UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA – UNESP CÂMPUS DE JABOTICABAL LEVANTAMENTO DE PARASITOIDES ASSOCIADOS A CANA-DE-AÇÚCAR EM SISTEMA DE CULTIVO CONVENCIONAL E ORGÂNICO Érica Ayumi Taguti Bióloga 2025 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA – UNESP CÂMPUS DE JABOTICABAL LEVANTAMENTO DE PARASITOIDES ASSOCIADOS A CANA-DE-AÇÚCAR EM SISTEMA DE CULTIVO CONVENCIONAL E ORGÂNICO Discente: Érica Ayumi Taguti Orientadora: Profa. Dra. Nilza Maria Martinelli Coorientadora: Dra. Ivana Lemos Souza Tese apresentada à Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias – UNESP, Câmpus de Jaboticabal, como parte das exigências para a obtenção do título de Doutor em Agronomia (Entomologia Agrícola) 2025 DADOS CURRICULARES DO AUTOR Érica Ayumi Taguti– Nascida em Bandeirantes, PR, no dia 18 de abril de 1991, filha de Paulo Itiro Taguti e Marina Keiko Hirai Taguti. Formou-se em Licenciatura e Bacharelado em Ciências Biológicas (2014) na Universidade Estadual do Norte do Paraná, Câmpus Luiz Meneghel, Bandeirantes, PR. Durante a graduação foi monitora do Laboratório de Entomologia e Nematologia sob a supervisão da Profa. Me. Nina Maria Risso e orientação da Profa. Dra. Laila Herta Mihsfeldt. Participou do Programa de Iniciação Científica da Fundação Araucária através do Programa Institucional de Bolsas de Iniciação Científica (PIBIC), realizando trabalho com mosca branca em estufas comerciais de tomates no município de Bandeirantes, PR. Mestre em Ciências Biológicas (Entomologia) (2018) pela Universidade Federal do Paraná, Curitiba, PR, foi bolsista CNPq e desenvolveu pesquisas com o parasitoide de ovos de percevejos Telenomus podisi, além de fazer as criações dos percevejos Diceraeus melacanthus e Podisus nigrispinus para uso nos experimentos, sob a orientação do Dr. Adeney de Freitas Bueno, na Embrapa Soja, Londrina, PR. Em Março de 2019 ingressou no curso de doutorado do Programa de Pós-Graduação em Agronomia (Entomologia Agrícola) na Universidade Estadual Paulista, Câmpus Jaboticabal, SP; sob orientação da Profa. Dra. Nilza Maria Martinelli e coorientação da Dra. Ivana Lemos Souza, sendo bolsista CAPES. Dedico aos meus pais, aos meus irmãos, à minha batian e ao meu marido, pelo amor incondicional, pelo apoio psicológico e emocinal, por não me deixarem desistir. DEDICO AGRADECIMENTOS À Deus por me permitir viver mais essa etapa da minha vida. À minha família e a família do meu marido pelo carinho, incentivo, suporte emocional e financeiro para que eu terminasse o doutorado. À professora Dra. Nilza Maria Martinelli, por toda a orientação, paciência, ensinamentos e a confiança ao longo da realização deste trabalho. À Dra. Ivana Lemos Souza, pela orientação, paciência, por ter ido comigo ao campo, por ter me ajudado a colocar o trabalho em prática, pelas correções e ensinamentos, por tirar as minhas dúvidas, pelo incentivo e os momentos de descontração. À minha irmã Paula Sayuri Taguti, por dividir sua casa comigo nos primeiros anos do doutorado, pelas idas ao campo e pela nossa amizade. Ao meu companheiro de vida, Eduardo Mendes Paulino, por ser meu apoio, pela paciência, por dividir sua vida comigo, por ter me ajudado a executar o trabalho em campo durante a segunda safra. Às minhas amigas, Alessandra Benatto e Geisa Miranda, mesmo que distantes se fizeram presentes, incentivando muito. À Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias (FCAV) – Campus Jaboticabal, da Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (UNESP) pela oportunidade de realizar o doutorado. Ao Programa de Pós-Graduação em Entomologia Agrícola e aos professores, por todos os ensinamentos transmitidos. Aos pesquisadores, Dr. Valmir Antonio Costa, Dr. Matheus Alves de Siqueira, Dr. Ronaldo Toma e Dr. André Luis Martins, pela identificação dos parasitoides. Ao Prof. Dr. Arlindo Leal Boiça Junior e a Profª. Dra. Gabriela Vieira Silva, pelas contribuições na qualificação. Aos professores da banca examinadora, Dr. Arlindo Leal Boiça Junior, Dra. Laila Herta Mihsfeldt, Dra. Viviane Sandra Alves e à pós doutoranda Dra. Dagmara Gomes Ramalho, pela atenção e contribuições durante a defesa. Aos amigos de laboratório, em especial ao Dr. Gabriel Gonçalves Monteiro e Dr. Hágabo Honorato de Paulo, pela amizade e incentivo. Aos colegas da Pós-Graduação que direta ou indiretamente ajudaram durante essa trajetória. Ao Dr. Ciro Pedro Guidotti Pinto, por me ajudar na estatística e escrita do artigo. À secretária Cibele da Silva Anton e a funcionária Natalina Donizete Cursi do Departamento de Fitossanidade da FCAV, pelo auxílio e o convívio diário. Aos servidores Dionísio Celso Figueiredo e Vanderley Dibele por me ajudarem nas atividades de campo. Aos funcionários da Usina Santo Antônio (Grupo Balbo, Sertãozinho, SP) pelas áreas e recursos disponibilizados para a realização do trabalho. À Seção Técnica da Pós Graduação, em especial a Branca Rochideli José, por sempre tirar minhas dúvidas. À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) pelo financiamento da bolsa durante o trabalho. O presente trabalho foi realizado com apoio da Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior - Brasil (CAPES) - Código de Financiamento 001. Muito Obrigada!!! i SUMÁRIO 1. INTRODUÇÃO ............................................................................................................................ 1 2. REVISÃO DE LITERATURA ..................................................................................................... 4 2.1. Cana-de-açúcar ........................................................................................................... 4 2.1.1. Estádios fenológicos da cana-de-açúcar .................................................................... 5 2.1.2. Cultivo da cana-de-açúcar ........................................................................................... 6 2.1.2.1. Convencional ............................................................................................................. 7 2.1.2.2. Orgânico ....................................................................................................................10 2.1.3. Influência de fragmento florestal próximo ao cultivo.................................................12 2.1.4. Pragas da cana-de-açúcar ..........................................................................................13 2.2. Broca-da-cana, Diatraea saccharalis ......................................................................... 14 2.2.1. Injúrias causadas pela broca-da-cana .......................................................................15 2.2.2. Controle cultural da broca-da-cana ............................................................................16 2.2.3. Controle químico da broca-da-cana ...........................................................................16 2.2.4. Resistência de plantas a broca-da-cana ...................................................................17 2.2.5. Controle Biológico da broca-da-cana .........................................................................18 2.2.5.1. Parasitoides...............................................................................................................19 2.2.5.2. Himenópteros parasitoides ......................................................................................19 2.2.5.3. Dípteros parasitoides ...............................................................................................21 2.2.6. Inimigos Naturais da broca-da-cana ..........................................................................22 2.3. Armadilha do tipo Moericke para levantamento de insetos ........................................ 28 3. MATERIAL E MÉTODOS .........................................................................................................29 4. RESULTADOS ..........................................................................................................................34 5. DISCUSSÃO ..............................................................................................................................46 6. CONCLUSÕES ..........................................................................................................................53 7. CONSIDERAÇÕES FINAIS .....................................................................................................54 8. REFERÊNCIAS .........................................................................................................................54 ii LEVANTAMENTO DE PARASITOIDES ASSOCIADOS A CANA-DE-AÇÚCAR EM SISTEMA DE CULTIVO CONVENCIONAL E ORGÂNICO RESUMO - Parasitoides himenópteros, são associados intimamente à broca-da- cana-de-açúcar Diatraea saccharalis (Lepidoptera: Crambidae) e podem ser encontrados tanto no cultivo orgânico quanto no convencional. Os distintos sistemas de cultivo podem hospedar diversas populações de insetos benéficos que auxiliam no manejo de pragas. Além disso, fragmentos florestais próximos a essas culturas podem aumentar a sobrevivência desses insetos na área. Este estudo teve como objetivo amostrar parasitoides associados à broca-da-cana-de-açúcar em diferentes sistemas de cultivo: orgânico, orgânico próximo a fragmento florestal e convencional. Armadilhas do tipo Moericke de duas cores distintas foram utilizadas para amostrar os insetos. Foi avaliada também a influência da distância da borda ao interior do canavial (10 a 40m). Análises faunísticas foram realizadas para determinar a composição de parasitoides em cada tipo de manejo, em duas safras de cana-de- açúcar. No total foram coletados 8550 insetos, sendo 8326 da ordem Hymenoptera e 254 Diptera (Tachinidae) e as armadilhas amarelas foram mais atrativas para os parasitoides. Entre as duas safras, a segunda apresentou o maior número de parasitoides capturados em manejo convencional, porém a área orgânica e orgânica próxima a fragmento florestal apresentaram a maior riqueza e diversidade. Foram encontrados os gêneros de Hymenoptera associados a broca-da-cana como Apanteles, Cotesia (Braconidae), Conura (Chalcididae), Trichopria (Diapriidae), Horismenus, Pediobius, Tetrastichus (Eulophidae), Gonatocerus (Mymaridae), Perilampus (Perilampidae) e Trichogramma (Trichogrammatidae). Os dípteros capturados não possuem associação com a broca-da-cana, mas são parasitoides de outros lepidópteros. As distâncias da borda do canavial ao interior (10 a 40 metros) não apresentaram diferença no número de parasitoides coletados. Os parasitoides são, em geral, mais abundantes nos sistemas orgânicos, independentemente da presença de fragmentos florestais. Este estudo destaca a importância dos sistemas orgânicos para preservar a fauna entomológica nos agroecossistemas. Palavras chaves: Armadilha Moericke, Controle Biológico, Diatraea saccharalis, Hymenoptera, Tachinidae iii SURVEY OF PARASITOIDS ASSOCIATED WITH THE SUGARCANE IN CONVENTIONAL AND ORGANIC CROP SYSTEMS ABSTRACT– Hymenopteran parasitoids are closely associated with the sugarcane borer, Diatraea saccharalis (Lepidoptera: Crambidae), and can be found in both organic and conventional cultivation. Distinct cultivation systems can host diverse populations of beneficial insects that aid in pest management. Furthermore, forest fragments near these crops can increase the survival of these insects in the area. This study aimed to sample parasitoids associated with the sugarcane borer in different sugarcane cultivation systems, organic and conventional. The research was conducted in three sugarcane management areas: organic, organic near a forest fragment, and conventional. Moericke traps of two distinct colors were used to sample the insects. The influence of the distance from the edge to the interior of the sugarcane field (10 to 40m) was also evaluated. Faunistic analyses were performed to determine the composition of parasitoids in each type of management, in two sugarcane harvests. In total, 8550 insects were collected, with 8326 from the order Hymenoptera and 254 Diptera (Tachinidae), and yellow traps were more attractive to the parasitoids. Between the two harvests, the second showed the highest number of parasitoids captured in conventional management, but organic and organic near a forest fragment showed the highest richness and diversity. Genera of Hymenoptera associated with the sugarcane borer such as Apanteles, Cotesia (Braconidae), Conura (Chalcididae), Trichopria (Diapriidae), Horismenus, Pediobius, Tetrastichus (Eulophidae), Gonatocerus (Mymaridae), Perilampus (Perilampidae), and Trichogramma (Trichogrammatidae) were found. The captured dipterans are not associated with the sugarcane borer but are parasitoids of other lepidopterans. The distances from the edge of the sugarcane field to the interior (10 to 40 meters) did not show a difference in the number of parasitoids collected. Parasitoids are, in general, more abundant in organic systems, regardless of the presence of forest fragments. This study highlights the importance of organic systems for preserving entomological fauna in agroecosystems Keywords: Moericke traps, Biological Control, Diatraea saccharalis, Hymenoptera, Tachinidae 1 1. INTRODUÇÃO O Brasil é o maior produtor mundial na produção da cana-de-açúcar Saccharum spp. (Magnoliopsida: Poaceae) (FAO, 2023a), com previsão de aproximadamente de 686 milhões de toneladas na produção, sendo 3,8% menor que a última safra. São Paulo é considerado a região de maior produtividade de açúcar e etanol do Brasil, representando mais que 70% e 94%, respectivamente, de toda a produção (CONAB, 2024a). Alguns fatores são responsáveis pelas perdas na produtividade, como por exemplo, baixos índices pluviométricos e as altas temperaturas (CONAB, 2024a) e o ataque de insetos pragas (Ambrosano et al., 2015). A cana-de-açúcar sofre ataques de diversas pragas, em todas as partes da planta e em todos os estádios fenológicos, que consequentemente levam a perdas econômicas. Entre as espécies fitófagas, destacam-se principalmente a broca-da-cana, Diatraea saccharalis (Fabricius, 1794) (Lepidoptera: Crambidae); as cigarrinhas, como Mahanarva fimbriolata (Stal, 1854) (Hemiptera: Cercopidae), o bicudo da cana, Sphenophorus levis Vaurie, 1978 (Coleoptera: Curculionidae), o besouro-da-raiz Migdolus fryanus (Westwood, 1893) (Coleoptera: Vesperidae), a cochonilha-rosada-da-cana-de- açúcar, Saccharicoccus sacchari (Cockerell, 1895) (Hemiptera: Pseudococcidae), além de outros insetos como os cupins e formigas (Pinto et al., 2009; Santos et al., 2015; Monteiro et al., 2022). Diatraea saccharalis, comumente conhecida como broca-da-cana é uma das principais pragas da cultura (Parra, 2014). Os danos são causados durante a fase larval, quando o inseto penetra nos colmos e forma galerias em seu interior enquanto se alimenta. Os sintomas de ataque na planta incluem a morte da gema apical e a dessecação da planta, levando a perdas significativas de produção. Além disso, pode surgir associação com microrganismos, como fungos Fusarium moniliforme J. Sheld (1904) e Colletotrichum falcatum Went (1893), resultando na contaminação da seiva das plantas (Botelho e Macedo, 2002; Rossato Junior et al., 2013; Dinardo-Miranda et al., 2013). Para o manejo da D. saccharalis o uso do controle químico é feito quando as lagartas estão fora do colmo, ou seja, antes do início da construção da galeria. Após 2 este período, torna-se ineficaz, pois ela estará protegida, dentro do colmo, dificultando o contato e ação dos inseticidas (Marconato, 1988). Além disso, o uso incorreto de defensivos agrícolas pode contaminar o meio ambiente e o homem, afetar a população de inimigos naturais, a ressurgência de pragas e a seleção de insetos resistentes, além de aumentar o custo de produção (Morini et al., 2017; Nocelli et al., 2017; Possebon e Polli, 2020; Siddiqui et al., 2023). Quando o químico é recomendado, deve-se fazer uso de inseticidas seletivos que não tenham efeitos significativos nos parasitoides. O uso de clorantraniliprole, Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) Sorokin e Bacillus thurigiensis Berliner (Bt) causam efeitos residuais no parasitoide Trichogramma galloi Zucchi, 1988 como no aumento da porcentagem de mortalidade em fêmeas expostas (Taguti et al., 2023). O uso do controle biológico é o mais adequado para esta praga, devido ao hábito da lagarta permanecer no interior do colmo durante o seu desenvolvimento (Botelho e Macedo, 2002; Nava, 2007). O controle biológico consiste na utilização de agentes entomopatogênicos (microrganismos como vírus, fungos e bactérias), parasitoides e predadores conhecidos também por inimigos naturais das pragas, para diminuir a população da praga em campo (van Lenteren et al., 2018; Parra et al., 2021). A broca-da-cana, é atacada por diversos inimigos naturais, que atuam em diferentes fases de desenvolvimento da broca (Nava et al., 2009; Endo et al., 2018). O controle biológico pode chegar a 80% durante a fase de ovo e 20% na fase larval (Botelho e Macedo, 2002). Silva et al. (1968), Guagliumi (1973), Botelho (1992), Vargas et al. (2011), Querino e Zucchi (2012) e Endo et al. (2018) citam alguns parasitoides da broca-da-cana, como os parasitoides larvais: Cotesia flavipes (Cameron, 1891), Lixophaga diatraea (Townsend, 1916), Lydella minense (Townsend, 1927), Billaea claripalpis (Wulp, 1896); parasitoide de ovos, Telenomus alecto (Crawford, 1914) e Trichogramma galloi Zucchi, 1988 e parasitoide de pupas, Tetrastichus howardi (Olliff, 1893), dentre outros. O uso de armadilhas Moericke pode ser adaptado para o levantamento de diversas espécies, podendo ser utilizadas de diferentes cores, de acordo com o grupo de insetos desejado (Banaszak et al., 1994). Consiste basicamente de um recipiente de cor definida cheio de água, podendo ou não conter algum atrativo 3 alimentar e um detergente para quebrar a tensão superficial da água, evitando a possibilidade de fuga caso o inseto pouse dentro da armadilha (Miguélez e Valladares, 2008). As armadilhas Moericke são comumente utilizadas para monitoramento de pulgões (Hussain et al., 2022), mas também é possível utilizá-las para monitoramento de parasitoides (da Silva et al., 2016). A principal vantagem deste método é o baixo custo em relação a outros disponíveis, como os feromônios sexuais, por exemplo (Bąkowski et al., 2013). A cor da armadilha é uma variável importante, pois pode influenciar significativamente a captura de insetos, sendo a cor amarela mais comum (Bąkowski et al., 2013; Schoeninger et al., 2019). Mesmo assim, armadilhas de outras cores, como a azul ou a branca, têm se mostrado promissoras para a captura de himenópteros (McCravy, 2018). Visando melhorar estratégias de controle de uma das principais pragas da cultura da cana-de-açúcar, D. saccharalis, estudar seus parasitoides é essencial para desenvolver estratégias de manejo eficazes e sustentáveis. Alguns parasitoides utilizados no passado, como mencionado em estudos de Silva et al. (1968), Guagliumi (1973) e Botelho (1992), podem ainda estar presentes e adaptados para as condições locais assim como L. minense e B. claripalpis. Também há a possibilidade de identificar outros inimigos naturais é sendo fundamental para promover novas pesquisas e desenvolver novas técnicas de controle biológico, além de aprimorar as estratégias existentes. Além disso, correlacionar outros fatores além da simples ocorrência, como a presença de fragmentos florestais que podem sustentar as populações de inimigos naturais, assegurando a conservação dos predadores e posterior recolonização em ambientes agrícolas (Santos et al., 2018; Oliveira, 2021). Portanto, esse estudo teve como objetivo identificar e associar os parasitoides encontrados no cultivo de cana- de-açúcar sob dois sistemas de manejos: cana orgânica, cana orgânica próxima a um fragmento florestal e cana convencional, com a broca-da-cana D. saccharalis, utilizando armadilhas do tipo Moericke de cores diferentes. 4 2. REVISÃO DE LITERATURA 2.1. Cana-de-açúcar A cana-de-açúcar, Saccharum spp., (Poaceae) é uma planta semi-perene que desempenha um papel de importância no Brasil, impactando em diversos aspectos da economia, sociedade e meio ambiente. A indústria da cana-de-açúcar é um dos principais motores da economia brasileira, gerando em torno de 46 milhões de toneladas de açúcar e 28 bilhões de litros de etanol (CONAB, 2024b). Com esses números, o Brasil se posiciona como o maior produtor mundial de açúcar, etanol e derivados da cana, o que contribui significativamente para as exportações e para a balança comercial do país, totalizando R$ 93,48 bilhões de valor de produção (IBGE, 2022). A produção de cana-de-açúcar gera empregos em diversas áreas, desde o cultivo até o processamento industrial, além de impulsionar o desenvolvimento de infraestrutura e serviços nas regiões onde está presente. Segundo a FAO (2023b) e a CONAB (2024a), a cana-de-açúcar é o alimento mais produzido no Brasil, seguido pela soja e o milho, e é uma importante fonte de energia renovável sendo que o etanol produzido a partir da cultura é amplamente utilizado como biocombustível para veículos, reduzindo a dependência do país de combustíveis fósseis e contribuindo para a mitigação das emissões de gases de efeito estufa. Além disso, a biomassa residual da cana-de-açúcar é utilizada na cogeração de energia elétrica, contribuindo para a segurança alimentar e para matriz energética brasileira e de outros países (Soares et al., 2009). O cultivo da cana-de-açúcar possui o rendimento em torno de 60 a 100 toneladas por hectare ao ano e esse rendimento pode ser influenciado por diversos fatores, dentre eles temos o tipo de clima, de solo, de insumos utilizados, a variedade, o manejo utilizado, a presença de pragas e doenças, entre outros (Cardoso et al., 2018). A necessidade pelas condições climáticas para o seu desenvolvimento, torna uma planta bem adaptada ao Brasil, pois ela precisa de um período úmido e quente para o seu crescimento, e posteriormente um período frio e seco para que ocorra a maturação dos colmos e a produção da sacarose (Brunini, 2008). 5 2.1.1. Estádios fenológicos da cana-de-açúcar O ciclo fenológico da cana-de-açúcar pode ser dividido em diferentes estádios, os quais variam de acordo com a variedade da planta, a região de cultivo e as condições climáticas. No entanto, há uma série de estádios comuns que podem ser observados no desenvolvimento da cultura, os quais são fundamentais para a tomada de decisão quanto ao manejo. De forma simplificada, os principais estádios de crescimento da cana-de-açúcar são brotação e emergência, perfilhamento, crescimento dos colmos e a maturação (Figura 1) (Marin, 2022a). Figura 1. Fases do desenvolvimento da planta de cana-de-açúcar. Fonte: Marin, 2022a Um mês depois do plantio ou da colheita, inicia-se a brotação com o surgimento simultâneo das raízes. Acima da superfície do solo surge o broto, que é um pequeno caule. Em seguida, do broto rompem as folhas da gema durante a brotação e emergência, desenvolvendo-se em direção à superfície do solo. Esta fase é influenciada por vários fatores, incluindo manejo do plantio, época, qualidade da muda e ambiente. Nesta fase, ainda ocorrem o enraizamento inicial (duas a três semanas após a emergência) e o surgimento das primeiras folhas (Marin, 2022a). Após isso, começa o processo de perfilhamento, que determinará a formação da touceira da cana-de-açúcar e a população final de colmos colhidos. Ao início do perfilhamento, a gema apical vegetativa do colmo primário ainda não exerce a dominância absoluta sobre as gemas laterais localizadas em sua base. Isso permite que as gemas meristemáticas iniciem o crescimento de brotos que chegam à 6 superfície do solo. Deste modo, os perfilhos aparecem entre 20 e 30 dias após o surgimento do colmo primário (Manhães et al., 2015). A partir do pico do perfilhamento, que é quando as folhas encobrem o solo, os colmos sobreviventes continuam a crescer e se desenvolver, aumentando de altura e começando a acumular açúcar na base. Fatores como luz, umidade e calor são os principais promotores de crescimento. Ao longo desse período, as folhas mais velhas começam a ficar amareladas e secam (Marin, 2022a). A variável com a maior correlação positiva com a produtividade é a dinâmica de crescimento dos colmos. A morfologia e a anatomia dos colmos determinam o acúmulo de sacarose. Assim, as características morfológicas, como a altura da planta e o diâmetro do colmo nos entrenós, estão diretamente associadas ao acúmulo de sacarose, e essas características determinam a capacidade da planta de armazenar sacarose nas células do parênquima do colmo (Marafon, 2012). Por fim, a maturação da cana-de-açúcar pode ser definida como o processo fisiológico que envolve a produção de açúcares nas folhas por meio da fotossíntese e seu translocamento e armazenamentono no colmo (Watt et al., 2014). O acúmulo de sacarose é realizado nos internódios, os quais apresentam diferentes estágios de maturação, especialmente aqueles da região apical da planta, os quais normalmente apresentam maturação mais tardia em comparação aos internódios mais basais. Especialmente em épocas de baixa pluviometria, ocorre uma maior maturação das plantas, uma vez que ocorre um menor crescimento apical e maior acúmulo de sacarose no colmo (Marin, 2022a). 2.1.2. Cultivo da cana-de-açúcar Conhecer a cultura é importante para a obtenção do sucesso na produção com o mínimo impacto ambiental. A cultura da cana-de açúcar envolve algumas etapas que vão desde a preparação do solo até a sua colheita. O que determina o sucesso na produtividade é a combinação de solo, variedades e clima ideal, porém é necessário um bom planejamento antes de iniciar o plantio. É necessário conhecer as etapas e saber dos custos da implantação da cultura, considerando fatores como: manejo, tipos de técnicas que serão utilizadas, insumos, máquinas e implementos, 7 escolha da variedade, tipo de solo, época do plantio, elaboração de um cronograma e serviços em geral (Santiago e Rossetto, 2022a). 2.1.2.1. Convencional O ciclo da cana-de-açúcar pode durar de cinco a seis cortes, após isso é feito a reforma do canavial ou replantio da cana que acaba acarretando em custos, então quanto mais cortes o produtor conseguir fazer, menor será o custo de produção. Caso precise fazer a reforma, a cana será retirada, feita a destruição da soqueira, calagem, plantio com plantas que ajudam a melhorar a qualidade física, química e biológica do solo. Geralmente, usa-se soja, amendoim ou crotalária (Santiago e Rossetto, 2022c). A cana pode ser produzida em diversos tipos de solo, mas o seu rendimento diminui conforme as características se afastam das condições ideias para o desenvolvimento e alguns fatores interferem no desenvolvimento da cultura, como o relevo e suas características físicas e químicas. A terra onde será feito o plantio deve ter declives suaves, pois quando o solo é plano, interfere na drenagem e quando o declive é acentuado pode interferir na distribuição da água das chuvas e trazer prejuízos por conta dos custos para o preparo do solo (Marin, 2022b). Fisicamente, os solos precisam ter profundidade, superior a um metro para que as raízes possam desenvolver-se e fazer a retenção de água. A deficiência hídrica interfere na produtividade, pois a cana precisa de um solo com boa capacidade de infiltração e drenagem para a obtenção da água, principalmente quando está no quinto ou sexto mês de desenvolvimento que é quando a planta necessita mais. É importante também o solo ter capacidade de armazenamento de água para que a tenha disponível nos períodos entre chuvas. Um dos solos que não possuem boas características para o cultivo da cana, são os solos arenosos, já que não conseguem fazer o armazenamento de água e com isso perdem nutrientes e favorecem a ocorrência de fitonematoides (Marin, 2022b). Quimicamente, a cana-de-açúcar consegue se desenvolver em solos ácidos a alcalinos, com o pH entre 4 e 8,5, sendo 6,5 o ideal. A cana permanece no campo durante um período de cinco a sete anos, apresentando raízes profundas que alcançam as outras camadas do solo e por isso, apresenta uma boa relação com o 8 pH, porcentagens de alumínio, teores de cálcio e saturação por bases. Em solos pobres, deve-se fazer a correção com o uso de calcário e gesso para assim aumentar a produtividade (Marin, 2022b). A escolha da variedade da cana também interfere na produtividade da cultura. O melhoramento genético veio para desenvolver aquelas que se adaptam as condições do solo, do clima, às pragas e doenças, tolerância ao estresse hídrico, e também levando em consideração o sistema de colheita. Para o produtor é importante possuir diversas variedades e cultivares para diminuir a proliferação de pragas e doenças dentro do canavial, e evitar prejuízos (Marin, 2022c). A cana precisa de condições climáticas específicas, como térmicas e hídricas adequadas. O estado de São Paulo apresenta áreas com o clima ideal para o seu desenvolvimento, porém há áreas que precisam de técnicas agronômicas para o plantio e outras onde as condições são desfavoráveis para a cultura. Temperaturas entre 32° a 38°C são considerados ideais para o brotamento e perfilhamento, 22° a 30°C para o crescimento vegetativo, sendo desfavorável com a mínima de 20°C. Para a maturação, período em que ocorre o acúmulo de sacarose e cessa o crescimento, temperaturas mais baixas (na faixa de 10°C a 20°C) e estação seca são consideradas condições ideais. Em algumas áreas, onde há a ocorrência de geada, é necessário a escolha de variedades mais resistentes ao frio (Marin, 2022d). No Brasil atualmente, são utilizados os sistemas semimecanizado ou mecanizado, e o sistema totalmente manual não é mais empregado. O sistema semimecanizado é a combinação de trabalho manual com as máquinas. Processos como subsolagem, gradagem e sulcação são mecanizados, já a parte de mexer com as mudas e fazer seu seccionamento são feitos manualmente, assim como a cobertura e adubação dependendo do relevo, mas em grande maioria é feito pelas máquinas. Na colheita do sistema semimecanizado, o corte e enleiramento da cana são processos manuais, enquanto o carregamento e transporte, mecanizados. No sistema mecanizado tudo é realizado pelas máquinas e equipamentos, como no plantio, no qual as máquinas fazem a abertura do sulco e a distribuição das mudas, adubação e fechamento do sulco em uma só operação, assim como a colheita, corte e carregamento também são realizados por máquinas. A determinação do tipo de 9 sistema irá depender da região, declive do terreno, mão de obra e investimento (Santiago e Rossetto, 2022a; Magalhães, 2022). Entre os fatores que causam redução da produtividade da cana, a ocorrência de pragas e doenças merecem destaque, e podem afetar a qualidade e a longevidade do canavial, requerendo medidas preventivas e/ou curativas (Rossetto e Santiago, 2022a). Os insetos e nematoides também são problemas para a cultura, e afetam diretamente o desenvolvimento e as estruturas da planta acarretando em prejuízos. A cana pode ser atacada por mais de 80 espécies de pragas, sendo besouros, mariposas, cochonilhas, cupins e formigas; podendo ser observados com os danos. Alguns métodos podem ser utilizados para a prevenção como: rotação de culturas, aração do solo, época de plantio e colheita, destruição dos restos culturais, adubação e irrigação, poda e plantio direto (Rossetto e Santiago, 2022b). O uso de variedades que apresentem resistência a insetos, permite a manutenção da praga sem afetar o ambiente e ocasionar custos ao produtor. Métodos de controle por comportamento podem ser utilizados, mas é preciso conhecer a fisiologia do inseto para uso adequado; também o controle físico como os processos como a queima, drenagem e temperatura; controle químico que é feito com o uso de inseticidas para matar os insetos, desde que estes inseticidas estejam regulamentados por leis e portarias federais e estaduais para uso na cultura, e por fim, o uso de biológico que consiste no uso de inimigos naturais, podendo ser predadores, parasitoides ou patógenos (Rossetto e Santiago, 2022b). O ideal para o controle de pragas, mesmo no método de cultivo convencional, é que este seja feito levando-se em conta os princípios do Manejo Integrado de Pragas (MIP), utilizando ferramentas como o monitoramento das pragas para saber o momento certo de agir e o método adequado para aquele momento. Neste contexto, o uso do controle biológico é uma ferramenta que favorece os inimigos naturais na cultura (Santiago e Rossetto, 2022a). O surgimento de plantas daninhas também é prejudicial à cultura, pois elas irão competir por recursos naturais como água, luz e nutrientes do solo, além de serem hospedeiras de pragas e doenças, afetando o canavial. O estresse hídrico, o excesso de acidez ou alcalinidade, alta temperatura, umidade e fertilidade 10 desfavorável propiciam o desenvolvimento das plantas daninhas. A eliminação destas pode ser por meio mecânico, químico e cultural. O controle mecânico é realizado manualmente com o uso de enxadas, tração animal ou uso de tratores. O controle químico é com o uso de herbicidas para matar ou retardar o crescimento delas, sendo de rápida ação e econômico em mão de obra. O controle cultural possibilita o desenvolvimento da cana que compete igualmente com as plantas daninhas, evitando o uso de agrotóxicos e mantendo a preservação do ambiente (Rossetto e Santiago, 2022c). Ambientalmente, o cultivo convencional da cana-de-açúcar apresenta impactos por causa da utilização de insumos sintéticos que é a maior parte do custo da produção e podem resultar na contaminação dos solos, das águas superficiais e subterrâneas, dos alimentos, do homem e a morte de inimigos naturais (Morini et al., 2017; Nocelli et al., 2017; Possebon e Polli, 2020). 2.1.2.2. Orgânico Para um alimento ser considerado orgânico, ele precisa ser produzido sem a utilização de agrotóxicos ou substâncias sintéticas, além de conservar os recursos naturais como o solo e a água; garante a segurança desde os produtores até chegar aos consumidores (MAPA, 2009). Assim como o cultivo convencional, o orgânico também precisa ser feito inicialmente com o planejamento, levando em consideração a implementação de corredores florestais ou fragmentos florestais. O terreno utilizado para o plantio precisa ser limpo, fazer as correções das erosões, da gradagem e da subsolagem. Se necessário, o calcário e o gesso podem ser utilizados. O tempo de preparo do solo leva em torno de quatro anos antes de iniciar o cultivo (Rapassi, 2008; Possebon e Polli, 2020). Visando o plantio da cana-de-açúcar, faz-se o plantio de leguminosas para a fixação de nitrogênio no solo que devem ser roçadas assim que elas estiverem floridas (Rapassi, 2008). Práticas como a conservação do solo e dos recursos hídricos devem ser levados em consideração, pois o manejo deve prever a recuperação e manutenção da fertilidade do solo, e a atividade agrícola, a conservação dos ecossistemas e da biodiversidade (Possebon e Polli, 2020). 11 Para o plantio, a cana a ser utilizada não pode ser a transgênica. O processo de plantio inicia-se com a sulcação e a adubação orgânica. Posteriormente, as canas são distribuídas próximas aos sulcos, picadas, colocadas nos sulcos de plantio e tampadas com terra. Em áreas onde ocorrer o crescimento de plantas daninhas, a remoção se faz por meio de capinas manuais, que exigem muita mão de obra e o custo encarece o processo (Rodrigues, 2004; Possebon e Polli, 2020). De acordo com Possebon e Polli (2020) o uso de fertilizantes são permitidos, porém devem ser de origem orgânica ou apresentarem minerais de baixa solubilidade, assim como os fosfatos naturais, como o calcário e rochas moídas. O potássio, fósforo e nitrogênio necessários são provenientes da vinhaça e torta de filtro. É importante a realização da rotação de cultura e a adubação verde nas áreas em que precisar fazer a reforma do canavial, que é feito com as leguminosas para a fixação de nitrogênio e o uso das gramíneas para a estruturação do solo. A queima da cana antes da colheita é proibida, podendo o cultivo ser mecanizado ou não. As indústrias devem gerar o mínimo de impacto ambiental e fazer o descarte de resíduos de forma adequado, e a emissão de poluentes deve seguir a legislação. Durante o processamento do açúcar e álcool, não é permitido o uso de substâncias químicas, e somente no processo de clarificação que se usa floculantes, e agentes clarificantes, como cal ou calcário e polímeros naturais, são permitidos (Possebon e Polli, 2020). Para a comercialização de alimentos orgânicos, existe o amparo da lei nº 10.831, de 2003 (Brasil, 2003), sendo necessária auditoria sobre a produção para aquisição do selo. Desta forma, com base na lei, considera-se sistema orgânico de produção agropecuária aquele em que otimiza o uso dos recursos naturais e socioeconômicos disponíveis, preserva a diversidade biológica dos sistemas naturais e visa a reciclagem de resíduos, promovendo o uso saudável da água e do solo a longo prazo. Dentre as características do cultivo orgânico, a redução do lançamento de produtos químicos, como inseticidas, é uma das mais importantes, uma vez que além da poluição dos sistemas, o controle químico inadequado pode levar à ressurgência de insetos resistentes (Siddiqui et al., 2023). Sendo assim, ao invés de produtos químicos sintéticos, são utilizados métodos naturais para controle de 12 pragas, tal como rotação de culturas, resistência de plantas, plantio consorciado, preservação de mata nativa e uso e preservação do controle biológico (Maas et al., 2020). 2.1.3. Influência de fragmento florestal próximo ao cultivo A transformação da terra é uma consequência da ação do homem ao praticar a agricultura e eliminar a vegetação natural e substituir pelo plantio de culturas que visam a produção de alimentos ou outras comodities, resultando em áreas isoladas de matas. Segundo Primack e Rodrigues (2001) a fragmentação é um processo em que as áreas contínuas de vegetação são divididas em pequenas ilhas, ficando isoladas uma das outras por um habitat diferente, como as culturas de cana-de- açúcar. Essa fragmentação ocorre em áreas onde a agricultura é mais rentável ou pode ser ocasionada por fenômenos naturais, como chuvas intensas, contribuindo assim para a diminuição da biodiversidade ecológica e a restrição do fluxo gênico (Baldi et al., 2006; Lima et al., 2017). Jonsen e Fahrig (1997) estudaram os efeitos na mudança da paisagem em insetos benéficos e encontraram que qualquer mudança, seja aumentando ou diminuindo o fragmento, podem alterar a riqueza e a diversidade dos insetos. A diversidade de espécies é heterogênea em ecossistemas naturais ou com maior diversidade de plantas (Rosenzweig, 1995). Um dos efeitos dos agrossistemas baseados na monocultura de alta escala em que ocorre a diminuição da diversidade de plantas é a redução da diversidade e de populações de artrópodes menos adaptados a mudanças. Assim, os elementos que permitem essa heterogeneidade de espécies variam de acordo com os organismos estudados e a escala da análise (Fahr e Kalko, 2011). A riqueza de espécies é maior em habitats estruturalmente complexos, pois tais habitats oferecem mais nichos ecológicos, incluindo maior variedade de recursos disponíveis (Tews et al., 2004). Como resultado, a presença de artrópodes benéficos em paisagens agrícolas tem um impacto nos serviços de controle biológico de diferentes culturas agrícolas. O movimento de insetos benéficos entre fragmentos de mata nativa é uma estratégia natural de sobrevivência de espécies que pode ser utilizada para propagação e sobrevivência de espécies benéficas nativas (Santos et al., 2018). A 13 cana-de-açúcar domina grande parte das paisagens agrícolas no estado de São Paulo, que é resultado de uma agricultura intensiva em grande escala com poucos habitats seminaturais. 2.1.4. Pragas da cana-de-açúcar Segundo Berti Filho e Macedo (2011) praga são aqueles organismos que podem ocasionar danos diretamente ao produto a ser comercializado ou indiretos atacando estruturas não comercializadas, como as folhas e raízes, mas que afetam a fisiologia da planta, impactando na produção. Quando o inseto atinge o índice de dano econômico de determinada cultura, ele é considerado um inseto-praga. De acordo com Rossetto e Santiago (2022b), mais de 80 espécies de pragas podem ocorrer na cultura da cana-de-açúcar, sendo que se estima que ocorra uma perda de 20% na produção somente devido à ocorrência de pragas. Mesmo com o registro de um alto número de insetos fitófagos na cana-de- açúcar, alguns se destacam por facilmente alcançarem níveis populacionais de dano econômico. Estas espécies estão distribuídas entre os diferentes estágios fenológicos e órgãos da planta. Os sintomas são muitas vezes percebidos após um certo período, devido à natureza do ataque, o que leva à um maior prejuízo. Desta forma, as pragas da cana-de-açúcar são classificadas conforme o órgão que ocorrem, podendo serem pragas de raiz, colmo e folhas, sendo que as principais pragas podem ocorrer em diferentes órgãos, dependendo do estágio em que se encontram (Moraes e Ávila, 2014). As cigarrinhas Mahanarva fimbriolata (Stal, 1854) (Hemiptera: Cercopidae), são insetos sazonais, ocorrendo nos períodos chuvosos e se alimentando pela sucção da seiva da planta com destaque para as ninfas, as quais ocorrem na base do colmo. A cochonilha-rosada-da-cana-de-açúcar Saccharicoccus sacchari (Cockerell, 1895) (Hemiptera: Pseudococcidae), ocasiona orifícios nas bainhas das plantas de cana-de-açúcar para realizar sua alimentação. Outro importante grupo de pragas da cana são as brocas que se alimentam internamente do colmo e nas raízes das plantas, destacando-se o bicudo-da-cana Sphenophorus levis Vaurie, 1978 (Coleoptera: Curculionidae), cujas larvas atacam os rizomas e parte basal do colmo, e o besouro-da-raiz Migdolus fryanus (Westwood, 1893) (Coleoptera: Vesperidae) 14 cujas larvas se alimentam das raízes, destruindo o sistema radicular. Já as formas jovens de Diatraea sp., atacam as folhas e principalmente o interior do colmo da planta. A broca-do-colmo Diatraea saccharalis (Fabricius, 1794) (Lepidoptera: Crambidae) se destaca devido ao seu modo de ataque e capacidade de sobrevivência, uma vez que grande parte do seu ciclo ocorre dentro do colmo, o que protege o inseto de fatores abiótico e bióticos (Pinto et al., 2009; Santos et al., 2015; Monteiro et al., 2022). 2.2. Broca-da-cana, Diatraea saccharalis Conhecida como broca-da-cana ou broca-do-colmo, D. saccharalis foi descrita em 1794 por Fabricius, podendo ser encontrada em gramíneas como milho e arroz, além da cana-de-açúcar (Parra, 2014). A broca-da-cana possui o desenvolvimento holometabólico, ou seja, passa pelas fases de ovo, lagarta, pupa e adulto (Botelho e Macedo, 2002). Os adultos possuem aproximadamente 2,5 cm de envergadura com as asas de coloração amarelo-palha (anterior) e branca (posterior), sendo a fêmea maior que o macho; os adultos vivem de oito a 15 dias. Após a emergência da fêmea, ela atrai o macho com a liberação de feromônio para que ocorra o acasalamento, e em até dois dias iniciam a oviposição, que ocorre durante a noite permanecendo escondidos durante o dia (Botelho e Macedo, 2002; Cruz, 2007; Pinto et al., 2009). A fêmea coloca a massa de ovos, com aproximadamente 50 ovos, na face inferior e superior da folha de cana-de-açúcar, geralmente próximas a bainha, pois ao eclodirem dirigem-se ao colmo. As posturas são colocadas de forma imbricada, semelhantes as escamas de peixes. Os ovos são achatados e o período embrionário leva cerca de quatro a 12 dias, dependendo da temperatura, e são de coloração amarelada que vão escurecendo e adquirindo cor alaranjada com uma pontuação preta, que são as cápsulas cefálicas das lagartas (Botelho e Macedo, 2002; Cruz, 2007; Pinto et al., 2009; Santos et al., 2015). Após a eclosão, as lagartas passam a se alimentar da bainha e das folhas, raspando-as, por um período de uma ou duas semanas. No segundo ou terceiro ínstar, elas conseguem perfurar o colmo, geralmente na base do entrenó por ser a região mais mole e abrem as galerias com formato circular ou longitudinal (Botelho e Macedo, 2002). 15 Dentro da galeria, a lagarta se desenvolve até o seu quinto ínstar, apresentando seis em períodos mais frios, com duração de 20 a 79 dias e possuem o tamanho de 2,2 a 2,5cm; sua coloração é amarela-parda com pontuações marrons, com capsula cefálica marrom escuro e possuem três pernas torácicas, quatro pares de falsas pernas abdominais e um par de falsas pernas anais. Antes de empupar, para facilitar a saída do adulto, elas fazem um orifício de saída e as pupas são de coloração marrom clara que vão escurecendo conforme o desenvolvimento, com 1,7 cm por 0,4 de largura, permanecendo por nove a 14 dias. O ciclo biológico tem duração de 50 a 70 dias e é fortemente afetado pela temperatura e fonte de alimento (Botelho e Macedo, 2002; Pinto et al., 2009; Santana et al., 2010). A fecundidade média é de 300 a 600 ovos, dependendo da época do ano (Pinto et al., 2009). Em trabalho realizado por Botelho (1985) o desenvolvimento larval pode variar de 50 a 90 dias, o pupal de 10 a 11 dias e longevidade do adulto de três a sete dias. Mélo e Parra em 1988, relataram que no estado de São Paulo pode ocorrer 4 a 5 gerações anuais e a duração do ciclo depende das condições climáticas. Os adultos podem voar em média 250 m devido a sua capacidade de dispersão, porém quando a intensidade do vento aumenta, podem dispersar por maiores distâncias, ao voarem a favor do vento (Caixeta, 2010). 2.2.1. Injúrias causadas pela broca-da-cana A broca-da-cana, D. saccharalis, é um inseto de ocorrência crônica na cultura da cana, podendo atacar a planta em todas as fases de seu desenvolvimento (Botelho e Macedo, 2002). As larvas prejudicam a planta diretamente abrindo galerias, e com isso enfraquece o entrenó e facilita a quebra dos colmos pelo vento. Quando a gema apical é atingida, ocorre o ressecamento das folhas do ponteiro, cujo efeito é conhecido como “coração morto” (Botelho e Macedo, 2002; Pinto et al., 2009). As aberturas de galeria acabam reduzindo o peso da cana e potencialmente causando a morte da planta, levando a grandes prejuízos aos produtores. Em resposta aos ataques, a planta pode emitir perfilhos e pode ocorrer enraizamento aéreo (Pinto et al., 2009). 16 Além dos danos diretos, pode ocasionar os danos indiretos por permitir a entrada de fungos, como Fusarium moniliforme J. Sheld (1904) e/ou Colletotrichum falcatum Went (1893) resultando na contaminação do caldo, por esses microorganismos, e que consequentemente concorrem com as leveduras na fermentação alcoólica, levando a inversão da sacarose presente no colmo e com isso, a não cristalização do açúcar no processo industrial (Botelho e Macedo, 2002; Pinto et al., 2009; Dinardo-Miranda et al., 2013). 2.2.2. Controle cultural da broca-da-cana Para o controle de pragas, os métodos de controle cultural usam as características intrínsecas ao cultivo como forma de desfavorecer o inseto praga ou favorecer inimigos naturais. A rotação de culturas, que alterna o cultivo de diferentes espécies, age principalmente na quebra do ciclo da praga, além de ter efeitos benéficos ao solo e à biodiversidade do agroecossistema (Abbas et al., 2022). A escolha da época da colheita é outra maneira de controlar o controle cultural, pois as pragas podem ser mais nocivas à cultura em determinadas épocas do ano, assim, o agricultor evita que a praga entre na plantação durante o período em que causa mais danos (Reagan e Mulcahy, 2019). A eliminação física de insetos também pode ser considerada como um controle efetivo. Anteriormente, quando as queimadas eram permitidas nos canaviais, grande parte da população de pragas era eliminada, mas essa prática se mostrou muito nociva para o meio ambiente e para o próprio ser humano e foi banida (dos Santos et al., 2020). No Brasil, a queima da cana seguida por colheita manual foi substituída pela colheita mecanizada, com isso a palhada que encobre o solo traz benefícios para o meio ambiente, porém contribui também para o aumento de incidência de pragas, principalmente a D. saccharalis (Nocelli et al., 2017). 2.2.3. Controle químico da broca-da-cana Atualmente o Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento, através do Sistema de Agrotóxicos Fitossanitários (AGROFIT, 2024a) revela que existem 67 inseticidas registrados para o controle da broca-da-cana. A aplicação de inseticidas é a maneira mais comum e com efeito visivelmente mais rápido para controlar 17 pragas, porém a eficácia pode ser influenciada pelo hábito da lagarta permanecer a maior parte de seu desenvolvimento dentro do colmo, sendo eficiente sobre os primeiros ínstares (Marconato, 1988). Mesmo com o fácil acesso, o método químico causa muitos danos ao meio ambiente, e alguns produtos tem amplo expectro de ação, e seu uso resulta na eliminação de inimigos naturais da praga, a ressurgência de pragas, seleção de insetos resistentes, a contaminação do solo e das fontes de água e, às vezes, intoxicação dos próprios responsáveis pela aplicação (Morini et al., 2017; Nocelli et al., 2017; Possebon e Polli, 2020; Siddiqui et al., 2023). Os inseticidas de baixo espectro, mais seguros ao meio ambiente, normalmente são mais caros e levam mais tempo para serem desenvolvidos, e muitas vezes são pouco eficientes para insetos de ínstares mais avançados (Pener, 2020). 2.2.4. Resistência de plantas a broca-da-cana Quanto ao melhoramento genético e transgenia da planta, os desafios incluem a vulnerabilidade a vírus, patógenos e ataques de insetos, juntamente com perdas de rendimento devido ao ataque de insetos brocadores e infestações de ervas daninhas. Assim, dada a importância da cana-de-açúcar como cultura comercial, existe a necessidade de modificação genética para melhorar as características da cultura (Arruda, 2012). Para tanto, há várias técnicas de transformação genética, incluindo desde avanços associados à identificação de células transformadas, seleção de cultivares para melhoramento seguindo até a aprovação regulatória para liberação comercial. Por exemplo, o melhoramento da resistência da broca-da-cana-de-açúcar utilizando a transformação mediada por Agrobacterium do gene cry1Ac demonstrou que a introdução deste gene na cana-de-açúcar melhorou efetivamente a resistência contra os insetos, oferecendo benefícios potenciais para o manejo sustentável de pragas no cultivo de cana-de-açúcar (Dessoky et al., 2021). Além disso, variedades resistentes junto à adubação com silício podem ser métodos mistos com potencial de reduzir a atividade da broca (Sousa et al., 2024). Em um trabalho realizado por Ferreira et al. (2018) com 16 cultivares comerciais de cana-de-açúcar, foi demonstrado que dependendo da cultivar 18 escolhida, a intensidade de infestação da broca influencia na qualidade final da cana-de-açúcar. Segundo os mesmos autores, algumas cultivares apresentam qualidade tecnológica e produtividades baixas, decorrentes da redução do brix, teor de sacarose aparente (POL) e pureza. Outras cultivares possuem uma maior resistencia a D. saccharalis e por isso, possuem uma qualidade e produtividade melhor. 2.2.5. Controle Biológico da broca-da-cana O Controle Biológico (CB) é uma estratégia de manejo sustentável de pragas que utiliza inimigos naturais, como predadores, parasitoides e patógenos, para controlar as populações de pragas na agricultura, reduzindo a dependência de pesticidas químicos, minimizando o impacto ambiental e promovendo a supressão de pragas a longo prazo. Esta abordagem é frequentemente integrada em programas holísticos de gestão de pragas, enfatizando a conservação e o aumento das populações de inimigos naturais para manter o equilíbrio ecológico nos agroecossistemas. Através da implantação estratégica de agentes de controle biológico, os agricultores podem controlar eficazmente as pragas, preservando simultaneamente a saúde dos ecossistemas e promovendo práticas agrícolas sustentáveis (Parra, 2014). Segundo Parra et al. (2021) existem três tipos de CB: CB clássico que consiste na importação e introdução de inimigos naturais para colonização e controle de pragas exóticas; CB por conservação que visa manter e aumentar o número de inimigos naturais no campo através de manipulação do ambiente e; CB aplicado que abrange a multiplicação de inimigos naturais através de criação massal e posteriormente é liberado em campo para uma rápida redução dos insetos pragas. Essas liberações são feitas várias vezes e visam o controle rápido da praga, não sendo necessário manter o inimigo natural em campo, porém a quantidade, o intervalo e a época da liberação dependem do inseto praga. Segundo van Lenteren (2018) a liberação massal é a mais utilizada e é aplicada em mais de 30 milhões de hectares em todo o mundo. Para que um inimigo natural seja eficiente, ele deve possuir características como: especificidade hospedeira, sincronização com o ciclo da praga, alto potencial 19 biótico, capacidade de sobreviver em períodos de baixa população da praga ou na sua ausência, boa capacidade de busca do hospedeiro. No contexto do CB, os inimigos naturais mais utilizados para o controle de insetos em diferentes culturas são os parasitoides (Parra et al., 2021). 2.2.5.1. Parasitoides Parasitoides são organismos que se assemelham aos parasitas na medida em que vivem dentro (endoparasitoide) ou sobre (ectoparasitoide) um organismo hospedeiro, espoliando nutrientes dele até que atinjam a maturidade. No entanto, ao contrário dos parasitas, os parasitoides acabam matando ou esterilizando seus hospedeiros. Essa distinção é crucial no contexto do controle biológico, uma vez que os parasitoides são frequentemente utilizados como inimigos naturais para o controle de populações de pragas, desempenhando um papel vital na regulação das populações de insetos em ecossistemas naturais (Giunti et al., 2015; Parra et al., 2021). Os insetos parasitoides são representados em cinco ordens: Neuroptera, Lepidoptera, Coleoptera, Diptera e Hymenoptera, porém Diptera e Hymenoptera se destacam, e Hymenoptera apresenta 78% de espécies descritas e Diptera 22%. Como adaptações a este hábito de vida, Hymenoptera possui um ovipositor perfurante e uma glândula de veneno que permite dominar e depositar os ovos no interior dos hospedeiros e são haplodiplóides, ou seja, as fêmeas podem controlar a proporção sexual da prole. Por outro lado, Diptera possui adaptações como um falso ovipositor para o parasitismo ou um funil respiratório nas larvas para evitar asfixia (Silveira et al., 2019). 2.2.5.2. Himenópteros parasitoides As vespas parasitoides são um grupo único de organismos que desempenham um papel crítico em processos ecológicos e evolutivos, sendo um tipo de organismo parasita que acaba matando seu hospedeiro, tipicamente um artrópode, geralmente um inseto ou aracnídeo. Esse traço os distingue dos parasitas típicos, que muitas vezes não matam seu hospedeiro (Parra et al., 2021). As vespas 20 parasitoides primariamente são descendentes de um único ancestral parasitoide endofítico que viveu há cerca de 247 milhões de anos (Peters et al., 2017). O comportamento de parasitoide é comum entre muitas espécies de vespas que são conhecidas por controlar populações de insetos-praga em vários ecossistemas. Além de sua qualidade de inimigo natural, os himenópteros parasitoides também servem como bioindicadores da diversidade de artrópodes em campos agrícolas (Anderson et al., 2011). Assim, a abundância e a riqueza de táxons de himenópteros parasitoides estão mais relacionadas com a diversidade geral de artrópodes, podendo sofrer influência de vários fatores, inclusive presença de fragmentos de mata nativa. Os parasitoides adultos devem não apenas encontrar hospedeiros para fins reprodutivos, mas também localizar alimento para atender às suas necessidades nutricionais de curto prazo. O conhecimento de como as fêmeas parasitoides lidam com as necessidades, muitas vezes competitivas, desses dois recursos vitais é essencial para a compreensão de suas estratégias de forrageamento. Estudos demonstram que a disponibilidade e acessibilidade de fontes alimentares, como néctar ou melaço em uma área alvo, afetam fortemente a retenção de parasitoides e a eficácia na descoberta do hospedeiro (Lewis et al., 1998). Para que os parasitoides mantenham um alto sucesso reprodutivo, é importante que a interrupção do processo de forrageamento de seus hospedeiros seja mínima para que a maior parte de seu tempo e energia possam ser alocados para encontrar hospedeiros (Bernstein e Jervis, 2008). O uso de pistas olfativas e visuais de plantas, geralmente aprimoradas pelo aprendizado, ajuda a minimizar essa interrupção e desempenha papéis importantes e, às vezes, interagindo em sua busca por alimentos e hospedeiros (Conchou et al., 2019). Assim, o fornecimento de fontes alimentares como néctar floral e extrafloral pelas plantas, juntamente com sinais de forrageamento associados, desempenham um papel fundamental na interação tritrófica entre plantas, herbívoros e parasitoides (Nepi et al., 2018). Uma compreensão mais ampla das interações em nível tritrófico que englobe considerações sobre parasitoides alimentares pode melhorar a capacidade de projetar estratégias eficazes de controle biológico. Assim, as 21 características do ambiente de forrageamento, podem influenciar na capacidade de encontrar alimento e, consequentemente, afetar a eficiência parasitária. 2.2.5.3. Dípteros parasitoides Os parasitoides da ordem Diptera incluem cerca de 16.000 espécies, ou aproximadamente 20% do número total de espécies com este estilo de vida (Dindo e Grenier, 2014). Os parasitoides nesta ordem são extremamente diversos em seus hábitos e origens evolutivas, o que os torna um grupo subutilizado, mas altamente adequado para estudos quantitativos de convergência de caracteres e adaptabilidade (Feener e Brown, 1997). No entanto, os dípteros parasitoides são muito menos estudados do que as vespas parasitoides de todos os pontos de vista (por exemplo, biologia, relação hospedeiro-parasitóide e biocontrole aplicado). Pesquisas realizadas demonstraram que eles desempenham um papel importante na regulação de populações de insetos fitófagos, e sua importância é cada vez mais reconhecida, especialmente no controle biológico natural (Wong e Ramadan, 2021). Tachinidae é uma das famílias mais diversa e ecologicamente importante da ordem Diptera. Como parasitoides, são importantes inimigos naturais na maioria das comunidades ecológicas terrestres, particularmente como inimigos naturais de larvas de lepidópteros. Apesar de sua diversidade e impacto ecológico, relativamente pouco se sabe sobre a evolução e ecologia dos taquinídeos, e o que se sabe tende a ser amplamente disperso em relatórios, revistas ou textos especializados (Stireman et al., 2006, 2019). Avanços recentes na criação de várias espécies de Tachinidae, abriram caminho para técnicas de produção otimizadas na agricultura. A integração de métodos de criação eficientes é essencial para a produção econômica de insetos de alta qualidade, particularmente em programas de manejo integrado de pragas (Dindo e Grenier, 2014). O aumento do controle biológico, uma estratégia-chave no controle biológico de pragas, enfatiza a liberação de muitos agentes de controle biológico no ambiente para manter as populações de pragas em níveis gerenciáveis. Portanto, uma compreensão abrangente da biologia e do comportamento de Tachinidae e outras famílias de parasitoides é essencial para maximizar seu potencial em práticas 22 sustentáveis de manejo de pragas em ambientes homogêneos, como canaviais (Gudin, 2023). 2.2.6. Inimigos Naturais da broca-da-cana No CB, o uso de populações de parasitoides para o controle de pragas é amplamente estudado e considerado um meio eficaz. Uma grande vantagem do uso de parasitoides é que estes são especializados, apresentando especificidade não só quanto ao hospedeiro, mas também quanto a fase de vida que é atacada. Assim, são conhecidos parasitoide de ovos, ovo-larva, larvas, larva-pupa, pupas e adultos (Endo et al., 2018; Parra et al., 2021). Entre as espécies já registradas ocorrendo sobre D. saccharalis, foram observados os predadores, como as formigas do gênero Solenopsis Westwood, 1840, Pheidole Westwood, 1839, Dorymyrmex Mayr, 1866 e Crematogaster Lund, 1831. Porém, além desses inimigos naturais temos também os fungos entomopatogênicos como Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin, Cordyceps barberi Giard e Metarhizium anisopliae (Metchnikoff) Sorokin e o vírus-da-granulose (DsGV) (Nava et al., 2009) O parasitoide Cotesia flavipes (Cameron, 1891) (Hymenoptera: Braconidae) é o principal agente de controle biológico de D. saccharalis devido à sua eficiência de controle pela habilidade de busca e parasitismo (Botelho, 1992; Cruz et al., 2011). A introdução desta espécie no Brasil foi feita com insetos de Trinidad-Tobago e ocorreu em duas etapas, uma no Sudeste e outra no nordeste do Brasil, nos anos de 1971 e 1974, respectivamente. Em 1978, novas linhagens de C. flavipes da Índia e do Paquistão, regiões mais frias e úmidas, foram introduzidas no estado de São Paulo (Macedo, 1978). A introdução C. flavipes reduziu a infestação da broca-da-cana de 11% para 2,8% entre 1980 e 2002 (Polanczyk et al., 2004). Na última década (década de 2010), C. flavipes foi criada em massa e liberada para controle da larva D. saccharalis em aproximadamente 40% de toda a área de cana-de-açúcar do Brasil (Parra, 2014). Atualmente (década de 2020), a utilização deste parasitoide atinge mais de 4 milhões de hectares, representando 66% da área total de cana-de-açúcar (Pinto, 2021). Sendo um parasitoide gregário, uma única oviposição de C. flavipes 23 em D. saccharalis pode gerar mais de 50 novos parasitoides em um único hospedeiro (Pinto et al., 2009). Além de C. flavipes, outra espécie muito importante no controle biológico aplicado é o parasitoide de ovos Trichogramma galoi Zucchi, 1988 (Hymenoptera: Trichogrammatidae). Este inseto é um parasitoide solitário que deposita em cada ovo de hospedeiro apenas um parasitoide, e uma fêmea pode parasitar algumas dezenas de ovos. Esta espécie apresenta a vantagem de controlar o inseto na fase o ovo, impedindo os danos causados pelas larvas. Estima-se que esta espécie seja utilizada em cerca de 2 milhões de hectares para o controle da broca-da-cana no Brasil (Parra e Coelho Junior, 2019). Além dos dois citados anteriormente, um grupo menos explorado, mas com grande potencial, são os parasitoides de pupas. Muitas espécies de parasitoides pupais têm sido investigadas e utilizadas com sucesso em programas de controle biológico (Pennacchio e Vertente, 2006), especialmente insetos da ordem Hymenoptera (Tavares et al., 2013). O parasitoide Tetrastichus howardi (Olliff, 1893) (Hymenoptera: Eulophidae) apresenta uma grande plasticidade em seu parasitismo, pois além de parasitar larvas e pupas é capaz de parasitar os adultos (Vargas et al., 2011; Pereira et al., 2015). Mesmo assim, o conhecimento sobre bioecologia das espécies de parasitoides de pupas é escasso, sendo necessária a realização de pesquisa para o sucesso da aplicação destas espécies em programas de controle biológico (Endo et al., 2018). Segundo Nava et al. (2009) existem outros inimigos naturais da broca-da- cana como os parasitoides larvais Lixophaga diatraea (Townsend, 1916), Lydella minense (Townsend,1927), Billaea claripalpis (Wulp, 1896). Acrescenta-se também outros parasitoides que atuam em diferentes fases de desenvolvimento da broca, cita-se Silva et al. (1968), Guagliumi (1973), Botelho (1992), Nunez e Couri (2011), Vargas et al. (2011), Querino e Zucchi (2012) e Endo et al. (2018) (Tabela 1 e 2). 24 Tabela 01. Parasitoides de D. saccharalis em diferentes fases de desenvolvimento da broca. Ordem e Família Gênero e Espécie Descritor Categoria de parasitismo e hospedeiro Referência HYMENOPTERA Ichneumonidae Calliephialtes sp. Ashmead, 1900 Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Xanthopimpla stemmator (Thunberg, 1822) Parasitoide de pupas de D. saccharalis Endo et al., 2018 Braconidae Alabagrus stigma (Brulle, 1846) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968 Alabagrus versicolor (Brethes, 1909) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968 Iphiaulax sp. Förster, 1862 Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Digonogastra grenadensis (Ashmead, 1900) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Digonogastra puberuloides (Myers, 1931) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Guagliumi 1973 Digonogastra tucumanus (Brethes, 1913) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Digonogastra amabilis (Brethes, 1913) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968 Microplitis sp. Förster, 1862 Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968 Apanteles impunctatus Muesebeck, 1933 Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968 Apanteles vulgaris (Ashmead, 1900) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Apanteles diatraea Muesebeck, 1921 Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Guagliumi 1973 Hormius sp. Nees, 1818 Parasitoide de Silva et al., 25 lagartas de D. saccharalis 1968 Cotesia flavipes (Cameron, 1891) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Botelho, 1992 Parallorhogas pyralophagus (Marsh, 1984) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Botelho, 1992 Trichogrammatidae Trichogramma distinctum Zucchi, 1988 Parasitoide de ovos de D. saccharalis Guerino e Zucchi, 2012 Trichogramma galloi Zucchi, 1988 Parasitoide de ovos de D. saccharalis Botelho, 1992; Guerino e Zucchi, 2012 Trichogramma jalmirezi Zucchi, 1988 Parasitoide de ovos de D. saccharalis Guerino e Zucchi, 2012 Trichogramma pretiosum Riley, 1879 Parasitoide de ovos de D. saccharalis Guerino e Zucchi, 2012 Trichogramma dissimilis Zucchi, 1988 Parasitoide de ovos de D. saccharalis Guerino e Zucchi, 2012 Eulophidae Tetrastichus howardi (Olliff, 1893) Parasitoide de lagartas, pupas e adultos de D. saccharalis Vargas et al., 2011; Pereira et al., 2015; Endo et al., 2018 Trichospilus diatraeae Cherian & Margabandhu, 1942 Parasitoide de pupas de D. saccharalis Endo et al., 2018 Pediobius furvus (Gahan, 1928) Parasitoide de pupas de D. saccharalis Endo et al., 2018 Palmistichus elaeisis Delvare & LaSalle, 1993 Parasitoide de pupas de D. saccharalis Endo et al., 2018 Chalcididae Enneasmicra incerta Ashmead, 1904 Parasitoide de pupas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Conura acuta (Fabricius, 1804) Parasitoide de pupas de D. saccharalis Endo et al., 2018 Scelionidae Telenomus alecto (Crawford, 1914) Parasitoide de ovos de D. saccharalis Guagliumi 1973 26 Mymaridae Gonatocerus nigriflagellum (Girauld, 1914) Parasitoide de ovos de D. saccharalis Guagliumi 1973 DIPTERA Tachinidae Genea jaynesi (Aldrich, 1924) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973; Nunez e Couri, 2011 Genea australis (Townsend, 1929) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Nunez e Couri, 2011 Lixophaga diatraea (Townsend, 1916) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973; Botelho, 1992 Lydella minense (Townsend, 1927) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973; Botelho, 1992 Nepophasmophaga facialis Townsend ,1927 Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Palpozenillia diatraea Townsead ,1941 Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Billaea claripalpis (Wulp, 1896) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973; Botelho, 1992 Billaea brasiliensis (Townsend, 1917) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Parthenoleskia parkeri Townsend ,1941 Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Prosopochaeta sp. Macquart, 1851 Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 27 Leskia diadema (Wiedermann, 1830) Parasitoide de lagartas de D. saccharalis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Diatraea saccharalis, pode apresentar também parasitoides secundários ou hiperparasitoide (parasitoide que se desenvolve em parasitoide primário, comprometendo programas de controle biológico, pois o hospedeiro morrerá e não ocorrerá descendentes do parasitoide primário) (Silva et al., 1968; Guagliumi, 1973; Parra et al., 2021) (Tabela 2). Tabela 02. Parasitoides secundários de D. saccharalis. Ordem e Família Gênero e Espécie Descritor Categoria de parasitismo e hospedeiro Referência HYMENOPTERA Eulophidae Horismenus brasiliensis Ashmead, 1904 Parasitoide secundário de lagartas de D. saccharalis Parasita Lydella minense e Billaea brasiliensis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Horsimenus distinguendus Blanchard, 1936 Parasitoide secundário de lagartas de D. saccharalis Parasita Parthenoleskia parkeri Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Melittobia sp. Westwood, 1848 Parasitoide secundário de lagartas de D. saccharalis Parasita Lydella minense Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Pteromalidae Pachycrepoideus vindemmiae (Rondani, 1875) Parasitoide secundário de lagartas de D. saccharalis Parasita pupas de Billaea brasiliensis Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Eurytoma sp. Illiger, 1807 Parasitoide secundário de Silva et al., 1968; 28 Eurytomidae lagartas de D. saccharalis Parasita Lydella minense Guagliumi 1973 Diapriidae Bruchopria sp. Kieffer, 1921 Parasitoide secundário de lagartas de D. saccharalis Parasita Lydella minense Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Trichopria cubensis Fouts, 1926 Parasitoide secundário de lagartas de D. saccharalis Parasita pupas de Lydella minense, Billaea brasiliensis e Parthenoleskia parkeri Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Ceraphronidae Calliceras sp. Nees, 1834 Parasitoide secundário de lagartas de D. saccharalis Parasita Apanteles xanthopus Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 Perilampidae Perilampus sp. Latreille, 1809 Parasitoide secundário de lagartas de D. saccharalis Parasita Parthenoleskia parkeri Silva et al., 1968; Guagliumi 1973 2.3. Armadilha do tipo Moericke para levantamento de insetos O uso de armadilhas Moericke (1950) pode se adaptado para o levantamento de diversas espécies de insetos, sendo que se pode utilizar diferentes cores conforme o grupo de insetos desejado (Banaszak et al., 1994). A armadilha de Moericke é basicamente um recipiente com uma cor definida preenchido com água, podendo ou não conter algum atrativo alimentar e um agente detergente para quebrar a tensão superficial da água, impedindo a possibilidade de fuga caso o inseto pouse dentro da armadilha (Miguélez e Valladares, 2008). São normalmente 29 utilizadas para monitoramento de afídeos (Hussain et al., 2022), mas também é possível fazer o uso das mesmas para o monitoramento de parasitoides (da Silva et al., 2016). A principal vantagem desse método é o baixo custo em comparação a outros disponíveis, como feromônios sexuais, por exemplo (Bąkowski et al., 2013). A cor da armadilha é uma variável importante, uma vez que pode influenciar significativamente na captura dos insetos, sendo que a cor amarela é mais usual (Bąkowski et al., 2013; Schoeninger et al., 2019), mesma coloração de bandeja utilizada por Perioto et al. (2002a, 2002b, 2004) e Souza et al. (2019) para levantamento de himenópteros parasitoides na cultura do algodão, soja, café e pimentão, respectivamente. Mesmo assim, armadilhas de outras cores, como azul ou branco, se mostraram promissoras para a captura de himenópteros (McCravy, 2018). 3. MATERIAL E MÉTODOS O presente trabalho foi desenvolvido na Usina Santo Antônio, na Fazenda São Luís, localizado na cidade de Sertãozinho, SP, durante o período de agosto de 2019 a abril de 2021. As áreas foram selecionadas e cedidas pela Usina, e a variedade da cana-de-açúcar utilizada foi a RB966928. Foram avaliados três tratamentos: cana em cultivo orgânico (T1) (21°11’38’’S, 47°93’98’’W), cultivo orgânico próximo ao fragmento florestal (T2) (21°11’68’’S, 47°94’97’’W) e cultivo convencional (T3) (21°12’96’’S, 47°96’33’’W), durante dois anos [2 safras consecutivas, Safra 1 (S1) e Safra 2 (S2)]. Foi utilizado um hectare por tratamento, totalizando três áreas. O início do experimento para as duas safras foi realizado quando as canas estavam em perfilhamento até o final de colheita. Descrição das áreas utilizadas (Tabela 3): Tratamento 1 (T1 – cultivo orgânico): cultivo de cana-de-açúcar orgânica em segundo corte, centralizado no interior da plantação de cana orgânica. Tratamento 2 (T2 – cultivo orgânico próximo ao fragmento florestal): cultivo de cana-de-açúcar orgânica em terceiro corte, talhão próximo ao fragmento florestal separado por uma estrada de terra de aproximadamente 8m, com cana orgânica ao redor e em um dos lados possui uma estrada; distante 800m do T1 e 2km até o T3. Tratamento 3 (T3 – cultivo 30 convencional): cana convencional em segundo corte e cana convencional ao redor; localizado à 2km de distância do T2 e a 300m até a cidade. Nos talhões adjacentes que estavam em reforma, foi cultivado feijão. Na tabela 4 e 5 estão inseridos os produtos que foram utilizados nos cultivos orgânico e convencional durante o plantio e a soqueira; informações cedidas pela Usina. Tabela 3. Siglas para os tratamentos utilizados. Cultivo Safra 1 Safra 2 Armadilha Armadilha Amarela Branca Amarela Branca Orgânico T1S1A T1S1B T1S2A T1S2B Orgânico + fagmento florestal T2S1A T2S1B T2S2A T2S2B Convencional T3S1A T3S1B T3S2A T3S2B Tabela 4. Produtos biológicos utilizados no cultivo da cana-de-açúcar orgânica durante o plantio ou soqueira, na Usina Santo Antônio, Sertãozinho/SP. Orgânico Plantio Azospirillum Bactéria que proporciona o crescimento vegetal, alastrando o sistema radicular para aumentar a absorção de água e minerais e atua na recuperação de solos erodidos (Cassán et al., 2020) Bacillus subtilis Bactéria móvel que age como biocontrolador de diversas doenças de plantas (Monnerat et al., 2020). Trichoderma Fungo que controla as doenças e auxilia no crescimento das plantas (Abreu et al., 2019). Ascophyllum Alga marrom que promove a nutrição das plantas, aumentando a sua germinação, crescimento e rendimento, além disso, protege contra estresses bióticos e abióticos (Kumari et al., 2023). Fosfato natural Nutriente para o crescimento das plantas e estruturação do solo, essencial para formação de raízes, flores e frutos (Possebon e Polli, 2020). Soqueira Cotesia flavipes Parasitoide larval de Diatraea saccharalis (Parra e Coelho Jr, 2022). Beauveria bassiana Fungo entomopatogênico para o controle da broca-da-cana, broca gigante e gorgulho da cana; aplicação no final da tarde em dias 31 nublados ou com chuvas (Pinto et al., 2009). Metarhizium anisopliae Fungo entomopatogênico para o controle de cigarrinhas aplicado no final da tarde em dias nublados ou com chuvas (Pinto et al., 2009). Bacillus thuringienis Bactéria entomopatogênica, para o controle da broca-da-cana, produzindo as toxinas Cry que age após a sua ingestão, ocasionando o abandono do alimento e consequentemente a morte do inseto (Monnerat et al., 2020). Azospirillum Bactéria que proporciona o crescimento vegetal, alastrando o sistema radicular para aumentar a absorção de água e minerais e atua na recuperação de solos erodidos (Cassán et al., 2020) Vinhaça Utilizada como fertilizante, seus nutrientes enriquecem o solo e aumentam a produtividade das culturas (Possebon e Polli, 2020). Composto (torta + cinza) Melhora a estruturação do solo e serve como fertilizante para solos e plantas (Schneider et al., 2012). Tabela 5. Produtos comerciais utilizados no cultivo da cana-de-açúcar convencional durante o plantio ou soqueira, na Usina Santo Antônio, Sertãozinho/SP. Convencional Plantio Regent®Duo Inseticida de contato e ingestão usado visando o controle de cupins, gorgulho e Migdolus (Agrofit, 2024b). Priori Xtra® Fungicida sistêmico que controla doenças da parte aérea das culturas: ferrugem, mancha anelar, podridão negra, ferrugem laranja (Syngenta, 2024). NPK 10 20 20 Fertilizante com concentração de nitrogênio (10), fósforo (20) e potássio (20). Nitrogênio estimula a brotação, enraizamento e o desenvolvimento de perfilhos. Fósfaro eleva a produtividade nos canaviais. Potássio estimula o perfilhamento, possibilita o armazenamento de açúcar, auxilia na fixação de nitrogênio, eleva a resistência a seca e geadas (Rossetto e Santiago, 2022d). Soqueira Engeo Pleno® S Inseticida sistêmico de contato e ingestão para controle da broca-da-cana, cigarrinha das raízes, cupins, pão de galinha, gorgulho da cana-de-açúcar (Syngenta, 2024). Moddus® Regulador de crescimento, acelera o processo de maturação e estoque de sacarose no colmo (Syngenta, 2024). Priori Xtra® Fungicida sistêmico que controla doenças da parte aérea das culturas: ferrugem, mancha anelar, podridão negra, ferrugem laranja (Syngenta, 2024). NPK 20 0 20 Fertilizante com concentração de nitrogênio (20), fósforo (0) e potássio (20). Nitrogênio 32 estimula a brotação, enraizamento e o desenvolvimento de perfilhos. Fósfaro eleva a produtividade nos canaviais. Potássio estimula o perfilhamento, possibilita o armazenamento de açúcar, auxilia na fixação de nitrogênio, eleva a resistência a seca e geadas (Rossetto e Santiago, 2022d). Para a amostragem de insetos utilizou-se armadilhas do tipo Moericke (1950) de coloração amarela e branca. As armadilhas consistiam em bandejas de plástico descartável com medidas de 15cm de diâmetro por 4cm de profundidade. Essas armadilhas foram colocadas próximas às plantas de cana e fixadas a uma estaca de bambu a 50cm de altura em relação ao solo. Conforme o crescimento da planta, as armadilhas foram ajustadas a altura: iniciaram a 50cm durante os primeiros 90 dias de monitoramento; em seguida, a altura foi alternada para 100cm durante um período de 60 dias, e por fim para 150cm, permanecendo nessa altura até a colheita. Em cada tratamento foram utilizadas 40 armadilhas, sendo 20 amarelas (A) e 20 brancas (B). Cada parcela era composta por uma bandeja amarela e uma branca que foram colocadas no campo com uma distância de 2m entre elas. Cada parcela foi alocada a uma distância de 10 metros para a outra, formando um conjunto de 5 linhas com 4 conjuntos de parcelas e um total de 20 parcelas por tratamento (Figura 2). Nas bandejas, foi adicionada uma solução de água com algumas gotas de detergente para quebrar a tensão superficial da água. As bandejas permaneceram na área amostral por 48 horas. A amostragem foi realizada mensalmente, iniciada após a fase de brotação da planta (perfilhamento), se estendendo até a maturação, realizando no total de 14 coletas (sete em cada safra). Os insetos foram coletados com o auxílio de um pincel de cerdas macias e uma peneira feita com tecido voile e acondicionados em potes plásticos, previamente identificados, contendo álcool 70%. As amostras foram levadas ao Laboratório de Biossistemática de Hemiptera (LABHEM) da UNESP/FCAV, para a realização de triagens e identificações. Os parasitoides foram identificados até os mais inferiores táxons possíveis, utilizando chaves taxonômicas: Gibson et al. (1997), Wharton et al. (1997), Masner & Garcia (2002), Fernández & Sharkey (2006), Hanson & Gauld (2006); e enviandas aos 33 especialistas: Dr. Valmir Antonio Costa, Dr. Matheus Alves de Siqueira, Dr. Ronaldo Toma, Dr. André Luis Martins e a Dra. Ivana Lemos Souza (coorientadora). Foi feito a coleta dos dados climáticos, como temperatura média, umidade relativa média e precipitação nas duas safras através do site NASA-POWER®. Com os dados dos três dias: instalação das armadilhas (período da manhã); permanência em campo (o dia todo); coleta dos insetos (período da manhã); foi realizado a média e a confeccção de um gráfico. O número de parasitoides coletados também foi levado em consideração de acordo com distância da armadilha à borda do canavial (de 10 a 40m) (Figura 2). Figura 2. Esquema da distribuição das armadilhas Moericke em cultivo de cana-de- açúcar para os tratamentos utilizados. Para os insetos coletados foram analisados os índices faunísticos de riqueza, diversidade de Shannon (H’) e abundância de espécies, usando o teste Berger- Parker, com o Software Past®. A análise de similaridade entre os cultivos (orgânico, orgânico próximo ao fragmento florestal e convencional) foi utilizado o Bray-curtis, levando em conta a riqueza e abundância, no software Past®. Para análises estatísticas os dados foram testados pelo teste de Shapiro-Wilk com 5% de significância para verificar a normalidade e o teste de Bartlett para verificar a 34 homocedasticidade. As médias foram comparadas com teste de Kruskall-Wallis com nível de 5% de significância, seguindo um post-hoc de Dunn, realizados com o software R version 3.1.1 (www.R-project.org). 4. RESULTADOS Foram coletados um total de 8580 parasitoides, sendo 8326 himenópteros e 254 dípteros. Entre os Hymenoptera foram registradas 19 famílias e 90 gêneros, e em Diptera 1 família e 11 gêneros, que foram coletados no agroecossistema canavieiro em bandejas Moericke. As bandejas amarelas coletaram o maior número de insetos parasitoides com 8006 indivíduos, enquanto as brancas coletaram 574 (Tabela 7). Comparando a Safra 1 (S1) com a Safra 2 (S2), é possível identificar diferentes números de indivíduos: no Tratamento orgânico em bandejas amarelas (T1A) (S1 = 538, S2 = 702) e Tratamento orgânico em bandejas brancas (T1B) (S1 = 60, S2 = 149); Tratamento orgânico próximo ao fragmento florestal em bandejas amarelas (T2A) (S1 = 463, S2 = 352) e Tratamento orgânico próximo ao fragmento florestal em bandejas brancas (T2B) (S1 = 91, S2 = 59), Tratamento convencional em bandejas amarelas (T3A) (S1 = 2114, S2 = 3837) e Tratamento convencional em bandejas brancas (S1 = 78, S2 = 137). No geral, a S1 apresentou 3344 parasitoides e na S2, 5236 (Tabela 7). Essa diferença nos números de parasitoides entre safras é devido as condições climáticas, onde na S1 ocorreu uma maior incidência de chuvas, ocasionando o aumento na umidade relativa, precipitação e a temperatura mais baixa que na S2, ou seja, umidade relativa mais elevada e temperatura mais amena (Tabela 6, Figura 3). O número de parasitoides por tratamentos estudados foram: cultivo orgânico com 1449 indivíduos, cultivo orgânico próximo ao fragmento florestal com 965 indivíduos e o cultivo convencional com 6166 indivíduos. No tratamento convencional, a família Scelionidae foi a mais representativa, com 5058 indivíduos, sendo o gênero Gryon o mais abundante (3920 indivíduos) (Tabela 7). 35 Tabela 6. Média dos dados de temperatura (°C), umidade relativa (%) e precipitação (mm) de cada coleta por safra. Sertãozinho, SP. Fonte: NASA-POWER®. Temperatura média (°C) Umidade Relativa média (%) Precipitação (mm) Coletas Safra 1 Safra 2 Safra 1 Safra 2 Safra 1 Safra 2 1 27,5 32,18 68,94 32,06 0,0 0,06 2 23,47 27,12 85,31 60,44 2,8 0 3 25,37 27,19 79,88 57 0,99 1,29 4 23,8 26,23 80,38 73,19 2,15 4,03 5 18,94 25,95 61,19 68,31 8,99 2,61 6 23,09 28,45 53,62 59,94 7,4 5,29 7 23,33 27,13 40,25 58 4,66 0,5 Figura 3. Dados climáticos das coletas durante as duas safras: A) temperatura média, B) umidade relativa média, C) precipitação. Sertãozinho, SP. Fonte: NASA- POWER®. Todos os tratamentos (cultivo orgânico, cultivo orgânico próximo ao fragmento florestal e o cultivo convencional) foram significativamente diferentes, quanto ao número de parasitoides nas coletas em bandejas de coloração amarela (P<0,05). 36 Para as bandejas brancas, não houve diferença significativa entre os tratamentos (P>0,05). Em relação as distâncias da borda do canavial para seu interior (10 a 40m de distância), o número de parasitoides coletados não apresentou nenhuma diferença significativa, tanto na Safra 1 (S1) como na Safra 2 (S2). Sendo assim, os valores de p nas duas safras, foram S1: T1 p = 0,8572, T2 p = 0,3434 e T3 p = 0,7531, e na S2: T1 p = 0,9778, T2 p = 0,8256 e T3 p = 0,2627. Os resultados demonstram que foram indiferentes entre os tratamentos, até mesmo no tratamento orgânico próximo ao fragmento florestal que apresentou a maior riqueza e diversidade na S2. A abundância dos gêneros dentro da ordem Hymenoptera variou entre os tratamentos. No cultivo orgânico, o mais abundante foi Gryon (Scelionidae) com 215 parasitoides na S1; no orgânico próximo ao fragmento florestal foi Ceraphron (Ceraphronidae) na S1 com 85, e no convencional foi Gryon com 2114 na S2. Já em Diptera (Tachinidae), no tratamento orgânico foi Voria com 15 indivíduos na S2, no orgânico próximo ao fragmento florestal foi Archytas com 77 na S1, e no convencional também foi Archytas com 8 individuos na S1. No geral, de todos os gêneros coletados, em Hymenoptera foi Gryon com 4268 indivíduos e em Tachinidae, Archytas com 115 (Tabela7). A riqueza de espécies na S1 foi maior nas bandejas amarelas: T1A teve 52, T2A teve 43 e T3A teve 37. Nas bandejas brancas, T1B teve 23, T2B teve 24 o e T3B teve 18 (Tabela 5). Na S2, a riqueza de espécies também foi maior nas bandejas amarelas: T1A teve 55, T2A teve 58 e T3A teve 44. Nas bandejas brancas, a riqueza de espécies na S2, com T1B com 29, T2B com 21 e T3B com 17 (Tabela 7). Sendo assim, de todos os tratamentos avaliados, a maior riqueza de espécies foi encontrada na S2 nas bandejas amarelas do tratamento orgânico próximo ao fragmento florestal (58) e orgânico (55) (Tabela7). O índice Shannon H’ foi maior nas bandejas amarelas tanto na Safra 1 (S1) quanto na Safra 2 (S2). Na S1 T2A apresento o maior índice T2A (H’ = 2,879), seguido por T1A (H’ = 2,592), e por fim T3A (H’ = 0,944). Na mesma safra, para as bandejas brancas: T1B e T2B apresentaram valores semelhantes (H’ = 2,708 e 2,713, respectivamente) e T3B teve o menor índice (H’ = 2,394). Na Safra 2 (S2), o índice de Shannon H’ para as bandejas amarelas foi o seguinte: T1A (H’ = 2,914), 37 T2A (H’ = 3,411) o maior índice e T3A (H’ = 1,624). Para as bandejas brancas T1 teve (H’ = 2,475), T2 (H’ = 2,505) e T3 teve (H’ = 2,142) (Tabela 7). Os maiores índices de Shannon H’ foram encontrados no tratamento orgânico próximo ao fragmento florestal nas bandejas amarelas na S2 (T2AS2 = 3,411), seguido pelo tratamento orgânico da S2 (T2AS2 = 2,914) e orgânico próximo a fragmento florestal da S1 (T2AS1 = 2,879) (Figura 4, Tabela 7). Um índice de Shannon H’ alto indica uma comunidade com muitas espécies diferentes e com uma distribuição uniforme de indivíduos entre as espécies, ao contrário, um índice baixo sugere uma comunidade com poucas espécies ou com uma espécie dominante. Figura 4. Índice de diversidade de Shannon H’ A similaridade entre os tratamentos na figura 5, demostra uma variação contínua nos seis tratamentos estudados, demonstrando as áreas que apresentam a maior similaridade, ou seja, semelhantes entre si, foram entre T3BS1 com T3BS2 88% e T1AS2 com T2AS1 82%. 38 Figura 5. Dendograma de similaridade entre os tratamentos estudados. Dentro dos gêneros de Hymenoptera, alguns estão associados com a broca- da-cana como Apanteles, Cotesia (Braconidae), Conura (Chalcididae), Trichopria (Diapriidae), Horismenus, Pediobius, Tetrastichus (Eulophidae), Gonatocerus (Mymaridae), Perilampus (Perilampidae), Trichogramma (Trichogrammatidae). Já em Tachinidae (Diptera) os gêneros encontrados não possuem associação com a broca, porém a maioria são parasitoides da ordem Lepidoptera, como Archytas Jaennicke, 1867 (Toma et al., 2017) (Tabela 7). 39 Tabela7. Abundância (n), frequência (f) , riqueza e índice de Shannon (H’) de táxons de parasitoides no cultivo de cana-de-açúcar orgânico, cultivo orgânico próximo ao fragmento florestal e cultivo convencional, usando armadilhas Moericke Amarelas (A) e Brancas (B). Ordem/Família Gêneros Orgânico (T1) Orgânico próximo ao fragmento florestal (T2) Convencional (T3) Safra 1 (S1) Safra 2 (S2) Safra 1 (S1) Safra 2 (S2) Safra 1 (S1) Safra 2 (S2) Amarela (A) Branca (B) Amarela (A) Branca (B) Amarela (A) Branca (B) Amarela (A) Branca (B) Amarela (A) Branca (B) Amarela (A) Branca (B) n f n f n f n f n f n f n f n f n f n f n f n f HYMENOPTERA Agaonidae Pegoscapus - - - - - - - - - - - - 2 - 1 - - - - - - - - - Aphelinidae Aphelinus - - - - 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Aphytus - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - Encarsia 1 - - - - - - - - - - - 1 - - - 2 - - - - - - - Braconidae Aleiodes 1 - 1 - - - - - 4 - - - - - - - - - - - - - - - Apanteles 4 - 1 - 2 - 1 - 0 - - - - - - - 2 - 2 - 1 - - - Bentonia - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - Chelonus - - - - 1 - - - - - - - 4 - - - - - - - 1 - - - Cotesia - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - 1 - - - Cremnops - - - - - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - 40 Diolcogaster 4 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Hypomicrogaster 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Masona - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - 2 - - - Microctonus - - - - - - 1 - - - - - 1 0,004 - - - - - - 1 - - - Rasivalva 5 0,001 - - 1 - - - 2 - 2 0 - - - - 1 - - - 1 - - - Zele - - - - 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Ceraphronidae Aphanogmus 55 0,006 5 0,001 42 0,005 1 - 46 0,005 3 0 23 0,003 1 - 37 0,004 4 - 207 0,024 4 0 Ceraphron 33 0,004 4 - 64 0,008 5 0,001 85 0,010 6 0,001 29 0,003 1 - 44 0,005 4 - 214 0,025 5 0,001 Synarsis - - - - 3 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Chalcididae Brachymeria 8 0,001 - - 5 0,001 - - 1 - - - 27 0,003 - - - - - - - - - - Conura - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - Haltichella - - 1 - - - - - 2 - - - 2 - - - 1 - 1 - 9 0,001 - - Notaspidium - - - - - - - - - - - - - - - - 4 - - - - - - - Trigonura 1 - - - - - - - - - - - 2 - - - - - - - 2 - - - Diapriidae Basalys 2 - - - - - - - 5 0,001 - - 3 - - - 5 0,001 - - 2 - - - Coptera 9 0,001 1 - 7 0,001 1 - 12 0,001 2 - 2 - - - 7 0,001 - - 10 0,001 - - Entomacis 11 0,001 1 - 1 - - - 5 0,001 1 - - - - - 2 - - - - - - - 41 Monelata - - - - 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Omopria 9 0,001 1 - 7 0,001 1 - 12 0,001 2 - 2 - - - 7 0,001 - - 10 0,001 - - Ortona - - - - 1 - - - - - - - 2 - - - - - - - 1 - - - Pentapria 1 - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - - - - - Townesella - - - - 1 - - - 2 - 1 - 2 - - - - - - - 1 - - - Trichopria - - - - 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Dryinidae Aphelopus 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Dryinus - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - Encyrtidae Aenasius 4 - - - 1 - - - 1 - 1 - 1 - - - - - - - - - - - Anagyrus 15 0,002 6 0,001 12 0,001 9 0,001 6 0,001 8 0,001 11 0,001 4 - 38 0,004 7 0,001 13 0,002 3 - Blepyrus - - - - 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Cheiloneurus - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - 1 0,004 - - Copidossoma - - - - 7 0,001 - - - - - - 9 0,001 2 - - - - - - - 1 - Hambletonia 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - 1 - Isodromus - - - - - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - Metaphycus - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - 1 - - - Mucuncyrtus - - - - 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Ooencyrtus - - - - - - - - 1 - - - 1 - 1 - 1 - - - 2 - 2 - 42 Rhopus 1 - - - 3 - 1 - 1 - - - 3 - - - 2 - 2 - 2 - - - Tetracnemus - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - Eulophidae Acrias 1 - - - 1 - - - 2 - - - - - - - - - - - - - - - Asecodes - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - 1 - - - - - Baryscapus - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - Ceranisus 1 - 1 - 2 - - - - - - - 4 - 7 - - - - - 3 - 1 - Eprhopalotus - - - - 5 0,001 - - - - - - 2 - 1 - - - - - - - - - Euderus 1 - - - 2 - - - - - - - 2 - - - - - - - - - - - Euplectrus 2 - - - 2 - 5 0,001 5 0,001 - - 1 - - - - - - - 1 - - - Horismenus - - 1 - - - 1 - 1 - - - 1 - - - 1 - - - 1 - - - Neopomphale - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - Omphale 3 - 1 - 12 0,001 13 0,001 13 0,002 2 - 5 0,001 - - 1 0 - - 1 0 - - Pediobius - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - 1 - - - Tetrastichus 2 - - - - - 2 - - - - - - - - - - - - - - - 1 - Eupelmidae Calosota 1 - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - - - Metapelma - - - - 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Eurytomidae Bruchophagus - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - 43 Isosomodes - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - Figitidae Odontosema 4 - 1 - 116 0,014 2 - 7 0,001 - - 14 0,002 - - 2 0 - - 8 0,001 2 - Tropideucoila - - - - 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Megaspilidae Dendrocerus 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - 1 - - - Mymaridae Arescon 2 - - - - - - - - - - - - - - - 12 0,001 2 - - - - - Camptoptera 10 0,001 - - 10 0,001 1 - 5 0,001 2 - 17 0,002 3 - 4 - 1 - 6 - - - Caraphractus 4 - - - 3 - 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - Gonatocerus 1 - - - 30 0,003 3 - 2 - 1 - 7 0,001 1 - 4 - - - 9 0,001 - - Litus 21 0,002 - - 18 0,002 9 0,001 26 0,003 3 0 9 0,001 1 - 23 0,003 5 0,001 187 0,022 15 0,002 Polynema 9 0,001 2 - 4 - 1 - 5 0,001 1 - 5 0,001 - - 3 - 1 - 3 - - - Ptilomymar - - - - - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - Perilampidae Perilampus - - - - 3 - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - Pteromalidae Herbertia - - - - 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Neocalosoter - - - - 3 0,011 - - - - - - - - - - - - - - 32 0,004 4 - Spalangia 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - 44 Scelionidae Calotelea - - - - - - 1 - 1 - 2 - - - - - 2 - - - 16 0,002 3 - Dvivarnus - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - Gryon 215 0,025 8 0,001 78 0,009 2 - 37 0,004 4 - 4 - - - 1737 0,202 25 0,003 2114 0,246 44 0,005 Gryonoides 1 - - - 3 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Holoteleia 13 0,002 3 - 31 0,004 1 - 13 0,002 4 - 19 0,002 1 - 39 0,005 6 0,001 320 0,037 8 0,001 Phlebiaporus 22 0,003 2 - 115 0,013 17 0,002 25 0,003 7 0,001 43 0,005 2 - 91 0,011 7 0,001 571 0,067 24 0,003 Psix - - - - - - - - - - - - 5 0,001 - - - - - - 20 0,002 - - Teleas - - - - 1 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Trimorus 3 - 1 - 6 0,001 2 - 7 0,001 3 - 3 - - - 5 0,001 2 - 7 0,001 1 - Trissolcus 1 - - - 4 - - - 2 - - - 9 0,001 - - 3 - - - 13 0,002 - - Signiphoridae Chartocerus - - - - 2 - - - - - - - - - - - - - - - - - - - Signiphora - - - - - - - - - - - - 7 0,001 - - - - - - - - - - Trichogrammatidae Trichogramma 26 0,003 13 0,002 45 0,005 52 0,006 22 0,003 23 0,003 18 0,002 19 0,002 15 0,002 5 0,001 34 0,004 18 0,002 DIPTERA Tachinidae Archytas 8 0,001 1 - 1 - - - 77 0,009 9 0,001 8 0,001 2 - 8 0,001 1 - - - - - Carcelia 2 - - - - - 1 - 1 - - - - - - - 2 - - - 2 - - - 45 Cylindromyia - - - - - - - - - - - - 1 - - - - - - - - - - - Eucelatoria 1 - - - - - - - 2 - - - - - - - - - - - - - - - Myiopharus 3 - - - 2 - 1 - 3 - - - 4 - 2 - - - - - - - - - Neocuphocera 2 - 2 - - - - - 3 - - - - - - - - - - - 1 - - - Paradidyma 4 - - - - - - - 2 - - - 1 - 1 - - - - - - - - - Patelloa 4 - 2 - 6 0,001 4 - 10 0,001 2 - 13 0,002 4 - 4 - 3 - 2 - - - Polygaster - - - - - - - - 2 - - - - - - - - - - - - - - - Strongygaster - - 1 - - - - - 1 - - - - - - - - - 1 - - - - - Voria 1 - - - 15 0,002 9 0,001 - - 1 - 8 0,001 1 0 1 0 - - 1 - - - Total 538 60 702 149 463 91 352 59 2114 78 3837 137 Riqueza 52 23 55 29 43 24 58 21 37 18 44 17 Shannon (H’) 2,592 2,708 2,914 2,475 2,879 2,713 3,411 2,505 0,944 2,394 1,624 2,142 46 5. DISCUSSÃO Investigou-se a diversidade de parasitoides em sistema de cultivo de cana-de- açúcar convencional e orgânico, levando em consideração a proximidade de um fragmento florestal; e foi realizada a associação da broca-da-cana com os parasitoides encontrados. Houve diferença nos números de parasitoides entre safras, na S1= 3344 e na S2 = 5236, evidenciando que os fatores climáticos afetam diretamente os insetos, na S1 a precipitação e a umidade relativa foram mais elevadas e a temperatura mais baixa, em