6 pares de bases exclusivas de H. unitaeniatus e E. 

erythrinus (ver material suplementar), o que corrobora a ausência de compartilhamento de 

haplótipos entre esses grupos e Hoplias (Figura 13). HmfSat52-49 demonstrou-se um satélite mais 

divergente, com a ausência de haplótipos dominantes, provavelmente devido sua baixa abundância 

em todos os grupos analisados.  

  
Figura 13: MST linear obtida através de reads correspondentes ao HmfSat20-42 dos seis grupos 

presentes neste trabalho. O diâmetro do círculo são proporcionais a abundância do haplótipo. 

Círculos pretos representam 1 base de divergência entre os haplótipos, enquanto triângulos pretos 

representam 5 bases de divergência.  

  
52  

  
Figura 14: MST linear obtida através de reads correspondentes ao HmfSat52-49 dos seis grupos 

presentes neste trabalho. O diâmetro do círculo são proporcionais a abundância do haplótipo. 

Círculos pretos representam 1 base de divergência entre os haplótipos, enquanto triângulos pretos 

representam 5 bases de divergência.  

  
5  DISCUSSÃO  

  
A descrição de satelitomas em peixes Neotropicais, especialmente nas espécies pertencentes 

a ordem dos Characiformes vem trazendo novas informações em relação a diferenciação de 

cromossomos sexuais e cromossomos B, principalmente nos trabalhos de Silva et al. (2017), 

Utsunomia et al. (2019), Serrano-Freitas et al. (2020), Stornioli et al. (2021) e Kretschmer et al. 

(2022). Entretanto, poucos são os trabalhos dedicados ao estudo da evolução de satDNAs nesse 

grupo através da comparação de catálogos dessas sequencias, principalmente frente a grande 

diversidade da ictiofauna Neotropical. Estudos relacionados a comparação de satelitomas em peixes 

Neotropicais atualmente estão restritos a ordem dos Characiformes, com comparação entre 

espécies de dois gêneros da família Serrasalmidae (Goes et al., 2023) e dois gêneros da família 

Characidae (Goes et al., 2022). Em outros grupos, a satelitômica comparativa tem sido estudada 

principalmente em insetos; tais como gafanhotos (Palacios-Gimenez, et al., 2020; Camacho et al., 

2022) e barbeiros (Pita et al., 2017), nematóides (Despot-Slade et al., 2022), mamíferos (Gutiérrez et 

al., 2022), plantas (Amosova et al., 2022) e aves (Peona et al., 2022).  


53  

  
Todas essas análises comparativas seguem as predições da hipótese library, que dita que 

espécies próximas compartilham um mesmo catálogo de satDNAs provindos de um ancestral em 

comum, com diferenças na amplificação desses satDNAs em cada grupo (Fry e Salser, 1977). Nossas 

análises também demonstraram seguir essa predição, com seis satDNAs compartilhados entre os 

seis grupos analisados, além de diversos outros compartilhados entre os cariomorfos de H. 

malabaricus, entre o gênero Hoplias, ou entre os gêneros Hoplerythrinus e Erythrinus, mais próximos 

filogeneticamente (Conde-Saldanha 2022). Diversos autores sugerem que H. malabaricus seja 

considerado um complexo de espécies (Cavallaro et al., 2000; Santos et al., 2009; Cioffi et al., 2012; 

Marques et al., 2013) e a análise dos cariomorfos D, F e G revelam a presença de muitos satDNAs 

isolados em apenas um cariomorfo por TAREAN, demonstrando a existência de um catálogo 

ancestral e variação na abundância dessas sequências. Entretanto, nestes casos a hipótese library 

também se mostrou significativa, com grande parte dos catálogos sendo compartilhados entre os 

cariomorfos, além de grande variação de abundância entre alguns satDNAs considerados 

compartilhados, como por exemplo HmaSat24-142 ser correspondente ao HmfSat01-139 e 

HmgSat04-139. A mesma situação pode ser observada entre os satDNAs compartilhados entre todos 

os integrantes analisados do gênero Hoplias, como o HinSat73-232 ser o menos abundante de H. 

intermedius, mas ser correspondente ao HmfSat13-212, HmgSat07-212 e HmaSat52-211, e entre H. 

unitaeniatus e E. erythrinus, com o HunSat21-700 corresponder ao EerSat13-691.   

Através das MSTs produzidas, foi possível acompanhar, em alguns casos, os padrões de 

expansão que ocorreram ao longo da história evolutiva desse grupo, conforme predito pela evolução 

em concerto. Alguns exemplos disponíveis são o surgimento de um haplótipo muito abundante 

restrito as espécies do gênero Hoplias em HmfSat14-49 e a maior abundância do HmfSat45-56 em 

H. unitaeniatus e E. erythrinus, em comparação a qualquer indivíduo de Hoplias. Entretanto, não foi 

possível correlacionar os padrões de diversificação de haplótipos com a posição cromossômica 

desses satDNAs, como