UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA – UNESP CÂMPUS DE JABOTICABAL Helicoverpa armigera (HÜBNER) (LEPIDOPTERA: NOCTUIDAE): TÁTICAS PARA O MANEJO INTEGRADO Valéria Lucas de Laurentis Engenheira Agrônoma 2017 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA – UNESP CÂMPUS DE JABOTICABAL Helicoverpa armigera (HÜBNER) (LEPIDOPTERA: NOCTUIDAE): TÁTICAS PARA O MANEJO INTEGRADO Valéria Lucas de Laurentis Orientador: Prof. Dr. Sergio Antonio De Bortoli Tese apresentada à Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias – Unesp, Câmpus de Jaboticabal, como parte das exigências para a obtenção do título de Doutor em Agronomia (Entomologia Agrícola) 2017 Laurentis, Valéria Lucas de L383h Helicoverpa armigera (Hübner) (Lepidoptera: Noctuidae) : táticas para o manejo integrado / Valéria Lucas de Laurentis. – – Jaboticabal, 2017 viii, 120 p. : il. ; 29 cm Tese (doutorado) - Universidade Estadual Paulista, Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, 2017 Orientador: Sergio Antonio De Bortoli Banca examinadora: Daniel Júnior de Andrade, Fernando Hercos Valicente, Pedro Takao Yamamoto, Ricardo Antonio Polanczyk Bibliografia 1. Controle biológico. 2. Controle químico. 3. Compatibilidade. 4. Seletividade. 5. Toxicidade. I. Título. II. Jaboticabal-Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias. CDU 595.78:632.9 Ficha catalográfica elaborada pela Seção Técnica de Aquisição e Tratamento da Informação – Serviço Técnico de Biblioteca e Documentação - UNESP, Câmpus de Jaboticabal. DADOS CURRICULARES DA AUTORA VALÉRIA LUCAS DE LAURENTIS – Nascida em 02 de fevereiro de 1987, na cidade de Rio Claro, São Paulo, Brasil. Engenheira Agrônoma graduada pela Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, UNESP/Campus Jaboticabal – SP, em fevereiro de 2010. As atividades de pesquisa em biologia de insetos e controle de pragas, com ênfase em controle biológico, iniciaram-se durante o estágio no Laboratório de Biologia e Criação de Insetos (LBCI) em abril de 2008. Mestre em Agronomia (Entomologia Agrícola) pela mesma instituição, título obtido em fevereiro de 2013. Iniciou, em março de 2013, o Doutorado em Agronomia (Entomologia Agrícola), na mesma universidade. “Unir-se é um bom começo, manter a união é um progresso, e trabalhar em conjunto é a vitória.” Henry Ford Aos meus pais, Emygdio e Vera, e ao meu irmão Guilherme, pelo apoio e incentivo em todas as minhas escolhas. Por todo amor e carinho! DEDICO. À minha sobrinha, Maria Alice, por me permitir experimentar o amor mais puro e doce. OFEREÇO. AGRADECIMENTOS A Deus pelo dom da vida. À Universidade Estadual Paulista, Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, Campus de Jaboticabal e ao Departamento de Fitossanidade, pela oportunidade de realização do curso de graduação e de pós-graduação. À CAPES (Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior) pela bolsa de doutorado concedida. Ao Prof. Dr. Sergio Antonio De Bortoli, responsável pelo Laboratório de Biologia e Criação de Insetos (LBCI), pela orientação, disponibilidade, paciência e ensinamentos, durante todos estes anos de boa convivência e na realização deste trabalho. À Alessandra Marieli Vacari, pós-doutoranda do LBCI, pela paciência, apoio e auxílio em todas as etapas deste trabalho. À equipe do LBCI (Nathália Alves dos Santos, Dagmara Ramalho, Vanessa Carvalho, Caroline De Bortoli, Thamiris Sipriano, Amanda Lemes, Natália Vieira, Wanderley Dibelli, Warner Cardoso, Rafael dos Santos e Caio Truzi), pelo apoio e amizade, e pela ajuda durante a realização dos experimentos. À Ana Carolina Veiga, ao Haroldo Volpe e ao Roberto Goulart, pela amizade e pela ajuda, sempre, mesmo que de longe. Ao Lucas Martinez, pelo carinho e companheirismo. À Fabiana de Laurentis, pelo apoio e amizade. Aos professores e funcionários do Departamento de Fitossanidade, pela convivência e auxílio sempre que necessário. E a todos que, de alguma forma, colaboraram para a realização deste trabalho. i SUMÁRIO Página RESUMO..................................................................................................................... v ABSTRACT ............................................................................................................... vii CAPÍTULO 1 – CONSIDERAÇÕES GERAIS .............................................................. 1 1. Introdução ............................................................................................................... 1 2. Revisão de literatura ............................................................................................... 2 2.1. Helicoverpa armigera ........................................................................................ 2 2.1.1. Classificação taxonômica ........................................................................... 2 2.1.2. Ocorrência e distribuição geográfica ........................................................... 2 2.1.3. Aspectos morfológicos e biológicos ............................................................ 3 2.1.4. Plantas hospedeiras e danos causados ..................................................... 5 2.2. Manejo integrado de Helicoverpa armigera ...................................................... 5 2.2.1. Controle químico ......................................................................................... 6 2.2.2. Controle biológico ....................................................................................... 7 2.2.2.1. Parasitoides ............................................................................................. 7 2.2.2.2. Entomopatógenos .................................................................................... 9 2.2.3. Interação entre controle químico e biológico ............................................ 11 3. Referências ........................................................................................................... 14 CAPÍTULO 2 – Toxicidade de inseticidas químicos e biológicos à Helicoverpa armigera (Hübner) (Lepidoptera: Noctuidae) ............................................................. 33 Resumo ..................................................................................................................... 33 1. Introdução ........................................................................................................... 34 2. Material e métodos ............................................................................................. 35 2.1. Insetos ............................................................................................................ 35 2.2. Inseticidas ....................................................................................................... 36 2.3. Bioensaios ...................................................................................................... 36 2.3.1. Toxicidade de inseticidas via ingestão e contato ...................................... 36 2.3.2. Estimativa da CL50 .................................................................................... 37 2.3.3. Análise dos dados..................................................................................... 37 3. Resultados .......................................................................................................... 38 ii 3.1. Toxicidade de inseticidas via ingestão e contato ............................................ 38 3.2. Estimativa da Concentração Letal 50 (CL50) ................................................... 38 4. Discussão ........................................................................................................... 39 5. Referências ......................................................................................................... 42 CAPÍTULO 3 – Desempenho de Trichogramma pretiosum Riley (Hymenoptera: Trichogrammatidae) em ovos de Helicoverpa armigera (Hübner) (Lepidoptera: Noctuidae) ................................................................................................................. 52 Resumo ..................................................................................................................... 52 1. Introdução ........................................................................................................... 53 2. Material e Métodos ............................................................................................. 54 2.1. Insetos ............................................................................................................ 54 2.1.1. Corcyra cephalonica ................................................................................. 54 2.1.2. Trichogramma pretiosum .......................................................................... 55 2.2. Parasitismo por Trichogramma pretiosum em ovos de Helicoverpa armigera 56 2.3. Longevidade de Trichogramma pretiosum ...................................................... 57 2.4. Parasitismo de Trichogramma pretiosum em ovos obtidos em diferentes dias de oviposição de Helicoverpa armigera ................................................................. 57 2.5. Parasitismo de Trichogramma pretiosum em ovos de diferentes idades de Helicoverpa armigera ............................................................................................. 57 2.6. Preferência hospedeira de Trichogramma pretiosum ..................................... 58 2.7. Análise dos dados ........................................................................................... 58 3. Resultados .......................................................................................................... 59 3.1. Parasitismo por Trichogramma pretiosum em ovos de Helicoverpa armigera 59 3.2. Longevidade de Trichogramma pretiosum ...................................................... 59 3.3. Parasitismo de Trichogramma pretiosum em ovos obtidos em diferentes dias de oviposição de Helicoverpa armigera ................................................................. 60 3.4. Parasitismo de Trichogramma pretiosum em ovos de diferentes idades de Helicoverpa armigera ............................................................................................. 60 3.5. Preferência hospedeira de Trichogramma pretiosum ..................................... 61 4. Discussão ........................................................................................................... 61 5. Referências ......................................................................................................... 65 iii CAPÍTULO 4 – Seletividade de inseticidas utilizados no controle de Helicoverpa armigera (Hübner) (Lepidoptera: Noctuidae) a Trichogramma pretiosum Riley (Hymenoptera: Trichogrammatidae) .......................................................................... 77 Resumo ..................................................................................................................... 77 1. Introdução ........................................................................................................... 78 2. Material e métodos ............................................................................................. 79 2.1. Insetos ............................................................................................................ 79 2.1.1. Corcyra cephalonica ................................................................................. 79 2.1.2. Trichogramma pretiosum .......................................................................... 80 2.2. Inseticidas e bioinseticidas .............................................................................. 80 2.3. Toxicidade aguda por contato a adultos de Trichogramma pretiosum ............ 81 2.3.1 Sobrevivência dos adultos após a exposição aos produtos ....................... 81 2.3.2 Parasitismo e emergência dos indivíduos sobreviventes ........................... 82 2.4. Tratamento de ovos hospedeiros com inseticidas químicos e biológicos antes do parasitismo por Trichogramma pretiosum ......................................................... 82 2.5. Efeito dos inseticidas nos estágios imaturos de Trichogramma pretiosum ..... 82 2.6. Seletividade de inseticidas a adultos de Trichogramma pretiosum de acordo com a metodologia da IOBC/WPRS ...................................................................... 83 2.7. Análise dos dados ........................................................................................... 85 3. Resultados .......................................................................................................... 85 3.1. Toxicidade aguda por contato a adultos de Trichogramma pretiosum ............ 85 3.1.1 Sobrevivência dos adultos após a exposição aos produtos ....................... 85 3.1.2 Parasitismo e emergência dos indivíduos sobreviventes ........................... 85 3.2. Efeito do tratamento de ovos hospedeiros com inseticidas químicos e biológicos antes do parasitismo de Trichogramma pretiosum ............................... 86 3.3. Efeito dos produtos nos estágios imaturos do parasitoide .............................. 86 3.4. Seletividade de inseticidas a Trichogramma pretiosum de acordo com a metodologia da IOBC/WPRS ................................................................................. 87 4. Discussão ........................................................................................................... 87 5. Referências ......................................................................................................... 90 iv CAPÍTULO 5 – Compatibilidade entre inseticidas químicos e biológicos à base de Bacillus thuringiensis Berliner no controle de Helicoverpa armigera (Hübner) (Lepidoptera: Noctuidae) ......................................................................................... 103 1. Introdução ......................................................................................................... 104 2. Material e Métodos ........................................................................................... 104 2.1. Insetos .......................................................................................................... 105 2.2. Inseticidas químicos e biológicos .................................................................. 105 2.3. Compatibilidade entre inseticidas sintéticos e biológicos .............................. 106 2.4. Suscetibilidade de lagartas de Helicoverpa armigera ................................... 106 2.4.1. Preparação das suspensões dos produtos biológicos ............................ 106 2.4.2. Bioensaios de patogenicidade ................................................................ 107 2.5. Análise dos dados ......................................................................................... 107 3. Resultados ........................................................................................................ 108 3.1. Compatibilidade entre inseticidas químicos e biológicos .............................. 108 3.2. Suscetibilidade de lagartas de Helicoverpa armigera ................................... 109 4. Discussão ......................................................................................................... 109 5. Referências ....................................................................................................... 111 CAPÍTULO 6 – CONSIDERAÇÕES FINAIS ............................................................ 118 v Helicoverpa armigera (HÜBNER) (LEPIDOPTERA: NOCTUIDAE): TÁTICAS PARA O MANEJO INTEGRADO RESUMO – O objetivo desta pesquisa foi estudar algumas estratégias para o manejo de Helicoverpa armigera (Hübner) (Lep.: Noctuidae), como o uso de inseticidas químicos (clorantraniliprole, clorfenapir e zeta-cipermetrina) e biológicos (Bacillus thuringiensis kurstaki, Bacillus thuringiensis aizawai e VPN-HzSNPV), o uso do parasitoide de ovos Trichogramma pretiosum Riley (Hymenoptera: Trichogrammatidae), além da compatibilidade entre estas ferramentas, em condições de laboratório. Para os testes de toxicidade foi avaliada a mortalidade das lagartas de segundo ínstar via ingestão e contato, e estimada a CL50, via ingestão, dos inseticidas. Por ingestão, todos os produtos testados, exceto VPN-HzSNPV, provocaram 100% de mortalidade. Por contato, os produtos clorfenapir e clorantraniliprole mataram 100% dos insetos. Clorfenapir matou as lagartas em menos tempo. Dentre os produtos químicos, zeta-cipermetrina foi o que demorou mais tempo para matar os insetos. Clorantraniliprole (0,00031 g i.a./L) e VPN- HzSNPV (0,001293 g i.a./L) apresentam os menores valores de CL50. Nos testes com T. pretiosum, comparados com Corcyra cephalonica (Staiton) (Lep.: Pyralidae), foi estudado o parasitismo, a emergência e o período de ovo a adulto, com 24 e 48 h de exposição do parasitoide aos ovos de H. armigera; a longevidade dos descendentes com 24 h de exposição; o parasitismo e a emergência em ovos de diferentes idades e diferentes dias de oviposição dos lepidópteros; e a preferência hospedeira. O parasitismo foi maior em C. cephalonica após 24 e 48 h de exposição (57,4% e 84,6%, respectivamente). Nos diferentes dias de oviposição, em ovos de C. cephalonica o parasitismo foi maior no segundo dia (76,2%), e em H. armigera, no terceiro (71,1%). Em relação às idades dos ovos, o parasitismo foi menor em C. cephalonica com dois dias (63,3%) e H. armigera com três (41,3%). No teste com chance de escolha, T. pretiosum preferiu H. armigera. No teste sem chance de escolha não houve diferença na preferência. Para os experimentos de seletividade, ovos hospedeiros foram mergulhados nos inseticidas antes e depois do parasitismo. Os adultos foram expostos ao resíduo seco dos inseticidas em tubos de vidro e utilizando a metodologia da Organização Internacional de Controle Biológico (IOBC). Quando os ovos foram tratados antes do parasitismo, zeta-cipermetrina e clorfenapir foram moderadamente nocivos aos adultos em relação ao parasitismo e nocivos em relação à emergência. Com relação à fase imatura de T. pretiosum, quando os ovos foram tratados com dois dias após o parasitismo, zeta-cipermetrina foi moderadamente nocivo para a emergência. Após quatro dias do parasitismo, para a emergência, zeta-cipermetrina e clorfenapir foram moderadamente nocivos. Clorfenapir impediu a emergência dos adultos quando os hospedeiros foram tratados após seis dias do parasitismo, sendo considerado nocivo, enquanto zeta- cipermetrina foi moderadamente nocivo. Após 24, 48 e 72 horas de exposição dos adultos aos inseticidas de acordo com a metodologia da IOBC, zeta-cipermetrina e clorfenapir não permitiram o parasitismo, sendo classificados como nocivos. Nos testes de compatibilidade, os inseticidas sintéticos foram adicionados ao meio de cultura ágar nutriente, e sobre o meio foram inoculados 5,0 μL de cada suspensão de B. thuringiensis. As áreas das colônias foram medidas e contabilizado o número vi de esporos, e depois as suspensões foram utilizadas no teste de patogenicidade. Zeta-cipermetrina foi muito tóxico aos dois bioinseticidas. Clorfenapir foi moderadamente tóxico para Bt aizawai e compatível para Bt kurstaki. Clorantraniliprole foi compatível aos dois biológicos. Bt kurstaki e Bt aizawai, crescidos em meio contendo os inseticidas clorantraniliprone e clorfenapir, causaram 100% de mortalidade nas lagartas. Palavras-chave: Controle biológico, controle químico, compatibilidade, seletividade, toxicidade vii Helicoverpa armigera (HÜBNER) (LEPIDOPTERA: NOCTUIDAE): TACTICS FOR INTEGRATED MANAGEMENT ABSTRACT – The aim of this research was to study some strategies for Helicoverpa armigera (Hübner) (Lep.: Noctuidae) management, such as: chemicals (chlorantraniliprole, chlorfenapyr and zeta-cypermethrin) and biological insecticides use (Bacillus thuringiensis kurstaki, Bacillus thuringiensis azawai and VPN-HzSNPV), egg parasitoid Trichogramma pretiosum Riley (Hymenoptera: Trichogrammatidae), in addition to the compatibility among these tools, under laboratory conditions. In the toxicity tests, the second instar larvae mortality was evaluated through insecticides ingestion and contact; the LC50 was estimated through ingestion. All products tested by ingestion caused 100% mortality, except VPN-HzSNPV. Chlorfenapyr and chlorantraniliprole killed 100% of the insects in the contact tests, and chlorfenapyr killed the larvae in less time. Among the chemicals, zeta-cypermethrin took longer to kill the insects. Chlorantraniliprole (0.00031 g a.i./L) and VPN-HzSNPV (0.001293 g a.i./L) had the lowest LC50 value. In the T. pretiosum tests, parasitism, emergence and egg-to-adult period with 24 and 48 h of parasitoid exposure to H. armigera eggs, offspring longevity with 24 h of exposure, parasitism and emergence in different egg ages and in eggs from different days of lepidopteran oviposition, and the host preference were studied and compared to Corcyra cephalonica (Staiton) (Lep.: Pyralidae). The parasitism was higher in C. cephalonica than H. armigera after 24 and 48 h of exposure (57.4% e 84.6%, respectively). When eggs laid in different days were used in C. cephalonica, the highest parasitism was on the second day (76.2%), and in H. armigera on the third one (71.1%). When different egg ages were used, the lowest parasitism was in C. cephalonica, with two-day-old eggs (63.3%) and H. armigera with three-day-old eggs (41.3%). In the test with chance of choice, T. pretiosum preferred H. armigera. In the no chance of choice test there was no difference in preference. For the selectivity bioassays, the host eggs were dipped into insecticides before and after the parasitism. The adults were exposed to the dry insecticides residues in glass tubes following the International Organization for Biological Control (IOBC) methodology. When the eggs were treated before the parasitism, zeta-cypermethrin and chlorfenapyr were moderately harmful to adults in relation to parasitism and harmful for emergence. Concerning to the immature stage of T. pretiosum, when eggs were treated two days after the parasitism, zeta- cypermethrin was moderately harmful for emergence. After four days of parasitism, zeta-cypermethrin and chorphenapyr were moderately harmful for emergence. Chlorfenapyr prevented adult emergence when the hosts were treated after six days of parasitism, being considered harmful, while zeta-cypermethrin was moderately harmful. After 24, 48 and 72 hours of exposing the adults to the insecticides, according to the IOBC methodology, zeta-cypermethrin and chlorfenapyr did not allow parasitism and they were classified as harmful. In the compatibility tests, the synthetic insecticides were added to the nutrient agar culture medium, and 5.0 μL of each B. thuringiensis suspension was placed on the medium. The colony areas were measured and the number of spores was counted.Then, the suspensions were used in the pathogenicity test. Zeta-cypermethrin was very toxic to both bio-insecticides. Chlorfenapyr was moderately toxic to Bt aizawai and compatible with Bt kurstaki. Chlorantraniliprole was compatible with both biological products. Bt kurstaki and Bt viii aizawai that were grown in medium containing the chlorantraniliprone and chlorfenapyr insecticides caused 100% mortality of the caterpillars. Keywords: Biological control, chemical control, compatibility, selectivity, toxicity 1 CAPÍTULO 1 – CONSIDERAÇÕES GERAIS 1. Introdução Helicoverpa armigera (Hübner) (Lepidoptera: Noctuidae) é uma importante praga de plantas cultivadas que ocorre em várias partes do mundo, destacando-se por apresentar características como polifagia, diapausa facultativa, grande capacidade de dispersão e adaptação em diversos ambientes, além de alto potencial reprodutivo (FITT, 1989; CABI, 2014). Dentre os principais hospedeiros desta praga estão tomate, algodão, feijão, grão de bico, soja, amendoim, sorgo, fumo e milho, além de plantas ornamentais e hortaliças (EPPO, 2007; CABI, 2014). No Brasil, desde 1999, H. armigera era considerada praga quarentenária A1, sendo, em 2013, relatada a ocorrência em altas infestações no país, em diferentes estados e atacando várias culturas (OLIVEIRA et al., 2003; CZEPAK et al., 2013a; SPECHT et al., 2013; TAY et al., 2013). Na safra 2012/2013 foi estimado que 46% do valor total gasto para o controle de pragas em lavouras de algodão foi devido às ações de controle visando H. armigera. O número de pulverizações na cultura aumentou cerca de 10 a 15%, e isto está ligado diretamente aos ataques da lagarta e à dificuldade de seu controle (MIRANDA, 2013). O controle químico é o mais utilizado para H. armigera na maioria dos países onde ela ocorre (FATHIPOUR; SEDARATIAN, 2013). Por se tratar de uma praga quarentenária, não havia produtos registrados para o seu controle no Brasil quando foi relatada a sua ocorrência, então, alguns produtos foram liberados em caráter emergencial até março de 2016 (BRASIL, 2013; BRASIL, 2015). Atualmente, de acordo com o Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento do Brasil, são 34 formulações, dentre produtos químicos e biológicos, registradas para o controle da praga no país (AGROFIT/MAPA, 2016). O controle biológico também é uma ferramenta importante para o controle de H. armigera (FATHIPOUR; SEDARATIAN, 2013). Inimigos naturais, como parasitoides e predadores, e entomopatógenos são componentes importantes em programas de manejo integrado de pragas (MIP) (EMBRAPA, 2013; WANG et al., 2013). Dentre os parasitoides de ovos utilizados em vários países para o controle de 2 lepidópteros, incluindo H. armigera, os mais comercializados são espécies do gênero Trichogramma Westwood (Hymenoptera: Trichogrammatidae) (SMITH, 1996; van LENTEREN, 2003; MILLS, 2010). Bioinseticidas à base da bactéria entomopatogênica Bacillus thuringiensis Berliner e de vírus também são utilizados na agricultura para o controle de lepidópteros (ROH et al., 2007; BRAVO et al., 2011; FATHIPOUR; SEDARATIAN, 2013), sendo esses bioinseticidas registrados para o controle de H. armigera, não apenas no Brasil, mas em vários países (AHMED et al., 2012; ARRIZUBIETA et al., 2016). Neste contexto, para o sucesso do manejo integrado de H. armigera no Brasil são necessários estudos sobre a eficácia das diferentes ferramentas de controle disponíveis, além da possível interação entre elas. Neste sentido, o objetivo deste trabalho foi estudar algumas estratégias, como inseticidas químicos e biológicos, utilizando produtos liberados em caráter emergencial, e o parasitoide de ovos Trichogramma pretiosum Riley (Hymenoptera: Trichogrammatidae), além da compatibilidade entre estas táticas, em condições de laboratório. 2. Revisão de literatura 2.1. Helicoverpa armigera 2.1.1. Classificação taxonômica Helicoverpa armigera pertence à classe Insecta; ordem Lepidoptera; família Noctuidae; subfamília Heliothinae; gênero Helicoverpa Hardwicke; e espécie H. armigera (Hübner) (SULLIVAN; MOLET, 2007; FAUNA EUROPAEA, 2013). 2.1.2. Ocorrência e distribuição geográfica Helicoverpa armigera tem ampla distribuição geográfica, podendo se estabelecer em regiões de clima tropical ou temperado (EPPO, 2007; LAMMERS; MACLEOD, 2007), estando presente em países da África, Ásia, Europa e Oceania (PEARSON, 1958; FITT, 1989; EPPO, 2007). 3 Recentemente foi relatada a ocorrência desta praga em países da América do Sul, sendo em 2013 no Brasil (CZEPAK et al., 2013a; SPECHT et al., 2013; TAY et al., 2013) e no Paraguai (SENAVE, 2013); em 2014 na Argentina (MURÚA et al., 2014); e em 2016 no Uruguai (CASTIGLIONI et al., 2016). Porém, dada à extensão da área infestada e a alta abundância, é provável que tenha estado presente na América do Sul durante algum tempo antes da detecção de sua ocorrência (KRITICOS et al., 2015). Há indícios da presença desta praga em território brasileiro, em baixo nível populacional, desde 2008 (SOSA-GÓMEZ et al., 2016). Em 2015, o serviço de Inspeção Sanitária do Departamento de Agricultura dos Estados Unidos informou a primeira ocorrência de H. armigera no país, em cultivo de tomate, na Florida, onde foram coletados três machos (APHIS, 2015). Desde que foi encontrado um macho, em uma plantação de feijão, em Porto Rico, em setembro de 2014, especialistas têm alertado os principais centros produtores nos EUA, pedindo atenção e monitoramento da praga (APHIS, 2014). A disseminação de H. armigera está relacionada à sua alta capacidade de dispersão, pois os adultos são migrantes naturais e podem percorrer longas distâncias, chegando a 1.000 Km (PEDGLEY, 1985). A migração é realizada no período noturno, por várias horas, a favor do vento e por centenas de quilômetros em apenas uma noite (FITT, 1989; FITT; DILLON; HAMILTON, 1995). Além disso, o comércio internacional de plantas também contribui para o transporte de H. armigera para diferentes regiões (LAMMERS; MACLEOD, 2007). 2.1.3. Aspectos morfológicos e biológicos Helicoverpa armigera é um inseto holometábolo, ou seja, de metamorfose completa, com o seu desenvolvimento biológico passando pelas fases de ovo, lagarta, pupa e adulto (ALI; CHOUDHURY, 2009; ÁVILA; VIVAN; TOMQUELSKI, 2013). O ciclo de H. armigera se dá em cerca de 30 dias, de ovo até a emergência do adulto, variando com a alimentação e com as condições climáticas (GUEDES et al., 2013). Os ovos são branco-amarelados, com aspecto brilhante, tornando-se marrom- escuro próximo ao momento de eclosão. Têm forma oval, mais aguda na porção 4 apical e achatada na base, com o tamanho variando de 0,42 mm a 0,60 mm de comprimento e de 0,40 mm a 0,55 mm de largura. O período embrionário é, em média, de 3,3 dias (ALI; CHOUDHURY, 2009). O estágio larval apresenta de 5 a 6 ínstares, podendo durar de 2 a 3 semanas, variando com as condições climáticas (EPPO, 1981). Nos primeiros ínstares larvais, a coloração do corpo varia de branco-amarelada a marrom- avermelhada e da cápsula cefálica de marrom-escuro a preto. Neste período as lagartas são pouco móveis e medem de 1,4 mm a 4,0 mm. À medida que as lagartas crescem, a coloração pode variar do amarelo-palha ao verde, apresentando listras de coloração marrom lateralmente no tórax, abdômen e na cabeça (ALI; CHOUDHURY, 2009). No quarto ínstar, as lagartas apresentam tubérculos escuros e bem visíveis na região dorsal do primeiro segmento abdominal e o tegumento apresenta aspecto levemente coriáceo (CZEPAK et al., 2013b). No último ínstar elas podem medir até 34 mm, e a cor varia com a alimentação (GUEDES et al., 2013). Quando perturbadas, as lagartas encurvam a cápsula cefálica até o primeiro par de falsas pernas (CZEPAK et al., 2013a). A pré-pupa compreende o período entre o momento em que a lagarta cessa a sua alimentação, até a fase de pupa. A pupa de H. armigera é do tipo obtecta e ocorre no solo, podendo entrar em diapausa, de acordo com as condições climáticas (KARIM, 2000; ALI; CHOUDHURY, 2009). No início do período, apresentam coloração verde-claro, porém com a evolução do processo de esclerotização, ao fim de 24 horas, passam a marrom-mogno (ALI; CHOUDHURY, 2009). Tem formato fusiforme, com comprimento variando entre 12 mm a 20 mm (DIAS, 2005). O período pupal varia de 10 a 14 dias (ALI; CHOUDHURY, 2009). O adulto apresenta, sobre as margens das asas anteriores, uma linha em posição superior com sete a oito manchas, além de uma faixa marrom ampla, irregular e transversal; na parte central, ocorre uma marca em forma de vírgula. As asas posteriores são mais claras e na extremidade apical apresentam uma borda marrom escura, com uma mancha clara no centro (EPPO, 1981). A longevidade média é de 11,7 dias para fêmeas e de 9,2 dias para machos (ALI; CHOUDHURY, 2009). Helicoverpa armigera apresenta alto potencial reprodutivo, sendo que uma fêmea pode colocar até 3.000 ovos e, dependendo das condições climáticas, podem 5 ocorrer 2 a 11 gerações por ano (SHANOWER; ROMEIS, 1999; EPPO, 2007). Seus ovos são colocados de forma isolada e preferencialmente à noite, sobre caules, folhas, frutos e flores (EPPO, 1981). 2.1.4. Plantas hospedeiras e danos causados Por ser altamente polífaga, H. armigera se destaca entre as pragas agrícolas, sendo considerada como um sério problema em qualquer parte do mundo onde ocorre. As lagartas causam perdas significativas por atacarem as plantas, tanto na fase vegetativa quanto na reprodutiva, consumindo folhas, caules, brotos, inflorescências, frutos e vagens (WANG; LI, 1984; FITT, 1989). A ocorrência desta espécie foi relatada em plantas de cerca de 180 espécies de até 45 famílias, causando perdas expressivas na produção de alimentos, grãos, fibras e plantas ornamentais, em diferentes regiões do mundo (FITT, 1989; SINGH; BALLAL; POORANI, 2002; SRIVASTAVA; NITIN; TRIVEDI, 2010; CUNNINGHAM; ZALUCKI, 2014). Dentre as plantas cultivadas, alguns dos hospedeiros da praga são: algodão, grão-de-bico, tomate, sorgo, quiabo, ervilhas, feijão, soja, milho, tabaco, batata, couve-flor e repolho (CHANDRA; RAI, 1974; MULTANI; SOHI, 2002; KAKIMOTO; FUJISAKI; MIYATAKE, 2003; EPPO, 2007; CABI, 2014). Entre as frutíferas destacam-se os citros, mangueira, nectarina e pêssego (CABI, 2014) No Brasil, os primeiros relatos da praga foram em cultivos de soja, milho e algodão (CZEPAK et al., 2013a; GABRIEL, 2013), sendo posteriormente encontrada em tomate, citros, trigo, canola, girassol, feijão, milheto, sorgo, pastagens, guandu, crotalária e nabo forrageiro, além de diferentes espécies de plantas invasoras (GUEDES et al., 2013; BUENO et al., 2014; SALVADORI; SUZANA 2014; PRATISSOLI et al., 2015). 2.2. Manejo integrado de Helicoverpa armigera O manejo integrado de pragas (MIP) consiste na associação, de forma harmônica, de diferentes técnicas de controle, compatíveis entre si, com o objetivo de manter as populações das pragas em densidades abaixo dos níveis de dano 6 econômico, levando-se em consideração aspectos sociais, ambientais e econômicos (KOGAN, 1998; CORSO et al., 1999). Para o sucesso do manejo de H. armigera é fundamental a correta identificação da espécie. Além disso, é importante que se conheça a dinâmica populacional, o seu comportamento e os fatores ambientais ou biológicos que podem interferir no seu desenvolvimento (ÁVILA; VIVAN; TOMQUELSKI, 2013). O monitoramento da praga é o ponto inicial, a base para a tomada de decisão apropriada, tanto na determinação do nível populacional quanto na escolha do método de controle adequado e da frequência da sua implementação (PEDIGO; HUTCHINS; HIGLEY, 1996; FATHIPOUR; SEDARATIAN, 2013). Para o monitoramento dos adultos podem ser utilizadas as armadilhas luminosas ou as de feromônio sexual (HARTSTACK et al., 1973; KLUN et al., 1979; ÁVILA; VIVAN; TOMQUELSKI, 2013). No entanto, as armadilhas de feromônio são mais eficientes por serem específicas a cada espécie, práticas para manusear e de contagem rápida e fácil (FATHIPOUR; SEDARATIAN, 2013). A inspeção no campo para verificar a presença de lagartas e ovos também deve ser feita periodicamente (van HAMBURG, 1981; ROGERS; BRIER, 2010; ÁVILA; VIVAN; TOMQUELSKI, 2013). 2.2.1. Controle químico Dentre as ferramentas do MIP, o controle químico é a mais utilizada para H. armigera em várias regiões do mundo (RASHID et al., 2003; BOUKHRIS- BOUHACHEM et al., 2007; FATHIPOUR; SEDARATIAN, 2013; VOJOUDI et al., 2016). Alguns dos inseticidas sintéticos frequentemente utilizados para o controle de H. armigera são indoxacarbe, metoxifenozida, benzoato de emamectina, novaluron, clorfenapir, imidacloprid, endosulfan, espinosade, abamectina, deltametrina, cipermetrina, lambda-cialotrina, carbaril, metomil, profenofós, tiodicarbe e clorpirifós (RAFIEE-DASTJERDI et al., 2008; AVILLA; GONZALEZ-ZAMORA, 2010; BABARIYA et al., 2010; MAHDAVI et al., 2011). Porém, com a pressão de seleção devido ao uso indiscriminado e de maneira desordenada, principalmente dos organofosforados, carbamatos, ciclodienos e 7 piretroides, vários casos de resistência a inseticidas foram relatados em muitos países, não se conseguindo, assim, se controlar de maneira eficiente as populações da praga (GUNNING; MOORES; DEVONSHIRE, 1998; McCAFFERY, 1998; MARTIN et al., 2000; AHMAD; ARIF; ZAHOOR, 2001; KRANTHI et al., 2002; QAIM; PRAY; ZILBERMAN, 2008; BASKAR; IGNACIMUTHUA, 2012). Para evitar, ou retardar, a seleção de populações resistentes, algumas estratégias para o manejo da resistência aos inseticidas devem ser adotadas como: controlar a praga apenas quando, na amostragem, a infestação atingir o nível de controle (ROGERS; BRIER, 2010); rotacionar inseticidas de grupos químicos e modos de ação diferentes (RAFIEE-DASTJERDI et al., 2008; FATHIPOUR; SEDARATIAN, 2013); efetuar a tomada de decisão no momento adequado, quando a praga estiver no estágio de desenvolvimento que seja suscetível ao controle (MABETT; DAREEPAT; NACHAPONG, 1980); utilizar inseticidas seletivos que permitam a manutenção dos inimigos naturais na área (HAMEDI et al., 2009; GENTZ; MURDOCH; KING, 2010); além da associação do controle químico com o biológico (ISSA; ELBANHAWY; RASMY, 1974; DESNEUX; DECOURTYE; DELPUECH, 2007; HAMEDI; FATHIPOUR; SABER, 2010; HAMEDI; FATHIPOUR; SABER, 2011). 2.2.2. Controle biológico O controle biológico é um dos componentes do MIP, sendo baseado na utilização de predadores, parasitoides e entomopatógenos para o controle de pragas; é uma estratégia importante para o manejo de H. armigera, principalmente porque pode ser associado a outros tipos de controle (FATHIPOUR; SEDARATIAN, 2013; CABI, 2014). 2.2.2.1. Parasitoides Os parasitoides que estão relacionados ao controle biológico de H. armigera pertencem, principalmente, às famílias Braconidae (LI et al., 2006; THANAVENDAN; JEYARANI, 2010), Ichneumonidae (GUPTA; RAI; DEVIL, 2004; ZHANG et al., 2006; 8 MIRONIDIS; SAVOPOULOU-SOULTANI, 2009), Platygastridae (DUARTE et al., 2006), Tachinidae (OBOPILE; MOSINKIE, 2007; WALKER, 2011; JADHAV; ARMES, 2013; GUERRA et al., 2014), Eulophidae (OLIVEIRA et al., 2016) e Trichogrammatidae (HUANG; GORDH, 1998; JARJEES; MERRITT, 2004; DAVIES et al., 2011; KRISHNAMOORTHY, 2012). Trichogrammatidae é representada por 89 gêneros e mais de 800 espécies distribuídas pelo mundo (QUERINO; ZUCCHI; PINTO, 2010). O gênero Trichogramma Westwood (Hymenoptera: Trichogrammatidae) é composto por cerca de 210 espécies conhecidas, sendo 26 delas reportadas no Brasil (PINTO, 2006; ZUCCHI; QUERINO; MONTEIRO, 2010). Os insetos pertencentes a esse gênero são microhimenópteros, de tamanho diminuto, variando de 0,2 a 1,5 mm de comprimento, sendo exclusivamente parasitoides de ovos. São holometabólicos, passando, no seu processo de desenvolvimento, pelos estágios de ovo, larva, pupa e adulto (PARRA; ZUCCHI, 1997). As fêmeas de Trichogramma spp. ovipositam no interior de ovos de outros insetos, podendo o ovo desse parasitoide, que possui em média 0,1 mm de comprimento, aumentar de 5 a 6 vezes o seu tamanho, próximo à eclosão das larvas, que se alimentam da massa vitelina ou do embrião do hospedeiro (PARRA; ZUCCHI, 1986). O ovo do hospedeiro torna-se escuro quando a larva atinge o terceiro ínstar, devido à deposição de grânulos pretos na parte interna do cório, os sais de urato (CÔNSOLI et al., 1999). Representantes da família Trichogrammatidae, principalmente espécies do gênero Trichogramma, constituem-se em um dos grupos de inimigos naturais mais estudados e utilizados no mundo (PARRA; ZUCCHI, 2004). Esses insetos são de grande importância no controle biológico, pois como parasitoides de ovos, principalmente de insetos da ordem Lepidoptera, impedem que a praga atinja a fase de lagarta, estágio em que causa danos às culturas (BOTELHO, 1997). Na China, algumas empresas de controle biológico chegaram a atingir produção anual de cerca de 20 bilhões de Trichogramma, liberados em mais de 4 milhões de hectares em culturas como pêssego, maçã, milho e algodão (LUO; NARANJO; WU, 2014; WANG et al., 2013; ZHOU et al., 2014; LI et al., 2016; LIU et 9 al., 2016). Para o controle de grandes infestações de H. armigera em algodão, por exemplo, 180 a 210 mil vespas devem ser liberadas por hectare, em intervalos de liberação de 50 a 60 dias, o que possibilita parasitismo de 37 a 40% e redução na população da lagarta em até 60% (LUO; NARANJO; WU, 2014). Em pomares de maçã as liberações de Trichogramma são de 1,8 milhões de parasitoides por hectare (ZHOU et al., 2014). Várias espécies de Trichogramma foram mencionadas como eficientes em relação ao seu potencial uso no controle de H. armigera em diversos países. No Paquistão e na Índia, Trichogramma chilonis (Ishii) é utilizado no manejo de vários lepidópteros-praga, incluindo H. armigera em algodão (RASOOL et al., 2002). Na Turquia, após liberações inundativas de Trichogramma evanescens Westwood em algodão, para o controle de H. armigera, foi observado parasitismo de 52,5%, quando foram liberados 120 mil parasitoides por hectare (OZTEMIZ, 2008), evidenciando o potencial de Trichogramma no controle biológico de H. armigera. No oeste da Austrália, Trichogramma tem sido eficaz na supressão de pragas importantes e é considerado crucial para o manejo de populações resistentes a inseticidas e ao algodão transgênico na região (DAVIES; LANGE; O’NEILL, 2006; DAVIES; PUFKE; ZALUCKI, 2009; DAVIES; PUFKE; ZALUCKI, 2011). A espécie T. pretiosum foi introduzida e faz parte do plano de manejo de H. armigera em algodão, na Austrália (DAVIES; ZALUCKI, 2008; DAVIES; PUFKE; ZALUCKI, 2009). Trichogramma pretiosum, no Brasil, em 2014 foi utilizado em aproximadamente 250 mil hectares em lavouras de soja, algodão, milho e feijão para o controle de ovos de noctuídeos, como H. armigera, Chrysodeixis includens (Walker) (Lep.: Noctuidae), Anticarsia gemmatalis (Hübner) (Lep.: Noctuidae) (PARRA, 2014). Sendo assim, T. pretiosum pode ser uma ferramenta no controle de H. armigera em cultivos brasileiros (EMBRAPA, 2013). 2.2.2.2. Entomopatógenos O controle microbiano de insetos é baseado na utilização de fungos, vírus, bactérias e nematoides entomopatogênicos, sendo uma estratégia importante em programas de MIP (ALVES, 1998). 10 A utilização de entomopatógenos é vantajosa por evitar desequilíbrio ecológico no agroecossistema, pois muitos são específicos aos insetos-alvo e seletivos aos inimigos naturais. Além de causar mortalidade direta, os patógenos podem afetar as características biológicas e reprodutivas dos insetos-pragas, bem como ser associados a outros métodos de controle compatíveis; não poluem o ambiente e não são tóxicos aos homens e animais, desde que selecionados e manuseados corretamente (ALVES, 1998). Dentre esses microrganismos, os baculovírus e a bactéria B. thuringiensis se destacam no controle de lepidópteros-praga, incluindo H. armigera. Devido aos problemas com populações resistentes aos inseticidas sintéticos, a implementação do manejo com bioinseticidas se torna fundamental no manejo desta praga (FATHIPOUR; SEDARATIAN, 2013). A bactéria B. thuringiensis se destaca entre os entomopatógenos por ser a mais estudada e utilizada no manejo integrado de pragas (BRAVO et al., 2011). Durante a esporulação e/ou fase estacionária, esse microrganismo produz inclusões proteicas cristalinas (cristais proteicos) chamadas δ-endotoxinas ou proteínas Cry com atividade entomopatogênica para várias espécies de insetos, principalmente os das ordens Lepidoptera, Coleoptera e Diptera (VALADARES-INGLIS; SOUZA; SHILER, 1998; VIDYARTHI et al., 2002; BRAVO; GILL; SOBERÓN, 2007; VALICENTE et al., 2010). Os cristais proteicos atuam na fase larval dos lepidópteros e, ao serem ingeridos, são solubilizados no intestino médio devido à ação do pH alcalino e de proteases, ativando as protoxinas (proteínas Cry). As toxinas se ligam a receptores específicos localizados no epitélio intestinal, formando poros que propiciam o extravasamento do conteúdo intestinal para a hemocele. Como consequência, a lagarta para de se alimentar, torna-se imóvel e morre por inanição ou septicemia (KNOWLES, 1994; COPPING; MENN, 2000; PRAÇA et al., 2004; BRAVO; GILL; SOBERÓN, 2007). Os baculovírus pertencem à família Baculoviridae e são divididos em dois grupos devido às diferenças na conformação morfológica existentes entre os corpos de oclusão, são eles os Nucleopoliedrovírus (NPV) e os Granulovírus (GV). Após a ingestão dos corpos de oclusão pelos insetos, a matriz proteica existente nestes corpos é dissolvida no intestino médio devido ao pH ser fortemente alcalino, sendo 11 liberados os “virions”. Essas partículas infectivas penetram nas células epiteliais do intestino médio e são transportadas ao núcleo, liberando o seu DNA e iniciando o processo de replicação viral. A replicação do vírus produz a forma não oclusa, infectando todos os tecidos do inseto. Porém, a forma oclusa somente é produzida nos estágios finais da infecção viral, quando ocorre a produção dos poliedros. Nesta ocasião ocorre a ruptura das células e a liberação dos poliedros no ambiente. É quando ocorre a morte do inseto seguida da liquefação dos tecidos (BUENO et al., 2012; HAASE; SCIOCCO-CAP; ROMANOWSKI, 2015). O potencial desses patógenos em H. armigera foi avaliado por vários pesquisadores. Kuss et al. (2016) testaram a eficiência de controle de alguns inseticidas, sendo que os bioinseticidas à base de baculovírus e B. thuringiensis, causaram cerca de 90% de mortalidade ao final da fase de pupa dos insetos. Em outro estudo, Perini et al. (2016) concluíram que os melhores resultados de controle com os produtos biológicos foram em lagartas menores, principalmente primeiro e segundo ínstares. Moore et al. (2004) constataram o eficiente controle de H. armigera por baculovirus em citros, enquanto Jeyarani et al. (2010) citam o mesmo em algodão e grão-de-bico. Outros estudos comprovaram a eficiência de B. thuringiensis no controle de H. armigera, além de prejudicar o desenvolvimento do inseto, causando também efeitos subletais (LIAO; HECKEL; AKHURSTA, 2002; AVILLA et al., 2005; FATHIPOUR; SEDARATIAN, 2013). Em muitos casos, a utilização exclusiva de entomopatógenos pode não permitir o controle necessário da praga. No entanto, quando empregados associados com outras ferramentas em programas de MIP, podem atingir resultados satisfatórios (LACEY et al., 2001). 2.2.3. Interação entre controle químico e biológico A combinação do controle químico e do biológico no MIP tem o objetivo de maximizar a eficácia no controle de pragas, de forma segura (GENTZ; MURDOCH; KING, 2010). Inseticidas e agentes de controle biológico estão sendo cada vez mais usados em conjunto para controlar pragas, incluindo espécies invasoras (DENT, 2000; OI et al., 2008; GENTZ; MURDOCH; KING, 2010). 12 Inseticidas são considerados adequados para o MIP se eles combinarem o eficiente controle da praga com a mínima influência sobre a atividade de espécies benéficas (GUEDES; LIMA; ZANUNCIO, 1992; SUINAGA et al., 1996). Tais produtos são chamados de seletivos (DEGRANDE; GOMEZ, 1990; FOERSTER, 2002). Entretanto, quantificar o impacto de inseticidas aos inimigos naturais pode ser difícil (STARK; BANKS; ACHEAMPONG, 2004; STARK; VARGAS; BANKS, 2007). Existem alguns métodos que são utilizados para avaliar a seletividade de inseticidas aos inimigos naturais, como aplicação tópica, exposição à superfície tratada, pulverização direta, imersão na solução do inseticida, exposição a vapores e testes de alimentação (GRAHAM-BRYCE, 1987). A Organização Internacional de Controle Biológico (IOBC) desenvolveu um protocolo e padronizou os testes de seletividade (HASSAN et al., 1994). As pesquisas devem incluir testes de laboratório, semi-campo e campo, sendo os produtos classificados em função do seu efeito (HASSAN, 1997). O grande intuito da IOBC é coordenar as atividades internacionais em relação aos métodos padronizados de seletividade, gerando o intercâmbio de informações e repetitividade dos dados, apontando os agrotóxicos que possam ser adequados em futuros programas de manejo integrado (HASSAN et al., 1994). Várias pesquisas têm sido realizadas para avaliar a seletividade de inseticidas a inimigos naturais, como por exemplo, aos parasitoides de ovos Trichogramma spp. (BASTOS; ALMEIDA; SUINAGA, 2006; CARVALHO et al., 2010; GOULART et al., 2012; LIU; ZHANG, 2012; SOUZA et al., 2013; SOUZA et al., 2014; AMARO et al., 2015). Com relação aos estudos de compatibilidade de produtos químicos com microrganismos, além de testes em campo, devem ser avaliados “in vitro”, pois expõe os agentes de controle a todos os possíveis efeitos negativos ou positivos que possam sofrer quando aplicados em associação, especialmente em casos em que são realizadas misturas (ROSSI-ZALAF et al. 2008). Ensaios realizados “in vitro” expõem ao máximo os microrganismos à ação dos produtos fitossanitários, podendo diferir das condições de campo, onde outros fatores interferem, diminuindo a intensidade das reações (KNAAC et al., 2009). Alves, Moino Júnior e Almeida (1998) salientaram que a seletividade ou o sinergismo 13 de um produto testado em laboratório pode ser confirmado em campo, mas o antagonismo apresentado em laboratório nem sempre pode ser verificado no campo. Existem várias pesquisas relacionadas a testes de compatibilidade entre B. thuringiensis e inseticidas químicos sintéticos (MORRIS, 1977; BATISTA FILHO; ALMEIDA; LAMAS, 2001; KNAAC et al., 2009; AGOSTINI et al., 2014; VEIGA, 2014). Alguns inseticidas químicos sintéticos podem, inclusive, favorecer a eficiência de controle, quando utilizado em conjunto com um biológico (VEIGA, 2014), otimizando o controle da praga e diminuindo problemas relacionados à evolução de populações resistentes. Tais pesquisas geraram informações de compatibilidade de biológicos com químicos sintéticos, permitindo a mistura de produtos para aplicação no campo, quando são compatíveis. 14 3. Referências AGOSTINI, L. T.; DUARTE, R. T.; VOLPE, H. X. L.; AGOSTINI, T. T.; CARVALHO, G. A.; ABRAHÃO, Y. P.; POLANCZYK, R. A. Compatibility among insecticides, acaricides, and Bacillus thuringiensis used to control Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae) and Heliothis virescens (Lepidoptera: Noctuidae) in cotton fields. 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Inseticidas sintéticos são os mais utilizados no controle desta praga em todo o mundo, porém, com a pressão de seleção devido ao uso indiscriminado e de maneira desordenada, vários casos de resistência foram constatados. O manejo da resistência de insetos à inseticidas engloba diferentes técnicas e estratégias, como a rotação do mecanismo de ação dos inseticidas. Sendo assim, o objetivo deste trabalho foi avaliar a toxicidade de inseticidas químicos e biológicos, de diferentes mecanismos de ação, em lagartas de H. armigera, em condições de laboratório. Foi avaliada a mortalidade das lagartas de segundo ínstar via ingestão e contato, e estimada a CL50 via ingestão. Por ingestão, todos os produtos testados, exceto VPN-HzSNPV, provocaram 100% de mortalidade. Por contato, os produtos clorfenapir e clorantraniliprole mataram 100% dos insetos. Clorfenapir matou as lagartas em menos tempo. Dentre os produtos químicos, zeta-cipermetrina foi o que demorou mais tempo para matar os insetos. Bt kurstaki, no terceiro dia, matou cerca de 60% das lagartas, com 100% de mortalidade até o sétimo. Bt aizawai proporcionou maior mortalidade no quarto dia após a ingestão, atingindo 100% no sexto dia. VPN-HzSNPV demorou quatro dias para começar a matar as lagartas, sendo que a maior mortalidade ocorreu no sexto e sétimo dia. Comparando os valores de CL50 dos diferentes produtos, zeta-cipermetrina (0,0242 g i.a./L) e Bt aizawai (0,0300 g i.a./L) foram os menos tóxicos. Clorantraniliprole (0,00031 g i.a./L) e VPN-HzSNPV (0,001293 g i.a./L) apresentam os menores valores de CL50. Bt aizawai, Bt kurstaki, VPN-HzSNPV, zeta- cipermetrina, clorfenapir e clorantraniliprole são tóxicos para lagartas de H. armigera, em condições de laboratório. Palavras-chave: controle químico, controle biológico, MIP. 34 1. Introdução Helicoverpa armigera (Hübner) (Lepidoptera: Noctuidae) é uma praga polífaga, que pode se alimentar de cerca de 180 espécies de plantas de até 45 famílias, causando perdas expressivas na produção de alimentos, grãos, fibras e plantas ornamentais, em diferentes regiões do mundo (Fitt, 1989; Singh et al., 2002; Srivastava et al., 2010; Cunningham & Zalucki, 2014). As lagartas causam danos significativos por atacarem as plantas tanto na fase vegetativa quanto na reprodutiva, consumindo folhas, caules, brotos, inflorescências, frutos e vagens (Reed, 1965; Wang & Li, 1984; Fitt, 1989). Esta espécie é amplamente distribuída na Oceania, Ásia, Europa e na África (Pearson, 1958; Fitt, 1989; EPPO, 2007). No Brasil, foi relatada a primeira vez em 2013, causando prejuízos em cultivos de soja, milho e algodão (Czepak et al., 2013; Specht et al., 2013; Tay et al., 2013). Porém, há indícios da presença desta praga em território brasileiro, em baixo nível populacional, desde 2008 (Sosa-Gómez et al., 2016). Nesse contexto, o programa de manejo integrado de pragas (MIP) para o controle de H. armigera no Brasil conta com algumas táticas, como a utilização de inseticidas químicos e biológicos à base de Bacillus thuringiensis Berliner e vírus, no qual alguns deles foram liberados em caráter emergencial de 2013 a março de 2016 e atualmente já são registrados para essa espécie (Brasil, 2013; Brasil, 2015; AGROFIT/MAPA, 2016). Inseticidas sintéticos são os mais utilizados no controle de H. armigera devido a sua ampla disponibilidade no mercado, praticidade de utilização e rápida ação sobre as lagartas (Rashid et al., 2003; Boukhris-Bouhachem et al., 2007; Vojoudi et al., 2016). Porém, com a pressão de seleção devido ao uso indiscriminado e de maneira desordenada desses inseticidas, vários casos de resistência foram relatados em todo o mundo, registrando-se a dificuldade de controle de populações do inseto (Gunning et al., 1998; Martin et al., 2000; Ahmad et al., 2001; Kranthi et al., 2002; Qaim et al., 2008). Além dos inseticidas químicos, o uso inadequado dos bioinseticidas, como os à base de B. thuringiensis, também podem levar a seleção de indivíduos de H. armigera resistentes, e em um curto período de tempo (Oppert et al., 1997). Existem relatos de 763 casos de populações resistentes, em 323 localidades, a 49 ingredientes ativos, incluindo B. thuringiensis (IRAC, 2016a). Devido a este problema, muitos pesquisadores em parceria com o governo e produtores em vários países, propuseram estratégias para compor o programa de manejo de resistência a inseticidas (MRI). Todas as técnicas MRI visam maximizar a eficácia dos 35 inseticidas, minimizar a intensidade da pressão de seleção e mitigar o efeito adverso nos ecossistemas e no meio ambiente. Algumas das estratégias propostas são: uso de produtos sinérgicos em misturas; uso de inseticidas que não possuem relatos de resistência ou então novas moléculas, visando sempre atingir o estágio mais vulnerável da praga; rotação de grupos químicos e modo de ação dos produtos; uso de bioinseticidas e o emprego do controle biológico. O MRI combina as ferramentas do MIP, na busca de um método sustentável para o controle de pragas (Aggarwal et al., 2006; Nimbalkar et al., 2009; IRAC, 2016b) Sendo assim, se torna necessário o estudo da suscetibilidade de H. armigera aos inseticidas utilizados para o seu controle, acrescentando informações para o manejo integrado desta praga que possam ser utilizadas pelos agricultores, com o intuito de manter populações abaixo do nível de dano econômico. Nesse contexto, o objetivo deste trabalho foi avaliar a toxicidade de inseticidas químicos e biológicos, com diferentes mecanismos de ação, em lagartas de segundo ínstar de H. armigera, em condições de laboratório. 2. Material e métodos A criação de H. armigera e os experimentos foram conduzidos no Laboratório de Biologia e Criação de Insetos (LBCI) do Departamento de Fitossanidade da Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, Universidade Estadual Paulista, Jaboticabal, São Paulo, Brasil; mantidos em sala climatizada (temperatura de 25 ± 2ºC; umidade relativa de 70 ± 10%; e fotoperíodo de 12 horas de luz/12 horas de escuro). 2.1. Insetos Para os experimentos, foram utilizadas lagartas de H. armigera de segundo ínstar, obtidas da criação mantida no LBCI, de acordo com metodologia descrita por De Bortoli et al. (2014). Os ovos depositados no papel toalha que revestiu a gaiola dos adultos de H. armigera foram mantidos em recipientes plásticos (25 cm × 15 cm × 12 cm) até a eclosão das lagartas. As lagartas, coletadas com o auxílio de um pincel, foram transferidas para placas de Petri (6 cm de diâmetro × 2 cm altura) contendo dieta artificial (Tabela 1), sendo inserida uma lagarta por placa. Após a formação das pupas, os indivíduos foram separados por sexo e transferidos para gaiolas de PVC (20 cm de diâmetro × 20 cm de altura), onde ocorreu a cópula e 36 oviposição. Foram acondicionados 20 casais por gaiola. Os adultos receberam como alimento solução de mel a 10%, através de uma tampa plástica de 1 cm de diâmetro, contendo algodão embebido na solução. A gaiola de PVC foi revestida com papel toalha onde as fêmeas realizaram as posturas. O papel foi trocado diariamente para coleta dos ovos durante todo o período de oviposição. A gaiola de PVC foi colocada sobre um prato plástico (23,5 cm de diâmetro × 3 cm de altura) contendo papel toalha em sua superfície. A parte superior da gaiola foi fechada com tecido de malha fina (tipo voile), preso com elástico. Os papéis contendo os ovos foram colocados em recipientes plásticos até a eclosão das lagartas. 2.2. Inseticidas Os inseticidas químicos e biológicos utilizados nos experimentos foram: clorfenapir (Pirate®), zeta-cipermetrina (Mustang 350 EC®), clorantraniliprole (Prêmio®), Bacillus thuringiensis aizawai GC-91 (Agree®), Bacillus thuringiensis kurstaki (Dipel WP®) e VPN- HzSNPV (Gemstar®); e seus respectivos grupos químicos, mecanismos de ação e doses utilizadas estão apresentados na Tabela 2. 2.3. Bioensaios 2.3.1. Toxicidade de inseticidas via ingestão e contato Para o teste via ingestão (toxicidade oral), pedaços de dieta artificial (Tabela 1) com área padronizada (4 cm2) foram cortados e mergulhados individualmente em cada um dos seis inseticidas, nas concentrações recomendadas para utilização no campo (Tabela 2), preparadas com água deionizada. Cada pedaço de dieta artificial foi mergulhado por 10 segundos e posteriormente seco em temperatura ambiente durante 30 minutos. Os pedaços de dieta foram então colocados individualmente em placas de Petri (6,0 cm de diâmetro × 2,0 cm de altura). Em cada placa foi colocada uma lagarta de segundo ínstar de H. armigera. Quando houve necessidade foi feita a reposição da dieta nas placas. Em cada tratamento foram observadas 5 repetições, sendo cada repetição composta por 10 placas, totalizando 50 lagartas por tratamento. O tratamento controle consistiu de dieta tratada apenas com água deionizada. A avaliação da mortalidade foi realizada a cada 24 horas até a morte de todos os insetos. As lagartas foram registradas como mortas quando não se moviam ao serem tocadas com um pincel de cerdas macias. 37 Para avaliar a ação dos inseticidas por contato em H. armigera, foram aplicados 2L da concentração recomendada dos três produtos que agem por contato (Tabela 2), aplicados dorsalmente na região do protorácica das lagartas de segundo ínstar, com o auxílio uma pipeta. No tratamento controle, as lagartas foram tratadas apenas com água deionizada. Após a aplicação, cada lagarta foi transferida para uma placa de Petri (6,0 cm de diâmetro × 2,0 cm de altura) e mantidas sem alimentação por 24 horas (Estrela et al., 2003). Após este período foi avaliada a mortalidade. As lagartas que