Universidade Estadual Paulista 
“Júlio de Mesquita Filho” 

Faculdade de Medicina 
 
 
 

 

 

 

CAROLINA RODRIGUES TONON 
 
 
 

 

 

 
 
 

Influência de análogo de GLP-1 na microbiota 
intestinal e atenuação da cardiotoxicidade 

induzida pela doxorrubicina em ratos 
 
  

 

 

 

Tese apresentada à Faculdade de Medicina, 
Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita 
Filho”, Câmpus de Botucatu, para obtenção do 
título de Doutora em Fisiopatologia em Clínica 
Médica.  

 
 
 
 

 
Orientadora: Profa. Associada Bertha Furlan Polegato 

 
 
 
 
 
 
 
 

Botucatu 
2024 



 

Carolina Rodrigues Tonon 

 
 
 
 
 
 
 

Influência de análogo de GLP-1 na microbiota 
intestinal e atenuação da cardiotoxicidade 

induzida pela doxorrubicina em ratos 
  
  
 

 
Tese apresentada à Faculdade de Medicina, 
Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita 
Filho”, Câmpus de Botucatu, para obtenção do 
título de Doutora em Fisiopatologia em Clínica 
Médica..  

 
  
 
 
 
 
 

Orientadora: Profa. Associada Bertha Furlan Polegato 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

Botucatu 
2024



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



 

 

IMPACTO ESPERADO DA TESE NA SOCIEDADE 
 

 Com o envelhecimento da população mundial, espera-se aumento no 

número de casos de neoplasias. A doxorrubicina é um dos quimioterápicos mais 

utilizado no tratamento de diversos tipos de câncer tais como mama, tireoide, leucemia 

e linfomas. A cardiotoxicidade é um efeito colateral importante dessa medicação e 

pode cursar com insuficiência cardíaca. A insuficiência cardíaca é uma condição 

associada a elevados gastos em saúde, piora da qualidade de vida dos pacientes e 

elevada morbimortalidade.  

 Diversas medicações estão sendo estudadas na tentativa de prevenir ou 

atenuar a cardiotoxicidade induzida pela doxorrubicina, porém ainda não dispomos de 

estratégias eficientes em mitigar os efeitos colaterais dessa medicação. 

 Nesse trabalho avaliamos os efeitos da liraglutida, um análogo de GLP-

1, na atenuação da cardiotoxicidade. Essa classe de medicamentos se mostrou 

efetiva em diminuir eventos cardiovasculares em pacientes com fatores de risco, no 

entanto, os mecanismos pelos quais a droga é benéfica ainda são desconhecidos. 

 Com nossos resultados esperamos identificar as vias fisiopatológicas 

envolvidas na cardiotoxicidade, bem como os mecanismos moleculares de ação da 

liraglutida, contribuindo para o conhecimento de ambos os campos de pesquisa.



 

 

EXPECTED IMPACT OF THE THESIS ON SOCIETY 

 

 The number of cancers cases are expected to increase along with the 

aging of the population. Doxorubicin is one of the most used chemotherapy drugs in 

the treatment of several types of cancer such as breast, thyroid, leukemia and 

lymphomas. Cardiotoxicity is an important side effect of this medication and can lead 

to heart failure. Heart failure is a condition associated with high healthcare costs, poor 

quality of life and high morbidity and mortality.  

 Several medications are being studied as an attempt to prevent or 

attenuate doxorubicin-induced cardiotoxicity, but we still do not have efficient 

strategies to mitigate the side effects of this medication. 

 In this work, we evaluated the effects of liraglutide, a GLP-1 analogue in 

attenuating cardiotoxicity. This class of medications is effective in reducing 

cardiovascular events in patients with risk factors, however, the mechanisms by which 

the drug is beneficial are still unknown. 

 With our results, we hope to identify the pathophysiological pathways 

involved in cardiotoxicity, as well as the molecular mechanisms of action of liraglutide, 

contributing to better understanding this field of research.



unesp 
UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 

CAmpus de Botucatu 

ATA DA DEFESA PÜBLICA DA TESE DE DOUTORADO DE CAROLINA RODRIGUES TONON, 
DISCENTE DO PROGRAMA DE PÓs-GRADUAÇÃO EM FISIOPATOLoGIA EM CLÍNICA MÉDCA, 
DA FACULDADE DE MEDICINA -C¢MPUS DE BOTUCATU. 

Profa. Dra. BERTHA FURLAN POLEGATO 

FMB 

Aos 12 dias do mês de julho do ano de 2024, às 14:15 horas, no(a) Sala de reuniðes 01 do 
Prédio da Administração da FMB/Unesp, realizou-se a defesa de TESE DE DOUTORADO de 
CAROLINA RODRIGUES TONON, intitulada Influência de análogo de GLP-1 na 
microbiota intestinal e atenuação da cardiotoxlcidade induzida pela 
doxorrubicina em ratos. A Comissão Examinadora foi constituida pelos seguintes 
membros: Profa. Dra. BERTHA FURLAN POLEGATO (Orientador(a) - Participação 
Presencial) do(a) Depto. de Clínica Médica / FM/Botucatu Unesp, Profa. Dra. MARIANA 

JANINI GOMES (Participação Virtual) do(a) Kinesiology and Sport Management / Texas A&M 
University, Prof. Dr. LUIZ DOMINGUES DE ALMEIDA JUNIOR (Participação Presencial) do(a) 

Depto. de Biofísica e Farmacologia / IB/Botucatu Unesp, Profa. Dra. MARINA POLITI 
OKOSHI (Participação Presencial) do(a) Depto. de Clínica Médica / FM/Botucatu - Unesp. 
Após a exposição pela doutoranda e arguição pelos membros da Comiss£o Examinadora 
que participaram do ato, de forma presencial e/ou virtual, a discente recebeu o conceito 

final:_PONAPA_ Nada mais havendo, foi lavrada a presente ata, que após lida e 
aprovada, foi assinada pelo(a) Presidente(a) da Comissão Examinadora. 

Faculdade de Medlcina - Câmpus de Bolucalu 
Av.: Prof. Mário Rubens Guimaråes Montenegro, s/n°, 18618687, Bolucatu - São Paulo 

http:/www.fmb.unesp.brlpgclinlcanmedlcaCNPJ; 48.031.91a/0019-53. 



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

EPÍFRAGE 



 

 

 

“Eu prefiro ter perguntas que não podem ser respondidas a ter respostas 

que não podem ser questionadas".  

Richard Feynman 



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

DEDICATÓRIA



 

 

A meus pais: Sandra e Renato.



 

 

AGRADECIMENTO ESPECIAL 

 

 À Profa. Bertha Furlan Polegato, 

 Você é minha maior inspiração desde que comecei essa jornada da pós-

graduação. 

 No início, achamos que nossa relação seria um pouco complicada, pois 

nós duas temos o gênio muito forte, porém, nos acertamos de uma forma inimaginável. 

 Agradeço imensamente por essa escolha. Você, literalmente, pegou na 

minha mão e, me ensinou desde o básico, como segurar um rato, ao mais complexo, 

como entender uma ANOVA de duas vias. Me ensinou a tabular dados, a interpretá-

los, a fazer gráficos, a escrever a artigos, a fazer apresentações, a dar aulas. Me 

ensinou a fazer projetos de pesquisa, a me engajar em outras funções dentro da 

universidade, enfim, me ajudou a me transformar em uma pesquisadora completa. 

Você me transmitiu tudo o que sabe, com tanta humildade, o que me fez refletir o que 

é ser professor. E, na minha opinião, você exerceu sua função como professora de 

uma forma brilhante ao me guiar por esse caminho. Você se dedicou tanto a mim, que 

eu não tenho palavras para agradecer. 

 Acredito que nunca conseguirei retribuir todo o ensinamento que você 

me proporcionou e espero ser, um dia, um pouco da professora e pesquisadora que 

é e que você possa se orgulhar de mim e do que me tornei, pois grande parte das 

minhas conquistas vou dever aos seus ensinamentos e à sua parceria. 

 Muito obrigada! 



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

AGRADECIMENTOS



 

 

 Em primeiro lugar, agradeço meus pais, Sandra e Renato, por serem 

meu alicerce e meu maior exemplo. Obrigada por, desde cedo, terem me incentivado 

a estudar e, por me fornecerem todos os meios necessários para isso. Minha mãe, 

professora de matemática, sempre muito engajada no processo de ensino e buscando 

crescer constantemente; fez seu Mestrado e enfrentou grandes obstáculos, mas me 

lembro muito bem do dia de sua defesa, quando eu era apenas uma criança... esse 

título me estimulou a chegar até aqui hoje. Meu pai, dono da Revistaria e Livraria 

Tonon na minha cidade natal, sempre trazendo revistas, jornais e livros para dentro 

de casa... isso foi fundamental para obtenção de conhecimento e o gosto pela leitura. 

Além disso, agradeço por terem me incentivado a ser uma pessoa crítica e 

questionadora e por terem me apoiado incondicionalmente quando escolhi fazer 

Medicina, mesmo sabendo que não seria uma tarefa fácil. Obrigada por terem me 

estimulado a ficar na UNESP-Botucatu quando eu queria desistir. Essa foi a decisão 

mais sábia que poderia ter tomado na minha vida profissional até hoje. Amo muito 

vocês.  

 Agradeço meu irmão gêmeo, Vítor, por toda a parceria durante a vida. 

Por ter sido meu cúmplice na escola e meu parceiro de questionamentos. Sem esse 

espírito crítico, não teríamos chegado até aqui. Obrigada por todos os ensinamentos 

de exatas e, principalmente, por ter me feito perceber que a Medicina era o sonho da 

minha vida. Serei eternamente grata a você por isso. Tenho muito orgulho de você, 

gêmeo.  

 Também agradeço meus tios Márcio e Érika e prima Nicole, por sempre 

estarem presentes na minha vida. Amo vocês.  

 Obrigada aos meus professores do início da vida, que me ensinaram o 

básico, o que definitivamente me permitiu chegar até aqui hoje. Em especial, agradeço 

àqueles que me estimularam a sempre questionar e a querer saber mais e mais.  

 Ao meu esposo, Rannier, que é o amor da minha vida, meu companheiro 

e meu melhor amigo. Que me viu crescer como estudante, como médica e agora como 

pesquisadora. Que sempre esteve presente em todos os momentos dessa 

caminhada. Que entendeu minhas ausências para que eu pudesse concretizar esse 

sonho. Que cuidou do nosso lar e dos nossos cães Luke e Bruce quando eu não estive 

presente. Sem você, eu não teria forças para chegar até aqui. Você é o que me faz 

viver. Amo você.  



 

 

 À Disciplina de Clínica Médica Geral pelo estímulo constante, em todos 

os aspectos, e por ter me dado todos os meios necessários para realizar a pós-

graduação.  

 Aos meus queridos professores e agregados da Clínica Médica Geral, 

Marina Okoshi, Sérgio Paiva, Leonardo Zornoff, Marcos Minicucci, Paula Schmidt, 

Katashi Okoshi, Suzana Tanni por todos os ensinamentos acadêmicos e pessoais, 

que levarei para o resto da vida.  

 Um agradecimento especial, à Profa. Marina Okoshi, que me recebeu de 

braços abertos quando terminei a residência médica e me deu meu primeiro emprego 

na pesquisa clínica. Obrigada por acreditar em mim e no meu potencial. Também 

agradeço ao Prof. Sérgio Paiva por ter sanado tantas dúvidas de estatística desse 

trabalho.   

 Aos médicos da disciplina Danilo, Diego, Edson, Filipe Welson, Raquel, 

Roberto Minoru e Taline, obrigada por compartilharem o dia-a-dia e pela ajuda nos 

momentos de assistência aos pacientes.  

 Aos meus amigos pós-graduandos do laboratório de remodelação 

cardíaca e nutrição (RECAN), Marina Gaiato, Paola Balin, Natália Ferreira, Nayane 

Vieira, Seiji Fujimori, Ana Paula Ribeiro e Ronny Petterson, vocês foram essenciais 

nessa caminhada. Eu não sabia utilizar uma pipeta, mas com muita paciência 

pegaram na minha mão e me ensinaram muito do que sei hoje. Obrigada por todos os 

ensinamentos que levarei para sempre comigo. Em especial, agradeço ao Seiji, pelos 

ensinamentos de laboratório em geral e, principalmente, sobre Western blot. Também 

agradeço à minha grande amiga Marina Gaiato, que além de tudo, se tornou minha 

comadre.  

 Agradeço à Profa. Mariana Janini Gomes por ter me recebido na Texas 

A&M University nos EUA durante os 3 meses em que realizei minha capacitação no 

exterior e por tudo que me ensinou durante esse período.  

 Aos meus grandes irmãos da residência médica, Alana e Vinícius, que 

me estimularam a continuar na Clínica Médica e que, mesmo longe fisicamente, 

sempre estiveram no meu coração.  

 Ao compadre Leonardo Rufino e à grande amiga Miriam Paiva pelos 

conselhos sobre a vida e parceria nos momentos de lazer.  



 

 

 Aos funcionários do Departamento de Clínica Médica, Elisângela, Laura, 

Bruno, Renato e Yasmin. Obrigada por sempre estarem disponíveis e dispostos a 

ajudar.  

 Aos funcionários da UNIPEX, por toda a ajuda no desenvolvimento 

desse projeto.  

 Agradeço ao professor Katashi pela realização do ecocardiograma dos 

animais.  

 Ao Dijon por toda a ajuda em diversas etapas desse projeto. 

 À professora Maria Aparecida Marchesan Rodrigues pela análise 

histológica das lâminas. 

 Ao professor Josias Rodrigues pela análise da microbiota. 

 Ao Luiz Domingues de Almeida pela ajuda na dosagem de ácidos 

graxos. 

 À Camila Correa pela ajuda nas análises de estresse oxidativo.  



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

SUMÁRIO



 

Sumário   ii 

 
Lista de Tabelas .................................................................................................................... iii 

Lista de Figuras ..................................................................................................................... v 

Lista de Abreviaturas .......................................................................................................................... vii 

Resumo ................................................................................................................................................... 1 

Abstract ................................................................................................................................................... 4 

Introdução ............................................................................................................................................... 7 

Hipótese ................................................................................................................................................ 19 

Objetivos ............................................................................................................................................... 21 

Material e Métodos .............................................................................................................. 23 

Cálculo do tamanho amostral .................................................................................................... 24 

Delineamento experimental ....................................................................................................... 24 

Ecocardiograma ........................................................................................................................... 26 

Estudo do Coração isolado ........................................................................................................ 27 

 Análise histológica ....................................................................................................................... 28 

Análise das espécies reativas in situ ........................................................................................ 28 

Avaliação do estresse oxidativo ................................................................................................ 29 

Avaliação da atividade das enzimas antioxidantes ................................................................ 30 

Western blot .................................................................................................................................. 30 

ELISA para avaliação de LPS ................................................................................................... 31 

Avaliação de ácidos graxos de cadeia curta nas fezes ......................................................... 32 

Avaliação da microbiota intestinal ............................................................................................. 33 

Análise estatística ........................................................................................................................ 34 

Resultados ............................................................................................................................................ 35 

Evolução do peso ......................................................................................................... 36 

Consumo de ração ........................................................................................................ 36 

 Peso dos órgãos .......................................................................................................................... 37 

Ecocardiograma ............................................................................................................ 38 

Estudo do coração isolado ............................................................................................ 40 

 Histologia ...................................................................................................................................... 44 

Estresse oxidativo ......................................................................................................... 48 

Dosagem de LPS .......................................................................................................... 49 

Avaliação de ácidos graxos de cadeia curta (AGCC) nas fezes .................................... 49 

Western Blot  ............................................................................................................... 51 

Microbiota ...................................................................................................................................... 53 

Alfa diversidade ............................................................................................................................ 59 

Beta diversidade .......................................................................................................................... 60 

Discussão ............................................................................................................................................. 62 

Conclusões ........................................................................................................................................... 72 

Limitações do Estudo .......................................................................................................................... 74 

Referências .......................................................................................................................................... 76 

Material Suplementar .......................................................................................................................... 96 

Anexos ................................................................................................................................................ 109 



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

LISTA DE TABELAS



 

Lista de Tabelas   iv 

Tabela 1. Peso dos órgãos .................................................................................................. 38 

Tabela 2. Variáveis ecocardiográficas estruturais ................................................................ 39 

Tabela 3. Frequência cardíaca e variáveis ecocardiográficas funcionais ............................. 40 

Tabela 4. Abundância relativa da microbiota a nível de filos no momento inicial ................. 54 

Tabela 5. Abundância relativa da microbiota a nível de filos no momento final.................... 55 



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

LISTA DE FIGURAS



 

Lista de Figuras   vi 

Figura 1. Fisiopatologia da cardiotoxicidade induzida pela doxorrubicina............................ 12 

Figura 2. Fisiopatologia da ruptura de barreira intestinal e cardiotoxicidade ....................... 15 

Figura 3. Delineamento experimental .................................................................................. 25 

Figura 4. Evolução do peso médio e consumo de ração ..................................................... 37 

Figura 5. Traçados representativos do estudo do coração isolado ...................................... 41 

Figura 6. Volume inicial do balão e PS máxima no estudo do coração isolado ................... 42 

Figura 7. Derivadas positiva e negativa obtidas no estudo do coração isolado ................... 42 

Figura 8. Relação pressão diastólica – volume diastólico ................................................... 43 

Figura 9. Relação stress diastólico – strain ......................................................................... 43 

Figura 10. Cortes histológicos do miocárdio corados com HE ............................................. 44 

Figura 11. Cortes histológicos do intestino grosso .............................................................. 45 

Figura 12. Área do miócito .................................................................................................. 46 

Figura 13. Representação das espécies reativas de oxigênio no coração .......................... 47 

Figura 14. Representação das espécies reativas de oxigênio no intestino .......................... 47 

Figura 15. Estresse oxidativo no coração ............................................................................ 48 

Figura 16. Estresse oxidativo no intestino ........................................................................... 49 

Figura 17. Dosagem de ácidos graxos de cadeia curta antes do tratamento ...................... 50 

Figura 18. Dosagem de ácidos graxos de cadeia curta após o tratamento ......................... 51 

Figura 19. Expressão proteica por Western blot no coração  .............................................. 52 

Figura 20. Expressão proteica por Western blot no intestino grosso ................................... 53 

Figura 21. Abundância relativa da microbiota a nível de filos no momento inicial ................ 55 

Figura 22. Abundância relativa da microbiota a nível de filos no momento final .................. 56 

Figura 23. Abundância relativa da microbiota a nível de espécie no momento inicial .......... 57 

Figura 24. Abundância relativa da microbiota a nível de espécie no momento final ............ 58 

Figura 25. Alfa-diversidade (Índice de Shannon)  ................................................................ 59 

Figura 26. Representação da beta diversidade no momento inicial ..................................... 60 

Figura 27. Representação da beta no momento final .......................................................... 61 

 



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

LISTA DE ABREVIATURAS



 

Lista de Abreviaturas   viii 

AE – átrio esquerdo 

AGCC – ácidos graxos de cadeia curta 

ANCOVA – análise de covariância 

AO – aorta 

ASC – área sob a curva  

BCL-2 – linfoma de células B 

CAT – catalase 

DAMPs – padrões moleculares associados a danos  

DDVE – diâmetro diastólico do ventrículo esquerdo 

DHE – dihidroetídeo  

DM2 – Diabetes mellitus tipo 2 

DNPH – 2,4-dinitrofenil-hidrazina 

DRP-1 – proteína relacionada à dinamina   

DSVE – diâmetro sistólico do ventrículo esquerdo  

EDPP – espessura diastólica da parede posterior 

EDSIV – espessura diastólica do septo interventricular 

EROS – espécies reativas de oxigênio 

ERVE – espessura relativa do ventrículo esquerdo 

FC – frequência cardíaca 

FE – fração de ejeção 

Fis1 – proteína de fissão tipo 1 

GAPDH – gliceraldeído 3-fosfato desidrogenase 

GLM – modelo linear generalizado 

GLP-1 – glucagon-like peptide  

HE – hematoxilina e eosina 

IC – insuficiência cardíaca 

IL-1 – interleucina 1 

IL-10 – interleucina 10 

IL-6 – interleucina 6 

IMVE – índice de massa do ventrículo esquerdo 

IP – intraperitoneal 

JAM – molécula de adesão juncional 

LPS – lipopolissacárides 

MDA – malondialdeído 



 

Lista de Abreviaturas   ix 

MFN1 – mitofusina 1 

MFN2 – mitofusina 2 

MVE – massa do ventrículo esquerdo 

NF-κB – fator nuclear kappa B 

OPA1 – gene relacionado à atrofia óptica 

OTU – unidade taxonômica operacional  

PAMPs – padrões moleculares associados a patógenos  

PBS – tampão fosfato-salino  

PCR – reação em cadeia da polimerase  

PERMANOVA – análise de variância permutacional multivariada 

PRR – receptores de reconhecimento de padrões  

PVE – pressão do ventrículo esquerdo  

SC – Subcutâneo 

SOD – superóxido dismutase 

TBA – ácido tiobarbitúrico 

TBARS – substâncias reativas do ácido tiobarbitúrico 

TCA – ácido tricloroacético 

TDE – tempo de desaceleração da onda E 

TGI – trato gastrointestinal  

TLR – receptor toll-like 

TNF-α – fator de necrose tumoral alfa 

TRIV – tempo de relaxamento isovolumétrico  

V0 – volume inicial  

VEPP – velocidade de encurtamento da parede posterior 

VVE – volume do ventrículo esquerdo 

WGA – aglutinina de germe de trigo  

ZO-1 – zonula occludens tipo 1 



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

RESUMO



 

Resumo   2 

Introdução: A doxorrubicina é um quimioterápico utilizado no tratamento de 

neoplasias sólidas e hematológicas. No entanto, apresenta a cardiotoxicidade como 

seu efeito colateral mais grave, limitando o tratamento e piorando a qualidade de vida 

dos pacientes. A fisiopatologia da cardiotoxicidade é multifatorial e envolve geração 

de espécies reativas de oxigênio, inflamação e disfunção mitocondrial. Recentemente, 

alterações na microbiota intestinal têm sido associadas a doenças cardiovasculares. 

Os análogos de GLP-1 mostraram benefícios cardiovasculares em estudos clínicos, 

além de serem efetivos em reduzir o estresse oxidativo, a inflamação e possuírem 

efeitos protetores na mucosa intestinal. Objetivo: Avaliar o papel da liraglutida, 

análogo de GLP-1, na atenuação da cardiotoxicidade aguda induzida pela 

doxorrubicina em ratos por meio de sua atuação no intestino e na microbiota intestinal. 

Material e Métodos: Utilizamos 60 ratos Wistar machos alocados em 4 grupos: 

Controle (C), Doxorrubicina (D), Liraglutida (L) e Doxorrubicina + Liraglutida (DL). Os 

animais dos grupos L e DL receberam injeção subcutânea de liraglutida 0,6 mg/kg 

diariamente e os grupos C e D solução salina por 2 semanas. Após, os animais dos 

grupos D e DL receberam injeção intraperitoneal de doxorrubicina 20 mg/kg, dose 

única e os grupos C e L receberam injeção de salina. Após 48 horas da dose de 

doxorrubicina, os animais foram submetidos ao ecocardiograma, estudo do coração 

isolado e eutanásia para coleta dos materiais biológicos. Resultados: Os animais que 

receberam liraglutida ingeriram menos ração e apresentaram menor ganho de peso 

que os animais que não receberam a droga. Após a injeção de doxorrubicina, os 

animais tratados com o quimioterápico tiveram maior perda de peso em relação aos 

que não receberam. Ao ecocardiograma, as variáveis relacionadas à função sistólica 

(S’ médio e VEPP) e à função diastólica (ondas E, A, E’, A’, E/A) foram menores nos 

animais tratados com doxorrubicina, assim como as derivadas temporais positivas e 

negativas e a complacência ventricular no estudo do coração isolado. No coração, não 

identificamos diferenças entre os grupos na histologia e na análise das espécies 

reativas de oxigênio in situ, no entanto, houve maior atividade da catalase no coração 

dos animais tratados com doxorrubicina. A expressão das proteínas TNF-α, NFκB 

fosforilado, troponina T e BCL-2 foi menor e TLR-4 foi maior nos animais tratados com 

doxorrubicina. A dosagem de LPS no soro foi semelhante entre os grupos. Em relação 

ao intestino, observamos perda estrutural importante das criptas intestinais nos 

animais tratados com doxorrubicina e a concentração dos ácidos acético, propiônico 

e butírico nas fezes foram menores nos animais tratados com doxorrubicina. Antes e 



 

Resumo   3 

após os tratamentos, os filos de bactérias mais preponderantes foram Firmicutes e 

Bacteroidetes, no entanto, após os tratamentos, a abundância relativa dos 

microrganismos do filo Bacteroidetes foi menor e do filo Proteobacteria foi maior nos 

animais tratados com doxorrubicina. Não houve diferença na alfa-diversidade entre os 

grupos nos dois momentos avaliados. Houve diferença na beta-diversidade entre os 

grupos no momento final. Não observamos efeito relevante da liraglutida nas análises 

realizadas. Conclusão: A doxorrubicina causou disfunção cardíaca sistólica e 

diastólica, alterando proteínas relacionadas à apoptose, inflamação e a atividade da 

catalase no tecido cardíaco. Além disso, promoveu alterações na estrutura intestinal, 

na composição da microbiota e reduziu dos ácidos graxos de cadeia curta, no entanto 

a liraglutida não foi capaz de atenuar a cardiotoxicidade pelos mecanismos avaliados.  

 

Palavras-chave:  Doxorrubicina; Cardiotoxicidade; Microbiota intestinal; Inflamação 

sistêmica; GLP-1; Liraglutida. 



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

ABSTRACT 



 

Abstract   5 

Introduction: Doxorubicin is an effective chemotherapy used in the treatment of solid 

and hematologic malignancies. However, cardiotoxicity represents the most severe 

side effect, limiting treatment and worsening patients’ quality of life. The 

pathophysiology of doxorubicin-induced cardiotoxicity is multifactorial and involves 

direct damage to the DNA, oxidative stress, inflammation, and mitochondrial 

dysfunction. Recently, changes in gut microbiota have been associated to 

cardiovascular diseases. GLP-1 analogs have shown cardiovascular benefits in clinical 

trials and, also are effective in reducing oxidative stress, inflammation and seem to 

have a protective role in the intestinal barrier. Objective: Evaluate the role of 

liraglutide, a GLP-1 analog, in attenuating acute doxorubicin-induced cardiotoxicity in 

rats by acting in the intestine and gut microbiota. Material and Methods: We used 60 

male Wistar rats allocated in 4 groups: Control (C), Doxorubicin (D), Liraglutide (L), 

and Doxorubicin + Liraglutide (DL). The animals in groups L and DL received 

subcutaneous injection of 0.6 mg/kg liraglutide daily and groups C and D received 

saline, for 2 weeks. After, the animals in groups D and DL received an intraperitoneal 

injection of doxorubicin 20 mg/kg once. After 48 hours of doxorubicin injection, the 

animals were submitted to echocardiogram, isolated heart study, and euthanasia to 

collect biological materials, which were stored at -80 °C. Results: The animals that 

received liraglutide ingested less food and did not gain the same weight as animals 

that did not receive the GLP-1 analogue. After doxorubicin injection, the animals that 

received the chemotherapy showed a marked weight loss compared to the animals 

that did not receive the drug. At echocardiogram, the systolic variables (S' and PWSV) 

and the diastolic variables (waves E, A, E', A', E/A) were lower in the animals treated 

with doxorubicin, as well as the positive and negative temporal derivatives and 

ventricular compliance at isolated heart study. In the heart, we did not identify 

differences in the histological analysis and in reactive oxygen species in situ, however 

catalase activity was increased in animals treated with doxorubicin. The expression of 

the proteins TNF-α, phosphorylated NFκB, Troponin T and BCL-2 was lower and TLR-

4 was higher in the heart of animals treated with doxorubicin. LPS levels in serum were 

similar between groups. In the intestines, there was significant structural loss of 

intestinal crypts in animals treated with doxorubicin and the concentration of acetic, 

propionic and butyric acids in feces were lower in animals treated with the 

chemotherapy drug. Before and after treatment, the most predominant bacterial phyla 

were Firmicutes and Bacteroidetes, however, after treatment, the relative abundance 



 

Abstract   6 

of microorganisms from the Bacteroidetes phylum was lower and Proteobacteria 

phylum was higher in the animals treated with doxorubicin. There was no difference in 

alpha-diversity between the groups at the two moments evaluated. Beta-diversity was 

different after the treatment between the groups. We did not observe a relevant effect 

of liraglutide in all analyses. Conclusion: Doxorubicin caused systolic and diastolic 

dysfunction, altering proteins related to apoptosis, inflammation and catalase activity 

in the heart. Besides, it caused important changes in intestinal structure, in the 

composition of microbiota and reduced short chain fatty acids in the feces, 

nevertheless liraglutide was not able to attenuate cardiotoxicity through the 

mechanisms evaluated.  

  

Keywords: Doxorubicin; Cardiotoxicity; Gut microbiota; Systemic inflammation; GLP-

1; Liraglutide



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

INTRODUÇÃO



 

Introdução   8 

A Doxorrubicina e suas consequências   

 

 O câncer é uma das principais causas de morbidade e mortalidade no 

mundo e representa grande problema de saúde pública. Estima-se que, no Brasil, em 

cada ano do triênio 2023-2025, ocorrerão 704 mil casos novos de câncer (1) e, no 

mundo, estima-se que em 2030 ocorrerão aproximadamente 13,1 milhões de mortes 

por câncer (2). 

 Os antracíclicos, especialmente a doxorrubicina, são uma classe de 

medicamentos quimioterápicos utilizados há mais de 40 anos no tratamento de vários 

tipos de neoplasias hematológicas e sólidas, como câncer de mama, tireoide, sarcoma 

e osteossarcoma. Essa classe de medicamentos é considerada a primeira opção em 

vários esquemas terapêuticos devido a sua superioridade quando comparada a 

regimes que não incluem os antracíclicos (3), porém seu uso é limitado devido aos 

seus diversos efeitos colaterais (4), tais como cardiotoxicidade, toxicidade ao trato 

gastrointestinal, mielossupressão e nefrotoxicidade (4,5).  

 A doxorrubicina é um antibiótico derivado de um pigmento produzido por 

fungos do gênero Streptomyces spp. (2,6). Quimicamente, os antracíclicos possuem 

4 anéis de antraquinona ligados a uma porção de amino-açúcar. As suas propriedades 

de citotoxicidade foram identificadas em 1950 e seu uso foi aprovado em 1963. O 

mecanismo antineoplásico da doxorrubicina consiste em dois mecanismos principais: 

1) Inibição da topoisomerase II, enzima que desempenha papel fundamental na 

replicação e divisão celular e 2) Geração de radicais livres durante sua metabolização, 

que podem levar à peroxidação lipídica de membranas celulares, dano ao DNA, dano 

mitocondrial e por fim, ativação de diversas vias de morte celular (3,7–12).  

 Desde a década de 1970, sabe-se da associação entre o uso dos 

antracíclicos e a cardiotoxicidade, porém não há, até o momento, tratamentos 

específicos para prevenir ou curar a cardiotoxicidade induzida pela doxorrubicina (13). 

A cardiotoxicidade é o efeito colateral mais importante e mais limitante, pois pode levar 

à insuficiência cardíaca (IC), condição clínica crônica e irreversível (4).  

 A IC é caracterizada por alterações estruturais e/ou funcionais do 

coração, que resultam em elevadas pressões intracardíacas, podendo estar 

acompanhada de débito cardíaco inadequado. Essa doença possui grande impacto 

na qualidade de vida dos pacientes e também no sistema de saúde, devido aos altos 

custos implicados no seu diagnóstico e tratamento (4,14–16).  Estima-se que existam 



 

Introdução   9 

aproximadamente 64 milhões de pacientes com insuficiência cardíaca no mundo (17) 

e a previsão é de que aumente cada vez mais devido ao envelhecimento da população 

e à maior sobrevida dos pacientes devido à descoberta de novas medicações. Além 

disso, a insuficiência cardíaca apresenta taxa de mortalidade muito elevada, de 15-

30% em 1 ano e de até 75% em 5 anos em algumas populações específicas (18).  

 Clinicamente, a cardiotoxicidade induzida pela doxorrubicina pode ser 

classificada em quatro tipos: aguda, subaguda, crônica e tardia (19). A 

cardiotoxicidade aguda é observada após algumas horas da administração da droga 

e se caracteriza por alterações eletrocardiográficas como alterações da repolarização, 

complexos QRS de baixa voltagem, taquicardia sinusal, extrassístoles ventriculares e 

supraventriculares e alargamento do intervalo QT. Essas manifestações geralmente 

são assintomáticas, com resolução espontânea em algumas horas ou semanas. Os 

mecanismos envolvidos na patogênese das arritmias incluem efeito tóxico direto do 

antracíclico no miocárdio e efeito indireto por meio da liberação de radicais livres e 

distúrbios no transporte de íons na membrana celular (20,21). A cardiotoxicidade 

subaguda é rara, aparece alguns dias a algumas semanas e a manifestação mais 

comum é a pericardite e/ou miocardite (19).  

 A cardiotoxicidade crônica é o resultado da exposição prolongada dos 

cardiomiócitos aos antracíclicos, no entanto sua patogenia não está completamente 

elucidada. Os sintomas aparecem dentro de algumas semanas a meses após o 

término da quimioterapia e são típicos de insuficiência cardíaca, como intolerância ao 

exercício e dispneia aos esforços, com a presença de alterações eletrocardiográficas 

de sobrecarga ventricular, cardiomegalia na radiografia de tórax e podem estar 

acompanhados de redução da fração de ejeção do ventrículo esquerdo no 

ecocardiograma (21). Por fim, a cardiotoxicidade tardia é diagnosticada vários anos 

após o término da quimioterapia, podendo se manifestar como insuficiência cardíaca, 

arritmias e distúrbios de condução (19).  

 A incidência da cardiotoxicidade induzida pela doxorrubicina é dose-

dependente, estando presente em 5 a 10% dos pacientes que recebem a dose padrão 

(até 400 mg/m²) e em até 20% dos pacientes que receberam dose cumulativa de 700 

mg/m². Por esse motivo, a dose de doxorrubicina recomendada é de 

aproximadamente 450 a 550 mg/m² (22), porém outros fatores também interferem na 

ocorrência da cardiotoxicidade, como idade do paciente, tempo de infusão da 



 

Introdução   10 

medicação, radioterapia concomitante, e doenças cardiovasculares pré-existentes 

(23).  

 

Mecanismos fisiopatológicos envolvidos na cardiotoxicidade  

 

 Vários mecanismos parecem estar envolvidos na fisiopatologia da 

cardiotoxicidade, como dano direto ao DNA por inibição da topoisomerase II, estresse 

oxidativo, ativação de vias inflamatórias, disfunção mitocondrial, alteração de bombas 

de cálcio, inibição de genes relacionados à expressão de proteínas musculares, 

aumento da atividade de proteases intracelulares, ativação de metaloproteinases de 

matriz e ativação de vias de morte celular. Esses mecanismos fisiopatológicos 

atuando conjuntamente culminam com a disfunção miocárdica (15,19,24–28). 

 O estresse oxidativo consiste no desbalanço entre a produção de 

espécies reativas de oxigênio (EROS) e a atuação de mecanismos antioxidantes 

intrínsecos do organismo (11,12,25,29). Durante sua metabolização, a doxorrubicina 

é reduzida a semiquinona, que é transformada em quinona primária, a qual leva à 

formação de peróxido de hidrogênio, gerando radicais de hidróxido, que podem causar 

oxidação da membrana celular, dano ao DNA, disfunção mitocondrial, alteração da 

homeostase intracelular do cálcio e morte celular (10,19,30). O coração é um órgão 

sensível à ação das espécies reativas, pois, comparado com outros órgãos, os 

cardiomiócitos possuem pequenas concentrações de catalase, glutationa peroxidase 

e superóxido dismutase, enzimas que agem como antioxidantes naturais do 

organismo (25,26).  

 Além disso, a doxorrubicina tem grande afinidade pela membrana 

mitocondrial devido à presença de cardiolipina, um fosfolipídeo da membrana interna 

dessa organela, que, ao se ligar ao quimioterápico, forma um complexo irreversível, 

alterando a cadeia transportadora de elétrons e levando à mais produção de EROS. 

Somado a isso, a doxorrubicina pode levar à lesão direta da membrana mitocondrial, 

estimulando a liberação de fatores pro-apoptóticos e promovendo a ativação da via 

intrínseca da apoptose. O acúmulo de proteínas pró-apoptóticas (como BAX), a 

redução de proteínas anti-apoptóticas (como BCL-2) e ativação da caspase 3 e 9 já 

foram evidenciadas em células cardíacas após o tratamento com doxorrubicina (23).  

 Mais recentemente, alguns estudos mostraram que a doxorrubicina 

parece alterar a biogênese mitocondrial, processo no qual as mitocôndrias, sob 



 

Introdução   11 

estresse, garantem sua qualidade e integridade por dois processos denominados 

fusão e fissão. Na fusão, as mitocôndrias se unem, permitindo troca de conteúdo e 

reduzindo a quantidade de organelas disfuncionais e, assim, aumentando a sua 

capacidade metabólica. De modo oposto, a fissão mitocondrial ocorre como controle 

de qualidade para eliminar organelas disfuncionais (31). A fusão é controlada por três 

proteínas: Atrofia Ótica I (OPA1), que regula a fusão da porção interna da membrana 

mitocondrial, Mitofusina I (MFN1) e Mitofusina II (MFN2), estando as duas últimas 

proteínas presentes na membrana externa mitocondrial mediando a fusão desta 

membrana. A fissão é mediada pela Proteína 1 Relacionada com a Dinamina (DRP1) 

e Proteína de Fissão 1 (Fis1).  Em estudos in vitro, houve redução das proteínas de 

fusão mitocondrial (MFN1, MFN2, OPA1) e aumento na proteína de fissão DRP1 em 

cardiomiócitos de ratos neonatos tratados com doxorrubicina (32).  

 Adicionalmente, a inflamação está envolvida na fisiopatologia da 

insuficiência cardíaca aguda e crônica (33) e possui papel importante na disfunção 

cardíaca induzida pela doxorrubicina. A ação principal da inflamação consiste em 

proteger o organismo de patógenos externos e em promover o reparo dos tecidos 

frente a trauma ou infecção, preservando sua integridade. Entretanto, em situações 

em que a resposta inflamatória se dá de maneira exacerbada, os mecanismos, que a 

princípio têm papel protetor, passam a provocar danos aos tecidos e disfunção 

orgânica (34). 

 A inflamação é ativada e mantida pelos receptores de reconhecimento 

de padrões (PRR), que incluem os receptores toll-like (TLRs). Geralmente, esses 

receptores são ativados por padrões moleculares associados a patógenos (PAMPs) e 

a padrões moleculares associados a dano (DAMPs), que são produtos originários de 

patógenos e de células lesionadas, respectivamente. Existem 10 tipos de TLRs em 

humanos, porém apenas três tipos estão presentes nos miócitos: TLR-2, TRL-3, TRL-

4 (2,29).  A ativação desses receptores leva à ativação do fator nuclear kappa B (NF-

kB), promovendo a liberação de grande quantidade de citocinas pró-inflamatórias 

como interleucina (IL)-1, interleucina (IL)-6 e fator de necrose tumoral alfa (TNF-α) 

(35-37).  

 A IL-1 reduz a responsividade beta adrenérgica dos canais de cálcio, 

diminui a expressão de genes relacionados a homeostase do cálcio, aumenta a 

expressão da enzima óxido nítrico sintase (NOS), levando a aumento de óxido nítrico, 

com redução na contratilidade cardíaca e ataque direto à mitocôndria (38). A IL-6 



 

Introdução   12 

agrava a disfunção mitocondrial, promove a síntese de colágeno pelos fibroblastos e 

também estimula a ação da enzima óxido nítrico sintase, reduzindo o influxo de cálcio 

e reduzindo a contratilidade miocárdica (35,39). O TNF-α causa redução da expressão 

de genes reguladores do cálcio, causando efeito inotrópico negativo, leva à apoptose 

dos cardiomiócitos, causa aumento dos receptores de angiotensina II, levando ao 

aumento da atividade dos fibroblastos e fibrose e também promove a ativação de 

metaloproteinases de matriz e redução dos inibidores de metaloproteinases, 

promovendo degradação da matriz extracelular e contribuindo para fibrose miocárdica 

(40,41).   

 Apesar de termos conhecimento sobre esses mecanismos, ainda não há 

estratégias terapêuticas bem estabelecidas para tratar ou atenuar a cardiotoxicidade 

induzida pela doxorrubicina. Em alguns estudos, o uso de substâncias anti-

inflamatórias e inibidores de espécies reativas de oxigênio se mostraram pouco 

eficazes em prevenir a cardiopatia induzida pela doxorrubicina (21,42), porém outros 

estudos avaliaram a suplementação de alguns compostos naturais como açaí, chá 

verde e suco de laranja e mostraram atenuação da cardiotoxicidade (43–45). Portanto, 

os resultados nesse campo ainda são controversos. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 1. Fisiopatologia da cardiotoxicidade induzida pela doxorrubicina 

Representação dos principais mecanismos envolvidos na cardiotoxicidade induzida pela doxorrubicina. EROS: 
espécies reativas de oxigênio; NF-kB: fator nuclear kappa B; TNF-α: fator de necrose tumoral alfa; IL-1: interleucina 
1; IL-6: interleucina 6. Figura desenvolvida pelo autor no programa Power Point, Microsoft.  



 

Introdução   13 

Toxicidade ao trato gastrointestinal e à microbiota  

 

 O trato gastrointestinal também é alvo de toxicidade pelos 

quimioterápicos (46), principalmente porque suas células se proliferam rapidamente 

e, dessa forma, são bastante sensíveis a essa classe de drogas (47).  

Aproximadamente 40% dos pacientes que recebem algum quimioterápico apresentam 

efeitos gastrointestinais. Os sintomas de toxicidade mais frequentes incluem dor 

abdominal, náuseas, vômitos e diarreia, o que pode afetar o estado nutricional do 

paciente e sua qualidade de vida, com consequente aumento do tempo de 

hospitalização, maior necessidade de nutrição parenteral e aumento do risco de 

infecções, afetando a morbidade e mortalidade dos pacientes (48–50). 

 Os mecanismos envolvidos na fisiopatologia da toxicidade 

gastrointestinal pelo uso de quimioterápicos são semelhantes aos mecanismos 

envolvidos na cardiotoxicidade e incluem formação de espécies reativas de oxigênio 

e nitrogênio, ativação do fator nuclear kappa B (NF-kB), ativação da inflamação e 

apoptose. Como consequência, ocorre ruptura da barreira do epitélio intestinal, que 

favorece a translocação bacteriana, com aumento da circulação de endotoxinas, 

podendo  contribuir, assim, para intensificação da inflamação sistêmica (51).  

 Recentemente, alterações na microbiota intestinal secundárias ao uso 

de quimioterápicos têm atraído a atenção dos investigadores, como relatado por 

Montassier el al., que mostraram redução de Firmicutes e Actinobacteria nas fezes de 

pacientes com linfoma submetidos a quimioterapia. Da mesma forma, Motoori et al. 

relataram menor abundância de Lactobacillus após regime combinado de 

quimioterapia e Galloway-Peña et al. mostraram redução na diversidade da microbiota 

de pacientes com leucemia mieloide após início do tratamento quimioterápico (51–

54). 

 A microbiota é definida como a população de micro-organismos que 

habita a pele e mucosas de um indivíduo saudável. Estima-se que a microbiota 

humana contenha aproximadamente 10¹⁴ bactérias, o que representa 

aproximadamente o número de células do nosso corpo (55). O local mais colonizado 

é o trato gastrointestinal, primeiramente por possuir a maior superfície (200m²) e por 

ser um ambiente rico em nutrientes para a sobrevivência dos micro-organismos. 

Estima-se que apenas o cólon contenha mais de 70% de todos os micro-organismos 

do corpo humano (56).  



 

Introdução   14 

 A microbiota intestinal oferece vários benefícios ao ser humano, tais 

como a digestão de macromoléculas indigeríveis, como carboidratos e proteínas, 

formando ácidos graxos de cadeia curta (AGCC), principalmente o ácido acético, 

ácido propiônico e ácido butírico, que são rapidamente e mais facilmente absorvidos 

na porção distal do intestino. Esses ácidos graxos são importantes substratos 

energéticos, além de atuarem na manutenção da imunidade celular local e na 

integridade da barreira intestinal. Também possuem atividade anti-inflamatória que se 

deve à ativação de receptores acoplados a proteínas G (GRP41 e GPR43) (16,57–

59), com inibição do NF-κB e redução da produção de TNF-α, IL-1 e IL-6.  Além disso, 

a microbiota contribui para a síntese e excreção de vitaminas, prevenção da 

colonização por bactérias patogênicas por meio da competição por espaço e 

nutrientes, imunomodulação e manutenção da integridade da barreira intestinal, que 

se dá pelo aumento da produção de mucinas e da expressão de proteínas formadoras 

das junções celulares: ocludinas, claudinas, moléculas de adesão juncional (JAM) e 

zonula occludens (ZO-1) (60). 

 A composição habitual da microbiota é influenciada por alguns fatores: 

genótipo do hospedeiro, meio-ambiente e dieta. O termo eubiose se refere a um 

estado em que há preponderância de espécies benéficas, pertencentes 

principalmente aos filos Firmicutes e Bacteroidetes. Entretanto, há situações em que 

ocorre o desequilíbrio desses micro-organismos, com redução de sua diversidade e 

alteração de sua função, o que caracteriza a disbiose (61). Acredita-se que a disbiose 

gera sinalização alterada para o sistema imunológico, promovendo a liberação de 

citocinas inflamatórias, reduz a produção de AGCC, com ruptura da barreira intestinal 

por meio de alteração das junções intercelulares da mucosa e morte celular dos 

enterócitos, por deficiência do seu substrato energético (60-62). 

 O trato gastrointestinal (TGI) é composto por uma camada de células 

epiteliais estratificadas ligadas entre si pelas junções celulares. Essa camada tem o 

objetivo de separar o ambiente luminal das estruturas subjacentes: submucosa, 

tecidos linfoides associados a mucosa e corrente sanguínea (63). Em condições 

fisiológicas, as bactérias e as endotoxinas não penetram através da membrana 

intestinal saudável, entretanto, em situações em que ocorre disfunção dessa barreira, 

pode haver fluxo para-celular de micro-organismos, toxinas e outros antígenos 

luminais, o que é definido como translocação bacteriana, que contribui para a ativação 

e propagação da resposta inflamatória sistêmica (64,65).  



 

Introdução   15 

 Portanto, a disbiose pode levar à ruptura da barreira intestinal, com 

consequente ativação e intensificação da resposta inflamatória sistêmica e 

complicações à distância, como no coração, o que poderia contribuir ainda mais para 

o desenvolvimento, progressão e manutenção da cardiotoxicidade induzida pela 

doxorrubicina. Alterações na diversidade da microbiota já foram associadas a doenças 

cardiovasculares e a doenças metabólicas como hipertensão, obesidade, dislipidemia, 

resistência insulínica, aterosclerose e insuficiência cardíaca (60,66,67). Nesse 

sentido, a preservação da homeostase da microbiota e do epitélio intestinal talvez 

possam reduzir a inflamação sistêmica e, dessa forma, atenuar a cardiotoxicidade 

induzida pela doxorrubicina.  

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 2. Fisiopatologia da ruptura de barreira intestinal e cardiotoxicidade 

Representação da ruptura da barreira intestinal e cardiotoxicidade. AGCC: ácidos graxos cadeia curta; LPS: 
lipopolissacáride; TNF-α: fator de necrose tumoral alfa; IL-1: interleucina 1; IL-6: interleucina 6.  Figura 
desenvolvida pelo autor no programa Power Point, Microsoft.  



 

Introdução   16 

Os análogos de GLP-1 

 

 A liraglutida é um análogo de GLP-1 (glucagon-like peptide), que foi 

aprovado em 2010 nos Estados Unidos para o tratamento de diabetes tipo 2 (DM2). 

O GLP-1 é uma incretina secretada pelas células L intestinais em resposta a ingestão 

de alimentos (68). As incretinas foram descritas pela primeira vez na década de 1960 

e possuem a função de estimular a secreção de insulina na presença do aumento das 

concentrações sanguíneas de glicose (69). O GLP-1 atua por meio de proteínas G 

ligadas a receptores das células beta pancreáticas, que estimulam a produção de 

insulina na presença de concentrações supra basais de glicose e inibem a produção 

de glucagon, melhorando a hiperglicemia e reduzindo o esvaziamento gástrico (69). 

 Além dos efeitos mais conhecidos, os análogos de GLP-1 diminuíram a 

peroxidação lipídica e as citocinas inflamatórias em modelo de isquemia cerebral (70), 

o estresse oxidativo no miocárdio de ratos diabéticos (71), a expressão de TNF-α, IL-

1β e IL-6 no sistema nervoso de camundongos com encefalite (72), as  espécies 

reativas de oxigênio em cultura de células endoteliais (72), a expressão de Bax e 

caspase 3 e o nível de MDA e atividade da SOD e glutationa peroxidase no fígado de 

camundongos diabéticos (73).  

 No entanto, os estudos que avaliaram a ação dos análogos de GLP-1 

sobre o miocárdico em modelos de cardiotoxicidade induzida pela doxorrubicina ainda 

são escassos e os mecanismos envolvidos permanecem incertos. A semaglutida 

atenuou a disfunção cardíaca em camundongos tratados com doxorrubicina 

cronicamente por melhora da função mitocondrial (74), a teneligliptina preveniu a 

inflamação e apoptose induzida pela doxorrubicina em cultura de células de miócitos 

(75), o exenatide reduziu a caspase 3 e o estresse oxidativo em cultura de células e 

cardiomiócitos de ratos tratados com doxorrubicina (76).  

 Em estudos clínicos, os análogos de GLP-1 reduziram a incidência de 

acidente vascular encefálico e de infarto do miocárdio em pacientes com diabetes e  

alto risco ou muito alto risco cardiovascular (77), reduziram os eventos 

cardiovasculares em pacientes diabéticos com infarto do miocárdio prévio (78), 

reduziram os eventos cardiovasculares maiores, mortalidade por todas as causas, 

admissão hospitalar por insuficiência cardíaca e piora de função renal em pacientes 

com diabetes mellitus tipo 2 (79), melhoraram a função diastólica em pacientes com 



 

Introdução   17 

ou sem diabetes (80) e reduziram sintomas e limitação física de pacientes com 

insuficiência cardíaca de fração de ejeção preservada e obesidade (81).  

  Além dos efeitos diretos em vias de inflamação, estresse oxidativo e 

apoptose, os análogos de GLP-1 também possuem efeitos nas células intestinais, com 

melhora da integridade intestinal, por aumento da profundidade das criptas intestinais, 

redução da permeabilidade, por aumento das junções celulares (82) e estímulo à 

produção de muco no lúmen intestinal pelas células de Brunner (83). Essas alterações 

podem contribuir para redução da translocação bacteriana e inflamação sistêmica, 

podendo atenuar ou prevenir a cardiotoxicidade.  

 Adicionalmente, os análogos de GLP-1 causam modificações na 

composição da microbiota intestinal (82–86). Liu et al. relataram que a liraglutida 

aumentou a proporção de Bacteroidetes e Verrucomicrobia e reduziu a proporção de 

Firmicutes em modelo de doença hepática gordurosa em camundongos (85); 

Charpentier et al. mostraram aumento da relação Bacteroides/Firmicutes em 

camundongos com dieta gordurosa tratados com liraglutida e Zhang et al. relataram 

aumento da abundância de Tenericutes em ratos diabéticos tratados com liraglutida 

(89). Essa modificação da microbiota pode levar, consequentemente, à alteração na 

produção dos ácidos graxos (16), que desempenham papel importante na 

manutenção do epitélio intestinal (90).    

 Até o momento, poucos estudos avaliaram os efeitos de algumas 

substâncias  na microbiota intestinal com o objetivo de atenuar ou prevenir a 

cardiotoxicidade induzida pela doxorrubicina (91). Russo et al. mostraram melhora da 

função cardíaca em camundongos tratados com doxorrubicina com o uso de derivado 

do butirato, substância produzida pela microbiota intestinal,  acompanhado de redução 

do estresse oxidativo e melhora da função mitocondrial (92). An et. al. relataram que 

o transplante de fezes em camundongos promoveu melhora da função cardíaca, 

aumento da mucosa do cólon, redução da perda das células caliciformes e alteração 

da composição da microbiota intestinal em animais tratados agudamente com 

doxorrubicina (28).  Huang et al. mostraram redução das enzimas de lesão miocárdica 

e de proteínas pro-apoptóticas como Bax e caspase 9 e restauração da microbiota 

intestinal com o uso de glabridina, uma isoflavona, em modelo de cardiotoxicidade 

aguda induzida pela doxorrubicina (93).  Também já foram estudados composto 

polifenólico do vinho amarelo (94), polifenóis de Arctium lappa L (16) e curcumina com 



 

Introdução   18 

zinco (95), com melhora da cardiotoxicidade, associada a mudanças na microbiota 

intestinal.     

 No entanto, até o momento, não há estudos que avaliaram o efeito de 

medicamentos conhecidos e amplamente utilizados na prática clínica, como os 

análogos de GLP-1, no contexto de modulação da microbiota intestinal para 

prevenção ou atenuação da cardiotoxicidade induzida pela doxorrubicina.  



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

HIPÓTESE



 

Hipótese   20 

 A doxorrubicina causa alterações estruturais no intestino e modifica a 

composição da microbiota, gerando e propagando inflamação sistêmica, o que pode 

estar associado à fisiopatologia da cardiotoxicidade. Nossa hipótese é que a 

administração de liraglutida, um análogo de GLP-1, modifica as células intestinais e a 

microbiota e atenua a cardiotoxicidade induzida pela doxorrubicina.



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

OBJETIVOS



 

Objetivos   22 

OBJETIVO GERAL 

 

 Avaliar o papel da liraglutida na atenuação da cardiotoxicidade aguda 

induzida pela doxorrubicina em ratos por meio de sua atuação no intestino e na 

microbiota intestinal. 

 

OBJETIVOS ESPECÍFICOS 

 

1.  Avaliar a estrutura e função do coração após o tratamento com doxorrubicina e 

liraglutida;  

2.  Avaliar o estresse oxidativo, inflamação, apoptose e biogênese mitocondrial no 

tecido cardíaco;  

3.  Avaliar a histologia, inflamação e apoptose do epitélio intestinal; 

4.  Avaliar a função e composição da microbiota intestinal. 



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

MATERIAL E MÉTODOS



 

Material e Métodos   24 

Cálculo do tamanho amostral 

 

 O número de animais necessários para este estudo foi determinado por 

cálculo do tamanho amostral utilizando o programa SigmaPlot 12.0 (Systat Software, 

Inc., California, EUA). Foi considerada a fração de encurtamento do ventrículo 

esquerdo, com resultados obtidos de estudo prévio com o mesmo modelo 

experimental (ainda não publicado). Considerando a existência de 4 grupos, uma 

diferença das médias de 0,09, desvio-padrão de 0,06, poder do teste de 0,90 e erro 

alfa de 0,05, obtivemos o resultado de 14 animais por grupo. A mortalidade durante o 

tratamento com a doxorrubicina variou de 10 a 20% de acordo com estudo prévio de 

nosso grupo, por isso foi acrescentado um animal por grupo no delineamento 

experimental, sendo n=15 por grupo. 

 

Delineamento experimental 

  

 O projeto foi submetido ao Comitê de Ética no Uso de Animais da 

Faculdade de Medicina de Botucatu - UNESP antes da sua execução (CEUA - 

nº1400/2021). Foram utilizados para este estudo ratos Wistar machos, com 

aproximadamente 250-300 g e 2 meses de idade. Os animais foram provenientes do 

Biotério Central do Campus de Botucatu – UNESP e alojados em caixas coletivas, 

com 2 a 3 animais por caixa, em cama de maravalha, em ambiente com temperatura 

controlada e ciclo claro-escuro de 12 horas. Foi fornecido enriquecimento ambiental 

para os animais na forma de folhas de papel toalha amassadas e tubos de PVC com 

5 cm de comprimento. Os animais tiveram livre acesso a água e ração comercial 

padrão para roedores durante todo o experimento (Nuvilab, QUIMTIA), sendo que a 

ingestão de ração foi mensurada a cada dois dias e todos os animais foram pesados 

semanalmente. 

 Após período de adaptação de 2 semanas no biotério da Unipex, os 

animais foram alocados aleatoriamente em 4 grupos, com 15 animais cada: controle 

(C), doxorrubicina (D), liraglutida (L) e doxorrubicina + liraglutida (DL). Os animais dos 

grupos L e DL receberam injeção subcutânea de liraglutida (análogo de GLP-1) 0,6 

mg/kg de peso e os grupos C e D receberam injeção de soro fisiológico 0,9% em 

volume equivalente, diariamente, por 2 semanas. Após esse período, os animais dos 

grupos D e DL receberam injeção intraperitoneal (IP) de doxorrubicina 20 mg/kg de 



 

Material e Métodos   25 

peso, dose única, e os grupos C e L receberam injeção IP de soro fisiológico 0,9% em 

volume equivalente. Após 48 horas da dose de doxorrubicina, todos os animais foram 

submetidos ao ecocardiograma. Seis animais de cada grupo foram utilizados para o 

estudo do coração isolado e os demais animais foram submetidos à eutanásia com 

dose excessiva de tiopental (120 mg/kg, IP), seguida de abertura do tórax e abdome, 

coleta de sangue por punção cardíaca (3-5 ml), retirada do coração, pulmão, fígado, 

rins, intestino grosso, músculos sóleo e gastrocnêmio e testículos.  

 O coração foi dissecado para separação de ventrículo direito e ventrículo 

esquerdo (VE), que foram pesados. Obtivemos uma secção transversal do VE 5 mm 

a partir do ápice com 2 mm de espessura, que foi utilizada para a confecção de 

lâminas histológicas, e o restante do VE foi fragmentado e armazenado a -80°C para 

as análises posteriores. Os fragmentos do intestino grosso foram utilizados para 

confecção de lâminas histológicas e também foram congelados a -80°C. O sangue foi 

centrifugado a 4°C por 15 minutos para obtenção do soro, que foi armazenado a -

80°C. Os demais tecidos foram pesados, divididos em fragmentos menores e 

armazenados a -80°C para utilização em projetos futuros. Também foram coletadas 

amostras de fezes de cada animal um dia antes do início do experimento e ao final do 

período de experimentação. Para isso, os animais foram colocados, individualmente, 

sobre bancada higienizada com etanol 70% até a evacuação. As fezes foram 

imediatamente coletadas e armazenadas a -80°C, para análise da microbiota 

intestinal. Após os procedimentos, as carcaças dos animais foram congeladas a -20°C 

e posteriormente incineradas. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 3. Delineamento experimental 



 

Material e Métodos   26 

C: grupo controle; D: grupo doxorrubicina (dox); L: grupo tratado com liraglutida; DL: grupo tratado com 
doxorrubicina + liraglutida; SF: soro fisiológico; IP: intraperitoneal; SC: subcutâneo. 
 

 

Ecocardiograma 

  

 Após 48 horas da dose de doxorrubicina, os ratos receberam anestesia 

leve com quetamina (50 mg/kg, IP) e xilazina (1 mg/kg, IP). Após tricotomia da região 

anterior do tórax, os animais foram posicionados em leve decúbito lateral esquerdo 

para a realização do exame. Foi utilizado equipamento Vivid S6 (General Electric 

Medical Systems, Massachusetts, EUA), com transdutor multifrequencial de 5,0 a 11,5 

MHz. Todos os exames foram realizados pelo mesmo examinador que desconhecia a 

qual grupo o animal pertencia.  

 Para realizar as medidas estruturais do coração, foram obtidas imagens 

em modo monodimensional (modo-M) orientado pelas imagens em modo 

bidimensional. As seguintes estruturas foram medidas: espessuras diastólicas da 

parede posterior (EDPP) e do septo interventricular (EDSIV), diâmetros do átrio 

esquerdo (AE), da aorta (Ao) e do ventrículo esquerdo na sístole (DSVE) e na diástole 

(DDVE) (96–98). 

 A espessura relativa do VE (ERVE) foi calculada de acordo com a 

fórmula (2×EDPP/DDVE). A massa do ventrículo esquerdo foi calculada com a 

seguinte fórmula [(DDVE+EDPP+EDSIV)³ - (DDVE)³]x1,04, onde 1,04 representa a 

densidade específica do miocárdio. O índice de massa do ventrículo esquerdo (IMVE) 

foi calculado normalizando a massa do ventrículo esquerdo pelo peso corporal. 

 A função sistólica do VE foi avaliada pelos seguintes índices: 1) 

porcentagem de encurtamento endocárdico (% endo) por meio da fórmula [(DDVE-

DSVE/DDVE]×100; 2) velocidade de encurtamento da parede posterior (VEPP), que 

é a tangente máxima do movimento sistólico da parede posterior; 3) fração de ejeção 

por meio da fórmula (DDVE³ - DSVE³)/DDVE³. A função diastólica do VE foi avaliada 

pelos seguintes índices: 1) pico de velocidade do enchimento diastólico inicial (onda 

E); 2) pico de velocidade do enchimento diastólico tardio (onda A); 3) razão entre as 

ondas E e A (E/A); 4) tempo de desaceleração da onda E (TDE); 5) tempo de 

relaxamento isovolumétrico em valores absolutos (TRIV) e normalizados pela 

frequência cardíaca (TRIV/FC). 



 

Material e Métodos   27 

 A avaliação conjunta da função sistólica e diastólica foi avaliada pelo 

índice de desempenho miocárdico, também conhecido por índice de Tei (soma do 

tempo de contração isovolumétrica e TRIV, dividido pelo tempo de ejeção do VE).  

 O estudo foi complementado pela avaliação por Doppler tissular dos 

deslocamentos sistólico (S’), diastólico inicial (E’) e tardio (A’) do anel mitral (média 

aritmética das velocidades de deslocamento das paredes lateral e septal) e pela razão 

entre as ondas E e E’ (E/E’). 

 

Estudo do Coração isolado  

 

 Os animais foram anestesiados com tiopental sódico (80 mg/kg, IP) e 

submetidos à injeção de 2000 UI de heparina não fracionada, IP. Foi realizada a 

esternotomia mediana, com ventilação assistida, e dissecada a aorta ascendente. A 

aorta foi canulada e iniciada a perfusão retrógrada com solução de Krebs-Henseleit 

modificada (118,5 mmol/L de NaCl; 4,69 mmol/L de KCl; 2,52 mmol/L de CaCl2; 1,16 

mmol/L de MgSO4; 1,18 mmol/L de KH2PO4; 5,50 mmol/L de glicose; 25,88 mmol/L 

de NaHCO3 e 8 mmol/L de manitol). Antes de sua utilização, essa solução foi filtrada 

com filtro de acetato de celulose com poro de 5μm. Durante a perfusão do coração, a 

temperatura da solução foi mantida a 37°C e a pressão de perfusão em 75mmHg. A 

pressão parcial de oxigênio da solução foi mantida por meio de contato da película de 

solução de Krebs com gás carbogênio (95% O2, 5% CO2). O coração, conectado à 

cânula perfusora, foi rapidamente retirado e transferido para o aparato de perfusão de 

coração isolado tamanho 3, tipo 830 da Hugo Sachs Elektronik (March, Alemanha) 

(99–101). 

 O átrio esquerdo foi retirado e através dele introduzido balão de látex na 

cavidade ventricular esquerda, conectado ao transdutor de pressão P23XL, que 

permitiu a aferição precisa da pressão ventricular durante todo o experimento. O 

estudo funcional foi iniciado a partir da determinação do volume para obtenção de 

pressão ventricular diastólica de 0 mmHg (V0). A partir do V0 foram acrescidos, 

sucessivamente, 10 a 20 microlitros de água ao volume do balão até obter-se pressão 

diastólica de 25mmHg. A cada acréscimo de volume, foram registradas as curvas de 

pressão do VE e da primeira derivada temporal da pressão positiva e negativa, (+dP/dt 

e –dP/dt), que se relacionam, respectivamente, à função sistólica e diastólica, 

utilizando-se polígrafo da GOULD, modelo Windograf (Ohio, EUA).  



 

Material e Métodos   28 

 Após a obtenção dos dados de pressão e volume, foram construídas 

curvas de relação pressão-volume sistólica e diastólica. As relações estresse-

deformação sistólicos e diastólicos foram calculadas utilizando-se as seguintes 

fórmulas: 

Estresse=(1,36×PVE×VVE2/3)/[(VVE+0,943×MVE)2/3-VVE2/3] 

Deformação(strain)={[VVE1/3+(VVE+0,943×MVE)1/3]/[V01/3+(V0+0,943×MVE)1/3]-1}×100,onde 

PVE é pressão do ventrículo esquerdo; VVE é o volume do ventrículo esquerdo (ml); V0 é 

volume do ventrículo esquerdo cuja pressão diastólica é 0mmHg; MVE é a massa do 

ventrículo esquerdo (g) e PVE é a pressão diastólica do ventrículo esquerdo.  

 Estresse é expresso em g/cm2 e a deformação miocárdica (strain) é 

expressa em porcentagem (%) e é definida como a alteração do tamanho das fibras 

cardíacas durante o ciclo cardíaco.  A complacência ventricular foi mensurada a partir 

da curva de relação pressão-volume diastólicos, sendo determinada como a variação 

de volume necessária para elevar a pressão diastólica de 0 a 25 mmHg.  

 

Análise histológica 

 

 Os cortes seccionais do VE e do intestino foram incubados em formol e, 

posteriormente, em bloco de parafina até o momento das análises. Cortes de 5 µm 

foram utilizados para confecção de lâminas histológicas, que foram coradas com 

hematoxilina e eosina. Essa coloração foi utilizada para avaliação qualitativa da 

estrutura geral dos tecidos. A análise foi feita em microscópio óptico, em aumento de 

40X. 

 

Análise das espécies reativas in situ  

 

 A determinação da produção in situ de espécies reativas de oxigênio 

(superóxidos) no coração e no intestino foi realizada por imunofluorescência, 

utilizando dihidroetídio (DHE) (Sigma-Aldrich, Missouri, EUA) (102,103). O DHE é um 

composto hidrofóbico que é capaz de atravessar as membranas extracelulares e 

intracelulares e, após ser oxidado pelo O2-, torna-se positivamente carregado, 

intercalando-se com o DNA, produzindo fluorescência de coloração avermelhada. 

Cortes seccionais do ventrículo esquerdo e do intestino, coletados no momento da 

eutanásia, foram incubados em formol e, posteriormente, em bloco de parafina até o 

momento das análises. Foram utilizados cortes de 5µm, cuja parafina foi retirada e as 



 

Material e Métodos   29 

lâminas reidratadas com xilol e álcool etílico. Os cortes foram circulados com a caneta 

PAP Pen (Biotium, California, EUA) e incubados em DHE (1:100) e WGA (1:50) 

diluídos em tampão fosfato-salino (PBS) por 30 minutos em temperatura de 37°C. A 

seguir, as lâminas foram lavadas 3 vezes com PBS e incubadas com DAPI (6-

diamidino-2-fenilindol) (1:1000) por 5 minutos. Os cortes foram novamente lavados 

com PBS e secos para fixação das lamínulas com agarose. As imagens foram 

capturadas em microscópio de fluorescência Olympus BX51 (Olympus Life Science, 

Japão) no aumento de 40× e analisadas no programa de domínio público ImageJ 1.53 

(National Institutes of Health, EUA), em que as intensidades dos núcleos corados 

foram quantificadas em escala de cinza.  

 

Avaliação do estresse oxidativo 

 

 O estresse oxidativo foi avaliado pela mensuração da concentração de 

malondialdeído (marcador do dano oxidativo aos lipídeos) e da carbonilação de 

proteínas (marcador do dano oxidativo às proteínas) no tecido cardíaco e no tecido 

intestinal. O malondialdeído foi mensurado pelo método TBARS (Thiobarbituric acid-

reactive substances). Para quantificação, foram diluídos 200µl de sobrenadante do 

homogenato de cada amostra com 500µl de solução (TBA 0,67%, TCA 10%, HCl 

0,25N) e centrifugados por 10 minutos a 3500rpm. Após, as amostras foram incubadas 

em banho maria (aproximadamente 100°C) por 45 minutos e, posteriormente, 

transferidas para microplaca (200µl). A leitura foi realizada a 532nm e 600nm em leitor 

de microplaca Spectra Max 190 (Molecular Devices, California, EUA). Os resultados 

foram expressos como concentração de MDA (μmol/L) corrigida por miligrama (mg) 

de proteína. 

 Para a análise da carbonilação, foi adicionado 100µl de sobrenadante de 

tecido para 100µl de 2,4-dinitrofenilhidrazina (DNPH) (10mM em HCl 2M). As 

amostras foram incubadas por 10 minutos em temperatura ambiente, seguido de 

adição de 50µl de NaOH (6M) e incubadas por mais 10 minutos em temperatura 

ambiente. A leitura foi realizada a 450nm em leitor de microplaca Spectra Max 190 

(Molecular Devices, California, EUA), sendo obtido valor da absorbância das amostras 

e do coeficiente de extinção molar (22000 M-1 cm-1). O resultado final foi expresso em 

nmol/mg de proteínas (76). 

 



 

Material e Métodos   30 

Avaliação da atividade das enzimas antioxidantes 

 

 A avaliação da atividade das enzimas superóxido dismutase (SOD) e 

catalase foi realizada no tecido cardíaco e intestinal. A técnica para determinação da 

SOD se baseia na inibição da reação do ânion radical superóxido com o pirogalol. 

Para isso, utilizamos solução tampão (Tris-base 50mmol/L; EDTA 1mmol/L em pH 

8,5) e pirogalol 2,6mmol/L (em ácido clorídrico a 10mmol/L). A oxidação do pirogalol 

leva à formação de produto colorido, detectado por espectofotometria a 420nm. A 

atividade da SOD é determinada medindo-se a velocidade de formação do pirogalol 

oxidado. Os resultados foram expressos em U SOD/mg de proteína. 

A atividade da catalase foi medida por meio da avaliação do consumo do peróxido de 

hidrogênio. Este teste consiste em avaliar a diminuição da absorbância no 

comprimento de onda de 240nm, sendo esse comprimento onde há a maior absorção 

pelo peróxido de hidrogênio. Neste ensaio, foram utilizados os seguintes reagentes: 

solução tampão de fosfato de sódio 50mmol/L + EDTA 1mmol/L (pH 7,0) e peróxido 

de hidrogênio 0,3mol/L. Foi monitorada a diminuição da absorbância do peróxido de 

hidrogênio no comprimento de onda selecionado. A concentração foi expressa em 

mol/mg de proteína.  

 

Western blot 

  

 A técnica de Western blot é utilizada para avaliar proteínas de maneira 

semi-quantitativa. Avaliamos as proteínas TNF-α, NF-kB total e fosforilado, IL-10, 

TLR-4, Troponina T, Topoisomerase 2β, BCL-2, MFN2, Drp1, OPA-1 no tecido 

cardíaco e TNF-α, NF-kB total e fosforilado, TLR-4, BCL-2 no intestino. Para isso, 

foram utilizados 100mg de tecido cardíaco e 100mg de tecido intestinal, que foram 

homogeneizados com beads de vidro e tampão de extração contendo NaCl 100 mM, 

Triton X-100 1%, deoxicolato de sódio 0,5%, SDS 0,1%, glicerol 10%, Tris 10 mM 

pH=7,4, EDTA 1mM, ortovanadato de sódio 1 mM, NaF 10mM e inibidores de 

proteases (P2714, Sigma-Aldrich, Missouri, EUA) em homogeneizador Bullet Blender 

(Next Advance, Nova Iorque, EUA). O homogenato foi centrifugado (12000 rpm, 4°C, 

por 20 minutos) e o sobrenadante foi coletado. A quantidade de proteínas nas 

amostras foi determinada pelo método de Bradford (75). As amostras foram diluídas 

em tampão Laemmli (Sigma-Aldrich, Missouri, EUA) e separadas por eletroforese pelo 



 

Material e Métodos   31 

sistema Mini-Protean 3 Electrophoresis Cell (BioRad, California, EUA) em gel bifásico: 

stacking (Tris-HCl 240 mM pH 6,7, poliacrilamida 40%, glicerol, APS e Temed) e 

resolving (Tris-HCl 240 mM pH 8,9, poliacrilamida 40%, glicerol, APS e Temed). A 

corrida foi realizada por 30 minutos a 50V, seguidos de 2,5 horas a 120V, com tampão 

de corrida contendo Tris 0,25M, glicina 192mM e SDS 1% e com temperatura de 4°C. 

 Após a eletroforese, as proteínas foram transferidas para membranas de 

nitrocelulose em sistema Mini-TransBlot (BioRad, California, EUA), utilizando-se 

tampão de transferência (Tris 25mM, glicina 192mM, metanol 20% e SDS 1%). Os 

sítios inespecíficos de ligação dos anticorpos primários foram bloqueados por 

incubação em solução de 5% de leite em pó desnatado dissolvido em solução basal 

pH 8,0 (Tris 1M, NaCl 5M e detergente Tween 20). Em seguida, foram colocados os 

anticorpos primários diluídos em solução basal e incubados em temperatura a 4ºC por 

12 horas. Após, as membranas foram lavadas 3 vezes com solução basal e incubadas 

com os anticorpos secundários por 1,5 horas em temperatura ambiente, e lavadas 

novamente com solução basal. 

 A imunodetecção foi realizada por método de quimioluminescência. As 

membranas foram analisadas no fotodocumentador Amersham ImageQuant 800 

(Cytiva, Delaware, EUA) e as imagens geradas foram analisadas pelo programa Gel-

Pro 3.2 (Media Cybernetics, Maryland, EUA), onde as bandas foram quantificadas por 

densitometria. Após, foi realizada a detecção da GAPDH (proteína constitutiva) nas 

amostras de coração e detecção de proteínas totais com o corante removível Ponceau 

S (Sigma-Aldrich, Missouri, EUA) nas amostras de intestino para normalização das 

proteínas analisadas. A normalização entre as membranas foi feita por inclusão de 

dois animais controle em todas as corridas eletroforéticas.  

 

ELISA para avaliação de LPS  

 

 Foi determinada a concentração de lipopolissacárides (LPS) no soro dos 

animais pelo kit comercial ELK Biotechnology (Colorado, EUA). Os LPS são 

componentes da membrana celular das bactérias e é um marcador de lesão da 

integridade da barreira intestinal. A quantidade de proteína no soro foi determinada 

pelo método de Bradford (104) e a concentração final foi ajustada para 1mg/ml. 

Resumidamente, placas de 96 poços foram recobertas com solução contendo 

anticorpo purificado de captura, diluídos em tampão PBS. As placas foram incubadas 



 

Material e Métodos   32 

em temperatura ambiente durante uma noite. Após sucessivas lavagens com solução 

PBS–Tween 20 (0,05%) foram adicionados 300μl da solução de bloqueio, constituída 

de PBS contendo 1% de albumina, com incubação por 2 horas em temperatura 

ambiente. As placas foram novamente lavadas e incubadas por 2 horas em 

temperatura ambiente, com as amostras e com as respectivas curvas de LPS, diluídas 

na base 2 em tampão PBS contendo 1% de albumina. Decorrido o tempo de 

incubação, as placas foram lavadas e incubadas com os anticorpos biotinilados de 

rato, durante 2 horas, em temperatura ambiente. Posteriormente, as placas foram 

novamente incubadas com estreptoavidina diluída 1:200 em tampão PBS contendo 

1% de albumina, durante 20 minutos, em temperatura ambiente. As placas foram 

lavadas e reveladas com OPD (Sigma-Aldrich, Missouri, EUA). A reação foi 

interrompida por adição de H2SO4 16% e a leitura foi realizada em 450 e 490nm. 

 

Avaliação de ácidos graxos de cadeia curta nas fezes 

 

 Para realizar a análise, 100mg de fezes foram suspensas em 1ml de 

ácido fosfórico 0,5% e acondicionadas a -80ºC até o momento das extrações. Após 

descongelamento, as suspensões foram homogeneizadas com vórtex por 2 minutos 

e centrifugadas por 10 minutos a 17949G. Um ml do sobrenadante foi extraído com 

1ml de acetato de etila por 2 minutos e novamente centrifugadas por 10 minutos a 

17949G. Os extratos orgânicos foram novamente estocados a -80ºC até o momento 

das análises. Antes das análises, 600µL da fase orgânica foram transferidos para um 

tubo contendo ácido 4-metil-valérico como padrão interno para obter concentração 

final de 500µM. O uso do padrão interno foi necessário para se corrigir variabilidade 

de injeção de amostras e pequenas alterações da resposta do equipamento. 

 Para a análise da cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de 

massa (GC/MS) utilizamos o sistema do modelo Focus ISQ 230ST (ThermoFisher, 

Massachusetts, EUA), equipado com amostrador automático triplus Duo, biblioteca 

NIST 2008 e com duas torres que permitem trabalhar em módulo líquido (AS) e 

módulo gasoso (HS). A injeção foi feita em modo splitless com volume de injeção de 

1µL com injetor à temperatura de 250ºC. Foi usada uma coluna capilar de sílica 

fundida TG-WAXHS de 30 m x 0,25 mm x 0,25 µm (ThermoFisher, Massachusetts, 

EUA). A temperatura inicial da coluna foi de 90ºC com aumento inicial até 150ºC a 

15ºC/min, aumento secundário até 170ºC a 20ºC/min e aumento terciário até 250ºC a 



 

Material e Métodos   33 

20ºC/min. A identificação dos ácidos graxos de cadeia curta foi baseada no tempo de 

retenção de amostras padrão e com apoio da biblioteca NIST 08. Curvas padrão com 

cada um dos ácidos graxos de cadeia curta foram realizadas com diferentes 

concentrações e a quantificação foi feita pela determinação de área de cada pico em 

comparação com o padrão com auxílio do software Xcalibur 4.2 (ThermoFisher, 

Massachusetts, EUA). 

 

Avaliação da microbiota intestinal 

 

 A extração de DNA das amostras fecais foi realizada com o PureLink 

Microbiome DNA Purification Kit (Invitrogen, Massachusetts, EUA), conforme as 

instruções do kit, sendo o DNA armazenado a -20º C. A PCR para a amplificação do 

16SV6rDNA foi realizada conforme o protocolo de Andersson e colaboradores (75). 

Ao final da PCR, foi realizada uma eletroforese dos amplicons em gel de agarose 

(Sigma, Missouri, EUA) a 1% em tampão Tris-Acetato-EDTA para visualizar se houve 

amplificação específica utilizando-se como referência um marcador de tamanho 

molecular. As sequências amplificadas foram purificadas através do sistema de beads 

magnéticas AMPure XP (Beckman Coulter, California, EUA) e quantificadas no 

aparelho Qubit 3.0 Fluorometer (Invitrogen, Massachusetts, EUA), com o kit de 

quantificação Qubit dsDNA HS Assay Kit (Invitrogen, Massachusetts, EUA).  

 Em seguida, uma biblioteca numa concentração de 26pM foi formada 

contendo concentrações equimolares de cada um dos amplicons. Essa biblioteca foi 

então submetida a PCR em emulsão. Para isto, foi misturada aos primers e demais 

componentes da PCR juntamente com microesferas (Ion Spheres Particles – ISPs) e 

óleo. A mistura foi então colocada em termociclador especializado (Ion One Touch, 

ThermoFisher, Massachusetts, EUA) onde a reação se processou. Ao final desta 

PCR, o produto da amplificação foi submetido a processo de eliminação de resíduos 

de reagentes e microesferas com falhas na amplificação, de modo que, ao final do 

processo, se obteve alta concentração de microesferas com DNA em condições de 

ser sequenciado (ISPs enriquecidas). O DNA nas ISPs enriquecidas foi então 

submetido ao anelamento do primer específico para sequenciamento, e misturado 

com Taq DNA polymerase, sendo a mistura carregada em um chip 314 v2-BC, que foi 

introduzido no sequenciador Ion PGM, previamente submetido à inicialização 

(condicionamento, com ajuste de pH e mistura de dNTPs (desoxirribonucleotídeos 



 

Material e Métodos   34 

trifosfato) no ambiente de sequenciamento do aparelho). Durante o sequenciamento, 

o sequenciador esteve ligado a um servidor responsável pelo armazenamento das 

sequências, geradas na forma de arquivos *.fastq. A geração dos dados no servidor, 

conforme mencionado acima, foi acompanhada do processamento das sequências, 

eliminando erros do tipo quimeras de DNA, primers, barcodes e adaptadores, sendo 

que, no final, o servidor apresentou relatório com informações sobre a qualidade e 

ocorrência do sequenciamento, consistindo em QC20, fragmentação do DNA, 

tamanho e número de sequências, porcentagem de carregamento do chip e ISPs. 

 Todo o processo de análise das sequências foi realizado na plataforma 

Qiita que foi dividido em duas etapas: 1) preparo, organização das sequências e 

construção da tabela de OTUs (operational taxonomic units) e 2) análise estatísticas 

com os dados desta tabela.  

 

Análise estatística 

 

 Os dados foram apresentados em média ± desvio-padrão. Para avaliar 

a evolução do peso e consumo de ração durante o experimento, utilizamos a área sob 

a curva (ASC) referente a cada período. A comparação entre os grupos foi realizada 

pelo modelo linear generalizado (GLM), com distribuição gama. Apresentamos 3 

valores de p, sendo pDxL= valor de p da interação doxorrubicina + liraglutida; pD=valor 

de p para o fator doxorrubicina e pL=valor de p para o fator liraglutida.  Quando houve 

interação entre os dois fatores (doxorrubicina + liraglutida), ou seja, valor de 

pDxL<0,05, os resultados foram apresentados comparando os grupos de interesse 

por pós-teste de Bonferroni. Quando o pDxL foi > 0,05, foram apresentados os dados 

marginais, referentes ao efeito de cada fator isoladamente. Nesse caso, os resultados 

foram apresentados e discutidos no formato “presença do fator” vs “ausência do fator”.  

 Para comparação das variáveis funcionais do ecocardiograma, 

realizamos a análise de covariância (ANCOVA) utilizando a frequência cardíaca como 

variável de ajuste para cada parâmetro de interesse. 

 Para alfa-diversidade da microbiota, utilizamos o teste t pareado e para 

a beta-diversidade, utilizamos a PERMANOVA.           

 Foi considerada significância estatística de 5% para todas as análises. 

Utilizamos o software Jamovi Versão 2.3, acesso livre em https://www.jamovi.org. 



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

RESULTADOS



 

Resultados   36 

Hábito intestinal  

 Os animais que receberam doxorrubicina apresentaram evacuações 

mais frequentes e com fezes menos consistentes do que os animais que não 

receberam o quimioterápico.   

 

Evolução do peso  

 

 Os resultados referentes à evolução de peso dos animais estão 

apresentados na Figura 4. 

 Antes do início do experimento, os animais de todos os grupos 

apresentavam peso semelhante (C 287 ± 22; D 288 ± 29; L 289 ± 24; DL 290 ± 31 g; 

pDxL=0,989; pL=0,766; pD=0,86). Nos primeiros sete dias de experimento, a área sob 

a curva (ASC) do peso corporal foi semelhante entre os grupos. Durante a segunda 

semana, pudemos observar que os animais que receberam liraglutida (L e DL) 

apresentaram menor ASC que os animais que receberam apenas soro fisiológico (C 

e D). No entanto, após a administração de doxorrubicina no décimo segundo dia de 

experimento, os grupos D e DL apresentaram perda acentuada de peso, com redução 

expressiva da ASC em relação aos animais que não receberam a medicação.  

 

Consumo de ração 

 

 Em relação ao consumo de ração, inicialmente observamos que os 

animais que receberam liraglutida (L e DL) apresentaram menor consumo de ração 

que os animais que não receberam a medicação (C e D), porém após a administração 

do quimioterápico, os grupos D e DL apresentaram acentuada redução da ingestão 

de ração (Figura 4).  

 



 

Resultados   37 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 4. Evolução do peso médio e consumo de ração 

Peso corporal e consumo de ração. C: controle (n=15); L: liraglutida (n=15); D: doxorubicina (n=15); DL: doxorubicina + liraglutida 
(n=15). Avaliamos a área sob a curva (ASC) entre os grupos em cada período D1-D7; D7-D12, D12-D14 para o peso corporal e 
D1-D9 e D9-D14 para consumo de ração. Dados expressos em média ± desvio padrão. Modelo linear generalizado (GLM); pD: 
valor de p para o fator doxorrubicina; pL: valor de p para o fator liraglutida; pDxL: valor de p para a interação doxorrubicina e 
liraglutida 

 

 
Peso dos órgãos  

 

 Com relação ao peso dos órgãos, o peso do rim direito e esquerdo foram 

menores nos animais que receberam doxorrubicina comparado aos que não 

receberam a droga, porém quando corrigido pelo peso corporal dos animais, 

observamos que os animais tratados com liraglutida apresentaram maior peso dos 

rins que os animais não tratados com o análogo de GLP-1. Os pesos dos ventrículos 

e do pulmão não apresentaram diferença estatística quando corrigidos pelo peso dos 

animais, porém o peso do fígado foi menor nos animais tratados com doxorrubicina 

em comparação aos que não receberam a medicação e essa diferença se manteve 

mesmo após correção pelo peso dos animais (Tabela 1).  

 

 

 

 

 

 



 

Resultados   38 

Tabela 1. Peso dos órgãos 

 C (n=15) L (n=15) D (n=15) DL (n=15) pL pD pDxL 

Rim D (g) 1,19 ± 0,16 1,19 ± 0,16 1,09 ± 0,16 1,05 ± 0,17 0,545 0,006 0,806 

Rim D / PC 3,63 ± 0,40 3,90 ± 0,31 3,65 ± 0,36 3,91 ± 0,44 0,010 0,978 0,901 

Rim E (g) 1,18 ± 0,15 1,18 ± 0,18 1,11 ± 0,15 1,05 ± 0,18 0,425 0,017 0,676 

Rim E / PC 3,58 ± 0,33  3,86 ± 0,35 3,71 ± 0,21 3,91 ± 0,42 0,006 0,431 0,852 

VD (g) 0,23 ± 0,06 0,19 ± 0,68 0,20 ± 0,06 0,16 ± 0,03 0,004 0,030 0,581 

VD / PC 0,71 ± 0,18 0,61 ± 0,20 0,66 ± 0,19 0,60 ± 0,11 0,061 0,411 0,483 

VE (g) 0,69 ± 0,13 0,58 ± 0,06 0,60 ± 0,09 0,55 ± 0,08 <0,001 0,006 0,169 

VE / PC 2,07 ± 0,29 1,92 ± 0,23  2,02 ± 0,26 2,04 ± 0,24 0,308 0,818 0,112 

Fígado (g) 11,8 ± 1,74 11,6 ± 1,26 9,68 ± 1,72 8,56 ± 1,32 0,069 <0,001 0,403 

Fígado / PC 35,6 ± 3,82 38,2 ± 2,55 32,3 ± 3,30 31,9 ± 3,71 0,287 <0,001 0,226 

Pulmão (g) 1,68 ± 0,31 1,62 ± 0,36 1,39 ± 0,30 1,43 ± 0,35 0,808 0,009 0,662 

Pulmão / PC 5,13 ± 1,02 5,34 ± 0,92 4,64 ± 0,68 5,29 ± 0,93 0,077 0,308 0,421 

Peso dos órgãos. C: controle; D: doxorrubicina; L: liraglutida; DL: doxorrubicina + liraglutida. PC: peso corporal; Rim D: rim 
direito; Rim E: rim esquerdo; VD: ventrículo direito; VE: ventrículo esquerdo. Valores apresentados em média ± desvio-
padrão. Valor de p<0,05, GLM; pDxL: valor de p da interação doxorrubicina vs liraglutida; pD: valor de p para o fator 
doxorrubicina; pL: valor de p para o fator liraglutida.  

 

 

Ecocardiograma  

 

 Em relação às variáveis estruturais, os animais que receberam 

doxorrubicina apresentaram menor diâmetro diastólico do ventrículo esquerdo (DDVE) 

quando comparados aos animais que não receberam a droga, assim como os animais 

que receberam liraglutida também apresentaram menor DDVE comparados aos 

animais que não receberam. A espessura diastólica da parede posterior (EDPP) foi 

menor nos animais que receberam liraglutida. O diâmetro do átrio esquerdo (AE) foi 

menor nos animais que receberam doxorrubicina e essa diferença se manteve quando 

o valor foi corrigido pelo diâmetro da aorta (AO), e foi maior nos animais que 

receberam liraglutida quando corrigido pelo peso corporal.  A massa do ventrículo 

esquerdo foi menor nos animais que receberam doxorrubicina e também foi menor 

nos animais que receberam liraglutida, quando os fatores são avaliados isoladamente. 

Não houve diferença estatisticamente significativa no índice de massa do ventrículo 

esquerdo.  A espessura relativa do ventrículo esquerdo (ERVE) foi maior nos animais 

tratados com doxorrubicina (Tabela 2). 



 

Resultados   39 

 O grupo DL apresentou menor frequência cardíaca quando comparado 

ao grupo L. Com relação às variáveis diastólicas, o tempo de desaceleração da onda 

E (TDE) não apresentou diferença estatisticamente significativa entre os grupos, 

porém as ondas E e A, E/A, ao doppler transmitral, e as ondas E’ e A’, ao doppler 

tissular, foram menores nos animais tratados com doxorrubicina. As variáveis E/E’ e 

tempo de desaceleração da onda E (TDE) não mostraram diferenças entre os grupos. 

Não houve diferença entre os grupos C, D e L com relação ao tempo de relaxamento 

isovolumétrico do ventrículo esquerdo (TRIV), porém quando as duas medicações 

foram administradas concomitantemente (grupo DL), houve prolongamento da TRIV 

quando comparado aos grupos C, L e D e essa diferença se manteve quando corrigido 

pela frequência cardíaca.  Com relação às variáveis sistólicas, não houve diferença 

entre os grupos em relação à fração de encurtamento do ventrículo esquerdo e fração 

de ejeção (FE), porém o S’ médio foi menor nos grupos que receberam doxorrubicina, 

assim como a velocidade de encurtamento da parede posterior (VEPP). O índice de 

Tei, que integra elementos das funções sistólica e diastólica, considerado como índice 

sisto-diastólico global, foi maior nos animais que receberam doxorrubicina quando 

comparados aos que não receberam a medicação (Tabela 3). 

 
Tabela 2. Variáveis ecocardiográficas estruturais após 48h da infusão da 

doxorrubicina 

C (n=15) L (n=15) D (n=15) DL (n=15) pL pD pDxL 

DDVE (mm) 7,14 ± 0,45 7,05 ± 0,45 6,70 ± 0,42 6,36 ± 0,38 0,049 <0,001 0,233 

DSVE (mm) 3,42 ± 0,41 3,32 ± 0,56 3,31 ± 0,39 3,15 ± 0,42 0,264 0,226 0,794 

EDPP (mm) 1,19 ± 0,05 1,18 ± 0,06 1,20 ± 0,05 1,15 ± 0,06 0,031 0,572 0,278 

EDSIV (mm) 1,19 ± 0,04 1,18 ± 0,06 1,20 ± 0,05 1,16 ± 0,06 0,072 0,781 0,243 

AO (mm)  3,70 ± 0,16 3,62 ± 0,15 3,53 ± 0,13 3,45 ± 0,11 0,034 < 0,001 0,916 

AE (mm) 4,99 ± 0,33 5,17 ± 0,40 4,60 ± 0,39 4,53 ± 0,51 0,732 < 0,001 0,168 

AE / AO 1,35 ± 0,08 1,43 ± 0,10 1,32 ± 0,09 1,31 ± 0,13 0,153 0,007 0,098 

AE / PC 
(mm/kg) 15,1 ± 1,45 17,1 ± 1,57 15,6 ± 1,51 16,9 ± 1,36 <0,001 0,644 0,334 

MVE (g) 0,52 ± 0,06 0,50 ± 0,08 0,47 ± 0,07 0,41 ± 0,06 0,025 < 0,001 0,180 

IMVE (g/kg) 1,57 ± 0,15 1,67 ± 0,26 1,59 ± 0,19 1,54 ± 0,16 0,584 0,276 0,142 

ERVE 0,34 ± 0,02 0,34 ± 0,02 0,36 ± 0,02 0,36 ± 0,02 0,677 < 0,001 0,607 

C: controle; D: doxorrubicina; L: liraglutida; DL: doxorrubicina + liraglutida. FC: frequência cardíaca; DDVE: diâmetro diastólico 
do ventrículo esquerdo; DSVE: diâmetro sistólico do ventrículo esquerdo; EDPP: espessura diastólica da parede posterior; 
EDSIV: espessura diastólica do septo interventricular; AE: diâmetro do átrio esquerdo; AO: diâmetro da aorta; PC: peso corporal; 
MVE: massa do ventrículo esquerdo; IMVE: índice de massa do VE; ERVE: espessura relativa do VE. Valores expressos em 
média ± desvio padrão. Valor de p<0,05, GLM; pDxL: valor de p da interação doxorrubicina vs liraglutida; pD: valor de p para o 
fator doxorrubicina; pL: valor de p para o fator liraglutida. * Diferente do grupo C, # diferente do grupo D, & diferente do grupo L.  



 

Resultados   40 

 

Tabela 3. Frequência cardíaca e variáveis ecocardiográficas funcionais após 48h da 

infusão da doxorrubicina  

C: controle; D: doxorrubicina; L: liraglutida; DL: doxorrubicina + liraglutida. FC: frequência cardíaca; % EE: fração de encurtamento 
do endocárdio; E: pico de velocidade do enchimento diastólico inicial obtido pelo doppler transmitral; A: pico de velocidade do 
enchimento diastólico tardio obtido pelo doppler transmitral; TRIV: tempo de relaxamento isovolumétrico; S’ médio: velocidade 
de fluxo tecidual durante a sístole; E’: velocidade de fluxo tecidual durante a fase de enchimento diastólico inicial; A’: velocidade 
de fluxo tecidual durante a fase de enchimento diastólico tardio; VEPP: velocidade de encurtamento da parede posterior; TDE: 
tempo de desaceleração da onda E; FE: fração de ejeção; Tei: índice de performance miocárdica. Valores expressos em média 
± desvio padrão. Valor de p<0,05, GLM; pDxL: valor de p da interação doxorrubicina vs liraglutida; pD: valor de p para o fator 
doxorrubicina; pL: valor de p para o fator liraglutida. * Diferente do grupo C, # diferente do grupo D, & diferente do grupo L. $ 
valor de p obtido por meio do teste ANCOVA. 

 

 

Estudo do coração isolado  

 

 Os traçados ilustrativos de cada grupo obtidos no estudo do coração 

isolado podem ser vistos na Figura 5. 

 Os animais tratados com doxorrubicina apresentaram menor volume 

inicial do balão intraventricular, que determinava a pressão diastólica de zero. A 

pressão sistólica máxima desenvolvida para atingir 25 mmHg de pressão diastólica 

foi menor nos animais tratados com doxorrubicina (Figura 6).  

C (n=15) L (n=15) D (n=15) DL (n=15) pL pD pDxL 

FC (bpm) 336 ± 41 365 ± 71 321 ± 46 291 ± 42& 0,974 0,001 0,026 

% EE 52 ± 3,3 53 ± 6,1 51 ± 4,0 51 ± 4,9 0,761 0,092 0,658 

E (cm/s)$ 77 ± 11 74 ± 7,4 57 ± 9,0 53 ± 9,6 0,180 < 0,001 0,825 

A (cm/s)$ 57 ± 14 56 ± 17 47 ± 10 40 ± 10 0,510 0,010 0,293 

E/A $ 1,4 ± 0,3 1,4 ± 0,4 1,3 ± 0,5 1,4 ± 0,3 0,980 0,016 0,595 

VEPP (mm/s)$ 39 ± 4,5 41 ± 5,0 32 ± 2,5 30 ± 2,9 0,788 < 0,001 0,228 

TRIV (ms) 23 ± 2,8 21 ± 3,7 25 ± 4,0 30 ± 4,6*#& 0,257 < 0,001 0,002 

TRIV / RR 54 ± 4,9 51 ± 6,1 58 ± 8,9& 65 ± 8,8*#& 0,385 < 0,001 0,010 

Índice Tei$ 0,5 ± 0,1 0,5 ± 0,1 0,6 ± 0,2 0,7 ± 0,2 0,241 <0,001 0,146 

FE (%)$ 0,9 ± 0,02 0,9 ± 0,04 0,9 ± 0,03 0,9 ± 0,03 0,960 0,929 0,353 

S’ (cm/s)$ 3,7 ± 0,6 3,7 ± 0,5 3,2 ± 0,4 2,9 ± 0,3 0,286 < 0,001 0,464 

E’ (cm/s)$ 3,7 ± 0,5 3,8 ± 0,5 3,1 ± 0,4 2,8 ± 0,6 0,330 <0,001 0,193 

A’ (cm/s)$ 4,8 ± 1,0 4,7 ± 1,1 3,5 ± 0,9 3,1 ± 0,7 0,431 < 0,001 0,456 

TDE$ (ms) 43 ± 5,6 43 ± 3,7 34 ± 8,6 42 ± 7,9 0,147 0,090 0,144 

E/E’$ 21 ± 3,3 20 ± 3,2 19 ± 4,1 19 ± 3,1 0,728 0,058 0,549 



 

Resultados   41 

 Para análise das derivadas positiva e negativa foi considerado o maior 

e o menor valor, respectivamente. Os valores das derivadas de pressão positiva e 

negativa foram menores nos animais tratados com doxorrubicina, evidenciando que 

a doxorrubicina foi capaz de induzir disfunção sistólica e diastólica nesses animais 

(Figura 7).  

A complacência ventricular, definida como capacidade de aumentar 

volume da cavidade sem elevar de forma importante a pressão, foi mensurada a 

partir da área sob a curva da relação pressão diastólica-volume diastólico. A 

complacência ventricular dos animais tratados com doxorrubicina foi menor quando 

comparada com os animais que não receberam a medicação, ou seja, para um 

mesmo incremento de volume na cavidade, houve maior aumento de pressão 

diastólica (Figura 8). A relação estresse–strain diastólico foi semelhante entre os 

grupos (Figura 9). 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 5.  Traçados representativos de cada grupo gerados pelo estudo do coração 

isolado 

Gráficos representativos do estudo do coração isolado. PS: pressão sistólica; PD: pressão diastólica; +dp/dt: primeira derivada 
positiva; -dp/dt: primeira derivada negativa. Em vermelho, estão representadas as curvas das derivadas positiva e negativa; e 
sem destaque as curvas das pressões sistólica e diastólica.  

 

  



 

Resultados   42 

 
 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

Figura 6. Volume inicial do balão e PS máxima no estudo do coração isolado 
 
Análise dos dados marginais do estudo do coração isolado. C: controle (n=5); L: liraglutida (n=6); D: doxorubicina (n=6); DL: 
doxorubicina + liraglutida (n=5). Valores expressos em média ± desvio padrão. Valor de p<0,05, GLM. pDxL: valor de p da 
interação doxorrubicina vs liraglutida; pD: valor de p para o fator doxorrubicina; pL: valor de p para o fator liraglutida. * diferente 
para o fator doxo. 
 

 

 

        

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 7. Derivadas positiva e negativa obtidas no estudo do coração isolado 
 
Análise dos dados marginais do estudo do coração isolado. C: controle (n=5); L: liraglutida (n=6); D: doxorubicina (n=6); DL: 
doxorubicina + liraglutida (n=5). +dp/dt: primeira derivada temporal positiva; -dp/dt: primeira derivada temporal negativa. Valores 
expressos em média ± desvio padrão. Valor de p<0,05, GLM. pDxL: valor de p da interação doxorrubicina vs liraglutida; pD: valor 
de p para o fator doxorrubicina; pL: valor de p para o fator liraglutida. * diferente para o fator doxo. 



 

Resultados   43 

 
 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

Figura 8. Relação pressão diastólica–volume diastólico 
 
Área sob a curva pressão diastólica–volume diastólico. C: controle (n=5); L: liraglutida (n=6); D: doxorubicina (n=6); DL: 
doxorubicina + liraglutida (n=5). Valores expressos em média ± desvio padrão. Valor de p<0,05, GLM. pDxL: valor de p da 
interação doxorrubicina vs liraglutida; pD: valor de p para o fator doxorrubicina; pL: valor de p para o fator liraglutida. 
 
 
 
 
 
 
 

       

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

Figura 9. Relação stress diastólico–strain 
 
Área sob a curva stress – strain. C: controle (n=5); L: liraglutida (n=6); D: doxorubicina (n=6); DL: doxorubicina + liraglutida (n=5). 
Valores expressos em média ± desvio padrão. Valor de p<0,05, GLM. pDxL: valor de p da interação doxorrubicina vs liraglutida; 
pD: valor de p para o fator doxorrubicina; pL: valor de p para o fator liraglutida. 
 



 

Resultados   44 

 

Histologia 

 

 A análise histológica qualitativa das lâminas de coração coradas por 

hematoxilina-eosina (HE) não identificou alterações na estrutura do miocárdio 

(Figura 10). Por outro lado, a avaliação histológica qualitativa do intestino grosso dos 

animais tratados com doxorrubicina (grupo D e DL) mostrou perda estrutural das 

criptas intestinais com escassez de células caliciformes, com possível alteração do 

seu local de maturação, com a presença de células apoptóticas (Figura 11). Não 

foram identificados padrões específicos nos animais tratados com liraglutida. 

 

 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

Figura 10. Cortes histológicos do miocárdio corados com HE. 
 
Corte longitudinal do miocárdio. Lâminas coradas com hematoxilina e eosina (HE). Microscopia óptica com aumento de 40×. C: 
controle; D: doxorrubicina; L: liraglutida; DL: doxorrubicina + liraglutida. 
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



 

Resultados   45 

 

 

 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

Figura 11. Cortes histológicos do intestino grosso 
 
Lâminas co