RESSALVA Atendendo solicitação do(a) autor(a), o texto completo desta tese será disponibilizado somente a partir de 15/12/2023 UNESP - Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” Faculdade de Odontologia de Araraquara João Felipe Besegato Avaliação de dispositivo de ultrassom associado à terapia fotodinâmica e vidros bioativos na remoção, descontaminação e remineralização de lesões artificiais de cárie em dentina Araraquara 2021 UNESP - Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” Faculdade de Odontologia de Araraquara João Felipe Besegato Avaliação de dispositivo de ultrassom associado à terapia fotodinâmica e vidros bioativos na remoção, descontaminação e remineralização de lesões artificiais de cárie em dentina Tese apresentada à Universidade Estadual Paulista (Unesp), Faculdade de Odontologia, Araraquara para obtenção do título de Doutor em Ciências Odontológicas, na Área de Dentística Restauradora Orientadora: Profa. Dra. Alessandra Nara de Souza Rastelli Araraquara 2021 B554a Besegato, João Felipe Avaliação de dispositivo de ultrassom associado à terapia fotodinâmica e vidros bioativos na remoção, descontaminação e remineralização de lesões artificiais de cárie em dentina / João Felipe Besegato. -- Araraquara, 2021 142 p. : il., tabs. Tese (doutorado) - Universidade Estadual Paulista (Unesp), Faculdade de Odontologia, Araraquara Orientadora: Alessandra Nara de Souza Rastelli 1. Ultrassom. 2. Fotoquimioterapia. 3. Cárie dentária. I. Título. Sistema de geração automática de fichas catalográficas da Unesp. Biblioteca da Faculdade de Odontologia, Araraquara. Dados fornecidos pelo autor(a). Essa ficha não pode ser modificada. João Felipe Besegato Avaliação de dispositivo de ultrassom associado à terapia fotodinâmica e vidros bioativos na remoção, descontaminação e remineralização de lesões artificiais de cárie em dentina Comissão julgadora Tese para obtenção do grau de Doutor em Ciências Odontológicas Presidente e orientador: Profa. Dra. Alessandra Nara de Souza Rastelli 2º Examinador: Profa. Dra. Michelli Alexandra Chinelatti 3º Examinador: Prof. Dr. Marcelo Ferrarezi de Andrade 4º Examinador: Dra. Caroline Coradi Tonon 5º Examinador: Prof. Dr. Clovis Wesley Oliveira de Souza Araraquara, 15 de dezembro de 2021. DADOS CURRICULARES João Felipe Besegato NASCIMENTO: 16/10/1993 – São João – Paraná FILIAÇÃO: Edilson Besegato e Suzana Brusamarello Besegato 2011 – 2015: Graduação em Odontologia Universidade Estadual de Londrina (UEL), Londrina, Paraná, Brasil. 2016 – 2018: Mestrado em Clínica Odontológica Universidade Estadual de Londrina (UEL), Londrina, Paraná, Brasil. 2018 – 2021: Doutorado em Ciências Odontológicas Faculdade de Odontologia de Araraquara, Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (FOAr/UNESP), Araraquara, São Paulo, Brasil. Dedico este trabalho à minha família, amigos e a todos aqueles que de alguma maneira tornaram este sonho possível. AGRADECIMENTOS À Deus, por me conceder o dom da vida, por não me deixar desanimar e me manter firme nos meus propósitos. Sem a graça divina, de nada valeria um título de doutor. Aos meus pais, Edilson Besegato e Suzana Besegato, o meu mais sincero e genuíno agradecimento. Desde que saí de casa para estudar, encontrei dificuldades, amadureci, me tornei cirurgião-dentista, mestre e agora doutor. Entretanto, nenhuma dessas conquistas ou títulos seriam possíveis, ou fariam sentido, sem o apoio incondicional que recebo de vocês. Por diversas vezes vocês renunciaram ao conforto e estabilidade para prover a mim o melhor possível. Sendo assim, nenhuma palavra ou agradecimento serão capazes de expressar a minha gratidão por tudo isso. De qualquer forma, preciso dizer que todas as minhas conquistas são consequências dos princípios, exemplos e ensinamentos que recebi de vocês. Por isso, obrigado por serem vocês, cada um a seu modo. Espero um dia retribuir cada incentivo, motivação, subsídio, palavras de carinho e gestos de amor. Pai, mãe... eu amo vocês com todo o meu coração, todos os dias de minha vida. Obrigado por tudo e por tanto. Ao meu irmão, José Vitor Besegato, que mesmo tão diferente de mim, sempre me apoiou, entendeu e incentivou minhas escolhas. Desejo que o mundo descubra e reconheça a pessoa maravilhosa que és e o coração enorme que tens. Seu irmão te ama e estará contigo em todos os momentos. Aos meus avós, Euclides, Izaías, Leonira e Realda. Obrigado por entenderem minha ausência durante todo este período. E principalmente, obrigado por serem exemplos de humildade, generosidade, carinho e admiração. À toda a minha família, que sempre me apoiou incondicionalmente. Sou eternamente grato a Deus por tê-los em minha vida. À minha orientadora, Profa. Dra. Alessandra Nara de Souza Rastelli, pela orientação deste trabalho, pela confiança em mim depositada e por me ensinar a importância do comprometimento, da dedicação e da autossuficiência. Ao Magnífico Reitor Prof. Dr. Pasqual Barreti e Vice-Reitora Profa. Dra. Maysa Furlan da Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”. À Faculdade de Odontologia de Araraquara da Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”, representada pelo diretor Prof. Dr. Edson Alves de Campos e pela vice-diretora Profa. Dra. Patrícia Petromilli Nordi Sasso Garcia, por oferecer estrutura física e de pessoal, assim como condições adequadas para a realização de nossas atividades. Ao Programa de Pós-Graduação em Ciências Odontológicas, representado pela coordenadora Profa. Dra. Andreia Bufalino. À Seção Técnica de Pós-Graduação, pela atenção, empenho e organização dispendida para cada um dos discentes. Agradeço em especial ao assistente administrativo Sr. Cristiano Afonso Lamounier, pela gentileza, educação, empatia e solicitude com quem trata todos os discentes, sendo um exemplo de servidor público e ser humano. A todos os servidores da Faculdade de Odontologia de Araraquara, que se empenham diariamente de maneira primorosa para fornecer um ambiente de trabalho adequado. À assistente administrativa do Departamento de Odontologia Restauradora da Faculdade de Odontologia de Araraquara, Sra. Creusa Maria Hortenci. Minha querida e amada Creusa, obrigado pela convivência diária, pelos conselhos e palavras de amparo, por zelar do Departamento como se fosse sua casa, e por cuidar dos alunos como se fossem seus filhos. Você estará eternizada em meu coração pela sua sensibilidade, empatia, e talento nato em acolher. Obrigado por tudo e por tanto. Te amo! Aos docentes da disciplina de Dentística Restauradora, Profa. Dra. Alessandra Nara de Souza Rastelli, Profa. Dra. Andrea Abi Rached Dantas, Prof. Dr. Edson Alves de Campos, Prof. Dr. José Roberto Cury Saad, Prof. Dr. Marcelo Ferrarezi de Andrade, Prof. Dr. Osmir Batista de Oliveira Júnior, pelas oportunidades e convívio diário ao longo deste período. A todos os docentes da Faculdade de Odontologia de Araraquara, por compartilharem seus conhecimentos e contribuírem para o meu crescimento técnico- científico. Agradeço em especial à Profa. Dra. Josimeri Hebling, Profa. Dra. Elaine Maria Sgavioli Massucato, Profa. Dra. Gisele Faria, Prof. Dr. Paulo Cerri, por me ajudarem e me incentivarem em momentos marcantes do doutorado. Ao Departamento de Odontologia Restauradora da Faculdade de Odontologia de Araraquara, representado pela chefe Profa. Dra. Alessandra Nara de Souza Rastelli. À Profa. Dra. Andrea Abi Rached Dantas, pela confiança em meu trabalho, por me dar a oportunidade de ministrar aulas durante o doutorado, e principalmente, pela humildade e empatia com quem trata a todos. Ao Prof. Dr. Marcelo Ferrarezi de Andrade, por estimular e dar oportunidades da prática clínica. À Dra. Caroline Coradi Tonon, que mesmo distante, me ajudou sempre que possível e de quem tenho um grande carinho. Você vai longe, Carol. Espero um dia lhe encontrá-la pessoalmente. Obrigado por aceitar o convite de fazer parte de minha banca avaliadora. Ao Prof. Dr. Clovis Wesley Oliveira de Souza, por aceitar fazer parte da banca avaliadora. Mesmo não o conhecendo pessoalmente, estou certo que seu conhecimento e competência irão contribuir significativamente para a melhoria deste trabalho. Muito obrigado. À Profa. Dra. Michelli Alexandra Chinelatti, pela agradável colaboração durante as reuniões do grupo de pesquisa e por aceitar o convite de fazer parte de minha banca avaliadora. Mesmo não a conhecendo pessoalmente, saiba que tenho uma grande admiração e respeito pela professora. Ao Prof. Dr. Adilson César Abreu Bernardi, pelas contribuições ao longo do doutorado, principalmente nas bancas de pré-qualificação e qualificação. Obrigado pela maneira humilde, acessível e gentil que sempre me tratou. À Profa. Dra. Angela Cristina Cilense Zuanon, pelas contribuições em minha banca de pré-qualificação. À Profa. Dra. Elisa Maria Aparecida Giro, por gentilmente emprestar o dispositivo para análise de microcisalhamento. Ao técnico Diego, por dobrar os fios ortodônticos utilizados para indução de lesão de cárie. À Dra. Paula Aboud Barbugli, por todo o suporte técnico nas análises de microscopia confocal, pela atenção e disponibilidade em ajudar, e principalmente, pela agradável companhia. Ao Prof. Dr. Milton Carlos Kuga, pela confiança em mim depositada e por toda a ajuda e amparo que me deu sem qualquer obrigação. Ao Prof. Dr. Márcio Grama Hoeppner, por ser meu maior exemplo profissional e incentivador. Meu eterno orientador, que se faz presente mesmo longe e continua me dando todo o suporte mesmo após o mestrado. Obrigado por acreditar, desde muito cedo, em meu potencial no ambiente acadêmico. Jamais serei grato o suficiente por todos os ensinamentos e ajuda. Espero um dia ser um profissional, e ser humano, tão bom quanto o senhor. Ao Laboratório de Análise Histopatológica para cortes não descalcificados da Faculdade de Odontologia de Araraquara, por permitir acesso para realização das análises de microscopia de luz polarizada. Ao Departamento de Odontologia Restauradora da Faculdade de Odontologia de Ribeirão Preto (FORP) da Universidade de São Paulo (USP). Agradeço em especial ao Laboratório de Pesquisa em Dentística, à Profa. Dra. Regina Guenka Palma Dibb, e à servidora Patrícia Marchi, por permitirem a utilização do microdurômetro. Ao Instituto de Química de Araraquara da Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (IQ-UNESP) e ao Laboratório Multiusuário de Análises Químicas, em especial aos servidores Naira Canevarolo Pesquero e Alberto Camilo Alécio, por todo o suporte técnico oferecido durante as análises de FT- Raman. À Faculdade de Ciências Farmacêuticas de Araraquara (FCFAr) da Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (UNESP), em especial ao Laboratório CMAF (Ciência dos Materiais Aplicada à Farmácia), por permitir o acesso e fornecer subsídios para preparação das micelas poliméricas. Ao Prof. Dr. Marlus Chorilli, do Departamento de Fármacos e Medicamentos da Faculdade de Ciências Farmacêuticas de Araraquara (FCFAr) da Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (UNESP), por confiar em meu trabalho e estar sempre disposto a ajudar com sua gentileza e humildade. À mestre Amanda Letícia Polli Silvestre, por me dar oportunidades de participar em seus trabalhos e por ter se tornado uma grande amiga. Ao amigo Gabriel Garcia de Carvalho, por sanar muitas dúvidas durante os meus experimentos. Não tenho dúvidas do seu sucesso profissional, pois ele será consequência da sua competência e dedicação. À amiga Vivian Tellaroli Minhaco, com quem tive o prazer de conhecer melhor durante os empréstimos da Biotable. Sua simpatia, educação e generosidade me fizeram ser um grande admirador de sua pessoa. Que sua vida seja repleta das melhores coisas que este mundo possa oferecer. À Faculdade de Odontologia de Bauru (FOB) da Universidade de São Paulo (USP), em especial ao Laboratório de Bioquímica, e à técnica Larissa Grizzo, pelo suporte técnico durante as análises de microradiografia transversal. Ao Instituto de Física de São Carlos (IFSC) da Universidade de São Paulo (USP), pelo desenvolvimento, fornecimento e manutenção do dispositivo de ultrassom. Agradeço especialmente ao Laboratório de Apoio Tecnológico (LAT), e aos servidores Thiago Moretti e Paulo Estevão, por sempre prestarem apoio técnico quando necessário. Ao Laboratório de Materiais Vítreos (LaMav) da Universidade Federal de São Carlos (UFSCar), pelo preparo e fornecimento dos vidros bioativos. Agradeço em especial à Dra. Marina Trevelin Souza, pela atenção, solicitude e gentileza de sempre. Foi um grande prazer conhecê-la Marina, mesmo que virtualmente. À CAPES: O presente trabalho foi realizado com o apoio da Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior – Brasil (CAPES) – Código de financiamento 001. À FAPESP – Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (Processo nº 2013/07276-1) pelo apoio financeiro essencial para realização dessa pesquisa. Aos colegas e amigos de pós-graduação, por tornarem o doutorado mais leve e feliz. Agradeço em especial aos amigos Camila Lebre, Diego Dantas, Eran Almeida, Joatan Costa, Jessica Katarine, Lucas Portela, Thais Piragine, Juliana Proença e Lorena Gutierrez. Levarei cada um de vocês em meu coração, assim como os momentos marcantes e felizes que vivemos. Aos amigos César Cuniyochi e Keli Frondaroli, pela inesperada, porém agradável amizade. Entre treinos e exercícios, vocês ouviram meus desabafos, me aconselharam, e se tornaram pessoas especiais em minha vida. Aos alunos da graduação, com quem tive a oportunidade de aprender e ensinar. À minha inseparável amiga de infância, Luana Pires Pinheiro, que mesmo longe se fez presente. Obrigado por ouvir meus desabafos e torcer pelas minhas conquistas desde sempre. Que nossa amizade perdure e se fortaleça ao longo do tempo. Às amigas de longa data, Laiane Navarro, Nathana Wendy e Gabriella Sieni, por continuarem me incentivando e me ouvindo. Meus presentes da graduação que guardo em meu coração independentemente de onde estiver. À minha querida amiga Básia Rabelo Nogueira. Dona de uma personalidade única e coração imenso, você soube me ouvir, apoiar e ajudar. Sentirei saudade da sua companhia diária e até mesmo das implicâncias mútuas que dividíamos. Saiba que você ganhou um amigo para a vida. Obrigado! À fiel colega de pesquisa e grande amiga, Priscila Borges Gobbo de Melo. Ninguém conhece melhor os caminhos percorridos ao longo do doutorado do que você, com quem dividi praticamente tudo. Você viveu e sentiu na pele cada dificuldade que tivemos que enfrentar. Mas você também comemorou comigo cada conquista. Obrigado pelas milhares de horas ao meu lado no laboratório, escrevendo artigos, realizando análises e tendo a paciência e humildade de ensinar e aprender. Pri, você é um ser humano lindo. Sua generosidade, paciência, comprometimento e competência me encantam. Eu não conseguiria ter feito nada disso sem a sua ajuda e companhia. Por isso, desejo que em todos os lugares que passar, ou que todas as pessoas que encontrar, saibam reconhecer e aproveitar todas as suas qualidades e competências. Saiba que sou eternamente grato pela amizade que construímos. Obrigado por tudo e por tanto. Ao meu grande amigo, Aryvelto Miranda Silva. Estivemos lado ao lado desde o primeiro dia do doutorado, literalmente. Até chegar a este agradecimento, vivemos muita coisa juntos, e me orgulho de cada uma delas. Juntos percorremos terrenos desconhecidos, e muitas vezes desafiadores, que eu jamais iria percorrer sozinho. Obrigado por cada incentivo e conselho, mas principalmente por estar ao meu lado em todos os momentos. Orgulho de quem você é e de tudo aquilo que ainda irá se tornar. Estarei sempre aqui por você. Obrigado! Alguns laços são tão fortes, bonitos e intensos, que ao tentar explicar, conseguimos apenas agradecer. Por isso, meu mais sincero agradecimento às inseparáveis e queridas amigas, Joissi Ferrari Zaniboni e Tatiane Miranda Manzoli. Vocês já sabem da minha gratidão e carinho por tudo o que fizeram e pelo tanto que nossa amizade representa para mim. Por isso, quando ouvirem meu nome, peço que se lembrem de cada risada no sofá, de cada festa, de cada desabafo coletivo, de cada momento compartilhado. E após lembrarem, tenham a certeza que boa parte desta conquista e desta etapa de minha vida, eu devo a vocês, minhas grandes amigas. Obrigado por cruzarem meu caminho. Amo vocês. Por fim, o meu mais sincero agradecimento a cada um que me ajudou a chegar até aqui e me fez enxergar claramente que não importa o que você tem na vida, mas quem você tem na vida. Obrigado! “Construirás os labirintos impermanentes que sucessivamente habitarás. Todos os dias estarás refazendo o teu desenho. Não te fatigues logo. Tens trabalho para toda a vida... Somos sempre um pouco menos do que pensávamos. Raramente, um pouco mais.” Cecília Meireles  Meireles C. Retrato natural. São Paulo: Editora Global; 1949. Besegato JF. Avaliação de dispositivo de ultrassom associado à terapia fotodinâmica e vidros bioativos na remoção, descontaminação e remineralização de lesões artificiais de cárie em dentina [tese de doutorado]. Araraquara: Faculdade de Odontologia da UNESP; 2021. RESUMO O objetivo deste estudo foi avaliar a eficácia do uso de aparelho de ultrassom na remoção de tecido cariado, da terapia fotodinâmica antimicrobiana (TFDA) na descontaminação da dentina e da aplicação de materiais bioativos na remineralização dentinária, assim como as influências dessas terapias na resistência adesiva, em lesões artificiais de cárie induzidas por modelo biológico. Espécimes de dentina bovina (4x4x2 mm) foram obtidos e aleatorizados em grupos de acordo com o método de remoção do tecido cariado: fresa (FR) ou ultrassom (ULT); método de descontaminação: com ou sem a aplicação de TFDA; e a aplicação de vidros bioativos para remineralização dentinária (45S5 ou F-18). Sendo assim, os espécimes foram aleatorizados em 14 grupos: cárie dentária (controle); dentina hígida (controle); FR; FR+TFDA; ULT; ULT+TFDA; FR+45S5, FR+F-18; ULT+45S5, ULT+F-18; FR+TFDA+45S5; FR+TFDA+F-18; ULT+TFDA+45S5; ULT+TFDA+F-18. Após os tratamentos, os espécimes foram avaliados por meio de microradiografia transversal, microdureza longitudinal, FT-Raman e microscopia confocal. Os dados foram submetidos à avaliação dos pressupostos de normalidade e homoscedasticidade. Para comparação entre os grupos, ANOVA dois fatores seguido de pós-teste de Tukey foram utilizados em nível de significância de 5%. A análise das imagens de microscopia confocal foi realizada qualitativamente. De acordo com os resultados, a média da microdureza superficial dos espécimes foi de 40,86 ± 8,74 KHN. A microradiografia transversal revelou que a profundidade média das lesões foi de 213,9 ± 49,5 µm. Já a porcentagem de perda mineral foi de 4929,3 %vol.µm. A microdureza longitudinal evidenciou uma tendência geral em que a microdureza de um mesmo grupo aumenta em função da profundidade, independentemente do grupo avaliado (p < 0,05). Os grupos removidos com FR (24,40 – 63,03 KHN) apresentam dureza maior em comparação aos removidos com ULT (20,01 – 47,53 KHN), independentemente da profundidade (p < 0,05). Em geral, a TFDA não promoveu efeito significativo na microdureza (p > 0,05). Não houve diferença entre FR associada com 45S5 ou F-18 (p > 0,05). No entanto, na associação entre ULT e os vidros bioativos, diferenças mostram que F-18 apresentou valores maiores em relação ao 45S5. Os dados de FT- Raman mostram que para o componente fosfato não foi observado nenhuma diferença estatística significante (p > 0,05). Já para o componente carbonato, na profundidade de 200 µm houve diferença entre os grupos FR+TFDA e ULT+TFDA+45S5 (0,0355 e 0,0003 respectivamente (p < 0,05). Quanto às ligações C-H, diferença significante foi observada entre os grupos FR e ULT+TFDA (0,1869 e 0,0457 respectivamente (p < 0,05), na profundidade de 40 µm. A microscopia confocal revelou a eficácia da TFDA em inativar bactérias residuais. Os resultados de resistência adesiva evidenciaram que não houve diferença entre os grupos experimentais (p > 0,05). Falha do tipo adesiva foi predominante para a maioria dos grupos. Pôde-se concluir que a remoção com ULT é mais conservadora em relação a FR e a TFDA é eficaz como estratégia de descontaminação. Ambos os vidros mostraram resultados similares, embora alguns grupos tenham evidenciado melhores resultados para o F-18. Nenhuma das terapias influenciaram negativamente a adesão de materiais resinosos à dentina. Sendo assim, a abordagem combinada das diferentes estratégias parece ser promissora e minimamente invasiva no tratamento da lesão de cárie em dentina. Palavras – chave: Ultrassom. Fotoquimioterapia. Cárie dentária. Besegato JF. Evaluation of ultrasound device associated with photodynamic therapy and bioactive glasses in the removal, decontamination and remineralization of caries- like dentin [tese de doutorado]. Araraquara: Faculdade de Odontologia da UNESP; 2021. ABSTRACT This study aimed to evaluate the efficacy of an ultrasound device to remove caries dentin, antimicrobial photodynamic therapy (TFDA) to decontaminate dentin and the application of bioactive materials to remineralize the dentin, as well as the influences of these therapies on bonding strength in artificial caries lesions. Bovine dentin specimens (4x4x2 mm) were obtained and randomized into groups according to the removal methods of caries dentin: bur (FR) or ultrasound (ULT); decontamination method: with or without the application of TFDA; and the application of bioactive glasses for dentin remineralization (45S5 or F-18). Thus, specimens were randomized into 14 groups: dental caries (control); sound dentin (control); FR; FR + TFDA; ULT; ULT + TFDA; FR + 45S5, FR + F-18; ULT + 45S5, ULT + F-18; FR + TFDA + 45S5; FR + TFDA + F-18; ULT + TFDA + 45S5; ULT + TFDA + F-18. After treatments, the specimens were evaluated by transverse microradiography, cross-sectional microhardness, FT-Raman and confocal microscopy. Data were submitted to the assessment of the assumptions of normality and homoscedasticity. For comparison between groups, two-way ANOVA followed by Tukey's post-test were used at a significance level of 5%. The analysis of confocal microscopy was performed qualitatively. According to the results, the surface microhardness mean was 40.86 ± 8.74 KHN. Transverse microradiography revealed that the average depth of the lesions was 213.9 ± 49.5 µm. The percentage of mineral loss was 4929.3% vol.µm. Cross- sectional microhardness showed a trend in which the microhardness of the same group increases as a function of depth, regardless of the group (p < 0.05). Groups removed with FR (24.40 - 63.03 KHN) have greater hardness compared to those removed with ULT (20.01 - 47.53 KHN), regardless of depth (p < 0.05). In general, TFDA did not have a significant effect on microhardness (p > 0.05). There was no difference between RF associated with 45S5 or F-18 (p > 0.05). However, in the association between ULT and bioactive glasses, F-18 showed higher values compared to 45S5. FT-Raman data show that for the phosphate component, no statistically significant difference was observed (p> 0.05). For the carbonate component, at 200 µm depth there was a difference between FR+TFDA and ULT+TFDA+45S5 groups (0.0355 and 0.0003 respectively (p < 0.05). The C-H bonding revealed a difference between FR and ULT+TFDA groups (0.1869 and 0.0457 respectively (p < 0.05), at 40 µm depth. Confocal microscopy images showed the effectiveness of TFDA in inactivating residual bacteria. No differences among the experimental groups were observed after microshear bond strength test (p > 0,05). Adhesive failure was the most predominant failure mode. It can be concluded that ULT removal is conservative, preserving caries- affected dentin. TFDA is effective as a decontamination strategy prior restoration. Both bioactive glasses showed similar results, although some groups have shown better results for F-18. Any of the experimental treatments negatively affected the adhesion to dentin. In conclusion, the combing approach using ultrasound, TFDA and bioactive glasses is promising to provide a minimally invasive treatment. Keywords: Ultrasonics. Photodynamic therapy. Dental caries. SUMÁRIO 1 INTRODUÇÃO .................................................................................................. 21 2 OBJETIVO ........................................................................................................ 25 2.1 Objetivo Geral............................................................................................... 25 2.2 Objetivos Específicos ................................................................................. 25 3 REVISÃO DE LITERATURA ........................................................................... 27 3.1 Doença Cárie Dentária ................................................................................ 27 3.2 Remoção de Tecido Cariado ...................................................................... 29 3.3 Modelos Artificias de Indução de Cárie .................................................... 32 3.4 Instrumentação Cavitária ........................................................................... 34 3.5 Terapia Fotodinâmica Antimicrobiana (TFDA) ......................................... 38 3.6 TFDA no Tratamento da Doença Cárie ..................................................... 41 3.7 Vidros Bioativos .......................................................................................... 45 4 MATERIAIS E MÉTODOS ............................................................................... 48 4.1 Delineamento Experimental ....................................................................... 48 4.2 Fase Inicial ................................................................................................... 50 4.2.1 Obtenção e preparo dos espécimes de dentina bovina ....................... 50 4.2.2 Seleção das bactérias e preparo da suspensão bacteriana padronizada ....................................................................................................... 51 4.2.3 Método de preparação das micelas poliméricas ................................... 52 4.2.4 Fotossensibilizador e fonte de luz a ser utilizada para TFDA .............. 54 4.2.5 Determinação da concentração inibitória mínima (CIM) e da concentração bactericida (CBM) ..................................................................... 54 4.2.6 Indução da lesão de cárie artificial ......................................................... 56 4.2.7 Microradiografia transversal (MT) .......................................................... 59 4.2.8 Métodos para remoção e descontaminação do tecido cariado ........... 61 4.2.9 Aplicação de vidro bioativo como agente remineralizante .................. 64 4.3 Fase Experimental ....................................................................................... 65 4.3.1 Microdureza Knoop longitudinal ............................................................. 65 4.3.2 Microscopia Raman com transformada de Fourier (FT-Raman) ........... 66 4.3.3 Microscopia confocal de varredura a laser (MC) .................................... 68 4.3.4 Preparo dos corpos de prova em resina composta ................................ 69 4.3.5 Resistência adesiva .................................................................................. 73 4.3.6 Padrão de falha .......................................................................................... 73 4.4 Análise Estatística ....................................................................................... 74 5 RESULTADOS ................................................................................................. 75 5.1 Fase Inicial ................................................................................................... 75 5.1.1 Microdureza Knoop superficial ................................................................ 75 5.1.2 Determinação da concentração inibitória mínima (CIM) e da concentração bactericida (CBM) ..................................................................... 75 5.1.3 Microradiografia transversal .................................................................... 77 5.2 Fase Experimental ....................................................................................... 79 5.2.1 Microdureza Knoop longitudinal .............................................................. 79 5.2.2 FT-Raman .................................................................................................. 83 5.2.3 Microscopia confocal a laser .................................................................... 85 5.2.4 Resistência adesiva ................................................................................. 100 5.2.5 Padrão de falha ......................................................................................... 101 6 DISCUSSÃO .................................................................................................... 107 7 CONCLUSÃO .................................................................................................. 121 REFERÊNCIAS ................................................................................................... 122 ANEXO ................................................................................................................ 142 21 1 INTRODUÇÃO A cárie dentária é uma doença biofilme-açúcar-dependente que resulta na desmineralização dos substratos dentários. A produção de ácidos pelos microrganismos presentes no biofilme bacteriano compromete o equilíbrio do processo de desmineralização e remineralização1-3, resultando na destruição/dissolução da estrutura dentária. Por ser uma das doenças orais mais prevalentes4, a etiologia, prevenção, controle e tratamento da doença cárie deve ser estudada, a fim de identificar e investigar fatores e terapias que contribuam na diminuição de sua prevalência nas populações. Aproximadamente 700 a 800 espécies de bactérias têm sido identificadas na microbiota oral, tornando a cavidade bucal o meio com maior diversidade microbiológica do corpo humano5. Essa complexidade propicia o desenvolvimento de biofilme devido a fatores como potencial hidrogeniônico (pH), localização dos dentes e tipo de substrato6. Idealmente, o biofilme e suas interações com fatores internos e externos são melhores estudados em seu ambiente natural. Diferentes modelos de indução de cárie podem ser utilizados, os quais apresentam diferentes padrões de desenvolvimento da lesão de cárie7. O método químico utilizando gel/solução ácida8,9 ou solução tampão10 é comumente empregado no desenvolvimento de cárie artificial. Entretanto, esse método não é capaz de reproduzir o processo de desenvolvimento natural da cárie, como a presença de biofilme7. Para promover ambiente ácido e simular de maneira mais fidedigna às condições naturais do desenvolvimento da lesão de cárie11, emprega-se o uso de microrganismos produtores de ácidos na indução de lesões artificiais. Conhecido como modelo biológico, sua utilização é pertinente devido à conhecida importância de alguns microrganismos, em especial o Streptococcus mutans, no desenvolvimento da cárie primária e cárie recorrente12. Ainda mais fiel às condições naturais, o biofilme de microcosmo produzido a partir dos microrganismos presentes na saliva humana, possibilita alto número de espécies e interações entre elas13. Além do mais, modelos desse tipo permitem avaliar o efeito antimicrobiano ou anticariogênico de substâncias e/ou terapias ainda em testes iniciais14, em ambiente controlado e exposto a menor variabilidade. O conceito de odontologia minimamente invasiva somado ao conhecimento atual sobre a doença cárie possibilitou a transformação do paradigma em relação ao 22 seu tratamento restaurador. Portanto, a preservação máxima de estrutura dentária hígida e passível de remineralização com o intuito de manter a integridade pulpar por meio da remoção parcial do tecido cariado, se tornou o tratamento restaurador de escolha15. Dessa forma, a otimização dos métodos convencionais de prevenção de cárie e o desenvolvimento de novas estratégias são fundamentais para a promoção da saúde bucal16. Os métodos conservadores de tratamento de lesão de cárie preconizam a remoção da dentina infectada e preservação da dentina afetada, passível de remineralização17. Clinicamente, a diferenciação entre esses dois tipos de substratos dentinários é muito subjetiva, principalmente em lesões mais profundas. Tal limitação é capaz de promover a remoção excessiva e desnecessária do tecido afetado18. Um método alternativo à remoção mecânica e invasiva dos microrganismos presentes na lesão seria a possibilidade de erradicação ou redução dos patógenos com potencial cariogênico18. A descontaminação cavitária têm sido proposta com o intuito de inibir o crescimento e proliferação bacteriana após a remoção seletiva de tecido cariado19. A substância antibacteriana mais utilizada para tal finalidade é a clorexidina19, que além de inibir a atividade bacteriana é capaz de inibir as metaloproteinases da matriz dentinária, prevenindo a degradação da camada híbrida e melhorando a adesão ao longo do tempo20. No entanto, o uso da clorexidina como desinfetante cavitário está atrelado há alguns efeitos indesejáveis que restringem sua aplicação clínica. Xerostomia, alteração do paladar, descoloração da língua, descamação da mucosa, sensação de queimação, pigmentação do elemento dentário, aumento da formação de cálculo e desenvolvimento de reações alérgicas21-24 são algumas das limitações relacionadas ao uso da clorexidina na prática clínica. Considerando as limitações da clorexidina, a terapia fotodinâmica antimicrobiana (TFDA) apresenta-se como uma opção promissora e viável como técnica antibacteriana sobre patógenos cariogênicos, principalmente em lesões profundas18,25-28. A reação fotodinâmica é baseada na associação entre uma droga, conhecida como fotosensibilizador (FS), e uma fonte de luz em comprimento de onda específico capaz de levar a molécula do FS a um estado excitatório29. A absorção dos fótons pelo FS induz uma série de reações envolvendo a formação de radicais livres e espécies reativas de oxigênio30. Essas espécies altamente reativas são tóxicas e causam danos às proteínas, lipídios, ácido nucleico e outros componentes celulares 23 de microrganismos, assumindo papel importante no dano e morte celular dos mesmos31. Dessa forma, acredita-se que seja improvável que a TFDA promova resistência antibiótica das bactérias, já que nos microrganismos os radicais livres e espécies reativas de oxigênio interagem com várias estruturas celulares por meio de diferentes vias metabólicas1,32. Além disso, esta técnica é altamente seletiva, pois apenas as células que interagem com o FS e são expostas à fonte de luz serão danificadas e levadas à morte celular33,34. Sendo assim, a TFDA pode ser utilizada como uma estratégia de descontaminação cavitária sem promover resistência bacteriana e os efeitos indesejáveis da clorexidina. Embora os lasers sejam muito utilizados para a sensibilização dos FS26, os diodos emissores de luz (LED) representam uma fonte de luz alternativa e viável26,27. Os dispositivos de luz LED têm como vantagens menor custo, tecnologia mais simples e possibilidade de serem configurados para diferentes funções26. Em geral, os FS são classificados como derivados ou não das porfirinas. Na odontologia, os FS mais utilizados são o azul de metileno e azul de toluidina. Recentemente, o composto fenólico natural curcumina, membro da família das curcuminoides, tem apresentado grande potencial como FS devido ao seu potencial de absorver luz no espectro azul36,37. Entretanto, ainda é pouco conhecido se os radicais livres liberados na reação fotodinâmica são capazes de afetar negativamente a interface adesiva38 quando da restauração de cavidades com materiais adesivos após a remoção de tecido cariado. As fresas de corte acopladas em instrumentos rotatórios são amplamente utilizadas na prática clínica para remover tecido cariado. No entanto, a remoção com fresa tende a promover remoção excessiva de tecido39, dificultando uma abordagem conservadora por meio de uma remoção precisa e controlada. Considerando essas limitações, dispositivos que utilizam energia ultrassônica também podem ser utilizados para remover tecido cariado40, apesar de poucos estudos relatarem seu uso e eficácia. Sendo assim, esse estudo apresenta um protótipo de aparelho ultrassônico descariador, com o intuito de permitir e facilitar a remoção conservadora do tecido cariado de maneira mais precisa. Ainda no contexto da necessidade de uma abordagem conservadora e ao mesmo tempo que promova sucesso no tratamento da cárie, materiais bioativos como os biovidros tem sido utilizados como agentes dessensibilizantes e remineralizantes16,41. Embora tenham sido inicialmente desenvolvidos para auxiliar e 24 melhorar a regeneração óssea42, a similaridade de composição entre o tecido ósseo e os tecidos duros do dente, levam a suposição de que os vidros bioativos podem ser eficientes na regeneração de esmalte e dentina41. Entretanto, a eficácia da remineralização e o tempo necessário para que isso ocorra, ainda necessitam de investigação43. Considerando o cenário exposto, não existem informações na literatura atual em relação ao uso de um dispositivo ultrassônico descariador com o intuito específico de promover a remoção conservadora do tecido cariado. Além disso, estudos prévios têm avaliado a eficácia da TFDA como agente antimicrobiano no tratamento de cárie18,26,27. Adicionalmente, a eficácia da remineralização dos materiais bioativos43 no tratamento de cárie e suas influências na adesão de materiais restauradores à dentina ainda necessitam de investigações. Dessa forma, esse estudo possibilita obter informações relevantes sobre a eficácia e viabilidade dos tratamentos/terapias empregadas, assim como pode ser capaz de encorajar a realização de ensaios clínicos futuros. 121 7 CONCLUSÃO Com base nos resultados obtidos a nas limitações deste estudo, podemos concluir que: • A remoção de lesões de cárie com dispositivo de ultrassom promoveu remoção conservadora, preservando a dentina afetada; • A TFDA foi eficaz na inativação das bactérias residuais após a remoção, apresentando-se como uma opção segura e eficaz na descontaminação de lesões de cárie em dentina; • A aplicação de vidros bioativos F-18 e 45S5 não foi capaz de promover remineralização significativa da dentina; • A remoção com ultrassom, a aplicação de TFDA e de vidros bioativos não interferiram na resistência adesiva à dentina quando da utilização de sistema adesivo autocondicionante de dois passos; 122 REFERÊNCIAS 1. 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