VALÉRIA DE SOUZA AVALIAÇÃO DA CONTAMINAÇÃO DE ÁGUAS POR RESÍDUOS DE PESTICIDAS EM ÁREA DE CULTURA DE ALGODÃO: REGIÃO DE PRIMAVERA DO LESTE – MT. Tese apresentada ao Instituto de Química da Universidade Estadual Paulista, como parte dos requisitos para obtenção do título de Doutor em química. Orientadora: Profª Drª Maria Lúcia Ribeiro. Araraquara 2006 A Deus, minha Fortaleza. À minha família, meu refúgio. AGRADECIMENTOS A Deus por tudo. À Prof.ª. Drª. Maria Lúcia Ribeiro, pela orientação, incentivo e compreensão nos momentos difíceis. Sinceros agradecimentos à Profª. Drª Eliana Freire Gaspar de Carvalho Dores por disponibilizar os meios para a realização desse trabalho, incentivo, paciência e amizade. Ao prof. Ms. Alicio Alves Pinto pela colaboração nas coletas e pela agradável convivência. Aos colegas do laboratório de análises de resíduos de biocidas (LARB) da UFMT pela convivência e momentos agradáveis compartilhados. Ao amigo Leandro pela disposição em ajudar sempre. Às amigas Mara Nilza e Thaís Hernandes, pela grata convivência, carinho e amizade. Ao Instituto de Química de Araraquara pelo apoio institucional. Aos funcionários da seção de Pós-graduação e da biblioteca pela disposição e eficiência. Aos proprietários das fazendas de algodão onde foram coletadas as amostras, pelo suporte ao trabalho de campo. 5 À Fundação de Amparo à Pesquisa de Mato Grosso (FAPEMAT), Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) e Fundação de Apoio à Cultura do algodão (FACUAL) pela concessão de auxílio à pesquisa. DADOS CURRICULARES Valéria de Souza Licenciada em Química pela Universidade Federal de Mato Grosso, em 1994 com mestrado em Físico-química pelo Instituto de Química de Araraquara da Universidade Estadual Paulista, em 1998. A experiência profissional na área de ensino de química iniciou-se no ano de 1994, como professora de química geral para o ensino médio no Liceu Salesiano São Gonçalo (Cuiabá). No segundo semestre de 1995 ingressou no programa de mestrado do Instituto de química de Araraquara da Universidade Estadual Paulista, onde defendeu dissertação em janeiro de 1998. Em 1998, retornou ao Liceu Salesiano São Gonçalo, onde permaneceu até 2001. Nesta instituição, coordenou as aulas de laboratório de química e ministrava aulas para o ensino médio. Durante o período de 1998 a 2001 também iniciou as atividades em instituições de ensino superior. No segundo semestre de 1998 foi contratada para ministrar aulas de físico-química no curso de farmácia da Universidade de Cuiabá. Em setembro de 1999 foi aprovada na seleção para professor substituto para química geral na UFMT. Durante os dois anos do contrato, ministrou a disciplina de Química Geral para os cursos de Física e Química, e a disciplina de físico-química I para o curso de Química. Em 2002 ingressou no programa de doutorado do Instituto de química de Araraquara da Universidade Estadual Paulista, ao terminar os créditos necessários para o doutorado (1° semestre de 2002), retornou à Cuiabá retomando as atividades de ensino paralelamente às atividades de pesquisa. Foi contratada pelo Centro Universitário de Várzea Grande (UNIVAG), em julho de 2002, inicialmente como professora de Físico-Química do curso de farmácia, posteriormente também como professora de Química Orgânica e de Química Geral II, atuou neste curso até 2004, porém permaneceu na instituição como professora de Química Geral nos cursos de Licenciatura Plena em Biologia (Modular) e Bacharelado em Agronomia, onde permaneceu até 2005. Atualmente encontra-se afastada das atividades de ensino, opção que se fez necessária para que pudesse concluir a tese de doutorado. Produções Científicas SOUZA, Valéria de ADORNO, Antonio Tallarico, BENEDETTI, Assis Vicente Influência de Pequenas Adições de Prata e Crômio na Liga CU-13%Al In: II Congresso Internacional de Tecnologia Metalúrgica e de Materiais, São Paulo. Metalúrgica Física. , 1997. SOUZA, Valéria de; CARBO, Leandro; DORES, Eliana; RIBEIRO, Maria Lúcia; VECCHIATO, Antonio; WEBER, O.; PINTO, Alicio; SPADOTTO, Carlos; CUNHA, Marcelo. Determinação de pesticidas em águas de poços tubulares em áreas de cultura de algodão na microrregião de Primavera do Leste – MT. In: XIII Congresso Brasileiro de Águas Subterrâneas, Cuiabá – MT. Apresentação de trabalho na 56° Reunião da Sociedade Brasileira para o Progresso da Ciência: “Método analítico para determinação de pesticidas usados na cultura do algodão, em amostras de água, por HPLC-DAD”. CARBO, L.; SOUZA, V.; DORES, E. F. G. C.; RIBEIRO, M. L.; NAVICKIENE, S. Solid-phase extraction method for the determination of pestcides in water by HPLC-DAD. In: 7th International Symposium on Advances in Extraction Technologies, Campinas – SP, 2005. CARBO, L.; SOUZA, V.; DORES, E. F. G. C.; RIBEIRO, M. L. Determinação de pesticidas em água de escoamento superficial e sedimento carreado por CLAE/DAD em área de cultura de algodão na região de Primavera do Leste – MT. In: Simpósio Brasileiro de Técnicas Cromatográficas e Técnicas Afins, São Pedro – SP, 2006. RESUMO A cotonicultura, atividade amplamente desenvolvida na região de Primavera do Leste - MT, demanda intenso uso de pesticidas, podendo ser considerada como potencialmente poluidora, entretanto, não existem dados suficientes que permitam a avaliação adequada desse impacto. Sendo assim, este estudo tem como objetivo avaliar a contaminação de águas por pesticidas utilizados na cultura do algodão nesta região. Foi realizado um levantamento dos pesticidas usados na cultura do algodão, e a partir deste, a seleção dos pesticidas a serem estudados. A seleção baseou-se nas propriedades físico-químicas e índices GUS e LIX e critérios de GOSS, permitindo fazer uma análise preliminar do potencial de contaminação de águas superficiais e subterrâneas por pesticidas. Os pesticidas selecionados para serem analisados nas amostras de água foram: acetamiprido, aldicarbe, azoxistrobina, carbendazim, carbofurano, clorfluazurom, diafentiurom, diurom, lufenurom, metomil, imidacloprido, teflubenzurom, tiametoxam, tiacloprido, tiofanato metílico e triflumurom. A metodologia de análise foi otimizada para a determinação por Cromatografia Líquida de Alta Eficiência / Detector Ultravioleta com arranjo de diodos (CLAE/DAD). O procedimento experimental envolveu pré- concentração em cartucho de poliestirenodivinilbenzeno (SDVB) e eluição com mistura metanol: acetonitrila (7: 3 v/v). O método foi avaliado em cinco níveis de fortificação (n = 6), considerando os parâmetros de seletividade, intervalo de trabalho, exatidão, precisão, limite de detecção e limite de quantificação, sendo eficiente para nove dentre os dezesseis pesticidas estudados: acetamiprido, azoxistrobina, carbendazim, carbofurano, diurom, metomil, teflubenzurom, tiametoxam e triflumurom. Estes pesticidas apresentaram valores médios de recuperação entre 73 e 114 % e coeficientes de variação entre 2 e 16 % em todos os níveis. Foram selecionadas seis áreas de estudo onde foram coletadas amostras de água do lençol freático, superficial, poços tubulares, água de chuva e escoamento superficial. As amostras foram coletadas mensalmente, entre janeiro de 2002 e março de 2003. Dentre os pesticidas analisados foram detectados (nas concentrações máximas, em μg L- 1), nas diferentes amostras estudadas: acetamiprido (6,31), aldicarbe (19,74), azoxistrobina (86,06), carbendazim (4,20), carbofurano (68,79), diurom (23,23), imidacloprido (11,24), metomil (45,94), tiametoxam (2,00) e teflubenzurom (3,55). A análise dos resultados mostrou uma região com potencial de contaminação significativo do ambiente aquático, que deve ser mantido em constante monitoramento. Palavras chaves: pesticidas, águas, validação, cromatografia líquida, extração em fase sólida. ABSTRACT The cotton crop, largely developed in the region of Primavera do Leste – MT, is an activity that demands an intense use of pesticides and so can be considered as potentially pollutant. However, there are not enough data to allow an adequate assessment of that impact. Therefore, this study aimed to evaluate the water contamination by pesticides used in the cotton plantation in this region. The analyzed pesticides were selected from a survey of pesticides used in cotton crop in the region. The selection was based on the physical-chemical properties of the active ingredients, the GUS and LIX index and the Goss’s criteria, allowing a preliminary screening of surface and ground water contamination potential. The selected pesticides for water analysis were: acetamiprid, aldicarb, azoxistrobin, carbendazim, carbofuran, chlorfluazuron, diafentiuron, diuron, lufenuron, methomyl, imidacloprid, teflubenzuron, thiametoxam, tiacloprid, tiophanate methyl and triflumuron. The analytical method was optimized for determination by High Performance Liquid Chromatography/ UV Diode Array Detector (HPCL/DAD). The experimental procedure envolved pre-concentration by solid phase extraction using polystirenedivinilbenzene (SDVB) cartridges and elution with a solvent system methanol:acetonitrile (7:3 v/v). The method was evaluated in five fortification levels (n = 6 replicates), considering selectivity, working interval, precision, accuracy, limits of quantification and detection, showing efficiency for nine among the sixteen studied pesticides: acetamiprid, azoxistrobin, carbendazin, carbofuran, diuron, methomyl, teflubenzuron, thiametoxan and triflumuron. For these pesticides average recovery values between 73 and 114% and variation coefficient ranging from 2 to 16% were obtained. Six cotton production areas were chosen for sample collection from water table, superficial water, drinking wells, rain water and run-off water. Samples were collected monthly from January 2002 and March 2003. In the different samples, the maximum concentrations (μg L- 1) found were: acetamiprid (6,31), aldicarb (19,74), azoxistrobin (86,06), carbendazim (4,20), carbofuran (68,79), diuron (23,23), imidacloprid (11,24), methomyl (45,94), thiametoxan (2,00) and teflubenzuron (3,55). The results showed that this region presents a significant aquatic environment contamination potential and should be kept under constant monitoring. Key words: pesticides, water, validation, contamination, liquid chromatography, solid phase extraction. LISTA DE FIGURAS Figura 1 - Mecanismos de dissipação de pesticidas em solos (modificado de RAMSAY et al, 2003)...................................................................................................................................... 24 Figura 2 – Carta imagem da região de Primavera do Leste com a localização das áreas onde foram coletadas as amostras de água..................................................................................... 46 Figura 3 - Esquema do método de extração para os pesticidas estudados. ................................... 54 Figura 4 - Instalação do poço de monitoramento. ......................................................................... 59 Figura 5 – Coleta de água de lençol freático de poço de monitoramento. .................................... 60 Figura 6 – Poço tubular para coleta de água subterrânea. ............................................................. 61 Figura 7 – Calha para coleta de água de escoamento superficial. ................................................. 62 Figura 8 - Coletor de água de chuva.............................................................................................. 63 Figura 9 – Coleta de água superficial. ........................................................................................... 64 Figura 10 - Estruturas químicas dos benzimidazóis: (a) carbendazim, (b) tiofanato metílico. ..... 66 Figura 11 - Estruturas químicas dos carbamatos: (a) aldicarbe, (b) carbofurano e (c) metomil. .. 66 Figura 12 - Estrutura química da estrobilurina: azoxistrobina. ..................................................... 66 Figura 13 - Estruturas químicas dos neonicotinóides: (a) acetamiprido, (b) imidacloprido, (c) tiacloprido e (d) tiametoxam.................................................................................................. 66 Figura 14 - Estruturas químicas dos derivados da uréia: (a) clorfluazurom, (b) diurom, (c) diafentiurom, (d) lufenurom, (e) teflubenzurom e (f) triflumurom. ...................................... 67 Figura 15 - Cromatograma da solução padrão dos pesticidas selecionados (10 μg mL-1), obtido por CLAE/DAD nas condições descritas no item 3.3.6. ....................................................... 71 Figura 16 – Cromatogramas, obtidos por CLAE/DAD, da solução padrão dos pesticidas selecionados (10 μg mL-1) e da amostra testemunha, nas condições descritas no item 3.3.6. ............................................................................................................................................... 73 Figura 17 – Avaliação da exatidão pelo estudo da regressão linear dos pesticidas estudados...... 81 Figura 18 - Concentrações máximas mensais dos pesticidas acetamiprido, carbendazim, imidacloprido, metomil e tiametoxam em amostras de água de poços de monitoramento nas seis áreas amostradas da região de Primavera do Leste. ....................................................... 89 Figura 19 - Concentrações máximas mensais dos pesticidas aldicarbe, carbofurano, diurom e teflubenzurom em amostras de água de poços de monitoramento nas seis áreas amostradas da região de Primavera do Leste............................................................................................ 89 Figura 20 - Cromatograma da amostra de água de poço de monitoramento – área A; mês jan/02. Obtido por CLAE/DAD nas condições descritas no item 3.3.6. ........................................... 91 Figura 21 - Concentrações máximas mensais dos pesticidas carbofurano, diurom e imidacloprido em amostras de água de poços tubulares nas seis áreas amostradas da região de Primavera do Leste. ..................................................................................................................................... 92 Figura 22 - Cromatograma da amostra da área D; mês abril/02. Obtido por CLAE/DAD nas condições descritas no item 3.3.6. ......................................................................................... 93 Figura 23 - Concentrações máximas mensais dos pesticidas acetamiprido, azoxistrobina, carbendazim, carbofurano, diurom, metomil e teflubenzurom em amostras de água de escoamento nas seis áreas amostradas da região de Primavera do Leste. ............................. 94 Figura 24 - Cromatograma da amostra de água da área D; mês jan/03. Obtido por CLAE/DAD nas condições descritas no item 3.3.6.................................................................................... 96 13 Figura 25 - Concentrações máximas mensais dos pesticidas carbendazim, carbofurano e diurom em amostras de água superficial nas seis áreas amostradas da região de Primavera do Leste. ............................................................................................................................................... 97 Figura 26 - Cromatograma da amostra de água da área D; mês fev/02. Obtido por CLAE/DAD nas condições descritas no item 3.3.6.................................................................................... 98 Figura 27 - Concentrações máximas mensais dos pesticidas acetamiprido, carbendazim, carbofurano, diurom, imidacloprido e tiametoxam em amostras de água de chuva nas seis áreas amostradas da região de Primavera do Leste. ............................................................ 100 Figura 28 - Cromatograma da amostra da área F; mês mar/02. Obtido por CLAE/DAD nas condições descritas no item 3.3.6. ....................................................................................... 101 Figura 29 – Concentração máxima dos pesticidas detectados durante o período de amostragem nos diferentes tipos de amostras. ......................................................................................... 102 LISTA DE TABELAS Tabela 1 - Comparação para os limites de pesticidas em água potável......................................... 35 Tabela 2 – Métodos de análise de resíduos de pesticidas em água, enfatizando o tipo de extração, a técnica de detecção, os princípios ativos analisados e a matriz.......................................... 39 Tabela 3 – Critérios de GOSS para avaliação do potencial de contaminação de águas superficiais por pesticidas associados aos sedimentos.............................................................................. 48 Tabela 4 – Critérios de GOSS para avaliação do potencial de contaminação de águas superficiais por pesticidas dissolvidos em água........................................................................................ 49 Tabela 5 – Produtos comerciais e respectivos ingredientes-ativos, usados no algodão, segundo levantamento feito em novembro de 2001. ........................................................................... 50 Tabela 6 – Propriedades físico-químicas, categoria de uso, classe química, índices de GUS, LIX e GOSS dos pesticidas utilizados na cultura do algodão.......................................................... 68 Tabela 7 – Intervalo de trabalho estudado, equações de regressão linear e coeficientes de correlação das curvas de calibração obtidas para os pesticidas estudados. ........................... 75 Tabela 8 - Resultados de recuperação para os pesticidas nos níveis de fortificação estudados (recuperação média, coeficiente de variação e intervalo de confiança, n = 6). ..................... 77 Tabela 9 - Equações das regressões lineares para a relação entre as concentrações de fortificação e as adicionadas. .................................................................................................................... 82 Tabela 10 – Limites de detecção e de quantificação dos pesticidas estudados. ............................ 83 Tabela 11 - Freqüência de detecção, faixa de concentração para os pesticidas detectados nos diferentes tipos de amostras................................................................................................... 86 SUMÁRIO 1. INTRODUÇÃO......................................................................................................................... 17 2. OBJETIVOS.............................................................................................................................. 20 3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA.................................................................................................. 21 3.1 Pesticidas no ambiente ........................................................................................................ 21 3.2 Pesticidas no solo ................................................................................................................ 21 3.3 Pesticidas em água............................................................................................................... 26 3.4 Legislação........................................................................................................................... 34 3.5 Metodologia para análise de pesticidas em matriz de água................................................. 36 4. MATERIAL E MÉTODOS....................................................................................................... 44 4.1 Área de estudo ..................................................................................................................... 44 4.2 Seleção dos pesticidas ................................................................................................... 47 4.3 Estudo de validação do método para análise de água em CLAE ....................................... 51 4.3.1 Equipamentos....................................................................................................................51 4.3.2 Reagentes e solventes ...................................................................................................... 51 4.3.3 Padrões ......................................................................................................................... 52 4.3.4 Limpeza da vidraria .............................................................................................. 52 4.3.5 Preparo das soluções de padrões .......................................................................... 52 4.3.6 Condições operacionais do cromatógrafo para determinação dos resíduos dos pesticidas selecionados em matriz de água ........................................................................... 53 4.3.7 Método analítico.......................................................................................................... 53 4.3.8 Fortificação das amostras de água ....................................................................... 54 4.3.9 Identificação e quantificação dos pesticidas......................................................... 55 4.3.10 Critérios de validação da metodologia ................................................................. 55 4.3.10.1 Seletividade.............................................................................................................55 4.3.10.2 Linearidade e Intervalo de trabalho........................................................................55 4.3.10.3 Exatidão e Precisão.................................................................................................56 4.3.10.4 Limite de detecção (LD) do método.........................................................................57 4.3.10.5 Limite de quantificaçâo (LQ) do método..................................................................57 4.3.11 Aplicação do método às amostras reais ................................................................ 57 4.3.11.1 Poços de monitoramento.........................................................................................57 4.3.11.2 Poços tubulares.......................................................................................................60 4.3.11.3 Calhas.....................................................................................................................61 4.3.11.4 Coletores de água de chuva.....................................................................................62 4.3.11.5 Coleta periódica de água superficial.......................................................................57 5. RESULTADOS E DISCUSSÃO .............................................................................................. 64 5.1 Pesticidas selecionados........................................................................................................ 64 5.2 Método de análise para os pesticidas selecionados ............................................................. 71 5.3 Parâmetros de validação ...................................................................................................... 72 5.3.1 Seletividade.........................................................................................................................73 5.3.2 Linearidade e intervalo de trabalho...................................................................... 74 5.3.3 Avaliação da exatidão e da precisão pelo estudo das recuperações individuais e da regressão linear ..................................................................................................................... 75 5.3.4 Limites de detecção (LD) e de quantificação (LQ) .................................................... 82 5.4 Aplicação do método às amostras ambientais: ................................................................... 84 5.4.1 Amostras de água de poços de monitoramento ........................................................... 87 5.4.2 Amostras de água de poços tubulares...........................................................................91 5.4.3 Amostras de água de escoamento superficial.............................................................. 94 5.4.4 Amostras de águas superficiais.....................................................................................96 5.4.5 Amostras de águas de chuva.........................................................................................99 6. CONCLUSÕES E SUGESTÕES............................................................................................ 104 7. PERSPECTIVAS FUTURAS ................................................................................................. 107 8. REFERÊNCIAS ...................................................................................................................... 108 17 1. INTRODUÇÃO Os pesticidas são usados em ambientes domésticos, industriais ou urbanos, mas seu uso é predominantemente agrícola, objetivando aumentar a produção e destruir ou controlar as formas de vida consideradas indesejáveis, que representam grande problema para a agricultura. Entretanto, o uso intensivo de pesticidas na agricultura tem preocupado a comunidade científica devido ao risco de que estas substâncias venham contaminar diferentes compartimentos do ambiente (REGITANO, 2002). Mecanismos físicos e biológicos possibilitam a distribuição dos resíduos de pesticidas nos ecossistemas, pelo ar, água e pela migração nos organismos. Devido à alta complexidade desses processos, o estudo do efeito ambiental dos pesticidas torna-se também complexo. Para compreender a dinâmica desses produtos no ambiente, é necessário compreender os processos que levam à dissipação do pesticida no ambiente. A intensidade do uso de pesticidas e os efeitos que causam ao ambiente e à saúde humana exigem o estudo de suas principais propriedades físico-químicas. Além disso, devem ser previstas suas interações com o solo e a possibilidade de contaminação e transporte, dissolvidos em água ou associados aos sedimentos. De uma maneira geral, o solo é o destino final dos pesticidas utilizados na agricultura. O solo é o produto da interação dos fatores de sua formação: material de origem, clima, relevo ou topografia, organismos, tempo e contribuição antrópica. O tipo de solo depende dessas interações e em função disso, quando o pesticida o atinge, poderá seguir diferentes rotas, como, por exemplo, ficar retido na fração orgânica e ou mineral; mas, se disponível na solução do solo, poderá sofrer degradação fotoquímica, química e biológica no ambiente, ser volatilizado, lixiviado podendo chegar às águas subterrâneas ou ser escoado superficialmente e atingir águas superficiais (CARTER, 2000; DELLE SITE, 2001). A necessidade de avaliação do risco de contaminação se deve ao fato de que a agricultura exige considerável suprimento de água, o que conduz ao desenvolvimento desta atividade próximo a rios e lagos (CARVALHO et al., 2000). Segundo Ferraz (1996), os recursos hídricos agem como integradores dos processos biogeoquímicos de qualquer região. Sendo assim, quando os pesticidas são introduzidos no 18 ambiente, os recursos hídricos, sejam superficiais ou subterrâneos, são o principal destino final dos pesticidas. O aumento da população e sua crescente concentração nos centros urbanos produzem efluentes cujas características físicas, químicas e biológicas tem resultado na degradação contínua e progressiva dos mananciais hídricos. No Brasil, cerca de 50% das águas usadas para consumo humano são extraídas de aqüíferos, portanto, o seu comprometimento sob ponto de vista de qualidade é uma realidade. Pesquisas sobre o potencial e a qualidade dos recursos hídricos subterrâneos têm sido realizadas há várias décadas nos países desenvolvidos e em alguns países em desenvolvimento. No Brasil, poucos Estados possuem conhecimentos satisfatórios sobre suas reservas de água subterrânea de maneira a garantir sua utilização e sua conservação (HIRATA, 1993; BOUWER, 2003; DANIELOPOL et al., 2003). O estado de Mato Grosso inclui-se entre aqueles mais carentes em estudos sobre os recursos hídricos, apesar de seu alto potencial e estratégica posição geográfica, que lhe assegura importante papel armazenador e de nascedouro das maiores reservas hídricas brasileiras, como as representadas pela Bacia Amazônica, do Paraguai, do Araguaia, além do Pantanal Mato- grossense (CUTRIM, 1999). Portanto, o monitoramento das águas (superficiais e subterrâneas) é de grande importância, principalmente, nas regiões que constituem fonte primária de água potável e em áreas próximas a regiões agrícolas, nas quais os pesticidas podem causar contaminação dos sistemas hidrológicos. A região Centro Oeste do Brasil desenvolveu-se rapidamente a partir de 1970, devido aos subsídios fornecidos pelo governo, principalmente para a agricultura. Grandes latifúndios foram instalados, introduzindo a monocultura com lavouras altamente dependentes de insumos químicos, incluindo pesticidas. A região de Primavera do Leste-MT é um exemplo típico dessa ocupação, cuja economia baseia-se na agricultura e pecuária. O estado de Mato Grosso destaca-se no cultivo de algodão: é o maior produtor brasileiro. Para a safra de 05/06, a produção de plumas é estimada como algo em torno de 442.150 mil toneladas (SAFRAS E MERCADO, 2006). A região de Primavera do Leste, dentre as regiões de produção de algodão do Estado, é uma das mais antigas e apresenta uma maior área plantada. 19 O algodoeiro é uma planta de grande importância econômica cultivada basicamente pelas fibras que envolvem suas sementes, sendo amplamente usadas na indústria têxtil. É uma planta exigente quanto à qualidade do solo, sendo desfavoráveis solos acentuadamente ácidos ou pobres em nutrientes, excessivamente úmidos e os solos rasos e compactados. Possui um ciclo de vida longo (140 a 170 dias), exigindo as seguintes condições climáticas: dias predominantemente ensolarados, com temperatura média entre 22 e 26 0C e um suprimento de água de 750 a 900 mm bem distribuídos no período. Adapta-se bem tanto ao sistema convencional quanto ao sistema de plantio direto. Em ambos os casos, mas principalmente no sistema convencional, é indispensável o emprego de técnicas conservacionistas do solo (ALGODÃO, 2005). A cotonicultura é conhecida como atividade que demanda elevado uso de pesticidas, o número de aplicações pode chegar a 12 por ciclo de vida, devido à necessidade de controlar a quantidade numerosa de pragas e insetos que a atacam em quase todo o seu ciclo. Assim, programas de monitoramento ambiental poderão minimizar os riscos de poluição e assegurar o desenvolvimento sustentável da agricultura, garantindo a qualidade da água, a saúde humana e a não contaminação dos alimentos. 20 2. OBJETIVOS Considerando a importância de se investigar a qualidade das águas para o consumo humano, este trabalho teve como objetivo geral a avaliação da contaminação de águas superficiais e subterrâneas por resíduos de pesticidas utilizados na cultura do algodão na região de Primavera do Leste – MT; e como objetivos específicos: • Otimizar um método para a determinação de resíduos dos pesticidas selecionados (mais usados cotonicultura) em matriz de água utilizando a técnica de cromatografia líquida de alta eficiência (CLAE). • Avaliar a eficiência do método pelos seguintes critérios de validação: seletividade, exatidão, precisão, intervalo de trabalho, limite de detecção (LD) e limite de quantificação (LQ). • Aplicar o método em cinco tipos de amostras de água (lençol freático, superficial, poços tubulares, água de chuva e escoamento superficial). 21 3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 3.1 Pesticidas no ambiente Uma vez utilizados na agricultura, os pesticidas podem seguir diferentes caminhos no ambiente. Estes caminhos estão relacionados com as propriedades físico-químicas dos pesticidas, freqüência de uso, métodos de aplicação, características bióticas e abióticas do meio e condições meteorológicas (FILIZOLA et al., 2002; FRIGHETTO, 1997; LAABS et al., 2002 e MARQUES et al., 2001). A contaminação do ambiente aquático por pesticidas é uma preocupação da comunidade científica e resíduos de diversos pesticidas têm sido detectados em águas superficiais e subterrâneas em vários países (SABIK et al., 2000). Como um dos grandes receptores de pesticidas, o comportamento destes no solo determina em grande parte o seu potencial de contaminação de águas. 3.2 Pesticidas no solo Quando um pesticida chega ao solo, seu tempo de residência depende das propriedades físico-químicas do solo, das forças de sorção, da dinâmica do fluxo de água como transporte de soluto e de sua taxa de degradação. A capacidade de sorção de um pesticida ao solo é influenciada pelas seguintes propriedades da molécula: solubilidade em água, constante de ionização ácido-base (pKa e pKb), pressão de vapor e coeficiente de partição octanol-água, além das propriedades físicas e químicas do solo. As constantes de ionização ácido-base assumem papel importante no comportamento dos herbicidas sendo que a grande maioria dos fungicidas, inseticidas e acaricidas não são ionizáveis (REGITANO, 2002). Segundo Luchini e Andrea (2002), as bases fracas, cujos valores de pKa estão próximos dos valores de pH do solo, são sorvidas mais fortemente à medida que o pH do meio diminui. Por 22 exemplo, Silva e Melo (1997) citam que em estudos realizados com diferentes solos, houve um aumento da sorção do pesticida carbendazim, em função do aumento da acidez da suspensão dos solos. Este aumento da sorção foi atribuído à ionização do pesticida em valores baixos de pH, havendo a sorção das moléculas protonadas no solo. Por outro lado, os compostos fracamente ácidos são, de um modo geral, sorvidos pela matéria orgânica do solo, em função do pH. A degradação e adsorção de pesticidas em solos são processos determinantes no destino ambiental destas substâncias. Dyson et al. (2002) estudaram a influência das propriedades de 15 tipos de solos na adsorção e degradação do herbicida mesotrione, um ácido fraco. Os autores verificaram a dependência da adsorção e degradação com o pH e matéria orgânica (MO) dos solos. Observaram que para solos com pH e MO mais elevados há uma diminuição na adsorção do herbicida tornando-o mais disponível à degradação, que pode ser verificada com a diminuição do tempo de meia-vida do composto. O comportamento do carbendazim, dentre outros pesticidas, em solos foi estudado por Nemeth–Konda et al. (2002). Para este pesticida foi encontrado um Koc de 2805. Os autores verificaram que à medida que a concentração do carbendazim na solução aumenta a porcentagem de sorção diminui devido à diminuição dos sítios sortivos no solo. Os autores atribuíram a alta sorção do carbendazim à sua baixa solubilidade em água e a hidrofobicidade. O comportamento sortivo dos herbicidas alaclor, atrazina, dicamba, hexazinona, imazetapir, metsulfurom metil, nicosulfurom, simazina e sulfumeturom metil foi estudado em seis solos brasileiros. Verificou-se que os herbicidas de caráter ácido fraco (dicamba, imazetapir, metsulfurom, nicosulfurom e sulfometurom) ficaram menos sorvidos nos solos do que as triazinas de caráter básico fraco e o herbicida não iônico e não polar (alaclor). Os coeficientes de sorção (Kd) apresentaram uma correlação altamente significativa com o carbono orgânico do solo para todos os herbicidas, exceto para o imazetapir e nicosulfuron (OLIVEIRA JR et al., 2001). Ahmad et al. (2001) avaliaram a relação existente entre a adsorção dos pesticidas carbaril e fosalone e a composição estrutural da matéria orgânica de 25 tipos de solos. Verificaram que os valores de Koc são altamente dependentes dos componentes aromáticos do solo. Em Michigan (EUA), Sheng et al. (2001), avaliaram a contribuição da argila do tipo esmectita e da matéria orgânica na sorção do diurom e outros pesticidas. Os autores verificaram uma maior adsorção do diurom na matéria orgânica. 23 A capacidade sortiva do diurom foi estudada em três tipos de solos na microbacia do Espraiado – SP. Os solos Latossolo Vermelho Escuro (LE) e Latossolo Roxo (LR) tiveram alta adsorção na camada superficial, enquanto o solo Areia Quartzosa (AQ) (Neossolo Quartzarênico, de acordo com a nova classificação de solos) apresentou baixa adsorção. Os resultados deste trabalho mostram que se este pesticida for aplicado em lavouras com solos mais arenosos poderá atingir as águas subterrâneas (SOUZA et al., 2000). Uma outra propriedade dos pesticidas que afeta a sorção no solo é o caráter hidrofóbico dessas moléculas, pois quanto maior a hidrofobicidade maior será a sorção aos colóides do solo. Diversos trabalhos mostram que as partículas sólidas, de material mineral e orgânico, ou seja, argila, silte, areia e matéria orgânica são fatores importantes na sorção de pesticidas ao solo (ANDRADES et al., 2001; BERGLOF et al., 2002; CARTER, 2000; DELLE SITE, 2001; FLORES – CÉSPEDES et al., 2002; MADHUN et al., 1986; MANDAL e ADHIKARI, 1995; SHENG et al., 2001; SOUZA et al., 2000; WEI et al., 2001). Estes estudos comprovam que um aumento da matéria orgânica do solo favorece a adsorção de pesticidas e, para solos onde o conteúdo de argila é elevado, os compostos ionizáveis são mais adsorvidos. Segundo Regitano (2002), as argilas ocupam papel secundário, mas importante na sorção de pesticidas em solos, principalmente quando o teor de matéria orgânica é menor que 1 %. Para teores maiores, a matéria orgânica reveste as frações minerais do solo, tornando-se a fração mais exposta para que ocorram interações hidrofóbicas. Os processos de sorção que ocorrem no solo constituem-se em importante fator da regulação da lixiviação e da contaminação de águas sub-superficiais por pesticidas utilizados na agricultura (SOUZA et al., 2000). Os pesticidas quando presentes no solo estão sujeitos a uma variedade de processos de degradação e transporte. A dissipação total de um pesticida a partir do solo resulta da combinação de diversos mecanismos, tais como degradação microbiana, hidrólise, fotólise, volatilização, lixiviação e carreamento superficial (Figura 1). A contribuição de cada mecanismo para a dissipação total do pesticida depende das propriedades físico-químicas do pesticida, características do solo, condições ambientais e da forma de aplicação do pesticida (RACKE et al., 1997). 24 A degradação de pesticidas pode ocorrer através de processos abióticos (químicos e fotoquímicos) e bióticos. Os primeiros, geralmente, resultam na degradação parcial do composto que, posteriormente, poderá ser degradado microbiologicamente. A degradação fotoquímica depende da estrutura química da molécula e da intensidade da radiação da luz solar. A degradação química é dependente de processos químicos como hidrólise e reações de óxido- redução e também de valores de pH e das condições ambientais. A degradação microbiana (processo biótico) depende de fatores ambientais (pH, umidade e temperatura), condições de nutrientes e conteúdo de matéria orgânica (FRIGHETTO, 1997). Figura 1 - Mecanismos de dissipação de pesticidas em solos (modificado de RAMSAY et al, 2003). 25 Os processos de degradação podem resultar na mineralização total do pesticida ou na sua conversão em seus produtos de degradação. Estudos de degradação são essenciais para a avaliação da persistência de pesticidas e de seus produtos de degradação, pois permitem avaliar o risco potencial associado à exposição aos resíduos. As propriedades químicas e toxicológicas dos produtos de degradação são diferentes das dos produtos parentais (FRIGHETTO, 1997). Portanto, é necessário saber quanto do pesticida e de seu produto de degradação permanece no solo e na água após sua aplicação. Nem sempre os produtos de degradação são estudados e, portanto, as informações de seu impacto ambiental são limitadas, muitas vezes porque os métodos analíticos para determinação destes são caros, laboriosos ou até mesmo inexistentes (SABIK et al., 2000). Nakagawa et al. (2000) estudaram a degradação da 14C-atrazina em solo Glei Húmico. Avaliaram a mineralização, degradação intermediária e formação de resíduos ligados, utilizando técnicas radiométricas e cromatográficas para a quantificação em três amostras de solo: natural, esterilizada e em meio de cultura. Observaram que a mineralização ocorre apenas em ambiente natural do solo, mas paralelamente (no mesmo solo) ocorre a degradação da atrazina em seus principais produtos de degradação (deisopropilatrazina - DIA, desetilatrazina - DEA e hidroxiatrazina). A degradação do imazosulfurom em solos arenosos sob condições aeróbicas e anaeróbicas (laboratório) foi estudada por Morrica et. al. (2001). Em condições anaeróbicas, o pesticida degrada-se mais rapidamente (t1/2 = 4 dias) quando comparado às condições aeróbicas (t1/2 = 70 dias). Contudo, vale ressaltar que as condições de laboratório não simulam as reais condições de campo. As diferentes propriedades do solo e condições climáticas também afetam a degradação microbiana dos pesticidas. Para verificar a influência destes parâmetros, Langenbach et al. (2001) estudaram a mineralização da 14C-terbutilazina em solos brasileiros. Neste estudo, os solos argilosos e orgânicos exibiram menor mineralização quando comparados ao solo arenoso devido à maior capacidade sortiva destes solos, indisponibilizando o pesticida aos microorganismos do solo. Quando se comparam as condições climáticas, a mineralização é menor em condições naturais (precipitação de 300 mm/mês, umidade relativa do ar – 60 a 80 %) que na padronizada (precipitação de 60 mm/mês, umidade relativa do ar – 38 %) devido ao conteúdo de água no solo estar acima das condições ótimas para a atividade microbiana. 26 Ghadiri e Rose (2001) estudaram a degradação e persistência dos isômeros do endosulfan (α- e β-) e seu principal produto de degradação (sulfato de endosulfan) em solos argilosos sob diferentes condições ambientais (temperatura e umidade do solo) e reaplicação. Os autores verificaram que a umidade e temperatura do solo influenciam fortemente a degradação dos isômeros, sendo que o isômero α parece ser mais afetado pela umidade e o isômero β pela temperatura. A reaplicação e a combinação de pesticidas (muito utilizada no campo) podem afetar a velocidade de degradação dos compostos e a atividade microbiana do solo. O efeito da mistura dos pesticidas clorpirifós, fenamifós e clorotalonil na velocidade de degradação e atividade microbiana foi estudado por Singh et al. (2002). Os autores verificaram que a combinação com clorotalonil diminuiu a velocidade de degradação dos outros pesticidas e também a atividade microbiana. Para a maioria dos pesticidas, a hidrólise pode ser a rota dominante na sua transformação no ambiente. Freqüentemente, antes do início da degradação microbiana de um pesticida, é necessário que ocorra a hidrólise de alguns grupos funcionais. O pH do meio regula a taxa de hidrólise de pesticidas ionizáveis: por exemplo, pesticidas organofosforados e carbamatos são hidrolisados rapidamente em meio alcalino, enquanto as triazinas são estáveis nesse meio (BARCELÓ e HENNION, 1997). 3.3 Pesticidas em água A entrada de pesticidas no meio aquático a partir do uso agrícola depende, em grande parte, da dinâmica destes compostos no solo, uma vez que, além do carreamento pela ação dos ventos com posterior precipitação, a movimentação dos pesticidas a partir do solo contribui de forma significativa para sua chegada ao meio aquático (ISENSEE, 1991). O carreamento superficial pode ocorrer com o pesticida dissolvido na água, associado ao material em suspensão, ou ambos. O movimento superficial da água começa quando a intensidade da chuva excede a taxa de infiltração (LEONARD, 1989). Segundo Brown et al. (1995), apesar da porcentagem do pesticida aplicado no campo que é perdida por carreamento ser 27 pequena, esta representa, provavelmente, a rota principal, pela qual os pesticidas usados na agricultura atingem rios ou lagos. O carreamento superficial de pesticidas também é influenciado pela topografia do terreno e pela forma de manejo do solo. Uma alternativa para filtrar o escoamento em áreas agrícolas, reduzindo assim a contaminação por pesticidas em águas superficiais, é usar uma faixa de vegetação disposta transversalmente ao sentido de escoamento superficial. Glifosato, propiconazol e fenpropimorfe foram removidos da água de escoamento na taxa de 39, 63 e 71 %, respectivamente, quando foi implantada uma faixa de vegetação (SYVERSEN et al., 2004). Após eventos de chuva de alta intensidade, os pesticidas aplicados na superfície do solo podem ser dissipados por carreamento superficial (SOUTHWICK et al., 2003). Konda et al. (2001) encontraram resíduos de atrazina e acetolaclor, em águas superficiais, em concentrações, de uma ordem de magnitude, maiores do que o limite permitido pela Comunidade Européia (0,1 µg L-1 para pesticidas individuais e 0,5 µg L-1 para a soma dos pesticidas). Lagoas temporárias que recebem águas de escoamento superficial proveniente de áreas de cultura de algodão formam-se nos planaltos do Texas (EUA). Thurman et al. (2000) analisaram amostras de água de 32 lagoas dessa região, no mês de julho de 1997. Os autores verificaram que 97 % das amostras continham herbicidas, tendo sido detectados com maior freqüência o diurom, atrazina, seguida do metolacloro e da simazina, com uma mediana da concentração total de herbicidas de 7,2 μg L-1. Foram detectados também produtos de degradação do diurom, da atrazina e do metolacloro, dentre outros. Os produtos de degradação do diurom foram encontrados em 71 % das amostras com detecção positiva para o diurom. Ainda nos EUA, Clark e Golsby (2000) realizaram monitoramento de águas do Rio Mississipi no período de 1991 a 1997. Os autores relatam a detecção de metolacloro, atrazina e DEA em mais de 50% das amostras. Tanabe et al. (2000) analisaram 90 pesticidas em água do Rio Shimano (Japão), no período de maio a setembro de 1996. Dentre os pesticidas analisados encontravam-se atrazina, simazina, trifluralina e metolacloro, tendo sido detectada somente simazina em concentração 0,02 μg L-1. No período de 1992 a 1995, foi realizado um monitoramento nas águas do rio Arno, Itália. As amostras foram coletadas imediatamente antes da estação de captação de água para tratamento. Foram detectados, metolacloro em 92 % (máximo de 3,68 μg L-1), simazina em 46 % 28 (máximo de 0,30 μg L-1), atrazina em 37 % (concentração máxima 0,44 μg L-1 ) e carbofurano em 31 % das amostras (máximo de 0,67 μg L-1) (GRIFFINI et al, 1997). Atrazina, simazina e ametrina foram analisadas em águas superficiais e subterrâneas coletadas na sub-bacia do Córrego Espraiado na região de Ribeirão Preto, São Paulo, no período de outubro de 1995 a julho de 1996, por Lanchote et al.(2000). De um total de 250 amostras analisadas, ametrina foi detectada em 17, sendo que em somente duas amostras a concentração foi superior ao limite de 0,1 μg L-1 da CEE (Comunidade Econômica Européia) (0,23 μg L-1 e 0,17 μg L-1). Na Espanha, na região de Barcelona, foram analisadas águas de rio antes e após tratamento e água subterrânea durante o ano de 2000, sendo a simazina detectada com maior freqüência tanto em água superficial (máximo de 0,084 μg L-1), como subterrânea (0,164 μg L-1) (QUINTANA et al., 2001). O monitoramento mensal de pesticidas em 43 pontos de amostragem de água de rios em Portugal no período de abril a julho de 1999 foi realizado por Azevedo et al. (2000). Atrazina (0,01 a 2,74 μg L-1) e simazina (0,05 a 0,7 μg L-1) foram os herbicidas detectados com maior freqüência, enquanto o metolacloro, o diurom, DIA e DEA foram encontrados em somente algumas amostras. Triazinas foram monitoradas em águas de dois rios no Leste da China (GFERER et al., 2002a e 2002b), em oito pontos de coleta, no período de dezembro de 1998 a setembro de 1999, sendo que simazina, atrazina, seus metabólitos DIA e DEA foram detectados com concentrações máximas de 59; 1.600; 140 e 47 ng L-1, respectivamente. As concentrações máximas aconteceram no final da primavera, época em que estes herbicidas são aplicados. Estes resultados demonstram que os pesticidas encontrados com maior freqüência em águas superficiais (devido ao escoamento superficial) são as triazinas. O escoamento pode ser reduzido utilizando práticas de conservação do solo, que devem ser específicas para um determinado local ou pesticida. Mickelson et al. (2001) demonstraram que há uma diminuição na concentração dos pesticidas atrazina, metolacloro e cianazina em águas de escoamento superficial quando o plantio direto é utilizado como prática de conservação do solo. Pesticidas que se encontram no solo podem também atingir as águas subterrâneas. Embora a camada de solo funcione como um filtro, purificando a água que nele penetra, diversos 29 poluentes orgânicos, em especial os pesticidas, foram detectados em águas subterrâneas de vários países (WALLS, SMITH, MANSELL, 1996; SKARK & ZULLEI-SEIBERT, 1995), o que mostra a necessidade de investigação sobre os fatores que influenciam o movimento de contaminantes até os lençóis subterrâneos. Uma vez que os pesticidas tenham atingido as águas subterrâneas, os processos de degradação são reduzidos devido à menor população e atividade microbiana, o que contribui para aumentar sua meia-vida neste ambiente. Solos com baixo teor de matéria orgânica, baixa umidade, zona de atividade microbiológica pouco profunda e alta taxa de drenagem possuem alto potencial para contaminação de águas subterrâneas. Spadotto et al. (2001) avaliaram o potencial de lixiviação de dezenove pesticidas em um Latossolo Vermelho da região de Guairá – SP. Foram consideradas as propriedades do solo, do pesticida e a taxa de recarga líquida. O carbofurano e o diurom apresentaram baixo potencial de lixiviação nesse tipo de solo e menor risco de contaminação do lençol freático. O carbofurano apresentou um potencial de lixiviação maior do que o diurom. O potencial de lixiviação do aldicarbe e de seus produtos de degradação foi avaliado em estudos de laboratório por Fava et al. (2001). Os autores observaram que para o tipo de solo e condições estudadas, aldicarbe e produtos de degradação possuem KOC (6-31) e t1/2 (1-12 dias), o que significa que são bastante móveis no ambiente, podendo ser detectados em águas subterrâneas. Panshin et al. (2000) analisaram atrazina e seus produtos de degradação (DIA, DEA, DIDEA e HA) em amostras de água percolada em lisímetros com profundidades de 0,9 e 1,5 m, em Indiana, EUA, nos anos de 1994 e 1995. A atrazina e seus produtos de degradação foram transportados rapidamente através da zona vadosa, com valores máximos variando de 2,61 a 8,44 μg L-1 de 15 a 57 dias após a aplicação, a 1,5 m de profundidade. As concentrações máximas dos produtos de degradação ocorreram de 11 a 140 dias após aplicação, sendo que estes se mostraram mais persistentes do que a atrazina em água intersticial do solo. A avaliação da dissipação e mobilidade de 10 pesticidas em Latossolo e Neossolo Quartzarênico em Mato Grosso, feita por LAABS et al. (2002a), demonstrou que suas persistências foram muito maiores no solo argiloso do que em solo arenoso. Os autores concluíram que, a lixiviação dos pesticidas no Latossolo foi controlada por fluxo preferencial, 30 uma vez que foram detectados tanto pesticidas polares como apolares na água percolada em lisímetros de 35 cm de profundidade, 4 a 6 dias após a aplicação e em camadas mais profundas de solo. Foram encontrados também atrazina, metolacloro, simazina e trifluralina em ambos os solos, o que indica o seu potencial de contaminação dos aqüíferos dessa região. Os autores ressaltaram ainda a necessidade de se desenvolver estudos de lixiviação de longo prazo (2 a 3 anos) e monitoramento de águas subterrâneas em regiões agrícolas nos trópicos de modo a estabelecer a lista de poluentes prioritários para este clima. Ainda para estes mesmos solos, os autores avaliaram a degradação e a formação de resíduos ligados em condições de laboratório. Observaram que a mineralização foi elevada (> 78 %) para o monocrotofós e deltametrina, durante o período de estudo. A formação de resíduos ligados foi elevada para o alacloro e simazina (55 – 60 %). O tempo de meia vida para os compostos de endosulfam (α-, β- e sulfato) foi maior que 160 dias para os dois solos. Quando se comparam os resultados obtidos, para os mesmos pesticidas, em laboratório com os obtidos em campo, pelo mesmo autor, observa-se uma redução no t1/2 dos compostos que os autores atribuíram a um aumento no processo de volatilização na região (LAABS et al., 2002b). Dores (2004) realizou um estudo na cidade de Primavera do Leste – MT para avaliar a contaminação de águas subterrâneas por pesticidas. Verificou que o tipo de solo mais freqüente na região era o Latossolo Vermelho Amarelo (90% da área estudada). Foram detectados os herbicidas metribuzim, metolacloro, simazina e atrazina em concentrações de até 1700 ng L-1 e traços de trifluralina. O monitoramento do herbicida tebutiurom em água de poço foi realizado, em Ribeirão Preto – SP, no período de 1995 a 1999 por Gomes et al. (2001). Os autores constataram a presença do herbicida em todas as amostras analisadas em concentrações inferiores a 0,1 µg L-1. Os autores afirmam ainda, que apesar da concentração encontrada ser menor que o limite estabelecido pela OMS (Organização Mundial de Saúde), existem condições ambientais favoráveis na região para a contaminação das águas subterrâneas. Cerejeira et al. (2003) reportaram que alacloro, atrazina, metolacloro, metribuzim e simazina foram encontrados em águas subterrâneas coletadas em poços situados em 7 áreas agrícolas, em Portugal, de 1991 a 1998, em concentrações máximas de 13; 30; 56; 1,4 e 0,4 μg L-1, respectivamente. Os herbicidas detectados com maior freqüência foram atrazina (64 %), simazina (45 %) e alacloro (25 %). 31 Na região de Salamanca na Espanha, foram analisados herbicidas em água de rios (3 pontos de amostragem) e águas subterrâneas (6 poços amostrados), no período de outubro de 2000 a janeiro de 2001. Atrazina e seu produto de degradação (DEA) foram detectados em uma única amostra de água superficial (0,17 µg L-1 para atrazina e 0,30 µg L-1 para DEA) e, em águas subterrâneas, foram encontradas concentrações variando de 0,76 a 1,67 μg L-1 de atrazina e 0,70 a 1,30 μg L-1 de DEA em um poço, durante todo o período. Os autores verificaram que os níveis destes herbicidas foram independentes da época de coleta, indicando que a poluição nas águas subterrâneas é persistente e parece estar relacionada com a freqüência de aplicação, permeabilidade do solo, freqüência de precipitação chuvosa e velocidade de recarga do aqüífero (CARABIAS-MARTINEZ et al., 2002). Ferracini et al. (2001) citam que a concentração da maioria dos pesticidas encontrada em água é geralmente baixa, em parte, por serem pouco solúveis em água e em parte devido ao efeito da diluição. Mesmo em concentrações baixas, os pesticidas representam riscos para algumas espécies de organismos aquáticos. Existe um número crescente de publicações internacionais relacionadas com a contaminação de sistemas aquáticos por pesticidas em região tropical e subtropical, como por exemplo, Castillo et al. (2000) na América Central; Botello et al., 2000 no MÉXICO; Kammerbauer et al. (1998) em Honduras; Miles (1997), Thurman et al. (2000) e Zimmerman et al. (2000) nos EUA. Estes trabalhos discutem a ocorrência de resíduos de pesticidas em águas em áreas agriculturáveis. Estudos sobre resíduos de pesticidas em água de chuva em regiões de clima temperado têm mostrado que pesticidas podem ser depositados em quantidades substanciais e com elevada freqüência (ALEGRIA e SHAW, 1999; CHARIZOPOULOS e PAPADOPOULOU- MARKIDOU, 1999; DUBUS et al, 2000; MAJEWSKI et al, 2000). Dijk e Guicherit (1999), em trabalho de revisão, observaram que pesticidas podem ser depositados em locais distantes dezenas e centenas de quilômetros da área de sua aplicação e que sua contribuição para a contaminação em áreas remotas pode ser substancial. Apesar de se esperar que a volatilização de pesticidas seja mais elevada em regiões tropicais devido à maior temperatura do solo e da atmosfera, nenhuma pesquisa foi publicada até o momento focalizando a contaminação por essa via nessas regiões. 32 No Brasil, entretanto, existem poucos estudos que tratam da distribuição de pesticidas no ambiente (por exemplo, MATSUSHITA et al., 1996; CALDAS et al., 1999), sendo que a maioria analisou pesticidas organoclorados que já tiveram seu uso proibido no país. Lanchote et al. (2000) estudaram outras classes de pesticidas, fazendo um “screening” de herbicidas usados na lavoura de cana-de-açúcar em águas de abastecimento no Estado de São Paulo. Assim, pouco se conhece sobre a situação de contaminação por pesticidas de uso corrente (triazinas, acetanilidas, piretróides, organofosforados, etc) em ambientes das regiões centro-oeste e norte do Brasil. Um estudo piloto de monitoramento no Pantanal mostrou que foram detectados pesticidas em 70% das amostras de água de rio (até 128 ng L-1 de pesticidas individuais) e em 100% das amostras de águas de chuva (até 3000 ng L-1) (LAABS et al., 2002). Espera-se que picos de concentração, com valores muito mais altos, ocorram logo após eventos de chuva de alta intensidade (WATTS et al., 2000). Foram detectados também traços (concentrações inferiores ao limite de quantificação) de pesticidas em águas superficiais e água de chuva em Cuiabá e Barão de Melgaço em áreas de planície (em 67 e 74% das amostras, respectivamente). Isto indica que os pesticidas podem ser transportados por até 50 km do planalto para área de planície do Pantanal. Os pesticidas ou metabólitos mais freqüentemente detectados nas amostras foram: endosulfan α, β e sulfato, metolacloro, ametrina, trifluralina, metribuzim, malatiom, alacloro, simazina e atrazina. Estas substâncias são parcialmente as mesmas (metolacloro, atrazina, alacloro, simazina, metribuzim) que têm sido freqüentemente encontradas como contaminantes em bacias agrícolas de regiões temperadas (van der BERG et al., 1994; HALLBERG, 1989; GOOSBY, 1997) indicando uma persistência e mobilidade semelhantes desses pesticidas em ecossistemas tropicais. Esses resultados demandam mais pesquisas, nessa área, relacionadas à distribuição de pesticidas, acumulação e concentrações máximas no ambiente, especialmente quando se leva em consideração que os dados sobre bioacumulação e concentração após tempestades em rios inexistem para a bacia do Pantanal. Ainda não existe também nenhuma informação disponível sobre a contaminação do ambiente por pesticidas polares, termolábeis largamente usados, por exemplo, 2,4-D, que são rotineiramente analisados por HPLC (FURLONG et al., 2000). LAABS et al. (2000) em estudo realizado em uma região de cerrado em Mato Grosso, sobre a dissipação de pesticidas em latossolos verificaram que ocorria uma rápida dissipação dos pesticidas na camada superior do solo (t1/2 < 20 dias); mesmo assim foi observada lixiviação média de diversas substâncias. Sabe-se que os pesticidas lixiviados, além da camada superficial 33 do solo, estão sujeitos a uma degradação mais lenta do que na respectiva camada superior (FOMSGAARD, 1995). Em áreas de Planalto tropical, o lençol freático está geralmente situado mais próximo à superfície do que em regiões temperadas. Assim, a degradação e determinação da mobilidade de pesticidas no subsolo são de grande importância para a avaliação da contaminação de águas subterrâneas em regiões tropicais. O potencial de contaminação de águas subterrâneas tem sido determinado, preliminarmente, empregando as propriedades físico-químicas dos compostos e as propriedades do solo. Alguns procedimentos têm sido utilizados para estas avaliações de risco: critérios de “screening” da Agência de Proteção Ambiental dos Estados Unidos (USEPA); índice de vulnerabilidade de águas subterrâneas GUS (BRITO, et al., 2001; FERRACINI et al., 2001; DORES et al. 2001) e o índice de lixiviação LIX (SPADOTTO, 2002; LOURENCETTI, et al., 2005). Esses modelos de avaliação de risco são importantes para avaliar o potencial de contaminação de águas subterrâneas em grandes áreas de monocultura, priorizando quais pesticidas devem ser submetidos a programas de monitoramento, fornecendo subsídios para tomadas de decisões mais rápidas e eficientes (LOURENCETTI, et al., 2005). Dessa forma, há a necessidade de estudos sobre as propriedades físico-químicas do pesticida, dos solos cultivados, das propriedades do ambiente e da inter-relação entre essas propriedades, para que se possa fazer uma avaliação do risco de contaminação das áreas agrícolas e assim adotar medidas que possam minimizá-las. 34 3.4 Legislação A Portaria no 518 de 25 de março de 2004 estabelece os procedimentos e responsabilidades relativas ao controle e vigilância da qualidade da água para consumo humano e seu padrão de potabilidade, estabelecendo também os valores máximos permissíveis para alguns grupos de pesticidas, no entanto, o número destas substâncias na legislação brasileira ainda é muito pegueno comparado à grande quantidade de ingredientes ativos atualmente em uso (BRASIL, 2004). A Comunidade Européia regulamentou os limites máximos de concentração individual e da soma total de pesticidas em água potável em 0,1 e 0,5 μg L-1, respectivamente. Para água superficial, no entanto, existe uma outra faixa de tolerância de 1,0 a 3,0 μg L-1 (AGUILAR, et al., 1996). Vários países do Continente Americano adotam os valores limites para pesticidas em água potável da OMS (Organização Mundial da Saúde) como valores para suas normas nacionais. A Tabela 1 enfatiza a semelhança entre os valores limites para os pesticidas em água potável, legislados pelo Ministério da Saúde (BRASIL, 2004), pela OMS e para vários países do Continente Americano (CENTRO PANAMERICANO DE INGENIERIA SANITARIA Y CIENCIAS DEL AMBIENTE, 2005). 35 Tabela 1 - Comparação para os limites de pesticidas em água potável. OMS BRA EUA BOL MEX VEN NIC ARG CAN Pesticidas VMP (μg L-1) VMP (μg L-1) VMP (μg L-1) VMP (μg L-1) VMP (μg L-1) VMP (μg L-1) VMP (μg L-1) VMP (μg L-1) VMP (μg L-1) Alacloro 20 20 - - - - 20 - - Aldicarbe 10 - - - - - 10 - - Aldrim/dieldrim 0,03 0,03 - - - 0,03 0,03 0,03 0,7 Atrazina 2 2 3 - - - 2 - - Bentazona 30 300 - - - - 30 - - Carbofurano 5 - 40 - - - 5 - 90 Clordano 0,2 0,2 2 - - 0,2 0,2 0,3 - DDT 2 2 - - - 2 2 1 - 2,4-D 30 30 70 - - 30 30 100 - 2,4,5-T 9 - - - - - 9 - - Endossulfam - 20 - - - - - - - Endrim - 0,6 - - - - - - - Fenoprop 9 - - - - - - - - 1,2- dicloropropano 20 - 5 - - - 20 - - 1,3- dicloropropeno 20 - - - - - 20 - - Glifosato - 500 - - - - - - - Heptacloro/ heptacloro epóxi 0,03 0,03 0,4 - - 0,03 0,03 0,1 - Hexaclorobenzeno 1 1 1 - - 1 - 0,01 - Lindano 2 2 0,2 - - 2 2 3 4 Metoxicloro 20 20 40 - - 20 20 30 900 Metolacloro 10 10 - - - - 10 - 50 Molinato 6 6 - - - - 6 - - Pendimentalina 20 20 - - - - 20 - - Pentaclorofenol 9 9 1 - - 9 9 10 6 Permetrina 20 20 - - - - 20 - - Propanil - 20 - - - - - - - Simazina - 2 - - - - - - - trifluralina - 20 - - - - - - - OMS - Organização Mundial da Saúde; BRA - Brasil; EUA - Estados Unidos da América; BOL - Bolívia; MEX - México; Vem - Venezuela; ARG - Argentina; CAN - Canadá; VMP - valor máximo permissível. Fonte: modificado de Centro Panamericano de Ingenieria Sanitária y Ciências Del Ambiente, 2005. 36 3.5 Metodologia para análise de pesticidas em matriz de água A preocupação em relação à contaminação dos sistemas aquáticos (superficiais e subterrâneos) por pesticidas tem crescido nos últimos anos. Isto se deve ao fato de que, mundialmente, pesticidas de diferentes classes químicas são amplamente utilizados em áreas agrícolas. Estudos realizados em várias regiões do mundo têm mostrado que a porcentagem dos pesticidas utilizados na agricultura e que atingem os ambientes aquáticos é geralmente baixa (RACKE, 2003). Entretanto, pesticidas persistentes e com grande mobilidade no ambiente têm sido detectados em águas superficiais e subterrâneas (Di CORSIA et al., 2000; HOSTETLER et al., 2000; LACORTE et al., 2000). A contaminação de ambientes aquáticos torna-se preocupante principalmente quando a água é usada para consumo humano. A Comunidade Econômica da União Européia estabelece critérios rigorosos em relação à qualidade dessas águas, a concentração máxima admissível para qualquer pesticida em água é de 0,1 μg L-1 e 0,5 μg L-1 para o total de pesticidas, considerando também seus produtos de degradação (SABIK, 2000). Para avaliar a qualidade da água, seja para atender legislação seja para investigar a contaminação de recursos hídricos superficiais ou subterrâneos, métodos analíticos validados são necessários para garantir a confiabilidade dos resultados obtidos. É possível verificar nas publicações recentes a preocupação com a validação de metodologia e sua aplicação a amostras reais (JEANNOT et al, 2000; LAGANA et al, 2002; BOSSI et al, 2002). Devido ao grande número de pesticidas utilizados na agricultura, a análise dessas substâncias requer métodos multiresíduos com o menor número de etapas possíveis, na preparação das amostras. A determinação de resíduos de pesticidas em água envolve as seguintes etapas: amostragem, pré-concentração, extração, remoção dos interferentes, identificação e quantificação. Muitas vezes as etapas de extração e pré-concentração são realizadas simultaneamente, sendo as técnicas mais utilizadas a extração líquido-líquido (ELL) e a extração em fase sólida (EFS). 37 A extração em fase sólida possui algumas vantagens em relação à extração líquido- líquido: permite a extração de pesticidas polares (como produtos de degradação), utiliza menor quantidade de solventes e consome um tempo menor de análise. A EFS é uma ferramenta poderosa, e a mais utilizada hoje, na extração e enriquecimento de traços de pesticidas, em soluções muito diluídas como a água, para gerar concentrações detectáveis do analito. Diferentes tipos de sorventes são comumente empregados para extração de pesticidas e seus produtos de degradação. A escolha da fase baseia-se na polaridade dos compostos, sendo as mais utilizadas, C8, C18 e resinas poliméricas (Di CORSIA et al, 2000; HOSTETLER et al, 2000; PINTO e JARDIM; 2002; BRUZZONITI et al, 2000). As técnicas mais utilizadas para separação, identificação e quantificação de pesticidas são: cromatografia gasosa (CG) e a cromatografia líquida de alta eficiência (CLAE). Estas técnicas oferecem vantagens que se complementam, e o critério para seleção de uma ou ambas é baseado no comportamento do analito. O desenvolvimento de pesticidas de caráter mais polar (mais facilmente degradáveis) em substituição aos pesticidas mais apolares tem colaborado para o aumento do uso de CLAE. Publicações recentes mostram que há uma tendência em utilizar técnicas sensíveis como a cromatografia gasosa acoplada a espectrômetro de massa (CG/EM), cromatografia líquida de alta eficiência acoplada a espectrômetro de massas (CLAE/EM) e CLAE com detectores por arranjos de diodos (Di CORSIA et al., 2000; HOSTETLER et al., 2000; LACORTE et al., 2000). Entretanto, vários estudos mostram que o monitoramento de pesticidas mais polares em água também é possível empregando CLAE com fase reversa, usando detector ultravioleta ou por fluorescência (VANDECASTEELE et al., 2000; CARABIAS-MARTINEZ et al., 2000; GARCIA DE LLASERA et al., 2000). GEERDINK et al. (2002) apresentam uma discussão comparativa e detalhada dos procedimentos cromatográficos para análise de pesticidas e seus produtos de degradação em água. Os autores ressaltam que em trabalhos mais recentes o detector de massas, com interfaces APCI (ionização química à pressão atmosférica) ou ESI (ionização por elétron spray), vem substituindo o de ultravioleta por ter maior sensibilidade, pois com detectores mais sensíveis é possível diminuir o volume da amostra. A seletividade e a sensibilidade podem ser aumentadas ainda mais utilizando CLAE/EM/EM, pois há um aumento da razão sinal-ruído. 38 Para CLAE/EM, os espectros de massas obtidos são influenciados pelo tipo de instrumento utilizado, condições cromatográficas, tipo de amostra, conseqüentemente, as informações estruturais são mais limitadas do que aquelas obtidas por CG/EM. Diversos métodos multiresíduos têm sido desenvolvidos para análise de pesticidas em matrizes ambientais. Esses trabalhos têm comparado técnicas de extração e técnicas de separação e identificação (FERNANDEZ-ALBA et al., 1998; SALAU et al., 1994; SHERMA, 2001; GEERDINK et al., 2002; PICHON et al., 1998; VEGA et al., 2005). A Tabela 2 apresenta um resumo das metodologias para análise de resíduos de pesticidas em água, indicando técnica de extração, técnica de detecção, pesticidas analisados e tipo de matriz de água estudada. Fica claramente evidenciada a semelhança dos métodos analíticos, extensivamente utilizados nos estudos de degradação e de monitoramento de pesticidas, tanto em países de clima tropical quanto temperado. 39 Tabela 2 – Métodos de análise de resíduos de pesticidas em água, enfatizando o tipo de extração, a técnica de detecção, os princípios ativos analisados e a matriz. Extração1 Detecção2 Pesticidas analisados Matriz Referências EFS (0,5 g de carbono negro grafitizado). CL – ES / EM 39 pesticidas: 26 básicos/ neutros, dentre eles, carbendazim, carbofuram, diurom e aldicarbe. 13 ácidos Água potável Água superficial Água subterrânea Di Corcia et al., (2000) EFS (360 mg de C18) CLAE / UV CLAE / EM 6 metabólitos dos herbicidas alaclor, metolaclor e acetolaclor Água superficial Água subterrânea Hostetler et al., (2000) EFS (1 g deLichroprep-RP-18/ lichrolut EN). Carbono negro grafitizado Micro – ELL. CLAE / UV 77 pesticidas (neutros, ácidos e básicos) dentre eles: carbendazim, carbofuram e diurom. Água subterrânea Vandecasteele et al., (2000) EFS – Fases: C18 e OASIS – HLB. CLAE / UV 15 herbicidas dentre eles diurom Água superficial Água subterrânea Carabias- Martinez et al., (2000) EFS-C18 CLAE / UV Linurom, diurom, atrazina, 2,4-D, simazina, cianazina e bentazom Água potável Pinto & Jardim, (2002) 40 Tabela 2 – Métodos de análise de resíduos de pesticidas em água, enfatizando o tipo de extração, a técnica de detecção, os princípios ativos analisados e a matriz (Cont.). Extração Detecção Pesticidas analisados Matriz Referências EFS – 500 mg C18 CG / DCE CG / EM CL / UV CL / TSP / EM 8 fungicidas dentre eles carbendazim Água potável Barceló et al., (1994) EFS – Fases: Lichrolut – RP –18, 1 g e Lichrolut EN, 200 mg. Carbendazim: 3 fases: 1) 200 mg EN; 2) 500 mg RP-18; 3 ) 100 mg EN + 100 mg RP –18. CLAE / UV 33 pesticidas dentre eles carbendazim, diurom. Água potável Buchheit et al., (1996) EFS – C18 on-line CL-UV. CLAE / UV CL/ detector fluorescência 13 carbamatos (aldicarbe, metomil, carbofuram) Água (poços, irrigação) Garcia de Llasera et al., (2000) EFS – C18 CLAE / UV imidacloprido Água e solo Baskaran et al., (1997) ELL EFS (1 g de C18) CL/UV/EM 35 pesticidas neutros e 12 pesticidas ácidos. Dentre eles carbendazim e diurom Água superficial e subterrânea Jeannot et al., (2000) EFS (SDVB) CG/EM 90 Pesticidas e 10 produtos de degradação Água superficial Tanabe et al., (2000) MEFS: fases – PDMS; PA; CX/PDMS e CW/DVB CG/EM 7 herbicidas Água potável Hernandez et al., (2000) 41 Tabela 2 – Métodos de análise de resíduos de pesticidas em água, enfatizando o tipo de extração, a técnica de detecção, os princípios ativos analisados e a matriz (Cont.). Extração Detecção Pesticidas analisados Matriz Referências EFS (Oasis-HLB) CLAE/EM/EM 53 pesticidas dentre eles carbofuram e diurom Água de chuva Bossi et al., (2002) EFS (C18) CLAE/UV Triazinas Água potável Pinto e Jardim (2000) MEFS-on line : PPY(polipirrol) e PMPY (poli-N-metilpirrol) CLAE/EM 6 feniluréias (diurom) e 6 carbamatos Água potável Pawliszyn et al., (2002) EFS (C18, Oasis-HLB e LiChrolut EN) CLAE/UV Atrazina e produtos de degradação, terbutrina e metabólito, clorotolurom e metabólito Água superficial Água de poços Carabias-Martinez et al., (2002) EFS – Pesticidas polares: discos de DVB Pesticidas apolares: discos de C18 CLAE/UV 11 pesticidas dentre eles: aldicarbe e diurom Água superficial Água potável Pichon et al., (1998) EFS (C18) CL/EM 5 pesticidas (carbofuram) Água potável Giraud et al., (1997) EFS: ODS, GCB, DVBVP, Oásis- HLB CG/DNP CG/EM CLAE/UV 5 pesticidas dentre eles diurom Águas superficiais Potter et al., (2000) EFS (C18 – SCX) CLAE/UV Atrazina e metabólitos, metolacloro Água de escoamento Sabik et al., (1995) EFS (Carbograph – 1) CLAE/EM 7 herbicidas Água de escoamento Água superficial Lagana et al., (2002) 42 Tabela 2 – Métodos publicados de análise de resíduos de pesticidas em água, enfatizando o tipo de extração, a técnica de detecção, os princípios ativos analisados e a matriz (Cont.) Extração Detecção Pesticidas analisados Matriz Referências EFS (OASIS –HLB) CLAE/ETS/EM 32 pesticidas dentre eles: metomil, aldicarbe, acetamipride, imidaclopride, carbendazim, diurom, carbofurano, triflumurom e lufenurom Água superficial Água subterrânea Vega Belmonte et al (2005) EFS (OASIS) CG/EM CLAE/EM 70 pesticidas Dentre eles diurom Água superficial Azevedo et al (2000) ELL (diclorometano) CLAE/EM benzoiluréias Água subterrânea Frenich et al (2000) EFS (C18) CLAE detector fluorescência benzoiluréias Água subterrânea Gil Garcia et al (2006) EFS (C18) CLAE/UV- DAD 5 pesticidas dentre eles carbendazim Água superficial Palma et al (2004) EFS (SDVB) CLAE/EM neonicotinóides Água potável Seccia et al (2005) EFS (C18) CLAE/EM/EM Fenil-N-metilcarbamatos Água superficial El Atrache et al (2005) EFS (SDVB) CLAE/EM CLAE/UV- DAD 22 pesticidas dentre eles diurom Água superficial Irace-Quigand et al (2004) EFS (C18, Oasis HLB, Bond Elut) CLAE/EM 12 pesticidas dentre eles carbofuram, metomil e diurom Água potável Nogueira et al (2004) 43 Tabela 2 – Métodos de análise de resíduos de pesticidas em água, enfatizando o tipo de extração, a técnica de detecção, os princípios ativos analisados e a matriz (Cont.). Extração Detecção Pesticidas analisados Matriz Referências EFS (Oásis) CG/EM 109 compostos orgânicos, dentre estes os pesticidas da lista 76/464/CEE Águas superficiais Lacorte et al., (2000) EFS (C18) CLAE/UV Clomazone Água potável Zanella et al., (2000) EFS (C18) MEFS (PDMS, PA, CW-TPR, PDMS-DVB) CLAE/UV Carbofuram Água potável López-Blanco et al., (2002) 1EFS – extração em fase sólida; ELL – extração líquido-líquido; SDVB – copolímero estireno divinil benzeno; MEFS - micro extração em fase sólida; 2 CL – ES / EM – cromatografia líquida com detector de espectrometria de massas; CLAE / UV – cromatografia líquida de alto desempenho com detector ultravioleta; CLAE / EM - cromatografia líquida de alto desempenho com detector de espectrometria de massas; CG / DCE – cromatografia gasosa com detector de captura de elétrons; CG / EM - cromatografia gasosa com detector de espectrometria de massas; CG/DNP - cromatografia gasosa com detector de nitrogênio e fósforo. 44 4. MATERIAL E MÉTODOS 4.1 Área de estudo Dentre as regiões de produção de algodão do Estado de Mato Grosso, as mais antigas e que apresentam uma maior área plantada, são as de Rondonópolis e Primavera do Leste. Considerando as características do meio físico (substrato rochoso, topografia, solos, profundidade do nível de água do lençol freático e índice pluviométrico), foi selecionada para estudo, a região de Primavera do Leste, que compreende os municípios de Campo Verde, Primavera do Leste, Novo São Joaquim e Santo Antonio do Leste (Figura 2). Foram escolhidas seis micro-bacias nas quais as coletas de amostras de água foram realizadas. A seleção das micro-bacias representativas baseou-se nos seguintes critérios gerais: área com plantio de algodão há pelo menos dois anos; associação de solos, típicas das áreas de produção de algodão nesta região; presença de um corpo d’água no fundo do vale. Área A: situada na micro-bacia do Córrego do Engano: foram coletadas amostras de água do lençol freático, superficial e de poço tubular (2 poços com profundidades de 20 e 70 m). Os poços de monitoramento foram instalados em área de vereda – com domínio de solo Hidromórfico Húmico e Latossolo Amarelo; e nas margens do açude – com domínio de solo Latossolo Amarelo. Área B: situada na bacia do Rio das Mortes: foram coletadas amostras de água do lençol freático. Os poços de monitoramento foram instalados em área de cerrado e mata de galeria com solo Areia Quartzosa; e próximo à lavoura de algodão com solo Latossolo Amarelo. Área C: situada na micro-bacia do Córrego Sapé: coletadas amostras de água do lençol freático, superficial e de poço tubular (1 poço, com 20 m de profundidade). Os poços de monitoramento foram instalados em área de mata galeria com solo Latossolo Vermelho próximos a uma nascente (solos com textura mais argilosa). Área D: situada na bacia do Córrego Chico Nunes: foram coletadas amostras de água do lençol freático, superficial, água de chuva, de escoamento superficial e de poço tubular (2 poços com profundidades de 37 e 12 m). Os poços de monitoramento foram instalados em área de solo Latossolo Amarelo gradando para Areia Quartzosa Latossólica. 45 Área E: situada na micro-bacia do Córrego Lages: foram coletadas amostras de água do lençol freático, superficial e de poço tubular (1 poço de 15 m de profundidade). Os poços de monitoramento foram instalados em área de mata galeria às margens de um açude contíguo a área de lavoura de algodão em domínio de solo Latossolo Amarelo. Área F: situada na micro-bacia do São Lourenço, em sua nascente. Foram coletadas amostras de água do lençol freático, superficial, água de chuva, de escoamento superficial e de poço tubular (1 poço de 19 m de profundidade). O córrego possui associação de solos diferentes em suas margens, na margem direita ocorre o domínio de solo Areia Quartzosa e na margem esquerda, domínio de Latossolo Amarelo. As áreas cotonícolas selecionadas para o estudo representam situações de maior risco de contaminação, uma vez que os locais foram escolhidos considerando aqueles potencialmente mais vulneráveis tanto pela proximidade com cursos d’água quanto pelo conjunto de características do meio, como por exemplo, declividade e permeabilidade do solo e profundidade do lençol freático. 46 Figura 2 – Carta imagem da região de Primavera do Leste com a localização das áreas onde foram coletadas as amostras de água. 47 4.2 Seleção dos pesticidas Em novembro de 2001 foi solicitado aos agrônomos, assessores dos produtores de algodão da região de Primavera do Leste, informações sobre os pesticidas mais freqüentemente utilizados nessa cultura. Para efeito da discussão dos resultados, os proprietários das áreas selecionadas também foram consultados sobre os pesticidas utilizados durante o período em que o estudo foi desenvolvido, área plantada, período, freqüência, dose e forma de aplicação dos pesticidas. À lista de pesticidas (Tabela 5) fornecida pelos agrônomos foram aplicados os critérios de avaliação de risco de contaminação de águas subterrâneas: índices GUS (GUSTAFSON, 1989) e LIX (SPADOTTO, 2002) e de águas superficiais – método de GOSS. As propriedades físico- químicas dos pesticidas foram obtidas em Tomlim (2001-2002) e EXTOXNET (2002). O índice de GUS (índice de vulnerabilidade de águas subterrâneas) tem como parâmetros os valores de meia-vida dos pesticidas no solo (DT 50 solo) e o coeficiente de sorção à matéria orgânica (Koc), não levando em consideração outras propriedades físico-químicas, é calculado de acordo com a seguinte equação: GUS = log (DT 50 solo) x (4 – log Koc) As faixas de classificação dos pesticidas de acordo com a sua tendência à lixiviação são: GUS < 1,8 – não sofre lixiviação 1,8 < GUS < 2,8 – faixa de transição GUS > 2,8 – provável lixiviação O índice LIX leva em consideração a constante de degradação do pesticida no solo (K) e o coeficiente de sorção à matéria orgânica (Koc). Os valores variam de 0 a 1, representando o mínimo e o máximo potencial de lixiviação, respectivamente. O índice de LIX é calculado pela seguinte equação: LIX = Exp (K x Koc) Os critérios de GOSS avaliam o risco de contaminação de águas superficial, classificando-o em alto, médio e baixo em função do transporte do pesticida adsorvido a colóides do solo ou dissolvido em água. Os critérios propostos para avaliação do potencial de contaminação de águas superficiais estão apresentados nas Tabelas 3 e 4. 48 Tabela 3 – Critérios de GOSS para avaliação do potencial de contaminação de águas superficiais por pesticidas associados aos sedimentos. Alto potencial de transporte associado ao sedimento Baixo potencial de transporte associado ao sedimento DT50 solo ≥ 40 dias Koc ≥ 1000 Ou DT50 solo ≥ 40 dias Koc ≥ 500 Solubilidade em água ≤ 0,5 mg L-1 DT50 solo ≤ 40 dias Koc ≤ 500 Solubilidade em água ≥ 0,5 mg L-1 Ou DT50 solo ≤ 4 dias Koc ≤ 900 Solubilidade em água ≥ 0,5 mg L-1 Ou DT50 solo ≤ 40 dias Koc ≤ 900 Solubilidade em água ≥ 2 mg L-1 Ou DT50 solo ≤ 1 dia Ou DT50 solo ≤ 2 dias Koc ≤ 500 49 Tabela 4 – Critérios de GOSS para avaliação do potencial de contaminação de águas superficiais por pesticidas dissolvidos em água. Alto potencial de transporte dissolvido em água Baixo potencial de transporte dissolvido em água DT50 solo > 35 dias Koc < 100000 Solubilidade em água ≥ 1,0 mg L-1 Ou Koc ≤ 700 10 ≥ Solubilidade em água ≤ 100 mg L-1 Koc ≥ 100000 Ou DT50 solo ≤ 1 dia Koc ≤ 1000 Ou DT50 solo < 35 dias Solubilidade em água < 0,5 mg L-1 Os compostos não enquadrados em nenhum dos critérios são considerados como tendo potencial médio para contaminarem águas superficiais. 50 Tabela 5 – Produtos comerciais e respectivos ingredientes-ativos, usados no algodão, segundo levantamento feito em novembro de 2001. nº Nome comercial Ingrediente-ativo 1 2,4 D FERSOL 2,4-D 2 ORTHENE acefato 4 MOSPILAN, SAURUS acetamiprido 5 TEMIK aldicarbe 6 FASTAC alfa-cipermetrina 7 GESAPRIM atrazina 8 PRIORI azoxistrobina 9 LASER benfuracarbe 10 TURBO beta-ciflutrina 11 BENDAZOL, DEROSAL carbendazim 12 MARSHAL carbosulfano 13 VITAVAX carboxina 14 AURORA carfentrazona-etílica 15 ATABRON 50CE clorfluazurom 16 CLORPIRIFÓS clorpirifós 17 BLADEX 500 cianazina 18 DECIS deltametrina 19 POLO diafentiurom 20 DIREX, DIURON diurom 21 DISSULFAN, ENDOSULFAN endossulfam 22 PIREPHOS CE fenitrotiona, esfenvalerato 23 PODIUM S fenoxaprope-P-etílico 24 HOKKO SUZU acetato de fentina 25 BRESTANID hidróxido de fentina 26 SUMISOYA flumioxazina 27 TROP glifosato 28 GAUCHO imidacloprido 29 MATCH CE lufenurom 30 FARO, MATAFÓS metamidofós 31 LANNATE BR metomil 32 DUAL GOLD metolacloro 33 AZODRIN 400 monocrotofós 34 GRAMOCIL paraquate, diurom 35 MENTOX parationa-metílica 36 POLYTRIN cipermetrina, profenofós 37 STAPLE 280CS piritiobaque-sódico 38 PANTHER 120CE quizalofope-P-tefurílico 39 FOLICUR tebuconazole 40 NOMOLT 150 teflubenzurom 41 CALYPSO tiacloprido 42 ACTARA, CRUISER tiametoxam 43 CERCOBIN , SUPPORT tiofanato metílico 44 THIRAM 480TS tiram 45 DELTAPHOS triazofós, deltametrina 46 ALSYSTIN triflumurom 47 FURY zeta-cipermetrina 51 4.3 Estudo de validação do método para análise de água em CLAE 4.3.1 Equipamentos: Para identificação e quantificação dos pesticidas foi usado cromatógrafo líquido de alta eficiência, modelo Varian, acoplado a sistema de bombas quaternárias, modelo 240; injetor automático, modelo 410; detector UV com arranjos de diodos, modelo 330; coluna Omnispher C18 (250 mm X 4,6 mm), diâmetro interno 5 μm. O processamento de dados foi feito usando software Pro Star 5.5. Sistema de extração e eluição a vácuo para cartuchos SPE J. T. Baker. Bomba de vácuo ABM CE tipo MZ 2 C. Evaporador rotatório Büch R – 134. Deionizador de água Millipore Milli – DI. Ultrapurificador de água Millipore Simplicity 185. 4.3.2 Reagentes e solventes Cartucho para extração em fase sólida de polietileno empacotado com fase poliestirenodivinilbenzeno (SDVB – ENVI Chrom P - Supelco) – 200 mg. Detergente Extran MA-01 (alcalino, Merck). Metanol, acetonitrila (grau HPLC, J. T. Baker). 52 4.3.3 Padrões Os padrões cromatográficos usados neste estudo, adquiridos das empresas Bayer, Du Pont Ag Enterprise e Syngenta, apresentando respectivamente os seguintes graus de pureza (%), foram: lufenurom e azoxistrobina (99,7), tiametoxam, teflubenzurom e carbofurano (99,5), diafentiurom (99,6), tiacloprido (99,1), imidacloprido, aldicarbe e carbendazim (98,5), diurom (97,5), acetamiprido (95), clorfluazurom (99,2), metomil (99,8), tiofanato metílico (96,3) e triflumurom (99,6). Terbutilazina padrão interno (98,5). 4.3.4 Limpeza da vidraria A vidraria utilizada foi mantida em solução de EXTRAN MA 01 ALCALINO da Merck, por 24 horas, enxaguada com água de torneira, água destilada e com pequenas porções de acetona p.a. e secas em estufa à temperatura de 100°C, com exceção do material volumétrico. 4.3.5 Preparo das soluções de padrões As soluções estoque dos padrões foram preparadas, a partir dos padrões cromatográficos, em acetonitrila na concentração de 100 μg mL-1. As soluções padrão de trabalho foram preparadas utilizando alíquotas apropriadas das soluções estoque e transferidas para frascos autosampler de 2 mL, completando o volume, com micropipetas volumétricas, com o mesmo solvente das soluções estoque. A alíquota utilizada variou em função da concentração de cada padrão. 53 4.3.6 Condições operacionais do cromatógrafo para determinação dos resíduos dos pesticidas selecionados em matriz de água Para separação dos analitos, foram injetados 10 μL do extrato, à temperatura ambiente com vazão de 1 mL min-1. O gradiente de eluição para as amostras de água foi ajustado até que houvesse completa separação, chegando-se à seguinte programação: iniciando com 18% de acetonitrila e 82% de água, passando para 40% de acetonitrila e 60% de água aos 6 minutos, 80% de acetonitrila e 20% de água aos 35 minutos, 90% e 10% aos 40 minutos, 100% de acetonitrila aos 45 minutos, permanecendo nessa condição até os 48 minutos, finalizando a eluição da amostra. 4.3.7 Método analítico A otimização do procedimento da extração em fase sólida, foi adaptado com base nos métodos encontrados na literatura, para alguns dos pesticidas estudados (JUNKER- BUCHHEIT e WITZENBACHER, 1996; BASKARAN et al., 1997; Di CORCIA et al., 2000; VANDECASTEELE et al., 2000). A extração foi efetuada usando um cartucho com 0,2 g da fase sólida, SDVB, previamente condicionado com 5 mL de metanol e 5 mL de água. A amostra de água (500 mL) foi transferida para o cartucho e, em seguida, deixou-se o mesmo secar por 30 minutos. A eluição foi feita com 3 porções de 5 mL da mistura metanol:acetonitrila (7:3 v/v), a uma vazão de 1 mL min-1, sendo o eluato coletado em balão de fundo redondo. O extrato foi concentrado até a secura em evaporador rotatório sob temperatura de 45 ºC. O resíduo do balão foi retomado com 1 mL de acetonitrila e transferido para o frasco de autosampler no qual adicionou-se 50 µL de solução de terbutilazina (100 μg L-1), usado como padrão interno. A Figura 3 apresenta o esquema do método de extração. Análises da amostra testemunha foram realizadas para assegurar a ausência de resíduos na água. 54 Figura 3 - Esquema do método de extração para os pesticidas estudados. 4.3.8 Fortificação das amostras de água Para o processo de fortificação foram utilizados 500 mL de água deionizada, com valores de pH ajustados entre 7,0 e 7,5. Os níveis de fortificação foram: 0,4, 1,0, 2,0, 10 e 20 µg L-1 em seis repetições para cada nível. As amostras de água foram fortificadas utilizando-se alíquotas das soluções estoques. O volume da alíquota utilizada variou em função da concentração de cada nível de fortificação. Retomar em ACN + 50 µL de terbutilazina 500 mL de água Filtração em Membrana Milli-Pore Extração SDVB Eluato Concentrado CLAE/DAD Ajuste pH 7,0 – 7,5 Concentração em evaporador rotatório Eluição MeOH: ACN (7:3 v/v) 55 4.3.9 Identificação e quantificação dos pesticidas Os analitos foram identificados pelo seu tempo de retenção e sua identidade confirmada por comparação com os espectros UV de cada composto. A quantificação dos pesticidas foi feita utilizando-se terbutilazina como padrão interno (100 µg L-1). 4.3.10 Critérios de validação da metodologia Os parâmetros de validação estudados foram: seletividade, linearidade e intervalo de trabalho, exatidão, precisão, limite de detecção (LD) e limite de quantificação (LQ). 4.3.10.1 Seletividade A seletividade de um método instrumental de separação é a capacidade de avaliar, de forma inequívoca, as substâncias em exame na presença de componentes que podem interferir na sua determinação em uma amostra complexa. Neste estudo, a seletividade foi obtida comparando-se o cromatograma da amostra testemunha com o cromatograma do padrão, onde nenhum interferente deve eluir no tempo de retenção da substância de interesse, que deve estar bem separada dos demais componentes presentes na amostra. 4.3.10.2 Linearidade e Intervalo de trabalho As faixas lineares de resposta do detector foram determinadas por injeção, em duas repetições, de soluções padrões utilizando cinco valores de concentração (0,2, 0,5, 1,0, 5,0 e 10,0 µg mL-1). Gráficos foram construídos relacionando-se os valores de concentração das soluções no eixo das abscissas com a resposta ou sinal do detector (expresso como área do pico cromatográfico) dos pesticidas estudados, no eixo das ordenadas. 56 O intervalo de trabalho de um método analítico corresponde à faixa entre o maior e o menor nível de concentração que possa ser determinado com precisão e exatidão, usando a linearidade do método. O limite inferior foi selecionado como um valor próximo ao limite de detecção do aparelho, por meio das curvas analíticas e o limite superior como um valor que incluísse as concentrações encontradas em amostras ambientais. 4.3.10.3 Exatidão e Precisão A exatidão é definida como a concordância entre o valor real do analito na amostra e o estimado pelo processo analítico. O estudo da recuperação consiste na fortificação da amostra, ou seja, na adição de soluções com diferentes concentrações do analito de interesse seguida pela determinação da concentração do analito adicionado. Calcula-se a quantidade percentual recuperada pelo processo usando-se a expressão: 100* realvalor obtidovalor(%)cRe = A precisão avalia a proximidade entre várias medidas efetuadas na mesma amostra. Foi avaliada pelo coeficiente de variação (CV) e pelo intervalo de confiança da média (I), expresso pela fórmula: I = RM ± t s / n1/2, onde: RM é a média das recuperações para cada nível de fortificação t é o valor da distribuição de Student s é o desvio padrão das medidas n é o n° de repetições Neste estudo foi utilizado t = 2,571 para cinco graus de liberdade (n = 6) e 95 % de confiança. O coeficiente de variação é expresso pela fórmula: CV (%) = s x 100 / RM, onde: s é o desvio padrão das medidas RM é a média das recuperações para cada nível de fortificação Em métodos de análise de traços são aceitos CV até 20 %, dependendo da complexidade da amostra (BRITO et al., 2003). 57 4.3.10.4 Limite de detecção (LD) do método É o menor valor de concentração de um composto, em uma amostra analítica, que pode ser detectada, mas não necessariamente quantificada, sob as condições experimentais estabelecidas. O limite de detecção para este estudo foi calculado como indicado por (BRITO et al, 2003), usando a seguinte fórmula: LD = 3 x s / S Onde: s é o desvio padrão da resposta (das concentrações recuperadas) S é o coeficiente angular do gráfico das concentrações determinadas em função das concentrações de fortificação. 4.3.10.5 Limite de quantificação (LQ) do método É o menor valor de concentração de um composto, em uma amostra analítica, que pode ser quantificada, com exatidão e precisão aceitáveis, sob as condições experimentais adotadas. O limite de quantificação para este estudo foi considerado como o menor nível de fortificação em que foi obtida recuperação adequada. 4.3.11 Aplicação do método às amostras reais 4.3.11.1 Poços de monitoramento Os poços de monitoramento foram instalados com o objetivo de coletar amostra de água do lençol freático. Foram instalados entre o corpo d’água e o final da área de plantio, alinhados perpendicularmente ao curso d’água. Em alguns casos foram instalados cinco pontos (áreas A e F), três pontos (B e D) e dois pontos (C e E), de acordo com a extensão da faixa de vegetação, abaixo da área de plantio e também a ocorrência de mudanças de tipos de solos. A Figura 4 mostra a instalação de um poço de monitoramento. 58 Para instalação dos poços foi aberto um furo no solo usando trado manual e/ou mecânico, dependendo da dificuldade da perfuração, até ultrapassar o nível d’água. Foi introduzido um tubo de PVC, fechado na extremidade inferior, com ranhuras nos últimos 60 cm para permitir a entrada de água. O espaço vazio ao redor do tubo foi preenchido com areia inerte (para servir de pré-filtro) até a altura de 60 cm e o restante foi completado com o próprio solo retirado na perfuração. Aproximadamente 30-40 cm do tubo ficava acima do solo. A extremidade do furo foi tapada com cimento para impedir infiltração lateral de água. A extremidade superior do cano foi fechada com uma tampa removível. As amostras de água foram retiradas do poço por meio de um coletor de aço inox. Amostras correspondentes a três litros (quando disponível), foram coletadas mensalmente, em cada ponto, entre janeiro de 2002 e março de 2003, e transferidas para frasco de vidro âmbar, acondicionadas em caixas de isopor sob refrigeração e transportadas ao laboratório, para análise. Foram coletadas 284 amostras. A Figura 5 mostra a coleta de água do poço de monitoramento 59 Figura 4 - Instalação do poço de monitoramento. 60 Figura 5 – Coleta de água de lençol freático de poço de monitoramento. 4.3.11.2 Poços tubulares As amostras foram coletadas diretamente na saída da bomba de cada poço, sendo bombeada água por 3 a 4 minutos e descartada; o volume seguinte foi colocado em três garrafas de vidro âmbar de 1 L, mantidas em caixas de isopor sob refrigeração e posteriormente em geladeira até a extração. Foram realizadas 4 etapas de coletas nos seguintes meses: abril, agosto e novembro de 2002 e fevereiro de 2003. Foram coletadas 28 amostras. A Figura 6 mostra um poço tubular de onde eram coletadas amostras. 61 Figura 6 – Poço tubular para coleta de água subterrânea. 4.3.11.3 Calhas Foram instaladas para a coleta das amostras de água de escoamento superficial, ou seja, a água que escoa superficialmente na lavoura durante eventos de chuva intensos. Foram confeccionadas calhas de placas de zinco, dotadas de torneiras no fundo de modo a permitir o escoamento da água, que foram instaladas na parte final da vertente, seguindo a direção de alinhamento dos piezômetros (Figura 7). Após chuva intensa, a água retida na calha era transferida para frasco de vidro e colocada sob refrigeração. As amostras foram coletadas por evento, entre janeiro de 2002 e março de 2003. Foram coletadas 40 amostras. 62 Figura 7 – Calha para coleta de água de escoamento superficial. 4.3.11.4 Coletores de água de chuva As amostras de água de chuva correspondem àquelas coletadas antes que a chuva atinja o solo (aproximadamente 1 m de altura) o que as difere das amostras de água de escoamento superficial. Os coletores de água de chuva consistiram de garrafas de vidro âmbar, adaptadas a funis de aço inox, colocados sobre suportes de madeira e instalados próximos à sede, ou seja, distantes, da área de plantio, para evitar contaminação durante a aplicação dos pesticidas (Figura 8). As amostras foram coletadas por evento de chuva. Foram coletadas 21 amostras. 63 Figura 8 - Coletor de água de chuva. 4.3.11.5 Coleta periódica de água superficial Para coleta de amostras de água de córrego ou represa, utilizou-se garrafas de 1 litro