UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA - UNESP CÂMPUS DE JABOTICABAL ECOLOGIA QUÍMICA NO CONTROLE BIOLÓGICO DE FITÓFAGOS E RESPECTIVOS PREDADORES E PARASITOIDES Diego Felisbino Fraga 2016 Engenheiro Agrônomo UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA - UNESP CÂMPUS DE JABOTICABAL ECOLOGIA QUÍMICA NO CONTROLE BIOLÓGICO DE FITÓFAGOS E RESPECTIVOS PREDADORES E PARASITOIDES Diego Felisbino Fraga Orientador: Prof. Dr. Antonio Carlos Busoli Coorientador: Prof. Dr. Cesar Rodriguez-Saona Tese apresentada à Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias – UNESP, Câmpus de Jaboticabal, como parte das exigências para a obtenção do título de Doutor em Agronomia (Entomologia Agrícola). 2016 Fraga, Diego Felisbino F811e Ecologia química no controle biológico de fitófagos e respectivos predadores e parasitoides / Diego Felisbino Fraga. – – Jaboticabal, 2016 vii, 98 f. : il. ; 28 cm Tese (doutorado) - Universidade Estadual Paulista, Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, 2016 Orientador: Antonio Carlos Busoli Co-Orientador: Cesar Rodriguez-Saona Banca examinadora: Arlindo Leal Boiça Júnior, Nilza Maria Martinelli, José Maurício Simões Bento, Marcos Doniseti Michelotto Bibliografia 1. Comportamento. 2. Inimigos naturais. 3. Semioquímicos I. Título. II. Jaboticabal-Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias. CDU 595.7:631.95 Ficha catalográfica elaborada pela Seção Técnica de Aquisição e Tratamento da Informação – Serviço Técnico de Biblioteca e Documentação - UNESP, Câmpus de Jaboticabal. E-mail: diegoffraga@gmail.com DADOS CURRICULARES DO AUTOR DIEGO FELISBINO FRAGA – Filho de Eusimio Felisbino Fraga (in memorian) e Irani Lucindo da Cruz Fraga, natural de Guaíra, SP, nascido no dia 12 de dezembro de 1987. Possui formação em Agronomia pelas Faculdades Associadas de Uberaba (FAZU) no ano de 2009 e formação em Gestão Ambiental pelo Instituto Federal do Triângulo Mineiro (IFTM) em 2008, ambas na cidade de Uberaba (MG). Em 2011 concluiu curso de Pós-Graduação Latu Sensu em Gestão Ambiental pela Universidade de Uberaba (Uniube). No ano de 2012 obteve o título de Mestre em Agronomia, Área de Concentração em Entomologia Agrícola, pela Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias (FCAV) – UNESP – Câmpus de Jaboticabal, SP. No mesmo ano iniciou curso de Doutorado em Agronomia, Área de Concentração em Entomologia Agrícola, pela mesma instituição. No ano de 2014, por nove meses, realizou Doutorado Sanduíche na Rutgers University, em New Jersey, nos Estados Unidos da América. E-mail: diegoffraga@gmail.com “A mente que se abre a uma nova ideia jamais voltará ao seu tamanho original.” Albert Einstein Dedico Aos meus pais Eusimio Felisbino Fraga (in memorian) e Irani Lucindo da Cruz Fraga pelo incentivo, carinho e amor incondicional. Ao meu irmão Eusímio Felisbino Fraga Júnior, por ser exemplo, modelo e esteio. Homenageio À todos os educadores que participaram diretamente da minha formação moral, intelectual e profissional, de modo que o mestre é a agulha que direciona o caminho e o aluno é a linha responsável por construir a malha do conhecimento. Ofereço Aos meus familiares, por me ensinarem o que é amor, respeito, compreensão e tolerância. AGRADECIMENTOS À Deus, pela proteção e por iluminar meu caminho para a realização deste trabalho. À Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias de Jaboticabal, através do Departamento de Fitossanidade e do Programa de Pós-Graduação em Agronomia (Entomologia Agrícola), pela oportunidade concedida para a realização do Curso de Doutorado. Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), pela concessão da bolsa de estudos. À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES), pela concessão de bolsa para a realização de doutorado sanduíche, pelo Programa de Doutorado Sanduíche no Exterior (PDSE). Ao Prof. Dr. Antonio Carlos Busoli pela orientação, pelos conhecimentos fornecidos e incessante contribuição na condução, desenvolvimento e finalização deste trabalho dispensados durante todo o tempo. Além disso, pela amizade, companheirismo e paciência ao longo de todos os meus anos enquanto aluno da Pós-Graduação. Ao Prof. Dr. Cesar Rodriguez-Saona por todos os ensinamentos e oportunidades, pela confiança e credibilidade que depositou no meu trabalho durante o período em que o visitei na Rutgers Univeristy, em New Jersey, EUA. Agradeço ainda por me receber em sua casa, ter se tornado um estimado amigo que me orienta para me tornar não somente um melhor profissional, mas um ser humano melhor. Aos professores do curso de Pós-graduação em Entomologia Agrícola, pelos conhecimentos transmitidos dentro e fora da sala de aula. Ao Técnico Agrícola Alex Ribeiro, pela amizade e auxílio na preparação e implantação de experimentos presentes nesta Tese. Aos funcionários e amigos do Departamento de Fitossanidade José Altamiro de Souza, Lígia Dias Tostes Fiorezzi, Celso de Deus Sant’Anna, Roseli Pessoa e Zulene Ribeiro. À bibliotecária Tiêko Sugahara, da FCAV/UNESP – Jaboticabal, pelo auxílio na correção das referências bibliográficas. Aos amigos do Laboratório de Manejo Integrado de Pragas da UNESP/FCAV Leandro Aparecido de Souza, Daniela de Lima Viana, Leticia Serpa dos Santos, Jacob Crosariol Netto, Oniel Jeremías Aguirre-Gil, José Fernando Jurca Grigolli, Marina Funichello, Lumey Perez Artiles, João Rafael de Conte Carvalho de Alencar, Juliana Nais, Isa Marcela Braga e Elias Almeida Silva pela amizade, respeito e compromisso durante esses anos de convivência. Aos meus queridos amigos Diego Olympio Peixoto Lopes e Luan Alberto Odorizzi dos Santos pela sinceridade, pelo respeito, pela disponibilidade e pelo carinho que sempre se dispuseram a me ajudar quando mais precisei. Aos estimados estagiários do Laboratório de Manejo Integrado de Pragas Orranes Gonçalves, Natalia Vinasco Arias, Dario Pimenta, Viviane Cabrera, Ludmila Freitas de Queiroz, Igor Henrique, Marcelo Odorizzi de Campos e Samia Cristina Couto pelo auxílio na coleta e análise de dados. Aos amigos do Blue-Cran-Ent Lab Rob Holdcraft, Vera Kyryczenko-Roth, Elvira de Lange, Kris Dahl, Charles Corris, Andrew Lux, Gabrielle Pintauro, Mara Schiffhauer, Caryn Mitchel, Noel Hahn, Manoel Chacón-Fuentes e Jordano Salamanca Bastidas por todo o apoio e bons momentos que passamos juntos, no campo e fora dele. Aos amigos do curso de Pós-graduação (Entomologia Agrícola), Marília Lara Peixoto, Laís da Conceição dos Santos, Mirian Maristela Kubota Grigolli, Samuel Carvalho, Juliana Barroso, Luciano Nogueira, Jeruska Brenha, Marina Aparecida Viana de Alencar, Bruno Henrique Sardinha de Souza, Diandro Ricardo Barilli, Tatiana de Oliveira Ramos, pela amizade, companheirismo em atividades inerentes ao curso ou não. A todos que direta ou indiretamente colaboraram para a realização deste trabalho. i SUMÁRIO Página RESUMO .............................................................................................. iii SUMMARY............................................................................................ v CAPÍTULO 1 – CONSIDERAÇÕES GERAIS....................................... 1 1. INTRODUÇÃO................................................................................ 1 2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA.......................................................... 4 2.1. Controle Biológico de Pragas................................................... 4 2.2. Controle Biológico Natural ou Conservativo............................. 5 2.3. Insetos parasitoides no Controle Biológico de Pragas............. 6 2.3.1. O gênero Trichogramma no Controle Biológico de Pragas em agroecossistemas................................................... 6 2.4. Insetos predadores no Controle Biológico de Pragas............................................................................................. 9 2.4.1. Utilização de Orius insidiosus no Controle Biológico de Pragas em agroecossistemas..................................................... 10 2.5. Interações tritróficas e a função e a função de compostos voláteis em agroecossistemas........................................................ 11 2.5.1. Características das plantas que afetam as interações entre inimigos naturais e suas presas........................................ 12 ...........2.5.2. Utilização de compostos voláteis no Controle Biológico de Pragas.................................................................................... 15 3. REFERÊNCIAS.............................................................................. 17 CAPÍTULO 2 – DINÂMICA POPULACIONAL, DISTRIBUIÇÃO VERTICAL E PARASITISMO NATURAL DE OVOS DE Chrysodeixis includens POR Trichogramma pretiosum NA CULTURA DA SOJA............................................................................. 31 RESUMO............................................................................................... 31 1. INTRODUÇÃO................................................................................ 32 2. MATERIAL E MÉTODOS............................................................... 34 2.1. Descrição das condições experimentais.................................. 34 2.2. Amostragem............................................................................. 34 2.3. Identificação de espécies de Trichogramma............................ 35 2.4. Delineamento experimental e análise dos dados..................... 36 2.4.1. Dinâmica populacional..................................................... 36 2.4.2. Distribuição vertical.......................................................... 37 3. RESULTADOS E DISCUSSÃO .................................................... 38 3.1. Parasitoides emergidos de ovos de Chrysodeixis includens......................................................................................... 38 3.2. Dinâmica populacional de ovos de C. includens e de ovos ii parasitados por T. pretiosum.......................................................... 38 3.3. Adultos de T. pretiosum emergidos por ovo de C. includens e razão sexual.................................................................................... 41 3.4. Distribuição vertical de ovos de C. includens e de ovos parasitados por T. pretiosum ......................................................... 45 4. CONCLUSÕES............................................................................... 59 5. REFERÊNCIAS.............................................................................. 60 CAPÍTULO 3 – RESPOSTAS COMPORTAMENTAIS DO PERCEVEJO PIRATA Orius insidiosus PARA TRIDECANO, UM VOLÁTIL ASSOCIADO A Halyomorpha halys................................... 67 RESUMO............................................................................................... 67 1. INTRODUÇÃO................................................................................ 68 2. MATERIAL E MÉTODOS............................................................... 70 2.1. Obtenção de insetos para uso nos experimentos..................... 70 2.2. Plantas utilizadas nos experimentos......................................... 71 2.3. Experimento em casa-de-vegetação I...................................... 71 2.4. Coleta e análise de voláteis...................................................... 73 2.5. Experimento em casa-de-vegetação II..................................... 74 2.6. Experimentos com olfatômetro................................................. 75 2.7. Experimentos em campo.......................................................... 76 2.8. Análises Estatísticas................................................................. 77 3. RESULTADOS............................................................................... 78 3.1. Atratividade de O. insidiosus para vagens de feijoeiro danificadas por H. halys e os efeitos sobre a predação de ovos de O. nubilalis................................................................................. 78 3.2. Coleta e análise de voláteis...................................................... 80 3.3. Respostas de O. insidiosus para diferentes concentrações de tridecano......................................................................................... 81 3.4. Resposta olfativa de fêmeas e machos de O. insidiosus para tridecano em olfatômetro................................................................ 82 3.5. Atratividade e predação de ovos de O. nubilalis por O. insidiosus em girassol, pêssego e mirtilo........................................ 84 4. DISCUSSÃO................................................................................... 87 5. CONCLUSÕES............................................................................... 91 6. REFERÊNCIAS.............................................................................. 92 CAPÍTULO 4 – IMPLICAÇÕES FINAIS................................................ 98 iii ECOLOGIA QUÍMICA NO CONTROLE BIOLÓGICO DE FITÓFAGOS E RESPECTIVOS PREDADORES E PARASITOIDES RESUMO – O Controle Biológico Natural, ou Conservativo, é uma ferramenta indispensável para o sucesso do Manejo Integrado de Pragas, pois permite uma interação entre os componentes do ambiente, o que o coloca na linha de frente das táticas e estratégias de manejo de pragas em agroecossistemas. Basicamente, esta interação, denominada interação tritrófica, envolve as plantas, os organismos fitófagos e seus inimigos naturais. Neste contexto, diversos fatores são importantes para o controle biológico, tais como condições abióticas e bióticas, destacando-se características das plantas (compostos metabólitos secundários e arquitetura, por exemplo) e potenciais presas/hospedeiros (semioquímicos, etc.). Inimigos naturais podem utilizar estes recursos durante o seu processo de busca e localização do hospedeiro, de modo que o conhecimento sobre o comportamento de inimigos naturais em função da fenologia e arquitetura das plantas, bem como sobre o potencial de voláteis emitidos por plantas e presas é fundamental para um programa de manejo integrado de pragas. Desta forma, o presente trabalho teve por objetivos: a) avaliar a dinâmica populacional e a distribuição vertical de ovos de Chrysodeixis includens (Lepidoptera: Noctuidae) e de seus ovos parasitados por Trichogramma spp. (Hymenoptera: Trichogrammatidae) na cultura da soja; b) determinar a resposta comportamental do percevejo predador Orius insidiosus (Hemiptera: Anthocoridae) para voláteis associados à Halyomorpha halys (Hemiptera: Pentatomidae). Sendo assim, em Jaboticabal, SP, Brasil, durante as safras agrícolas de 2012/13 e 2013/14, foram realizadas coletas de ovos de C. includens presentes em diferentes terços das plantas de soja, durante diferentes estádios fenológicos da cultura. Semanalmente, o número de ovos presentes nas plantas foi anotado e os mesmos eram coletados e levados para laboratório para aguardar a emergência de lagartas ou de adultos de Trichogramma spp. O número de adultos do parasitoide emergido por ovo era registrado, bem como a razão sexual. Os adultos foram identificados ao nível específico, encontrando-se a espécie Trichogramma pretiosum presente na cultura da soja. Fêmeas de C. includens preferiram ovipositar com mais intensidade nos terços médio e inferior das plantas, principalmente durante os estádios reprodutivos da cultura. O parasitismo de ovos por T. pretiosum apresentou uma tendência semelhante, em que a medida que se aumentou a densidade de ovos de C. includens nas plantas, também elevou-se o número médio de ovos parasitados, indicando uma forte correlação positiva entre a praga e o inimigo natural. Para atingir o segundo objetivo desta tese, e fornecer alternativas para o controle biológico de H. halys, um pentatomídeo invasor nos EUA, foram conduzidos experimentos para testar a atratividade de O. insidiosus para voláteis emitidos pela presa e por plantas de feijoeiro atacadas por ela. Foram conduzidos experimentos em casa-de- vegetação, laboratório e em campo, em que foi identificado altas concentrações do composto tridecano. Foi avaliado a atratividade de O. insidiosus para diferentes concentrações deste composto, bem como os efeitos desta atração na predação de ovos. Foi observado que O. insidiosus é atraído por tridecano, no entanto, esta atração não afeta a predação de ovos, em casa de vegetação e no campo. iv Palavras-chave: Comportamento de insetos, distribuição vertical, Halyomorpha halys, interações tritróficas, Orius insidiosus, Trichogramma pretiosum, semioquímicos v CHEMICAL ECOLOGY ON THE BIOLOGICAL CONTROL OF PHYTOPHAGOUS INSECTS AND ITS PREDATORS AND PARASITOIDS ABSTRACT – Natural ou Conservative Biological Control is a valuable tool for the success of Integrated Pest Management as it allows a natural interaction between the components of the environment, which places it at the forefront of the tactics and pest management strategies in agroecosystems. This interaction, so-called tritrophic interaction, involves plants, phytophagous organisms and their natural enemies. In this context several factors are important for biological control, such as biotic and abiotic conditions, highlighting plant characteristics (secondary metabolites compounds and plant architecture, for example) and possible prey/hosts (semiochemicals, etc.). Natural enemies can use this information during the its host foraging behavior, so the knowledge of the behavior of natural enemies according to the phenology and plant architecture as well as potential volatiles emitted by prey plants and potential is key for an integrated pest management program. Thus, this study aimed to: a) assess the population dynamics and vertical distribution of natural biological control of Chrysodeixis includens (Lepidoptera: Noctuidae) eggs by Trichogramma spp. (Hymenoptera: Trichogrammatidae) in soybean field; b) determine the behavioral response of the predator Orius insidiosus (Hemiptera: Anthocoridae) for volatile associated with Halyomorpha halys (Hemiptera: Pentatomidae). Thus, in Jaboticabal, SP, Brazil, during the growing seasons of 2012/2013 and 2013/2014, samples were taken from C. includens eggs present on different thirds of soybean plants during different phenological stages of the crop. Weekly, number of eggs present in plants was recorded and the eggs were collected ant taken to the laboratory to await the emergence of larvae or adult Trichogramma spp. The number of adult Trichogramma spp. emerged per egg was noted, as was the sex ratio. The adults were identified to species level, finding Trichogramma pretiosum as the main species present in soybeans. Females of C. includens intensively preferred to lay eggs in the middle and lower thirds of the plants, especially during the reproductive stages of soybean plants. Egg parasitism by T. pretiosum presented a similar tendency, which as the C. includens eggs density increased in plants, also increased the average number of parasitized eggs, indicating a strong positive correlation between the pest and the natural enemy. To achieve the second objective of this thesis, and provide alternatives for the biological control of H. halys (an invasive pentatomid in the US). experiments were conducted to test the attractiveness of O. insidiosus to volatiles emitted by the prey and bean plants attacked by it. Experiments were conducted under greenhouse, laboratory and field conditions. It was identified that tridecane was the major compound in damage- bean pods as well as on H. halys. The attractiveness of O. insidiosus was evaluated for different concentrations of this compound as well as the effects of this attraction as predators of eggs. It was observed that O. insidiosus is attracted to tridecane, however, this attraction not poisitivamente affected the predation of eggs in the greenhouse and in the field. Keywords: Insect behavior, whitin-plant distribution, Halyomorpha halys, tritrophic interactions, Orius insidiosus, Trichogramma pretiosum, semiochemicals 1 CAPÍTULO 1 - CONSIDERAÇÕES GERAIS 1. Introdução O Controle Biológico de Pragas pode ser definido como a regulação populacional de insetos-praga por meio da ação de inimigos naturais, consistindo, assim, em uma importante ferramenta para a tomada de decisão em um programa de Manejo Integrado de Pragas (MIP) (AGUIAR-MENEZES, 2003; BUSOLI et al., 2015). Dentre as distintas modalidades de Controle Biológico, o Natural se destaca por corresponder à aquele que ocorre naturalmente em diferentes agroecosssitemas. De acordo com Bueno et al. (2012), este tipo de controle biológico é observado sempre que o ambiente não é impactado por práticas culturais errôneas. Sendo assim, práticas agrícolas, tais como o uso de inseticidas seletivos ou estratégias para a manutenção de inimigos naturais nas áreas, como o uso de iscas atrativas, irão favorecer a ação destes agentes de controle biológico (EILENBERG; HAJEK; LOMER, 2001; JONSSON et al., 2008). Os inimigos naturais utilizados em programas de controle biológico correspondem a um grupo diverso de organismos, presentes em variadas classes de organismos, incluindo os organismos predadores, parasitoides e os microorganismos entomopatogênicos (PARRA et al., 2002; COSTA; BERTI FILHO; SATO, 2006). O sucesso de um agente de controle biológico pode ser influencido por diversos fatores abióticos e bióticos, envolvendo condições do clima (temperatura, umidade, insolação etc.), características da planta (idade, recurso alimentar, infoquímicos etc.) e de seus hospedeiros (disponibilidade, abundância, diversidade etc.). Estes fatores podem influenciar a capacidade adaptativa dos inimigos naturais em superar condições adversas em razão do sucesso na busca por recursos para alimentação e/ou oviposição (VET; DICKE, 1992; van LENTEREN, 2012). Como característica adaptativa dos inimigos naturais, destaca-se a habilidade de detectar ‘sinais’ emitidos por suas presas/hospedeiros ou pelas plantas danificadas (NINKOVIC et al., 2001; DE BOER; DICKE, 2004; van DEN 2 BOOM et al., 2004; ZHU; PARK, 2005). Plantas, por exemplo, quando danificadas por fitófagos, iniciam a produção e emissão de compostos metabólicos secundários que se distinguem em quantidade e constituição daqueles emitidos por plantas não danificadas (McCORMICK; UNSICKER; GERSHENZON, 2012). Desta forma, é notável nas últimas décadas o avanço nos estudos de interações tritróficas entre as plantas, seus herbívoros e os inimigos naturais (DICKE; SABELIS, 1988; RODRIGUEZ-SAONA et al., 2011), de modo que o sucesso dos agentes benéficos em localizar e reconhecer suas presas tem sido atribuído aos compostos voláteis de plantas e/ou suas presas e hospedeiros (VET; DICKE, 1992; DICKE; van LOON, 2000; RODRIGUEZ-SAONA, 2012). Inimigos naturais utilizam estes sinais químicos como uma fonte confiável para localizar o habitat do seu hospedeiro e, em seguida, encontrar o seu hospedeiro propriamente dito (PRICE et al., 1980; TURLINGS et al., 1991). A sofisticada utilização dessas substâncias químicas faz parte da estratégia adotada por esses organismos para obter de modo eficiente acesso ao alimento, ambiente para acasalamento e lugar seguro para a sua prole (SCHOONHOVEN; van LOON; DICKE, 2005). Neste contexto, a ocorrência do parasitoide de ovos de lepidópteros- praga Trichogramma spp. tem sido relatada na cultura da soja (Glycine max L.) (ZACHRISSON; PARRA, 1998; FOERSTER; MARCHIORO; FOERSTER, 2015). No entanto, raras são as informações sobre a ação destes parasitoides sobre ovos de Chrysodeixis includens (Walker, 1858) (Lepidoptera: Noctuidae) em campo. Além disso, analisar o comportamento de parasitismo destes parasitoides em diferentes partes (terços) das plantas, bem como em diferentes estágios fenológicos da cultura, é fundamental para a adoção de práticas de manejo que favoreçam a permanência destes inimigos naturais no campo (FERNANDES et al., 2006; BUSOLI et al., 2011). Uma alternativa para a manutenção de inimigos naturais em agroecossistemas será apresentada no terceiro capítulo, em um trabalho visando a utilização de um volátil emitido pelo fitófago Halyomorpha halys (Stål, 1855) (Hemiptera: Pentatomidae), praga invasora nos Estados Unidos da 3 América, para a atração do percevejo predador Orius insidiosus (Say, 1832) (Hemiptera: Anthocoridae). Sendo assim, os objetivos do presente trabalho foram: a) determinar a dinâmica populacional e distribuição vertical de ovos de C. includens, bem como o correspondente parasitismo natural por Trichogramma pretiosum Riley 1879 (Hymenoptera: Trichogrammatidae) na cultura da soja; e b) avaliar a resposta comportamental de O. insidiosus a tridecano, um composto volátil emitido por H. halys e/ou vagens de feijoeiro danificadas pelo fitófago, em experimentos conduzidos em laboratório, casa-de-vegetação e em campo. 4 2. Revisão bibliográfica 2.1. Controle Biológico de Pragas O controle biológico de pragas consiste na regulação da população destes indivíduos por meio da ação de inimigos naturais, com o objetivo de manter tais populações sob níveis toleráveis, ou seja, abaixo do nível de controle. Em um programa de MIP, é imprescindível a adoção de táticas complementares ou compatíveis entre si para o controle de pragas, visando a sustentabilidade dos agroecossistemas (KOGAN, 1988; PARRA et al., 2002; BUSOLI et al., 2013). O controle biológico, ou o uso e/ou manipulação de inimigos naturais para controlar organismos prejudiciais, é uma alternativa à utilização de pesticidas para o controle de insetos-praga (DeBACH; ROSEN, 1991; van DRIESCHE; BELLOWS, 1996). De acordo com Price et al. (2011), existem três abordagens distintas para o Controle Biológico de pragas, a seguir: a) No Controle Biológico Clássico, os inimigos naturais de uma praga introduzida são selecionados, introduzidos e liberados na área de ocorrência. Neste modelo, espera-se que o inimigo natural introduzido se estabeleça na área a fim de regular as populações da praga. b) Em relação ao Controle Biológico Aumentativo ou Aplicado, o objetivo é elevar a população de um inimigo natural (nativo ou introduzido) a níveis necessários para a sucesso no controle da praga-alvo. E a estratégia final, c) o Controle Biológico Natural ou Conservativo, envolve a manipulação do ambiente para criar condições favoráveis para o estabelecimento dos inimigos naturais em agroecossitemas mais hospitaleiros para os inimigos naturais, seja através da remoção de fatores adversos ou do fornecimento de requisitos para os inimigos naturais (BARBOSA, 1998). Os estudos apresentados neste trabalho envolvem este último tipo, apresentando resultados sobre o Controle Biológico Natural de ovos de lepidópteros-praga e a manipulação do ambiente para favorecer inimigos naturais de um percevejo fitófago. 5 2.2. Controle Biológico Natural ou Conservativo Todos os insetos, nas diversas fases de desenvolvimento, são atacados por inimigos naturais, independentes de quaisquer liberações ou interferências realizadas pelo homem (ALTIERI, 1999; BERTI FILHO; CIOCIOLA, 2002). De modo geral, o objetivo do controle biológico é induzir uma cascata trófica, ou seja, as pragas serão suprimidas por um complexo de inimigos naturais e a produtividade da cultura em questão seria favorecida (PRICE et al., 2011). Em agroecossistemas, tal controle natural não é suficiente para suprimir as espécies-praga, pois são ambientes muito simples e de pouca diversidade de espécies vegetais e animais (HODLEE; van DRIESCHE, 2009). Entretanto, a base do Controle Biológico Natural ou Conservativo consiste na manutenção dos inimigos naturais que já estão presentes nas áreas (LANDIS et al., 2000). A adoção deste método de controle biológico pode contribuir para a realização de práticas mais seguras e eficazes no manejo de pragas. No entanto, exige conhecimento da ecologia dos inimigos naturais envolvidos no agroecossistema. Tal método de controle possui várias vantagens, tais como a praticidade na utilização por parte de produtores, em contraste com o Controle Biológico Clássico, além de ser uma alternativa viável para o manejo de pragas em cultivos sustentáveis, como orgânicos, por exemplo (JONSSON et al., 2008). Estudos recentes tem focado na manipulação de habitats, de modo a promover a supressão de pragas através desta manutenção dos inimigos naturais (THIES; TSCHARNTKE, 1999; LANDIS et al., 2000; JAMES, 2005; TSCHARNTKE et al., 2007). Além da manipulação dos habitats, o conhecimento dos padrões temporais e espaciais da cultura pode determinar quais recursos estão disponíveis ou ausentes para os inimigos naturais, e assim, fornecer valiosa consideração sobre quais medidas conservativas poderão ser adotadas. No entanto, os recursos necessários irão variar de acordo com os inimigos naturais presentes no agroecossistema (BARBOSA, 1998). De modo geral, os insetos predadores e parasitoides se destacam como os principais grupos de artrópodes responsáveis pelo Controle Biológico 6 Natural, contribuindo para a supressão de insetos-praga (PARRA et al., 2002; PINTO et al., 2006). 2.3. Insetos parasitoides no Controle Biológico de Pragas Insetos parasitoides são organismos cujas larvas se desenvolvem através da alimentação dentro ou sobre um hospedeiro, e causa a morte como resultado direto ou indireto do seu desenvolvimento (GAULD; BOLTON, 1988; EGGLETON; GASTON, 1990). Estima-se que haja cerca de 200.000 espécies de parasitoides na natureza, sendo que as Ordens Hymenoptera e Diptera são as mais numerosas (COSTA; BERTI FILHO; SATO, 2006). De fato, os himenópteros parasitoides são os inimigos naturais com maior número de introduções para o controle de insetos-praga (BERTI FILHO; CIOCIOLA et al., 2002). No geral, são relatadas cerca de 15 Famílias de himenópteros que parasitam ovos de insetos, sendo que muitos são considerados potenciais agentes de controle biológico, com destaque para as famílias Aphelinidae, Encyrtidae, Eulophidae, Eupelmidae, Mymaridae, Platygastridae, Pteromalidae, Scelionidae, Tetracampidae e Trichogrammatidae (BIN, 1994). 2.3.1. O gênero Trichogramma no Controle Biológico de Pragas em agroecossistemas Grande parte dos estudos relacionados ao uso de parasitoides de ovos para o controle biológico de lepidópteros-praga no mundo envolvem espécies do gênero Trichogramma. Algumas características, como o curto tempo de duração de seu desenvolvimento e facilidade em estabelecer criações massais contribuíram para este fato (LI, 1994; BOTELHO, 1997; MILLS, 2010). Além disso, a importância deste grupo se dá principalmente ao controle efetivo de seu hospedeiro na sua fase inicial, ou seja, antes da ocorrência de possíveis danos, se tornando uma ferramenta importante em um programa de Manejo Integrado de Pragas (HASSAN, 1994). 7 No Brasil, estudos com Trichogramma spp. começaram na década de 1940 para controle de Neoleucinodes elegantalis (Guenée, 1854) (Lepidoptera: Pyralidae) em tomateiro. A partir daí, desenvolveram-se muitas pesquisas na área de controle biológico, motivado principalmente pelas informações geradas em trabalhos envolvendo diferentes espécies do parasitoide e também pela exigência do mercado por produtos livres de resíduos de agrotóxicos (THULER, 2006). No geral, os insetos pertencentes à este grupo são pequenos, com 0,2 a 1,5 mm de comprimento, e se desenvolvem no interior dos ovos do hospedeiro (PARRA; ZUCCHI, 1997). Preferencialmente parasitam ovos recém- ovipositados (VINSON, 1997) e, após o parasitismo, o ovo torna-se escuro quando a larva do parasitoide atinge o terceiro ínstar, devido à deposição de grânulos pretos na parte interna do córion, conhecidos por sais de urato (CÔNSOLI et al., 1999). De acordo com PINTO (2006), o gênero Trichogramma compreende cerca de 180 espécies reconhecidas que ocorrem em diversos agroecossistemas do mundo, e sua extensa utilização deve-se ao fato de que esse microhimenóptero foi relatado parasitando mais de 200 espécies, pertencentes a 70 famílias de 8 ordens de insetos (MORRISON, 1985; PRATISSOLI; PARRA, 2001; JALALI, 2013), em mais de 30 países e contra pragas-chave de 34 culturas (van LENTEREN; BUENO, 2003). São conhecidas 41 espécies de Trichogramma distribuídas na América do Sul, sendo que deste total, 26 ocorrem no Brasil em ambientes agrícolas, florestais e reservas naturais. A maioria destas espécies estão relacionadas a estudos e levantamentos voltados ao estabelecimento de programas de controle biológico, destacando-se por exemplo, Trichogramma pretiosum Riley, 1879, frequentemente associado à agroecossistemas, com mais de 240 registros de ocorrência (PINTO, 1999; ZUCCHI; QUERINO; MONTEIRO, 2010). Trichogramma pretiosum é bastante comum em ambientes agrícolas, sendo encontrada em diversas regiões do País, ressaltando-se o parasitismo natural em ovos de lepidópteros-pragas em campos de soja, milho, algodão etc (FERNANDES; BUSOLI; DEGRANDE, 1999; COSTA et al., 2011). De fato, 8 este parasitoide de ovos foi encontrado naturalmente parasitando ovos de Heliothis virescens (Fabricius, 1781), em Jaboticabal, SP, chegando a parasitar até 65% dos ovos encontrados durante o período de florescimento e frutificação das plantas de algodoeiro, momento este em que há uma maior quantidade de ovos da praga por planta (FRAGA, 2012). Na região de Dourados (MS), Fernandes; Busoli; Degrande (1999) chegaram a conclusões semelhantes, de modo que, a partir do momento que havia maior quantidade de ovos do hospedeiro, aumentavam-se os níveis de parasitismo de ovos da praga, atingindo níveis de 80 a 90% de ovos parasitados, com emergência de até sete adultos de T. pretiosum por ovo. A ocorrência de espécies de Trichogramma é evidentemente associável com espécies de lepidópteros-praga de importância agrícola, principalmente devido a grande parte dos levantamentos ocorrerem em ambientes agrícolas (ZUCCHI; QUERINO; MONTEIRO, 2010). Há uma alta diversidade de espécies de Trichogramma que parasitam ovos de pragas de interesse econômico, tais como Anticarsia gemmatalis Hübner, 1818 (Lepidoptera: Eribidae), Alabama argillacea (Hübner, 1823), Helicoverpa zea (Boddie, 1850), H. virescens e Spodoptera spp (Lepidoptera: Noctuidae) (COSTA et al., 2011; FERNANDES; BUSOLI; DEGRANDE, 1999; BUENO et al., 2012; FOERSTER; MARCHIORO; FOERSTER, 2015). No entanto, são necessárias informações mais detalhadas sobre a ocorrência e o comportamento deste grupo de parasitoides em outras espécies de importância agrícola. Por exemplo, na cultura da soja poucos são os estudos sobre a ocorrência e o comportamento de Trichogramma spp. sobre os ovos de lepidópteros desfolhadores. Dentre o complexo de pragas que ocorrem na cultura da soja, destacam- se os percevejos e as lagartas desfolhadoras, por seus danos significativos à produtividade (HOFFMAN-CAMPO et al., 2000). Dentre as lagartas, se destacam os noctuídeos A. gemmatalis e Chrysodeixis includens (Walker, 1858) (Lepidoptera: Noctuidae) como pragas-chave na cultura e que requerem atenção em amostragens, levando em consideração seus níveis de controle (MOSCARDI et al., 2012). 9 No Brasil, a lagarta falsa-medideira (C. includens) é um problema fitossanitário para a cultura da soja há um longo tempo, devido aos elevados níveis de desfolha observados nas regiões produtoras de soja do País (BERNARDI, 2012). O seu dano é caracterizado pelo aspecto rendilhado das folhas, devido ao hábito alimentar das lagartas, as quais não se alimentam das nervuras das folhas (BUENO et al., 2007). Em relação ao Controle Biológico Natural de ovos, Trichogramma spp. têm sido encontrado em áreas de cultivo de soja no Brasil, principalmente sobre ovos de A. gemmatalis. No estado do Paraná, as espécies T. pretiosum e Trichogramma acacioi Brun, Gomez de Moraes & Soares (1984) foram responsáveis por 80% de parasitismo do total de ovos de A. gemmatalis encontrados, demonstrando a eficiência deste grupo de parasitoides no controle natural de ovos da praga (AVANCI; FOERSTER; CAÑETE, 2005). Ainda nesta região, Foerster; Avanci (1999) encontraram as espécies Trichogramma rojasi Nagaraja & Nagarkatti (1973), Trichogramma atopovirilia Oatman & Platner (1983), Telenomus cyamophylax Polaszek (1997) (Hymenoptera: Scelionidae) e Encarsia porteri (Merceti, 1928) (Hymenoptera: Aphelinidae) em ovos de A. gemmatalis. No entanto, são escassas as informações sobre o parasitismo natural de ovos de C. includens por Trichogramma spp. na cultura da soja. Em Dourados (MS) Zanardo et al. (2008) observaram que T. pretiosum parasitou 83% dos ovos de C. includens encontrados em plantas de soja, sendo estes resultados expressivos no controle da praga. 2.4. Insetos predadores no Controle Biológico de Pragas Em agroecossistemas, os insetos predadores são comumente relacionados como importantes agentes na regulação populacional de insetos- praga (BERRYMAN, 1999). Comparados a outros agentes de controle biológico, os insetos predadores são mais desejáveis, devido principalmente ao maior consumo de presas durante o seu desenvolvimento (BERTI FILHO; CIOCIOLA, 2002). Entretanto, a natureza generalista de algumas espécies de insetos predadores utilizados no controle de pragas, associado à baixa 10 diversidade de presas em monocultivos podem influenciar o seu estabelecimento (ALTIERI; SILVA; NICHOLLS, 2003). Na classe Insecta, o número de ordens que contem espécies predadoras são 22, em que se destacam as ordens Dermaptera, Mantodea, Neuroptera, Coleoptera e Hemiptera (BERTI FILHO; CIOCIOLA, 2002). Sob o ponto de vista do controle biológico natural ou conservativo de pragas, a preservação de insetos predadores tem sido bastante estudada. A utilização de faixas de plantio consorciado com cultivos atrativos, bem como técnicas como ‘push-pull’ ou o uso de iscas atrativas tem sido testadas para atrair inimigos naturais, especialmente predadores, e incrementar o controle de pragas (GURR; NICOL, 2000; JAMES, 2003; JAMES; PRICE, 2004; JAMES, 2005; KHAN et al., 2008; RODRIGUEZ-SAONA et al., 2011). 2.4.1. Utililzação de Orius insidiosus no controle biológico de pragas em agroecossistemas O predador O. insidiosus é um inimigo natural conhecido mundialmente, originário das Américas e de ocorrência muito comum no Brasil (MALAIS; RAVENSBERG, 1992; LATTIN, 2000). A família Anthocoridae compreende entre 500 a 600 espécies distribuídas em 80 a 100 gêneros (SHAPIRO et al., 2010). O gênero Orius apresenta cerca de 70 espécies, dessas 15 são encontradas na América do Sul (PÉRICART, 1972). Ocupam diversos habitats, desde vegetação nativa a vários agroecossistemas (LATTIN, 2000). Orius insidiosus é considerada uma espécie generalista, possuindo habilidade de se alimentar de diferentes presas, o que a torna apta à exploração do ecossistema e a sobreviver naturalmente alimentando-se de tripes, ácaros, afídeos, ovos e fases imaturas de diveras espécies de lepidópteros-praga (ISENHOUR; WISEMAN; LAYTON, 1989; AL-DEEB; WILDE; ZHU, 2001; CIVIDANES; BARBOSA, 2001; SILVEIRA et al., 2003; BELORTE; RAMIRO; FARIA, 2004). A sua ocorrência tem sido relatada em diversos agroecossistemas, tais como as culturas do algodoeiro, milho, sorgo, soja, milheto, alfafa e crisântemo; além de plantas invasoras como picão preto, caruru, losna-branca, apaga-fogo e rubim, que são consideradas reservatórios 11 naturais para predadores dessa espécie, servindo de habitat, abrigo e alimento (pólen, por exemplo) (SILVEIRA et al., 2003) Esses percevejos predadores possuem excelente comportamento de busca, capaz de se multiplicar rapidamente em alta densidade de presas, além de se manter em baixas densidades e ter alimentos alternativos (BUENO, 2005; BUENO, 2009). Em algodoeiro, foi observado predando os pulgões Aphis gossypii Glover, 1877 e Myzus persicae (Sulzer, 1776) (Hemiptera: Aphididae), bem como ovos e lagartas de primeiro e segundo ínstar de A. argillacea; em milho foi encontrado predando pulgões, ovos de lagartas de primeiro estádio de Spodoptera frugiperda (Smith, 1797) e H. zea, além de se alimentar de pólen (DE BORTOLI; OLIVEIRA, 2006). Orius insidiosus é considerado um agente eficiente no controle de pragas; várias pesquisas foram realizadas para verificar a influência de fatores bióticos e abióticos que pode interferir no sucesso do desenvolvimento desses percevejos, bem como na sua capacidade predatória (PEDROSO; DE BORTOLI, 2009). Silveira et al. (2004) comprovaram a eficiência de O. insidiosus na supressão da população de tripes em cultivos comerciais de crisântemo e representou 85-90% dos predadores que promoviam controle de pulgões em cultivo de soja (DESNEUX; O’NEIL; YOO, 2006). 2.5. Interações tritróficas e a função de compostos voláteis em agroecossistemas Todos os organismos estão conectados na natureza através de cadeias alimentares e redes tróficas (HUNTER; PRICE, 1992; POLIS; WINEMILLER, 1996; OHGUSHI, 2005), que podem incluir as plantas (primeiro nível trófico), os herbívoros (segundo nível trófico) e predadores, parasitoides ou patógenos (a partir do terceiro nível trófico). Este tipo de dinâmica envolvendo diferentes espécies funcionais é conhecida por interação tritrófica (PRICE et al., 2011) e nas últimas décadas, é notável o avanço nos estudos entre os diferentes componentes desta interação (RODRIGUEZ-SAONA et al., 2011). Parasitoides e predadores de insetos fitófagos evoluíram dentro de um contexto de interações multitróficas. Consequentemente, sua fisiologia e 12 comportamento são influenciados por elementos de outros níveis tróficos, como a sua presa/hospedeiro e as respectivas plantas (PRICE et al., 1980). Os inimigos naturais, portanto, realizam o processo de forrageamento e localização de nichos a partir de informações obtidas pelos demais níveis tróficos, em que os sinais químicos possuem um papel muito importante (TURLINGS et al., 1993; VET; DICKE, 1992). Os sinais químicos emitidos por plantas e/ou insetos presas/hospedeiros se destacam por influenciar diretamente o comportamento de busca dos inimigos naturais. Compostos emitidos por plantas atuam à longas distâncias, enquanto que os voláteis emitidos pelos herbívoros estão concetrados próximos à fonte de odor. Neste sentido, informações provenientes das plantas e de organismos fitófagos podem favorecer a atração de inimigos naturais para mais próximo de seus alvos (PAYNE; DICKENS; RICHERSON, 1984; VET; DICKE, 1992) 2.5.1. Características das plantas que afetam as interações entre inimigos naturais e suas presas As plantas possuem uma variedade de características ecologicamente importantes que podem afetar diretamente o desempenho dos inimigos naturais (PARÉ; TUMLINSON, 1999; BARBOSA et al., 2001; TURLINGS; WÄCKERS, 2004; ODE, 2006). Dentre tais características, destacam-se componentes morfológicos das plantas, recursos alimentares alternativos, bem como compostos metabólitos secundários (PRICE et al., 2011). Algumas características morfológicas das plantas podem interferir na ação dos inimigos naturais, tais como a presença de tricomas, domácias, além de aspectos relacionados à arquitetura e desenvolvimento fenológico das plantas (JANZEN, 1966; KAREIVA; SAHAKIAN, 1990; MECHABER; HILDEBRAND, 2000). Por exemplo, espécies de coccinelídeos e crisopídeos são mais eficientes na predação de pulgões em gramíneas com folhas largas e abertas do que em folhas estreitas, principalmente devido a facilidade em localizar a presa (CLARK; MESSINA, 1998). Todavia, enquanto acredita-se que a arquitetura da planta possivelmente afeta a eficiência de forrageamento de 13 predadores e parasitoides (CASAS; DJEMAI, 2002), ainda não se tem muitas informações se os inimigos naturais exercem uma pressão sobre a população das pragas ou se as interações observadas são decorrentes de fatores abióticos (PRICE et al., 2011). De fato, poucas são as informações sobre o controle biológico natural de insetos-praga em agroecossistemas, levando em consideração a arquitetura da planta (regiões da planta) (WISCH, 2011; FRAGA, 2012). Sendo assim, estudos sobre a distribuição vertical das pragas nas plantas, também conceituada como distribuição intraplanta, aliado ao conhecimento da dinâmica populacional, tem como principal justificativa o fato de que se pode definir formas de agilizar e aumentar a confiabilidade do processo de amostragem de insetos em uma determinada cultura (FERNANDES et al. 2006; BUSOLI et al., 2011). De modo geral, as informações provenientes de avaliações da distribuição vertical dos insetos, bem como a dos inimigos naturais são fundamentais para a montagem e desenvolvimento de planos de amostragem na planta hospedeira (TRICHILO; WILSON; MACK, 1993). Além de caracteres morfológicos, as plantas possuem e produzem compostos metabólitos secundários (ou aleloquímicos), que não afetam diretamente o metabolismo da planta (crescimento, desenvolvimento e reprodução, por exemplo), porém influenciam demais componentes bióticos do ambiente (WHITTAKER; FENNY, 1971). Três classes de metabólitos secundários são considerados: as toxinas (alcaloides, glucosinolatos, nicotina etc); os redutores de digestibilidade (inibidores de proteína, tanino, lignina, silício etc.) (FENNY, 1975); e voláteis de plantas (compostos orgânicos voláteis) (RODRIGUEZ-SAONA, 2012). Estes compostos são produzidos e emitidos constitutivamente pelas plantas, no entanto, sua concentração pode ser alterada a partir da ocorrência de injúrias por um herbívoro (KARBAN; BALDWIN, 1997). Os voláteis de plantas, por exemplo, são muito importantes para o sucesso de busca e forrageamento de inimigos naturais, expandindo a sua habilidade em encontrar presas ou hospedeiros. Em sua maioria, estes voláteis de plantas, são uma mistura dos chamados ‘voláteis de folhas verdes’ (aldeídos, álcoois e seus acetatos) com monoterpenos, sesquisterpenos e 14 compostos aromáticos. A emissão destes compostos voláteis aumenta consideravelmente em resposta ao ataque de herbívoros, de modo a serem detectados e reconhecidos por inimigos naturais (VET; DICKE, 1992; DICKE; van LOON, 2000; WENKE; KAI; PIECHULLA, 2010; RODRIGUEZ-SAONA, 2012). Desta forma, os voláteis de plantas possuem uma importante função de comunicação química nas interações entre as plantas, suas pragas e respectivos inimigos naturais. Esta importância pode ser dada, entre outros fatores, pela possibilidade da detecção destes sinais à longas distâncias pelos inimigos naturais (PRICE et al., 1980; VINSON, 1981) ou por esses compostos voláteis serem um indicativo confiável da presença da presa ou hospedeiro de determinado inimigo natural (VET; WACKËRS; DICKE, 1991; DICKE, 1999). Os primeiros estudos que demonstraram a habilidade de plantas em produzir voláteis induzidos por danos do herbívoro e a consequente atração de inimigos naturais a estes compostos foram realizados com ácaros e seus predadores (DICKE; SABELLIS, 1988). Neste estudo, os autores observaram que o ácaro predador Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot, 1957 (Acari: Phytoseiidae) utiliza sinais voláteis emitidos pelas folhas de feijoeiro-lima para encontrar a sua presa, o ácaro Tetranychus urticae Koch, 1836 (Acari: Tetranychidae). Uma das características mais importantes dos compostos voláteis produzidos pelas plantas é a sua especificidade (DICKE, 2000; TURLINGS; WACKERS, 2004), que permite aos inimigos naturais reconhecer os compostos voláteis associados à localização de sua presa ou hospedeiro (DICKE, 1999). Em uma pesquisa conduzida por De Moraes et al. (1998), foi observado que plantas de tabaco e de algodoeiro produzem misturas distintas de compostos voláteis quando são atacadas por duas pragas, H. virescens e H. zea. Além disso, os autores constataram que fêmeas de Toxoneuron nigriceps (Viereck, 1912) (Hymenoptera: Braconidae), que utilizam lagartas de H. virescens como hospedeiro, conseguem diferenciar os compostos produzidos pelas plantas e localizar as lagartas hospedeiras. Além de responderem a voláteis emitidos pelas plantas, os inimigos naturais podem também responder a voláteis emitidos por suas 15 presas/hospedeiros (PRICE et al., 2011). Estes voláteis, que atuam como cairomônios (favorecem o receptor), são obtidos de diversas fontes, tais como: fezes, honeydew, secreções glandulares, escamas, feromônios etc (VET; DICKE, 1992). Por exemplo, estudos demonstraram que Trichogramma spp. é atraído por odores emitidos por fêmeas do hospedeiro (LEWIS et al., 1982; NOLDUS; van LENTEREN, 1985) ou por escamas próximas ao ovipositor (BEEVERS et al., 1981). Boo et al. (2003) observaram que adultos de Chrysopa cognata (McLachlan, 1867) (Neuroptera: Chrysopidae) são atraídas por feromônios de pulgões. Ainda neste assunto, Lewis et al. (1977) demonstraram que a presença de escamas do ovipositor presentes nos ovos de H. zea aumenta a predação de ovos por espécies de crisopídeos. 2.5.2. Utilização de compostos voláteis no controle biológico conservativo A partir do conhecimento de quais compostos voláteis das plantas e/ou presas sinalizam o recrutamento de inimigos naturais, será possível estudar a utilização dos mesmos para aumentar, conservar e melhorar a eficiência do uso de inimigos naturais no controle biológico de pragas agrícolas (SABELIS et al., 1999; KHAN et al., 2008). Diversos estudos tem comprovado a atração de inimigos naturais por estes compostos voláteis em condições de laboratório. Recentemente, a investigação do potencial uso de compostos voláteis sintéticos para atração de inimigos naturais em campos agrícolas tem sido realizada. Dentre estes compostos, destaca-se a utilização de ácido jasmônico (JA) e de salicilato de metila (MeSA), que tem sido sistematicamente encontrados associados às plantas e são atrativos para inimigos naturais (THALER, 1999; DICKE et al., 1999; JAMES, 2003; JONES et al., 2011; RODRIGUEZ-SAONA et al., 2011). Em um estudo com videiras, James e Price (2004) utilizaram armadilhas adesivas associadas à MeSA e capturaram maior número de Chrysopa nigricornis Burmeister, 1839 (Neuroptera: Chrysopidae), Deraeocoris brevis (Uhler, 1904) (Hemiptera: Miriidae) e Orius tristicolor (White, 1879) (Hemiptera: Anthocoridae) do que em armadilhas sem a presença do composto. Em um 16 estudo similar, Lee (2010) demonstrou que armadilhas adesivas associadas com MeSA são mais atrativas para crisopídeos e O. tristicolor. Estudos que verificam se a atratividade de inimigos naturais para armadilhas à base de compostos voláteis de plantas contribui para o controle biológico são necessários. Em uma revisão elaborada por Kaplan (2012), são levantadas diversas questões sobre a aplicabilidade destes compostos, bem como a sua real influência sobre as populações de inimigos naturais e sobre a eficiência do controle biológico. Além disso, estudos que verifiquem se a influência de fatores abióticos pode alterar o desempenho destes compostos em atrair inimigos naturais, também são necessários (KELLY; HAGLER; KAPLAN, 2014). 17 3. REFERÊNCIAS AGUIAR MENEZES, E. L. Controle biológico de pragas: princípios e estratégias de aplicação em ecossistemas agrícolas. Seropédica: Embrapa Agrobiologia, 2003. 44 p. (Embrapa Agrobiologia. Documentos, 164). AL-DEEB, M. A.; WILDE, G. E.; ZHU, K. Y. Effect of insecticides used in corn, sorghum, and alfalfa on the predator Orius insidiosus (Hemiptera: Anthocoridae). Journal of Economic Entomology, Lanham, v. 94, n. 4, p.1353-1360, 2001. ALTIERI, M. A. The ecological role of biodiversity in agroecosystems. Agricultre, Ecosystems and Environment, Amsterdam, v. 74, p. 19-31, 1999. ALTIERI, M. A.; SILVA, E. N.; NICHOLLS, C. I. O papel da biodiversidade no manejo de pragas. Ribeirão Preto: Holos Editora, 2003. 226p. AVANCI, M. R. F.; FOERSTER, L. A.; CAÑETE, C. L. Natural parasitism in eggs of Anticarsia gemmatalis Hubner (Lepidoptera: Noctuidae) by Trichogramma spp. (Hymenoptera: Trichogrammatidae) in Brazil. Revista Brasileira de Entomologia, São Paulo, v. 49, n. 1, p. 148-151, 2005. BARBOSA, P. Conservation Biological Control. San Diego, CA: Academic Press, 1998, 396p. BARBOSA, P.; SEGARRA, A. E.; GROSS, P.; CALDAS, A.; AHLSTROM, K.; CARLSON, R. W.; FERGUSON, D. C.; GRISSEL, E. E.; HODGES, R. W.; MARSH, P. M.; POOLE, R. W.; SCHAUFF, M. E.; SHAW, WHITFIELD, J. B.; WOODLEY, N. E. Differential parasitism of macrolepidopteran herbivores on two deciduous tree species. Ecology, Durham, v. 82, p.698–704, 2001. BEEVERS, M.; LEWIS, W. J.; GROSS JR., H. R.; NORDLUND, D. A. Kairomones and their use for management of entomophagous insects: X. Laboratory studies on manipulation of host-finding behavior of Trichogramma pretiosum Riley with a kairomone extracted from Heliothis zea (Boddie) moth scales. Journal of Chemical Ecology, New York, v. 7, p. 635-648, 1981. BELORTE, L. C. C.; RAMIRO, Z. A.; FARIA, A. M. Ocorrência de predadores em cinco cultivares de soja [Glycine max (L.) Merrill, 1917] no município de Araçatuba, SP. Arquivos do Instituto Biológico, São Paulo, v. 71, n. 1, p.45- 49, 2004. 18 BERNARDI, O. Avaliação do risco de resistência de lepidópteros-praga (Lepidoptera: Noctuidae) à proteína Cry1Ac expressa em soja MON 87701 x MON 89788 no Brasil. 2012. 144f. Tese (Doutorado em Entomologia) – Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”, Universidade de São Paulo, Piracicaba, 2012. BERRYMAN, A. A. Alternative perspectives on consumer-resource dynamics: a reply to Ginzburg. Journal of Animal Ecology, Oxford, v. 68, p. 1263-1266, 1999. BERTI FILHO, E.; CIOCIOLA, A. I. Parasitoides ou predadores? Vantagens e desvantagens. In: PARRA, J. R. P.; BOTELHO, P. S. M.; CORRÊA- FERREIRAM B. S.; BENTO, J. M. S. (Eds). Controle Biológico no Brasil: parasitoides e predadores. São Paulo: Manole, 2002, p. 29-42. BIN, F. Biological control with egg parasitoids other than Trichogramma. In: WAJNBERG, E.; HASSAN, S. A. (eds). Biological control with egg parasitoids. Oxford: CAB International, 1994. p. 245–271. BOO, K. S.; KANG, S. S.; PARK, J. H.; PICKETT, J. A.; WADHAMS, L. J. Field trapping of Chrysopa cognata (Neuroptera: Chrysopidae) with aphid sex pheromone components in Korea. Journal of Asia-Pacific Entomology, v. 6, n. 1, p. 29-36, 2003. BOTELHO, P. M. Eficiência de Trichogramma em campo. In: PARRA, J. R. P.; ZUCCHI, R. A. (Eds.). Trichogramma e o controle biológico aplicado. Piracicaba: FEALQ, 1997, p.303-318 BUENO, A. F.; PANIZZI, A. R.; CORRÊA-FERREIRA, B. S.; HOFFMAN- CAMPO, C. B.; SOSA-GÓMEZ, D. R.; GAZZONI, D. L.; HIROSE, E.; MOSCARDI, F.; CORSO, I. C.; OLIVEIRA, L. J.; ROGGIA, S. Histórico e evolução do manejo integrado de pragas da soja no Brasil. In: HOFFMAN- CAMPO, C. B.; CORRÊA-FERREIRA, B. S.; MOSCARDI, F. (Eds.). Soja: Manejo Integrado de Insetos e outros Artrópodes-Praga. Brasília: Embrapa Soja, 2012, p. 37-74. BUENO, R. C. O. F.; PARRA, J. R. P.; BUENO, A. F.; MOSCARDI, F.; OLIVEIRA, J. R. G.; CAMILLO, M. F. Sem barreira. Revista Cultivar, Pelotas, v.93, p.12-15, 2007. BUENO, V. H. P. Controle biológico de tripes: pragas sérias em cultivos protegidos. Informe Agropecuário, Belo Horizonte, v. 26, n. 225, p.31-39, 2005. 19 BUENO, V. H. P. Desenvolvimento e criação massal de percevejo predadores Orius. In: BUENO, V. H. P. (Ed.). Controle biológico de pragas: produção massal e controle de qualidade. Lavras: Editora UFLA, 2009. p.33-76. BUSOLI, A. C.; GRIGOLLI, J. F. J.; FRAGA, D. F.; SOUZA, L. A.; FUNICHELLO, M.; NAIS, J.; SILVA, E. A. Atualidades no MIP algodão no cerrado brasileiro. In: BUSOLI, A. C.; FRAGA, D. F.; SANTOS, L. C.; ALENCAR, J. R. C. C.; GRIGOLLI, J. F. J.; JANINI, J. C.; SOUZA, L. A.; VIANA, M. V.; FUNICHELLO, M. (Ed.). Tópicos em Entomologia Agrícola IV. Jaboticabal: Multipress, 2011. p. 117-138. BUSOLI, A. C.; FRAGA, D. F.; CROSARIOL NETTO, J.; ALENCAR, J. R. C. C.; SOUZA, L. A.; VALENTE, F. I. Atualidades em Manejo Integrado de Pragas. In: BUSOLI, A. C.; ALENCAR, J. R. C. C.; FRAGA, D. F.; SOUZA, B. L. A.; SOUZA, B. H. S.; GRIGOLLI, J. F. J. Tópicos em Entomologia Agrícola – VI. Jaboticabal (SP): Maria de Lourdes Brandel, 2013, p. 185-206. BUSOLI, A. C.; GUERREIRO, J. C.; VIANA, D. V.; PESSOAL, R.; FRAGA, D. F.; SANTOS, L. S. Tópicos em Manejo Integrado de Pragas em sistemas agrícolas. In: BUSOLI, A. C.; CASTILHO, R. C.; ANDRADE, D. J.; ROSSI, G. D.; VIANA, D. L.; FRAGA, D. F.; SOUZA, L. A. Tópicos em Entomologia Agrícola – VIII. Jaboticabal (SP): Maria de Lourdes Brandel, 2015, p. 277-303. CASAS, J. DJEMAI, I. Canopy architecture and multitrophic interactions. In: TSCHARNTKE, T.; HAWKINGS, B. A. (Eds). Multitrophic Level Interactions. Cambridge: Cambridge University Press, 2002, p. 174–196. CIVIDANES, F. J; BARBOSA, J. C. Efeitos do plantio direto e da consorciação soja-milho sobre inimigos naturais e pragas. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v. 36, n. 2, p.235-241, 2001. CLARK, T. L.; MESSINA, F. J. Plant architecture and the foraging success of ladybird beetles attacking the Russian wheat aphid. Entomologia Experimentalis et Applicata, Dordrecht, v. 86, p. 153–161, 1998. CÔNSOLI, F. L.; ROSSI, M. M.; PARRA, J. R. P. Developmental time and characteristics of the immature stages of Trichogramma galloi and Trichogramma pretiosum (Hymenoptera, Trichogrammatidae). Revista Brasileira de Entomologia, São Paulo, v. 43, n. 3/4, p.271- 275, 1999. COSTA, L. L.; MARTINS, B. C.; FUNICHELLO, M.; BUSOLI, A. C. Dinâmica populacional de ovos e lagartas e parasitismo de ovos de curuquerê-do- 20 algodoeiro por Trichogramma pretiosum em cultivares convencionais e transgênica de algodoeiro. Bioscience Journal, Uberlândia, v. 27, n. 6, p.939- 947, 2011. COSTA, V. A.; BERTI FILHO, E.; SATO, M. E. Parasitoides e predadores no controle de pragas. In: PINTO, A. S.; NAVA, D. E.; ROSSI, M. M. MALERBO- SOUZA, D. T. Controle biológico de pragas na prática. Piracicaba (SP): CP2, 2006, p. 25-34. DE BOER, J. G.; DICKE, M. The role of methyl salicylate in prey searching behavior of the predatory mite Phytoseiulus persimilis. Journal of Chemical Ecology, New York, v. 30, n. 2, p. 255–271, 2004. DE BORTOLI, S. A.; OLIVEIRA, J. E. M. Densidade populacional e comportamento de predação de Orius insidiosus (Say, 1832) (Hemiptera: Anthocoridae) em agroecossistemas de algodoeiro e milho. Boletín de Sanidad Vegetal – Plagas, Madrid, v. 32, n. 4, p.465-471, 2006. De MORAES, C. M.; LEWIS, W. J.; PARE, P. W.; ALBORN, H. T.; TUMLINSON, J. H. Herbivore infested plants selectively attract parasitoids. Nature, London, v. 393, p. 570-573, 1998. DeBACH, P.; ROSEN, D. Biological Control by Natural Enemies. 2ed. Cambridge: Cambridge University Press, 1991, 456p. DESNEUX, N.; O’NEIL, R. J.; YOO, H. J. S. Suppression of population growth of the soybean aphid, Aphis glycines Matsumura, by predators: the identification of a key predator and the effects of prey dispersion, predator abundance, and temperature. Environmental Entomology, College Park, v. 35, n. 5, p.1342– 1349, 2006. DICKE, M.; SABELIS, M. W. How plants obtain predatory mites as bodyguards. Netherlands Journal of Zoology, Leiden, v. 38, p. 148-165, 1988. DICKE, M. Are herbivore-induced plant volatiles reliable indicators of herbivore identity to foraging carnivorous arthropods. Entomologia Experimentalis et Applicata, Dordrecht, v. 91, p. 131-142, 1999. DICKE, M.; GOLS, R.; LUDEKING, D.; POSTHUMUS, M. A. Jasmonic acid and herbivory differentially induce carnivore-attracting plant volatiles in lima bean plants. Journal of Chemical Ecology, New York, v. 25, n. 8, p. 1907-1922, 1999. 21 DICKE, M. Chemical ecology of host-plant selection by herbivorous arthropods: a multitrophic perspective. Biochemical Systematics and Ecology, Oxford, v. 28, p. 601-617, 2000. DICKE, M.; van LOON, J. J. A. Multitrophic effects of herbivore-induced plant volatiles in an evolutionary context. Entomologia Experimentalis et Applicata, Dordrecht, v. 97, p. 237-249, 2000. EGGLETON, P.; GASTON, K. J. “Parasitoid” species and assemblages: convenient definitions or misleading compromises? Oikos, Copenhagen, v. 59, n. 3, p. 417-421, 1990. EILENBERG, J; HAJEK, A.; LOMER, C. Suggestions for unifying the terminology in biological control. BioControl, Dordrecht, v. 46, p. 387-400, 2001. FEENY, P. P. Biochemical coevolution between plants and their insect herbivores. In: GILBERT, L. E.; RAVEN, P. H. (Eds). Coevolution of Animals and Plants. Austin: University of Texas Press, 1975, p. 3–19. FERNANDES, M. G.; BUSOLI, A. C.; DEGRANDE, P. E. Parasitismo natural de ovos de Alabama argillacea (Hübner, 1818) e Heliothis virescens (Fabricius, 1781) (Lepidoptera: Noctuidae) por Trichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera: Trichogrammatidae) em algodoeiro no Mato Grosso do Sul. Anais da Sociedade Entomológica do Brasil, Londrina, v. 28, n. 4, p. 695- 701, 1999. FERNANDES, M. G.; SILVA, A. M.; DEGRANDE, P. E.; CUBAS, A. C. Distribuição vertical de lagartas de Alabama argillacea (Hubner) (Lepidoptera: Noctuidae) em plantas de algodão. Manejo Integrado de Plagas y Agroecología, Costa Rica, n. 78, p. 28-35, 2006. FOERSTER, L. A.; AVANCI, M. R. F. Egg parasitoid of Anticarsia gemmatalis Hübner (Lepidoptera: Noctuidae) in soybeans. Anais da Sociedade Entomológica do Brasil, Jaboticabal, v. 28, n. 3, p.545-548, 1999. FOERSTER, M. R.; MARCHIORO, C. A.; FOERSTER, L. A. How Trichogramma survives during soybean offseason in Southern Brazil and the implications for its success as a biocontrol agent. BioControl, Dordrecht, v. 60, p. 1-11, 2015. FRAGA, D. F. Distribuição vertical e temporal de ovos de Alabama argillacea e de Heliothis virescens (Lepidoptera: Noctuidae) e parasitismo 22 natural por Trichogramma pretiosum (Hymenoptera: Trichogrammatidae). 2012. 89f. Dissertação (Mestrado em Agronomia) – Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, Universidade Estadual Paulista, Jaboticabal, 2012. GAULD, I. D.; BOLTON, B. The Hymenoptera. Oxford: Oxford University, 1998, 331p. GURR, G. M.; NICOL, H. I. Effect of food on longevity of adults of Trichogramma carverae Oatman and Pinto and Trichogramma nr brassicae Bezdenko (Hymenoptera: Trichogrammatidae). Australian Journal of Entomology, Malden, v. 39, p. 185–187, 2000. HASSAN, S. A. Strategies to select Trichogramma species for use in biological control. In: WAJNBERG, E.; HASSAN, S. A. (Eds.). Biological control with egg parasitoids. Wallingford: CAB International, p. 55-71, 1994. HODDLE, M. S.; van DRIESCHE, R. G. Biological control of insects pests. In: SCHOWALTER, T. D. Insect Ecology. 2.ed. San Diego: American Press, 2009. p. 91-101. HOFFMANN-CAMPO, C. B.; MOSCARDI, F.; CORRÊA-FERREIRA, B. S.; OLIVEIRA, L. J.; SOSA-GÓMEZ, D. R.; PANIZZI, A. R.; CORSO, I. C.; GAZZONI, D. L.; OLIVEIRA, E. B. Pragas da soja no Brasil e seu manejo integrado. Londrina: Embrapa Soja, 2000. 70p. (Circular Técnica, 30). HUNTER, M. D.; PRICE, P. W. Playing chutes and ladders: heterogeneity and the relative roles of bottom-up and top-down forces in natural communities. Ecology, Durham, v. 73, p. 724-732, 1992. ISENHOUR, D. J.; WISEMAN, B. R.; LAYTON, R. C. Enhanced predation by Orius insidiosus (Hemiptera: Anthocoridae) on larvae of Heliothis zea and Spodoptera frugiperda (Lepidpotera: Noctuidae) caused by prey feeding on resistant corn genotypes. Environmental Entomology, Lanham, v. 18, n. 2, p.418-422, 1989. JALALI, S. K. Natural occurrence, host range and distribution of Trichogrammatid egg parasitoids. In: SITHANANTHAM, S.; BALLAL, C. R.; JALALI, S. K.; BAKTHAVASTSALAM. Biological control of insect pests using egg parasitoids. New Dheli: Springer, 2013, p. 67-76. JAMES, D. G. Further field evaluation of synthetic herbivore-induced plant volatiles as attractants for beneficial insects. Journal of Chemical Ecology, New York, v. 31, n. 3, p. 481–495, 2005. 23 JAMES, D.G. Field evaluation of herbivore-induced plant volatiles as attractants for beneficial insects: methyl salicylate and the green lacewing, Chrysopa nigricornis. Journal of Chemical Ecology, New York, v.29, p.1601-1609, 2003. JAMES, D.G.; PRICE, T.S. Field-testing of methyl salicylate for recruitment and retention of beneficial insects in grapes and hops. Journal of Chemical Ecology, New York, v. 30, p.1613-1628, 2004. JANZEN, D. H. Coevolution of mutualism between ants and acacias in Central America. Evolution, Lancaster, v. 20, p. 249–275, 1966. JONES, V. P.; STEFFAN, S. A.; WIMAN, N. G.; HORTON, D. R.; MILICZKY, E.; ZHANG, Q. H.; BAKER, C. C. Evaluation of herbivore-induced plant volatiles for monitoring green lacewings in Washington apple orchards. Biological Control, Orlando, v. 56, p. 98–105, 2011. JONSSON, M.; WRATTEN, S. D.; LANDIS, D. A.; GURR, G. M. Recent advances in conservation biological control of arthropods by arthropods. Biological Control, Orlando, v. 45, p. 172-175, 2008. KAPLAN, I. Attracting carnivorous arthropods with plant volatiles: The future of biocontrol or playing with fire? Biological Control, Orlando, v. 60, p. 77-89, 2012. KARBAN, R.; BALDWIN, I.T. Induced Responses to Herbivory. Chicago: The University of Chicago Press. 1997, 330p. KAREIVA, P.; SAHAKIAN, R. Tritrophic effects of a simple architectural mutation in pea plants. Nature, London, v. 345, p. 433–444, 1990. KELLY, J.L.; HAGLER, J.R.; KAPLAN, I. Semiochemical lures reduce emigration and enhance pest control services in open-field predator augmentation. Biological Control, Orlando, v. 71, p. 70-77, 2014. KHAN, Z. R.; JAMES, D. G.; MIDEGA, C. A. O.; PICKETT, J. A. Chemical ecology and conservation biological control. Biological Control, Orlando, v. 45, p.210-224, 2008. KOGAN, M. Integrated pest management theory and practice. Entomologia Experimentalis et Applicata, Dordrecht, v. 49, n. 1, p. 59-70,1988. 24 LANDIS, D. A.; WRATTEN, S. D.; GURR, G. M. Habitat management to conserve natural enemies of arthropod pests in agriculture. Annual Review of Entomology, Stanford, v. 42, p. 175-201, 2000. LATTIN, J. D. Economic importance of minute pirate bugs (Anthocoridae). In: SCHOEFER, C. W. S.; PANIZZI, A. R. (Eds.). Heteroptera of economic importance. Boca Raton: CRC Press, 2000. p.607-637. LEE, J. C. Effect of methyl salicylate-based lures on beneficial and pest arthropods in strawberry. Environmental Entomology, College Park, v. 39, p. 635-660, 2010. LEWIS, W. J.; NORDLUND, D. A.; GROSS, H. R.; JONES, R. L.; JONES, S. L. Kairomones and their use for management of entomophagous insects: V. Moth scales as a stimulus for predation of Heliothis zea (Boddie) eggs by Chrysopa carnea Stephen larvae. Journal of Chemical Ecology, New York, v. 3, n. 4, p. 483-487, 1977. LEWIS, W. J.; NORDLUND, D. A.; GUELDNER, R. C.; TEAL, P. E. A.; TUMLINSON, J. H. Kairomones and their use for management of entomophagous insects: XIII. Kairomonal activity for Trichogramma spp. of abdominal tips, excretion, and a synthetic sex pheromone blend of Heliothis zea (Boddie) Moths. Journal of Chemical Ecology, New York, v. 8, n. 10, p. 1323- 1331, 1982. LI, L. Y. Worldwide use of Trichogramma for biological control on differents crops: a survey. In: WANJBERG, E.; HASSAN, S. A. (Eds.). Biological control with eggs parasitoids. Wallingford: CAB International, 1994. p. 37-53. MALAIS, M. P.; RAVENSBERG. W. J. The biology of glasshouse pests and their natural enemies. Roddernris: Koppert, 1992. 109p. McCORMICK, A. C.; UNSICKER, S. B.; GERSHENZON, J. The specificity of herbivore-induced plant volatiles in attracting natural enemies. Trends in Plant Science, Oxford, v. 17, n. 5, p. 303-310, 2012. MECHABER, W. L.; HILDEBRAND, J. G. Novel, non-solanaceous host plant record for Manduca sexta (Lepidoptera: Sphingidae) in the southwestern United States. Annals of the Entomological Society of America, College Park, v. 93, p. 447–451, 2000. MILLS, N. Egg parasitoids in biological control and integrated pest management. In: CONSOLI, F. L.; PARRA, J. R. P.; ZUCCHI, R. A. (Eds). Egg 25 Parasitoids in Agroecosystems with Emphasis on Trichogramma. Dordrecht, Springer, 2010, v. 9, p. 389–412. MORRISON, R. K. Trichogramma spp. In: SINGH, P.; MOORE, R. F. (Eds.). Handbook of insect rearing, Amsterdam: Elsevier, 1985, v. 1, p. 413-717. MOSCARDI, F.; BUENO, A. F.; SOSA-GÓMEZ, D. R.; ROGGIA, S; HOFFMANN-CAMPO, C. B.; POMARI, A. F.; CORSO, I. C.; YANO, S. C. Artrópodes que atacam as folhas da soja. In: HOFFMANN-CAMPO, C. B.; CORRÊA-FERREIRA, B. S.; MOSCARDI, F. (Eds.). Soja: Manejo Integrado de Insetos e outros Artrópodes-Praga. Brasília: Embrapa, 2012. p.213-334. NINKOVIC, V.; ABASSI, S. A.; PETTERSSON, J. The influence of aphid- induced plant volatiles on ladybird beetle searching behavior. Biological Control, Orlando, v. 21, n. 2, p. 191–195, 2001. NOLDUS, L. P. J. J.; van LENTEREN, J. C. Kairomones for the egg parasite Trichogramma evanescens Westwood. I. Effect of volatile substances released by two of its hosts, Pieris brassicae L. and P. rapae L. Journal of Chemical Ecology, New York, v. 11, p. 793-800, 1985. ODE, P. J. Plant chemistry and natural enemies fitness: effects on herbivore and natural enemy interactions. Annual Review of Entomology, Stanford, v. 51, p. 163-185, 2006. OHGUSHI, T. Indirect interaction webs: herbivore-induced effects through trait change in plants. Annual Review of Ecology, Evolution and Systematics, Palo Alto, v. 36, p. 81-105, 2005. PARÉ, P. W.; TUMLINSON, J. H. Plant volatiles as a defense against insect herbivores. Plant Physiology, Bethesda, v. 121, p.325-331, 1999. PARRA, J. R. P.; BOTELHO, P. S. M.; CORRÊA-FERREIRAM B. S.; BENTO, J. M. S. Controle Biológico: Terminologia. In: _________ Controle Biológico no Brasil: parasitoides e predadores. São Paulo: Manole, 2002, p. 1-16. PARRA, J. R. P.; ZUCCHI, R. A. (Eds.), Trichogramma e o controle biológico aplicado. Piracicaba, FEALQ, 1997. 324p. PAYNE, T. L.; DICKENS, J. C.; RICHERSON, J. V. Insect predator-prey coevolution via enantiomeric specificity in a kairomone-pheromone system. Journal of Chemical Ecology, New York, v. 10, n. 3, p. 487-492, 1984. 26 PEDROSO, E. C.; DE BORTOLI, S, A O Uso de Orius insidiosus (Say, 1832) (Hemiptera: Anthocoridae) no controle biológico de pragas. In: SILVA, A. G.; RODRIGUES, C. K.; BOTTEGA, D. B.; HADDAD, G. Q.; ALVES, G. C. S.; JANINI, J. C. (Eds.). Tópicos em entomologia agrícola. Multipress: Jaboticabal, 2009. p.11-29. PÉRICART, J. Hèmiptères Anthocoridae, Cimicidae et Microphysidae de I’Quest- Palèarctique, i-vi. Faune de I’Europe et Du Bassin Mèditerranèen, Paris, v. 7, n. 1, p. 404, 1972. PINTO, A. S.; NAVA, D. E.; ROSSI, M. M.; SOUZA. D. T. Controle biológico de pragas na prática. Piracicaba (SP): CP2, 2006. 287p. PINTO, J. D. A review of the New World genera of Trichogrammatidae (Hymenoptera). Journal of Hymenoptera Research, Sofia, v. 15, p. 38-163, 2006. PINTO, J. D. Systematics of the North American species of Trichogramma Westwood (Hymenoptera: Trichogrammatidae). Memoirs of the Entomological Society of Washington, Washington, 1999, p.22-287. POLIS, G. A.; WINEMILLER, K. O. Food Webs: Integration of Patterns and Dynamics. New York: Chapman and Hall, 1996. 472p. PRATISSOLI, D.; PARRA, J. R. P. Seleção de linhagens de Trichogramma pretiosum Riley (Hymenoptera: Trichogrammatidae) para o controle das traças Tuta absoluta (Meyrick) e Phthorimaea operculella (Zeller) (Lepidoptera: Gelechiidae). Neotropical Entomology, Londrina, v. 30, n. 2, p. 277-282, 2001. PRICE, P. W.; BOUTON, C. E.; GROSS, P.; MCPHERON, B. A.; THOMPSON, J. N.; WEIS, A. E. Interactions among three trophic levels: influence of plants on interactions between insect herbivores and natural enemies. Annual Review of Ecology and Systematics, Palo Alto, v. 11, p. 41-65, 1980. PRICE, P. W.; DENNO, R. F.; EUBANKS, M. D.; FINKE, D. L.; KAPLAN, I. Insect Ecology: behavior, populations and communities. New York: Cambridge University Press, 2011, p. 297-340. RODRIGUEZ-SAONA, C. La Ecologia Quimica de Interacciones Tri-Troficas. In: ROJAS, J. C.; MALO, E. A. (eds.). Temas Selectos en Ecología Química de Insectos. El Colegio de la Frontera Sur. Mexico, 2012. p. 315-342. 27 RODRIGUEZ-SAONA, C.; KAPLAN, I.; BRAASCH, J.; CHINNASAMY, D.; WILLIAMS, L. Field responses of predaceous arthropods to methyl salicylate: a meta-analysis and case study in cranberries. Biological Control, Orlando, v.59, p.294-303, 2011. SABELIS, M. W.; JANSSEN, A.; PALLINI. A.; VENZON, M.; BRUIN, J.; DRUKKER, B.; SCUTAREANU, P. Behavioral responses of predatory and herbivorous arthropods to induced plant volatiles: from evolutionary ecology to agricultural applications. In: AGRAWAL, A. A.; TUZUN, S.; BENT, E. (Eds.). Induced Plant Defenses against Pathogens and Herbivores. St Paul: APS Press, 1999. p. 269-296. SCHOONHOVEN, L. M.; van LOON, J. J. A.; DICKE, M. Insect-Plant Biology, 2. Ed. Oxford: Oxford University Press, 2005, 421p. SHAPIRO, J. P.; SHIRK, P. D.; KELLEY, K.; LEWIS, T. M.; HORTON, D. R. Identify of two sympatric species of Orius (Hemiptera: Heteroptera: Anthocoridae). Journal of Insect Science, Cambridge, v. 10, p.1-17, 2010. SILVEIRA, L. C. P.; BUENO, V. H. P.; LENTEREN, J. C. Orius insidosus as biological control agente of thrips in greenhouse chrysanthemums in the tropics. Bulletin of Insectology, Bologna, v. 57, n. 2, p.103-109, 2004. SILVEIRA, L. C. P.; BUENO, V. H. P.; PIERRE, L. S. R.; MENDES, S. M. Plantas cultivadas e invasoras do gênero Orius (Wolff) (Heteroptera: Anthocoridae). Bragantia, Campinas, v. 62, n. 2, p.261-265, 2003. THALER, J. Jasmonate-inducible plant defences cause increased parasitism by herbires. Nature, London, v. 399, p. 686-689, 1999. THIES, C.; TSCHARNTKE, T. Landscape structure and biological control in agroecosystems. Science, Oxford, v. 285, p. 893-895, 1999. THULER, R. T. Plutella xylostella (L.) (Lepidoptera: Plutellidae): táticas para o manejo integrado em brássicas. 2006. 80f. Tese (Doutorado em Agronomia) – Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, Universidade Estadual Paulista, Jaboticabal, 2006. TRICHILO, P. J.; WILSON, L. T.; MACK, T. P. Spatial and temporal dynamics of the threecornered alfalfa hopper (Homoptera: Membracidae) on soybeans. Environmental entomology, College Park, v. 22, p. 802-809, 1993. 28 TSCHARNTKE, T.; BOMMARCO, R.; CLOUGH, Y.; CRIST, T. O.; KLEIJN, D.; RAND, T. A.; TYLIANAKIS, J. M.; van NOUHUYS, S.; VIDAL, S. Conservation biological control and enemy diversity on a landscape scale. Biological Control, Orlando, v. 43, p. 294-309, 2007. TURLINGS, T. C. J.; TUMLINSON, J. H.; ELLER, F. J.; LEWIS, W. J. Larval- damaged plants: source of volatile synomones that guide the parasitoid Cotesia marginiventris to the micro-habitat of its hosts. Entomologia Experimentalis et Applicata, Dordrecht, v. 58, p. 75-82, 1991. TURLINGS, T. C. J.; ALBORN, H. T.; McCALL, P. J.; TUMLINSON, J. H. An elicitor in caterpillar oral secretions that induces corn seedlings to emit volatiles attractive to parasitic wasps. Journal of Chemical Ecology, New York, v.19, p. 411-425, 1993. TURLINGS, T. C. J.; WACKERS, F. L. Recruitment of predators and parasitoids by herbivore-damaged plants. In: CARDE, R. T.; MILLAR, J. (eds.). Advances in Insect Chemical Ecology. Cambridge: Cambridge University Press, 2004. p. 21-75 van DEN BOOM, C. E. M.; van BEEK, T. A.; POSTHUMUS, M. A.; DE GROOT, A.; DICKE, M. Qualitative and quantitative variation among volatile profiles induced by Tetranychus urticae feeding on plants from various families. Journal of Chemical Ecology, New York, v. 30, n. 1, p. 69–89, 2004. van DRIESCHE, R. G.; BELLOWS, T. S. Biological Control. New York: Chapman & Hall, 1996, 560p. van LENTEREN, J. C. IOBC Internet Book of Biological Control. 2012. Disponível em: . Acessado em: 10 de dezembro de 2015. van LENTEREN, J. C.; BUENO, V. H. P. Augmentative biological control of arthropods in Latin America. Biological Control, San Diego, v. 48, n. 1, p. 123- 139, 2003. VET, L. E. M.; DICKE, M. Ecology of infochemical use by natural enemies in a tritrophic context. Annual Review of Entomology, Stanford, v. 37, p. 141-172, 1992. 29 VET, L. E. M.; WACKËRS, F. L.; DICKE, M. How to hunt for hiding hosts: the reliability-detectability problem in foraging parasitoids. Netherlands Journal of Zoology, Leiden, v. 41, p. 202-213, 1991. VINSON, S. B. Comportamento de seleção hospedeira de parasitóides de ovos, com ênfase na família Trichogrammatidae. In: PARRA, J. R. P.; ZUCCHI, R. A. (Eds.). Trichogramma e o controle biológico aplicado. Piracicaba: FEALQ, 1997. p. 67-119. VINSON, S. B. Habitat location. In: NORDLUND, D. A.; JONES, R. L.; LEWIS, W. J. (eds.). Semiochemicals, their Role in Pest Control. New York: John Wiley, 1981. p. 51-78. WENKE, K.; KAI, M.; PIECHULLA, B. Belowground volatiles of plant roots, fungi and rhizobacteria facilitate interactions between soil organisms. Planta, Berlin, v. 231, p. 499-506, 2010. WHITTAKER, R. H.; FEENY. P. P. Allelochemics: chemical interactions between species. Science, Oxford, v. 171, p. 757–770, 1971. WISCH, L. N. Flutuação populacional dos principais noctuídeos e distribuição vertical de ovos e larvas na cultura da soja. 2011. 83f. Dissertação (Mestrado em Agronomia – Agricultura). Universidade Estadual de Ponta Grossa, Ponta Grossa, 2011. ZACHRISSON, B.; PARRA, J. R. P. Capacidade de dispersão de Trichogramma pretiosum Riley, 1879 para o controle de Anticarsia gemmatalis Hübner, 1818 em soja. Scientia Agricola, Piracicaba, v. 55, n. 1, p. 133-137, 1998 ZANARDO, A. B. R.; ÁVILA, C. J.; MORAES, G. C.; CAMARA, T. C. Parasitismo natural em ovos de Pseudoplusia includens (Walker, 1857) (Lepidoptera: Noctuidae) na cultura da soja. In: CONGRESSO BRASILEIRO DE ENTOMOLOGIA, 22, Uberlândia. Anais... 2008. ZHU, J.; PARK, K. C. Methyl salicylate, a soybean aphid-induced plant volatile attractive to the predator Coccinella septempunctata. Journal of Chemical Ecology, New York, v. 31, n. 8, p. 1733–1746, 2005. ZUCCHI, R. A.; QUERINO, R. B.; MONTEIRO, R. C. Diversity and hosts of Trichogramma in the New World, with emphasis in South America. In: CÔNSOLI, F. L.; PARRA, J. R. P.; ZUCCHI, R. A. (Ed.). Eggs parasitoids in 30 agroecossystems with emphasis on Trichogramma. New York: Springer, 2010. 219-292p. 31 CAPÍTULO 2 – DINÂMICA POPULACIONAL, DISTRIBUIÇÃO VERTICAL E PARASITISMO NATURAL DE OVOS DE Chrysodeixis includens POR Trichogramma pretiosum NA CULTURA DA SOJA RESUMO – A regulação natural de populações de insetos-praga por inimigos naturais é fundamental nas relações tritróficas em agroecossistemas. Estas interações sofrem a interferência de fatores bióticos e abióticos, destacando-se a disponibilidade da presa e seu agente de controle, as características da planta, bem como as condições do ambiente. Na cultura da soja, Chrysodeixis includens (Walker, 1857) é considerada praga-chave nas principais regiões produtoras, de modo que estudos detalhados sobre o seu controle por inimigos naturais devem ser estabelecidos. Sendo assim, os objetivos deste trabalho foram avaliar a dinâmica populacional de ovos de C. includens e do parasitismo natural por Trichogramma spp., bem como a sua distribuição no dossel das plantas de soja. Para tanto, foram conduzidos experimentos em campo de soja de 10.000 m2, em Jaboticabal (SP), durante as safras agrícolas 2012/13 e 2013/14. Ao longo dos estádios de desenvolvimento das plantas (estádio V5 a R7), foram amostradas, semanalmente, 60 plantas ao acaso que, visualmente, foram divididas em três terços: superior, médio e inferior, coletando-se e anotando-se o número de ovos. Estes ovos foram levados para o laboratório, aguardando-se a emergência de adultos de Trichogramma spp. e/ou a eclosão de lagartas. Em cada avaliação foram verificados: o número médio de ovos parasitados, o número médio de parasitoides emergidos por ovo, a porcentagem de parasitismo e a razão sexual dos espécimes coletados. Foi verificado altos índices de parasitismo de ovos de C. includens por Trichogramma pretiosum Riley (1879), em que a praga ovipositou com maior intensidade nos estádios reprodutivos das plantas de soja. A praga preferiu ovipositar nos terços médio e inferior das plantas e, consequentemente, foi observado maior parasitismo de ovos nestas regiões, indicando uma estreita relação positiva na dinâmica populacional de ovos de C. includens e de ovos parasitados por T. pretiosum. Palavras-chave: controle biológico natural, fenologia das plantas, Glycine max L., lagarta falsa-medideira, parasitoide de ovos. 32 1. Introdução Todos os insetos, em diversas etapas de seu desenvolvimento, são atacados por inimigos naturais, independente de quaisquer liberações ou interferências realizadas pelo homem. Sob o contexto do Controle Biológico Natural ou Conservativo, a ação destes agentes de controle raramente é suficiente para suprimir as espécies-praga primárias, entretanto, contribui para a sua manutenção próximo do nível de controle (HODLEE; van DRIESCHE, 2009). Entre os inimigos naturais dos insetos-praga, destacam-se os parasitoides. Estes agentes são considerados espécies-chave na biodiversidade, no impacto ecológico e de importância econômica em diversos ecossistemas (VINSON, 1985; HAWKINS, 1999). O sucesso do parasitismo de ovos de herbívoros por insetos parasitoides está relacionado à sua habilidade de busca e localização de hospedeiros (VINSON, 1998). Dentro de um programa de Manejo Integrado de Pragas (MIP), os parasitoides da família Trichogrammatidae, principalmente espécies do gênero Trichogramma, são os mais estudados e utilizados para o controle de lepidópteros-praga em muitas culturas de interesse econômico (LI, 1994; BOTELHO, 1997). Há uma diversidade de espécies pertencentes ao gênero Trichogramma spp. que parasitam ovos de pragas de culturas de interesse econômico. Dentre estes hospedeiros, pode-se destacar espécies da Família Noctuidae, como Alabama argillacea (Hübner, 1823), Helicoverpa zea (Boddie, 1850), Heliothis virescens (Fabricius, 1781), Spodoptera spp. e Chrysodeixis includens (Walker, 1857) (BUSOLI et al., 2011; 2013). Em relação a este complexo de pragas, C. includens é considerada uma das principais pragas da cultura da soja, ocorrendo durante todo o desenvolvimento da cultura (BUENO et al., 2007). A praga ocorre em várias regiões produtoras de soja no Brasil e populações elevadas estão causando danos consideráveis (SOSA-GÓMEZ et al., 2010). Além disso, o controle de C. includens é dificultado em função da preferência alimentar das lagarta pelas folhas do terço inferior das plantas (SOSA-GÓMEZ et al., 2003). 33 Com o uso recente de biotecnologias na agricultura e o uso de cultivares de soja mais precoces, o plantio direto e sucessivo de culturas hospedeiras de pragas polífagas, como o caso de C. includens, torna o conhecimento da distribuição vertical de insetos uma importante ferramenta para um programa de Manejo Integrado de Pragas (MIP) (MICHELOTTO et al., 2011; CROSARIOL NETTO et al., 2015). As informações provenientes de avaliações da distribuição vertical (ou intra-planta) de pragas, bem como a de seus respectivos inimigos naturais, são fundamentais para a montagem e desenvolvimento de planos de amostragem (TRICHILO; WILSON; MACK, 1993). Um dos principais objetivos do conhecimento do comportamento da distribuição populacional no interior das plantas é determinar em qual região da planta estão concentrados as fases imaturas dos insetos, como seus ovos e lagartas, de modo a otimizar o processo de amostragem, tornando-o mais rápido, econômico, preciso e dinâmico (BUSOLI et al., 2011). Em relação à cultura da soja, as informações referentes à dinâmica populacional e à distribuição vertical de lepidópteros-praga e seus inimigos naturais são escassos (WISCH, 2011). Além disso, a presença de Trichogramma spp. neste agroecossistema tem sido associada apenas à A. gemmatalis (FOERSTER, CANETE, FOERSTER, 2015) porque seus ovos são maiores e fáceis de serem observados, além de sua morfologia e coloração mais clara que os ovos de C. includens. Neste contexto, este trabalho teve por objetivo avaliar a dinâmica populacional de ovos de C. includens e o nível de parasitismo por Trichogramma spp. na cultura da soja, em Jaboticabal, SP. Para tanto, foi determinado: a) a dinâmica populacional de ovos de C. includens; b) o nível de parasitismo de Trichogramma spp. nestes ovos ao longo dos estádios de desenvolvimento de plantas de soja; c) a distribuição vertical ou intra-planta de ovos da praga e de ovos parasitados por Trichogramma spp.; e, d) os parâmetros biológicos do parasitoide em ovos de C. includens. 34 2. Material e Métodos 2.1. Descrição das condições experimentais Os experimentos foram conduzidos na Fazenda de Ensino, Pesquisa e Extensão (FEPE) da Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, UNESP, localizada no município de Jaboticabal, SP, Brasil, em latitude 21°14’05”S, longitude 48°17’09”O e 615,01m de altitude, nos anos agrícolas de 2012/13 e 2013/14. Em uma área de produção, foi selecionada uma área de 10.000m2, em que foi instalado a cultivar de soja de ciclo precoce SYN 1365 RR. As semeaduras foram realizadas em 19 de novembro de 2012 no primeiro ano, e em 10 dezembro de 2013 no segundo ano de plantio, no sistema de semeadura direta na palha, em um espaçamento de 0,45 m entre linhas e uma densidade de 15 plantas por metro. Foram seguidas as recomendações técnicas para adubação e calagem para o Estado de São Paulo (MIRANDA et al., 1998) e não foram realizadas pulverizações de inseticidas durante o experimento para evitar qualquer interferência nos resultados. 2.2. Amostragens As avaliações do número de ovos presentes em todo o dossel das plantas foram realizadas semanalmente, e iniciaram-se quando as plantas estavam no estádio fenológico V5 (28 DAE), mediante o surgimento dos primeiros ovos nas plantas, encerrando-se no estádio fenológico R7 (91 DAE), compreendendo nove estádios fenológicos da cultura da soja (totalizando 12 avaliações semanais para a safra 2012/13 e 10 avaliações semanais na safra 2013/14) (FEHR; CAVINESS, 1977). Na área experimental foram amostradas, aleatoriamente, 60 plantas de soja, observando-se os locais de oviposição e o número de ovos de C. includens presentes nas folhas e estruturas vegetativas. As plantas foram arrancadas e divididas visualmente em três terços: superior, médio e inferior 35 (Figura 1); a seguir eram vistoriadas (folhas, ramos, caule etc.) anotando-se o número de ovos, parasitados ou não, por Trichogramma spp., presentes em cada estrutura das plantas. Considerava-se os ovos parasitados quando estes estavam com a coloração escura, devido à deposição de urato pelas larvas nas paredes internas do córion dos ovos, de acordo com descrição de Cônsoli, Rossi e Parra (1999). Figura 1. Divisão entre os terços (superior, médio e inferior) de plantas de soja. De modo geral, todos os ovos de C. includens encontrados nos terços das plantas foram anotados, individualizados juntamente com os respectivos substratos, marcados e levados para laboratório, para aguardar a emergência de adultos do parasitoide, ou eclosão das respectivas lagartas da praga. Estes ovos foram acondicionados em tubos de vidro de fundo chato de 1 cm de diâmetro e 10 cm de comprimento, sendo fechados pela boca, com filme de PVC e pequenos orifícios foram produzidos por alfinete. Diariamente foi observado a eclosão de lagartas ou a emergência de adultos do parasitoide. 2.3. Identificação de espécies de Trichogramma Os adultos de parasitoides que emergiram dos ovos foram armazenados em álcool 80%, sendo efetuado a separação entre machos e fêmeas para proceder a identificação das espécies do parasitoide, segundo metodologia de 36 Querino e Zucchi (2011), que utiliza caracteres morfológicos de machos para a identificação das espécies. Os espécimes foram retirados do álcool e colocados diretamente em solução de KOH a 10%, durante um período de 20 a 40 minutos. O KOH é usado para clarear e amolecer o tegumento dos espécimes para facilitar a manipulação no processo de montagem das lâminas. Em seguida, foram transferidos para recipiente com água destilada, por um período de 5 a 10 minutos, para desacelerar o processo de clarificação. Posteriormente, os espécimes foram imersos em ácido acético glacial (5-10 minutos) para neutralizar a reação química de clarificação. Os espécimes foram colocados, logo em seguida, sobre lâminas de microscopia, juntamente com uma gota de meio de montagem (Hoyer’s), dispostos dorsoventralmente. Foi montado um espécime por lâmina, com asas e antenas distendidas, com auxílio de microalfinetes e, em seguida, coberto com uma lamínula. Posteriormente, cada lâmina foi identificada de acordo com a coleta. As lâminas foram colocadas em estufa a aproximadamente 50ºC, durante cinco dias, para completa secagem do fixador Hoyer’s. A identificação foi baseada nos caracteres da genitália, das antenas e das asas dos machos. As lâminas foram observadas em microscópio de luz com aumento entre 400 a 1.000x. Para identificação, foi utilizada a chave ilustrada encontrada no Guia de identificação de Trichogramma para o Brasil de Querino e Zucchi (2011). 2.4. Delineamento experimental e análise dos dados 2.4.1. Dinâmica populacional O estudo da dinâmica populacional foi realizado a partir do número médio de ovos de C. includens parasitados e não parasitados por Trichogramma spp. encontrados por planta ao longo dos estádios fenológicos da cultura (estádio V5 a R7). Além disso, foi calculada a porcentagem de parasitismo de ovos, considerando-se o número total de ovos por planta e o número de ovos parasitados para cada estádio de desenvolvimento das plantas. O número total de Trichogramma spp. emergidos dos ovos de C. 37 includens e a razão sexual calculada foram estimados ao longo dos estádios fenológicos das plantas (exceto para o estádio reprodutivo R7). 2.4.2. Distribuição vertical O delineamento experimental adotado foi em blocos ao acaso, com três tratamentos, sendo estes compreendidos pelos três terços das plantas: superior, médio e inferior, com 60 plantas amostradas (repetições) para cada estádio fenológico das plantas de soja. Para os estudos sobre a distribuição vertical, ou intra-planta, foram analisados os seguintes parâmetros: número médio de ovos de C. includens/planta; número médio de ovos de C. includens parasitados por Trichogramma spp./planta; porcentagem média de parasitismo; número médio de parasitoides emergidos por ovo; e razão sexual. Os dados de cada parâmetro foram submetidos à testes de normalidade e homogeneidade de variâncias. Todas as análises estatísticas foram realizadas no Software IBM SPSS 22 versão para Windows 10. Foi constatado que os dados não apresentavam distribuição normal a partir do teste de Kolmogorov-Smirnov (P≤0,05), de modo que foram comparados pelo Teste não-paramétrico de Kruskal-Wallis (P≤0,05). 38 3. Resultados e Discussão 3.1. Parasitoides emergidos de ovos de Chrysodeixis includens No ano agrícola 2012/13 foram obtidos 261 adultos de Trichogramma spp. emergidos de ovos de C. includens, em que 93 (55,35%) eram machos, que foram utilizados para identificação. Em relação à safra 2013/14, 932 adultos de Trichogramma spp. emergiram de ovos parasitados da praga. Deste total, 318 (34,45%) eram machos que foram utilizados para a identificação. De acordo com a metodologia descrita por Querino e Zucchi (2011), os machos foram identificados, essencialmente, como espécimes de Trichogramma pretiosum Riley (1879). Esta espécie é altamente polífaga e amplamente distribuída na América do Sul, tendo sido relatada em mais de 30 espécies de hospedeiros, incluindo espécies de noctuídeos (ZUCCHI; MONTEIRO, 1997). De fato, T. pretiosum é encontrada ocorrenda em ovos de H. virescens e A. argillacea na cultura do algodoeiro (COSTA et al., 2010; FRAGA, 2012), bem como em ovos de A. gemmatalis na cultura da soja (AVANCI; CAÑETE; FOERSTER, 2005). Além da ocorrência de T. pretiosum, também foi observado a presença de Encarsia spp. em ovos de C. includens durante os dois anos agrícolas. No entanto, a ocorrência deste grupo de parasitoides consistiu de 1,4% do total de ovos parasitados coletados. Em trabalho conduzido por Pessoa (2015), foi constatado a presença deste grupo de parasitoides em ovos de C. includens na cultura da soja em Jaboticabal (SP). 3.2. Dinâmica populacional de ovos de C. includens e de ovos parasitados por T. pretiosum Nos dois anos de cultivos de soja, observou-se que C. includens ovipositou durante os estádios vegetativos e reprodutivos da cultura da soja, e a partir do estádio V5 já foram encontrados ovos da praga (Figuras 1 e 2). Em relação à safra de 2012/13, o número médio de ovos de C. includens presentes 39 nas plantas foi aumentando gradativamente, mantendo-se até o estádio R3, em uma média de 0,55 ovos/planta (Figura 1). A partir do estádio R4, quando as plantas apresentavam vagens com 2 cm de comprimento, observou-se o maior pico de oviposição da praga, atingindo 4,28 ovos de C. includens presentes por planta, nas folhas e demais estruturas vegetativas e reprodutivas. Após este período, o número médio de ovos/planta diminuiu consideravelmente em R5 (1,78) até R7 (0,20), quando as plantas iniciam o processo de maturação, diminuindo o número de folhas verdes nas plantas, além das mesmas começarem a apresentar coloração amarelada, podendo ser um indicativo de um substrato inadequado para oviposição de C. includens. Figura 1. Dinâmica populacional de ovos de C. includens e de ovos parasitados por T. pretiosum/planta de soja. Jaboticabal, SP, 2012/13. Enquanto isso, ovos da praga parasitados por T. pretiosum foram encontrados a partir da primeira amostragem, (estádio V5), encontrando-se uma média de 0,03 ovos parasitados/planta, indicando que 12% dos ovos coletados foram parasitados pelo parasitoide (Figura 1). Foi observado uma correlação positiva (r2 = 0,98) para o número médio de ovos parasitados em relação ao número médio de ovos presentes nas plantas, ocorrendo uma curva com tendência similar à de oviposição, com pico de ovos parasitados no estádio reprodutivo R4. Nesta ocasião, foram encontrados 1,68 ovos 40 parasitados por T. pretiosum por planta, o que correspondeu a 39,25% do total de ovos coletados. Apesar do número médio de ovos parasitados ter diminuído a partir de R4, a porcentagem de parasitismo se manteve alta a partir deste estádio, que se manteve entre 40 e 65% de parasitismo até a última coleta de ovos em R7, com 64,40% de ovos parasitados. Em relação à safra 2013/2014, foi observado um aumento considerável na abundância de ovos de C. includens em relação à safra anterior (1,10 ovos/planta em 2012/13 para 2,33 ovos/planta em 2013/14) (Figura 2), durante todo o período avaliado. Figura 2. Dinâmica populacional de ovos de C. includens e de ovos parasitados por T. pretiosum na cultura da soja. Jaboticabal, SP, 2013/14. A partir da primeira amostragem de ovos no estádio V5, foi encontrado uma média de 0,78 ovos/planta, que aumentou consideravelmente, com 2,07 e 5,47 ovos por planta em V6 e R1 respectivamente, até atingir um pico com 6,80 ovos/planta no estádio em R2, quando as plantas se encontram em florescimento pleno. Após este pico, o número de ovos de C. includens diminuiu consideravelmente a partir de R3, com 2,98 ovos/planta, devido provavelmente a cultivar ser de ciclo precoce, e acelerar a maturidade das folhas, que amarelecem e se tornam inadequados à novas oviposições intensas da praga, também reduzindo o nível de parasitismo, pela redução da disponibilidade de ovos hospedeiros (Figura 2). 41 De modo semelhante ao constatado na safra 2012/13, a curva representativa de ovos de C. includens parasitados por T. pretiosum acompanhou a tendência da dinâ