UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
CÂMPUS DE JABOTICABAL 

 
 
 

 
 
 

PROGRAMAÇÃO TÉRMICA FETAL: efeitos sobre a 
temperatura de preferência e características 

morfofisiológicas de frangos de corte  
 
 
 
 
 
 

 

 

Viviane de Souza Morita 
Bióloga 

 

 

 

 

 

2015



 

 

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
CÂMPUS DE JABOTICABAL 

 
 
 
 

 
 

PROGRAMAÇÃO TÉRMICA FETAL: efeitos sobre a 
temperatura de preferência e características morfofisiológicas de 

frangos de corte  
 
 
 
 
 
 

 

Viviane de Souza Morita 
 

Orientador: Profa. Dra. Isabel Cristina Boleli 
 
 

Tese apresentada à Faculdade de Ciências Agrárias e 
Veterinárias – Unesp, Câmpus de Jaboticabal, como 
parte das exigências para a obtenção do título de 
Doutor em Zootecnia 

 

 

 

 

2015 



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 

 
Morita, Viviane de Souza 

M862p Programa térmica fetal : efeitos sobre a temperatura de 
preferência e características morfofisológicas de frangos de corte / 
Viviane de Souza Morita. – – Jaboticabal, 2015 

xix, 114 p. ; 28 cm 
 
Tese (doutorado) - Universidade Estadual Paulista, Faculdade 

de Ciências Agrárias e Veterinárias, 2015 
Orientadora: Isabel Cristina Boleli 
Banca examinadora: Kênia Cardoso Bícego, Elisabeth 

Gonzáles, Silvana Martinez Baraldi Artoni, Vanessa Michalsky 
Barbosa  

Bibliografia 
 
1. Adaptação epigenética. 2. Aves. 3. Estresse térmico.  4. 

Incubação. 4. Termotolerância. I. Título. II. Jaboticabal-
Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias. 

 
CDU 591.3:636.6 

 
Ficha catalográfica elaborada pela Seção Técnica de Aquisição e Tratamento da Informação – 
Serviço Técnico de Biblioteca e Documentação - UNESP, Câmpus de Jaboticabal. 

  



 

 

DADOS CURRICULARES DO AUTOR 
 

VIVIANE DE SOUZA MORITA – nascida em 26 de abril de 1985, na cidade de 

Jaboticabal (SP), filha de Valter Morita e Vilma Oliveira Souza Morita, ingressou no 

curso de Ciências Biológicas da Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias/Unesp - 

Câmpus de Jaboticabal em março de 2003, graduando-se em janeiro de 2007.  Em 

março de 2009, ingressou no Curso de Pós-Graduação em Zootecnia, em nível de 

Mestrado, na Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias/Unesp - Câmpus de 

Jaboticabal, obtendo o título de mestre em fevereiro de 2011, no mês de março do 

mesmo ano, iniciou o curso de Doutorado na mesma Instituição, sob orientação da 

Profa. Dra. Isabel Cristina Boleli.  

 

 

 

 

 

 

 

 

 



 

 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Quando você quer alguma coisa, todo o universo conspira para que você 

realize o seu desejo.” 

Paulo Coelho 



 

 

OFEREÇO 
 
AAos meus queridos pais, Vilma e Valter 
Ao meu irmão, Junior 
Ao meu noivo, Geziel 
Por toda dedicação, compreensão, incentivo, apoio, ajuda e amor 
incondicional. 
Obrigada por estarem sempre ao meu lado. Sem vocês, eu não teria 
alcançado esta vitória na minha vida. 
E ao meu avô, Arthur 
Por todos os ensinamentos, dedicação, amor e zelo. 
Obrigada por estar sempre presente em minha vida, mesmo que em 
pensamento. 
Amo muito todos vocês!  
 
 
 
 
 

 

 
 

 
 
 
 
 
 
 
 

DEDICO 
 

À Profa. Dra. Isabel Cristina Boleli, 
Pelos 12 anos de ensinamentos, orientação, apoio, amizade, incentivo e 

exemplo de profissionalismo. 
Eu só tenho a lhe dizer: Muito obrigada por tudo! 



 

 

 
AGRADECIMENTOS 

 
A Deus, pelo dom da vida e por ter permanecido sempre ao meu lado, me iluminando, 
e me dando força e sabedoria.  

À Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias/ Unesp – Campus de Jaboticabal e ao 
Programa de Pós-graduação em Zootecnia pela oportunidade oferecida para a 
realização do curso. 

À Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (Fapesp), pela concessão 
da bolsa de doutorado (proc. 2011/18373-2), da bolsa BEPE (proc. 2012/22133-0) e 
pelo auxílio de pesquisa concedido (proc. 2011/24156-4). 

À banca de qualificação, Profas. Dras. Luciane Helena Gargaglioni Batalhão, Hirasilva 
Borba e Lizandra Amoroso e ao Prof. Dr. Alex Sandro Maia, pelas considerações. 

Ao professor João Ademir, pelo auxílio nas análises estatísticas. 

À Profa. Dra. Laura Nakaghi e equipe, pela paciência e cooperativismo. 

Aos companheiros de trabalho e grandes amigos: Tamiris, João, Vitor, Eduardo, 
Mariana, Paula, Rachel, Evandro, Gisele, Joice, Diego, Sarah, Tocha e Liliana. 
Agradeço a todos vocês pela valiosa colaboração na realização desse trabalho, pelo 
apoio nas horas mais difíceis e pelo companheirismo nos momentos de descontração. 

Ao Edmar e Sr. Orandi, pela confecção das lâminas histológicas, pela ajuda e pela 
amizade ao longo desses anos. 

Aos funcionários da FCAV/UNESP: Clara, Wagner, Euclides e Caíque (Departamento 
de Morfologia e Fisiologia Animal), Izildo, Robson e Vicente (Setor de Avicultura), 
Oswaldo e Helinho (Fábrica de Ração), a todos, muito obrigada pela importante 
colaboração na realização deste trabalho. 

Às minhas amigas Mariane, Fernanda, Camila, Marília, Flávia, Vânia e Tânia, pela 
felicidade compartilhada, por torcerem por mim e estarem sempre ao meu lado.  

Ao Dr. Henry van den Brand, da Wageningen University, por todo o aprendizado, 
paciência, apoio, experiência e por ter me acolhido tão bem no ADP (Adaptation 
Physiology Group).  



 

 

Aos amigos queridos que ficaram em Wageningen: Ampai, Novi, Sofie, Juncai, Carol, 
Carolina e Michiko, pelo aprendizado, pelos momentos inesquecíveis e pelas alegrias 
compartilhadas.  

Aos funcionários da Wageningen University: Nanette, Ger, Rudi, Marcel, Monique e 
Ilona, por toda ajuda, zelo e apoio dispensados. 

À toda minha família e à família do meu noivo, que sempre me apoiaram em todas as 
minhas decisões. Obrigada pela confiança, orações e pelo amor que sempre tiveram. 

São pessoas assim tão especiais que me ajudaram a superar todos meus obstáculos e 
todas minhas dificuldades. 

A todos aqueles que, direta ou indiretamente colaboraram com a realização deste 
trabalho, meus sinceros agradecimentos. 

Enfim, agradeço a todos que estão ou que estiveram em minha vida durante este 

período, agradeço até mesmo as pessoas que me fizeram passar por grandes dores, 

pois com cada decepção, cresci e me fortaleci. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



 

 

SUMÁRIO 

LISTA DE TABELAS......................................................................................................... I 

LISTA DE FIGURAS ...................................................................................................... IV 

CERTIFICADO – COMISSÃO ÉTICA DE USO DE ANIMAIS - .................................... VII 

RESUMO .................................................................................................................... VIIII 

ABSTRACT - .................................................................................................................. X 

 
CAPÍTULO 1 – CONSIDERAÇÕES GERAIS ................................................................. 1 

1. INTRODUÇÃO ........................................................................................................ 1 

2. REVISÃO DE LITERATURA ................................................................................... 3 

3. OBJETIVOS .......................................................................................................... 10 

4. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...................................................................... 10 

CAPÍTULO 2 - INCUBATION TEMPERATURE DURING FETAL DEVELOPMENT 
INFLUENCES MORPHOPHYSIOLOGICAL CHARACTERISTICS AND PREFERRED 
AMBIENT TEMPERATURE OF BROILER HATCHLINGS ........................................... 19 

ABSTRACT - ............................................................................................................. 19 

1. INTRODUCTION ................................................................................................... 20 

2. MATERIALS AND METHODS ............................................................................... 21 

3. RESULTS .............................................................................................................. 26 

4. DISCUSSION ........................................................................................................ 35 

5. REFERENCES ...................................................................................................... 38 

CAPÍTULO 3 - TEMPERATURE OF FETAL ENVIRONMENT ALTERS THERMAL 
PREFERENCE AND RESPONSE TO HEAT STRESS OF BROILERS CHICKENS 
ALONG REARING PHASE ........................................................................................... 42 

ABSTRACT - ............................................................................................................. 42 

1. INTRODUCTION ................................................................................................... 43 

2. MATERIALS AND METHODS ............................................................................... 44 

3. RESULTS .............................................................................................................. 48 



 

 

4. DISCUSSION ........................................................................................................ 56 

5. REFERENCES ...................................................................................................... 60 

CAPÍTULO 4 - PREFERRED REARING TEMPERATURE DOES NOT IMPROVE 
BROILER BONE CHARACTERISTICS ........................................................................ 63 

ABSTRACT - ............................................................................................................. 63 

1. INTRODUCTION ................................................................................................... 63 

2. MATERIAL AND METHODS ................................................................................. 65 

3. RESULTS .............................................................................................................. 69 

4. DISCUSSION ........................................................................................................ 75 

5. REFERENCES ...................................................................................................... 78 

CAPÍTULO 5 - TEMPERATURE DURING FETAL DEVELOPMENT HAS NO LONG –
TERM EFFECT ON   SKIN  THICKNESS AND VASCULARITY  OF  BROILERS ...... 81 

ABSTRACT – ............................................................................................................ 81 

1. INTRODUCTION ................................................................................................... 82 

2. MATERIAL AND METHODS ................................................................................. 83 

3. RESULTS .............................................................................................................. 87 

4. DISCUSSION ........................................................................................................ 97 

5. REFERENCES ...................................................................................................... 99 

CAPÍTULO 6 -  EFFECTS OF EGG SIZE AND THERMAL PROGRAMMING ON HEAT 
PRODUCTION, INCUBATION PARAMETERS AND HATCHILING 
CHARACTERISTICS .................................................................................................. 102 

ABSTRACT – .......................................................................................................... 102 

1. INTRODUCTION ................................................................................................. 103 

2. MATERIALS AND METHODS ............................................................................. 104 

3. RESULTS ............................................................................................................ 106 

4. DISCUSSION ...................................................................................................... 111 

5. REFERENCES .................................................................................................... 113 



I 

 

LISTA DE TABELAS 

CAPÍTULO 2 - INCUBATION TEMPERATURE DURING FETAL DEVELOPMENT 
INFLUENCES MORPHOPHYSIOLOGICAL CHARACTERISTICS AND PREFERRED 
AMBIENT TEMPERATURE OF BROILER HATCHLINGS ........................................... 19 

Table 1. Body surface and rectal temperatures of hatchlings, obtained from eggs 

exposed to cold (36°C), control (37.5°C), or heat (39°C) temperature from d 13 

to 19 of incubation (means). ........................................................................... 31 

Table 2. Feathering characteristics and total weight of hatchlings obtained from eggs 

exposed to cold (36°C), control (37.5°C) or heat (39°C) temperature from d 13 

to 19 of incubation. .......................................................................................... 32 

Table 3. Skin, epidermis, and dermis thickness (µm) and blood vessel number (counts 

per field) and perimeter (µm) of hatchlings obtained from eggs exposed to cold 

(36°C), control (37.5°C), or heat (39°C) temperature from d 13 to 19 of 

incubation. ...................................................................................................... 33 

CAPÍTULO 3 - TEMPERATURE OF FETAL ENVIRONMENT ALTERS THERMAL 
PREFERENCE AND RESPONSE TO HEAT STRESS OF BROILERS CHICKENS 
ALONG REARING PHASE ........................................................................................... 42 

Table 2. Effect of temperature of fetal environment on the levels of triiodothyronine (T3, 

ng/ml), thyroxine (T4, ng/dl) and growth hormone (GH) and performance of 

broiler chickens ............................................................................................... 52 

CAPÍTULO 4 - PREFERRED REARING TEMPERATURE DOES NOT IMPROVE 
BROILER BONE CHARACTERISTICS ........................................................................ 63 

Table 1. Average rearing temperatures by incubation temperature and age. ................ 67 

Table 2. Effect of incubation and rearing temperatures on morphological characteristics 

(length, width, weight and density) of femura and tibiotarsi in broiler chickens 

at 42 days of age. ........................................................................................... 72 



II 

 

Table 3. Effect of incubation and rearing temperatures on biomechanical characteristics 

of femura and tibiotarsi of broiler chickens at 42 days of age. ........................ 73 

Table 4. Effect of incubation and rearing temperatures on ash, water, fat, calcium and 

phosphorus content (% dry matter) of femura and tibiotarsi of broiler chickens 

at 42 days of age. ........................................................................................... 75 

CAPÍTULO 5 – TEMPERATURE DURING FETAL DEVELOPMENT HAS NO LONG –
TERM EFFECT ON   SKIN  THICKNESS AND VASCULARITY  OF  BROILERS ...... 81 

Table 1. Average rearing temperatures by incubation temperature and age. ................ 84 

Table 2. Effect of incubation and rearing temperatures on surface temperature of 

different body regions and on rectal temperature in broiler chickens at 21 days 

of age. ............................................................................................................. 89 

Table 3. Effect of incubation and rearing temperatures on surface temperature of 

different body regions and on rectal temperature in broiler chickens at 42 days 

of age. ............................................................................................................. 90 

Table 4. Effect of incubation and rearing temperatures on plasma concentrations of 

triiodothyronine (T3, ng/ml), thyroxine (T4, ng/dl), T3/T4 ratio and growth 

hormone (GH) in broiler chickens at 21 and 42 days of age. .......................... 91 

Table 5. Effect of incubation and rearing temperatures on body and total feathering 

weight in broiler chickens at 21 and 42 days of age........................................ 92 

Table 6. Effect of incubation and rearing temperatures on skin, epidermis, and dermis 

thickness (µm) in broiler chickens at 21 days of age....................................... 93 

Table 7. Effect of incubation and rearing temperatures on skin blood vessel number 

(counts per field) and perimeter (µm) in in broiler chickens at 21 days of age.

 ........................................................................................................................ 94 

Table 8. Effect of incubation and rearing temperatures on skin, epidermis, and dermis 

thickness (µm) in broiler chickens at 42 days of age....................................... 95 



III 

 

Table 9. Effect of incubation and rearing temperatures on skin blood vessel number 

(counts per field) and perimeter (µm) in in broiler chickens at 42 days of age.

 ........................................................................................................................ 96 

CAPÍTULO 6.  EFFECTS OF EGG SIZE AND THERMAL PROGRAMMING ON HEAT 
PRODUCTION, INCUBATION PARAMETERS AND HATCHILING 
CHARACTERISTICS .................................................................................................... 81 

Table 1. Effect of egg size (small and large) on yolk, albumen and eggshell weight (g).

 ...................................................................................................................... 107 

Table 2. Effect of EST (37.5oC and 39oC for 12 h from ED13-18) and egg size (small: 

56-59g and large: 70-73g) on chick development. BW= body weight; CL= 

chicken length; YFB= yolk free body weight; RSY= residual yolk weight; LW= 

liver weight; HW= heart weight. .................................................................... 109 

Table 3. Effect of EST (37.5oC and 39oC for 12 h from ED13-18) and egg size (small: 

56-59g and large: 70-73g) on rectal temperature (RT) and surface temperature 

at different parts of the body (abdomen, back, leg and neck). ...................... 110 

Table 4. Effect of EST (37.5oC or 39oC for 12 h from ED13-18) and egg size (small or 

large) on egg weight loss (g), incubation time (hours) and chick navel score.

 ...................................................................................................................... 111 

 

 

 

 

 

 

 

 



IV 

 

LISTA DE FIGURAS 

CAPÍTULO 2 - INCUBATION TEMPERATURE DURING FETAL DEVELOPMENT 
INFLUENCES MORPHOPHYSIOLOGICAL CHARACTERISTICS AND PREFERRED 
AMBIENT TEMPERATURE OF BROILER HATCHLINGS ........................................... 19 

Figure 1. Thermostate, incubator air, and eggshell temperatures in cold (A), control (B), 

and heat (C) incubation treatments. .............................................................. 29 

Figure 2. A. Average eggshell temperatures from d 13 to 19 of incubation in the cold 

(36°C), control (37.5°C), and heat (39°C) treatment. B. Average differences  

between eggshell (EST) and incubator temperatures (IT) from d 13 to 19 of 

incubation in the cold (36°C), control (37.5°C), and heat (39°C) treatment. *: 

indicate difference among the means (P< 0.05), Data are expressed as mean 

± SD, n =10. .................................................................................................. 30 

Figure 3. Plasma concentrations of triiodothyronine (T3, ng/ml), thyroxine (T4, ng/dl), 

T3/T4 ratio and growth hormone (GH) of hatchlings obtained from eggs 

exposed  to cold (36°C), control (37.5°C), or heat (39°C) temperatures from d 

13 to 19 of incubation *: mean differs from others (P< 0.05), Data are 

expressed as mean ± SD, n =24. .................................................................. 34 

Figure 4. Preferred ambient temperature of hatchlings submitted to cold (36°C), control 

(37.5°C) or heat (39°C) incubation treatments during fetal development. *: 

mean differs from others (P< 0.05); n =12. Data are expressed as mean ± 

SD, n=16. ...................................................................................................... 35 

CAPÍTULO 3 - TEMPERATURE OF FETAL ENVIRONMENT ALTERS THERMAL 
PREFERENCE AND RESPONSE TO HEAT STRESS OF BROILERS CHICKENS 
ALONG REARING PHASE ........................................................................................... 42 

Figure 1. Thermal preference (A) and Rectal temperature (B) of broiler chickens 

obtained from eggs submitted to cold (36°C), control (37.5°C) or heat (39°C) 

incubation treatments during fetal development, according with age. *: means 



V 

 

obtained from heat-treated chickens differ from the other groups at same age 

(P< 0.05). Data are expressed as mean ± SD, n =12. ................................... 51 

Figure 2. Rectal temperature of broiler chickens submitted to cold (36°C, A), control 

(37.5°C, B) or heat (39°C, C) incubation treatments during fetal development 

obtained under thermal preference (before thermal challenge), at 5°C above 

thermal preference (thermal challenge), and upon return to thermal 

preference (after thermal challenge), according to age. *: above the bar 

indicates the means that different from others in the same age, and above the 

bracket indicates difference among the means in the same age (P< 0.05). 

Data are expressed as mean ± SD, n=12. ..................................................... 53 

Figure 3. Average variation of rectal temperature of broiler chickens obtained from the 

eggs submitted to cold (36°C, A), control (37.5°C, B) or heat (39°C, C) 

incubation treatments during fetal development obtained: Δ1. between at 5°C 

above thermal preference (thermal challenge) and under thermal preference 

(before thermal challenge), Δ2. between at 5°C above thermal preference 

(thermal challenge) and upon return to thermal preference (after thermal 

challenge), according to age. *: above the bar indicates the means that 

different from others in the same age (P< 0.05). Data are expressed as mean 

± SD, n=12. ................................................................................................... 54 

Figure 4. Breathing movements (mov/min) of broiler chickens obtained from eggs 

submitted to cold (36°C, A),control (37.5°C, B) or heat (39°C, C) incubation 

treatments during fetal development, obtained under thermal preference 

(before thermal challenge), at 5°C above thermal preference (thermal 

challenge), and upon return to thermal preference (after thermal challenge), 

according to age. *: above the bracket indicates difference among the means 

in the same age (P< 0.05). Data are expressed as mean ± SD, n=12. ......... 55 

Figure 5. Average variation of respiratory movements of broiler chickens obtained from 

the eggs submitted to cold (36°C, A), control (37.5°C, B) or heat (39°C, C) 

incubation treatments during fetal development obtained: Δ1. between at 5°C 

above thermal preference (thermal challenge) and under thermal preference 



VI 

 

(before thermal challenge), Δ2. between at 5°C above thermal preference 

(thermal challenge) and upon return to thermal preference (after thermal 

challenge), according to age. Data are expressed as mean ± SD, n=12. ...... 56 

CAPÍTULO 4 - PREFERRED REARING TEMPERATURE DOES NOT IMPROVE 
BROILER BONE CHARACTERISTICS ........................................................................ 63 

Figure 1. Body weight of broiler chickens from eggs incubated at cold (36°C), control 

(37.5°C) and hot (39°C) temperatures and reared at recommended (obtained 

from the Cobb® Rearing Manual), preferred (Chapter 3) or high (5ºC above 

preferred temperature) temperatures. A-B: different letters indicate significant 

differences among treatments (Tukey, P<0.05). ............................................ 71 

Figure 2. Interaction between incubation and rearing temperatures for tibiotarsus 

strenght. Cold, Control and Hot temperatures during fetal development: 

incubation at 36°C, 37.5°C and 39°C. Recommended: recommended for the 

strain, according to the Cobb® Rearing Manual. Preferred: as measured for 

broiler chickens in the Chapter 3; High: 5ºC above recommended 

temperature. A-C: different letters indicate significant differences among 

treatments (Tukey, P<0.05). .......................................................................... 74 

CAPÍTULO 6.  EFFECTS OF EGG SIZE AND THERMAL PROGRAMMING ON HEAT 
PRODUCTION, INCUBATION PARAMETERS AND HATCHILING 
CHARACTERISTICS .................................................................................................... 81 

Figure 1. Heat production (mW.egg-1) in small (56-59g) and large (70-73g) eggs 

incubated at two EST settings (37.5oC and 39oC for 12 h from ED13-18), 

where *= P<0.05. ......................................................................................... 108 

 

 

 

 
 



VII 

 

 

Certificamos que o Protocolo n° 021086/11 do trabalho de pesquisa 

intitulado “Programação térmica fetal: efeitos sobre a temperatura de 
preferência e características morfofisológicas de frangos de corte”, sob a 

responsabilidade da Profa, Dra. Isabel Cristina Boleli está de acordo com os 

Princípios Éticos na Experimentação (COBEA) e foi aprovado pela COMISSÃO 

ÉTICA NO USO DE ANIMAIS (CEUA), em reunião ordinária de 07 de Outubro 

de 2011. 

Jaboticabal, 11 de Outubro de 2011. 

CeCeCeCeCeCeCeCeCeCeCeCeCeCeCeCertrtrtrtrtrtrtrtrtrtrtrtrtrtrttrtifififififififififififififififfficiciciciciciciciciciciciciccccamamamamamamamamamamamamamamamamososososososososososososososos q q q q q q q q qqq q qq qqueueueueueueueueueueueueueueuee oooooo ooooooooooo PPPPPPP PPPPPPPPPPrororororororororororororororororototototototototototototototottocococococcococococcocococococoloooloooooooooooo nnnnnnnnnnnnnnn°°°°° °°°°°°°°°° 02020202020202020202020202020202101010101010100101010101010101086868686868686868686686868686/11111111111111111111 1111111111 dodododododododododododododododooo tttttttttttttttrararararararararararararararabababababababbababbabababbabab lhhhhhhhhhhhhhhhhho ooooooooooooooooo dedededededededededededededededee p p p p p pp p pp p p pp p p pesesesesesesesesesesesesesesesesesqqqquqqqqqqqqqqqqqq isa 

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Jaboticabal, 11 de Outubro de 2011.



VIII 

 

 
PROGRAMAÇÃO TÉRMICA FETAL: EFEITOS SOBRE A TEMPERATURA DE 
PREFERÊNCIA E CARACTERPISTICAS MORFOFISIOLÓGICAS DE FRANGOS DE 
CORTE 
 
 
RESUMO – Estresse por calor durante a criação altera o desempenho e as 
características morfofuncionais de frangos de corte. Programação térmica fetal tem se 
mostrado efetiva na indução de características adaptativas ao calor na incubação, 
aumentando a termotolerância das aves no período pós-eclosão, por meio de 
adaptação epigenética. O presente estudo analisou os efeitos da exposição à 
temperatura de incubação fria ou quente durante a fase fetal sobre as características 
morfofisiológicas de pintos na eclosão e de frangos criados sob temperatura de 
preferência, recomendada para a linhagem ou alta. No Capítulo 1 é apresentada uma 
abordagem teórica sobre o tema. No Capítulo 2 são abordados os efeitos da 
temperatura fria ou quente durante a fase fetal sobre parâmetros de incubação 
(temperatura da casca dos ovos e eclodibilidade), temperatura de preferência e 
características do pinto recém-eclodido (peso corporal e dos órgãos, características da 
pele e das penas, temperatura superficial corporal e retal e concentração plasmática de 
T3, T4 e GH). Para isso, ovos férteis de matrizes de frangos de corte (Cobb 500®) 
foram incubados a partir do 13° dia à temperatura fria (36°C), controle (37,5°C) ou 
quente (39°C). Os dados mostram que exposição ao frio diminuiu a temperatura 
superficial corporal, a vascularização da pele e a concentração plasmática de T3 e GH. 
Por outro lado, exposição ao calor aumentou a eclodibilidade dos ovos, a temperatura 
superficial corporal e a vascularização dérmica, reduziu a espessura da pele e 
aumentou a temperatura de preferência dos pintos. No Capítulo 3 foi estudado se a 
exposição à temperatura fria ou quente de incubação altera a temperatura de 
preferência e resposta ao estresse dos frangos ao longo da criação. Para isso, foi 
adotado o mesmo protocolo de incubação utilizado no Capítulo 1. Após a eclosão, as 
aves foram alojadas em câmara climática com temperatura ajustada para os valores 
recomendados para a linhagem. Semanalmente, durante as seis semanas de criação, 
foi determinada a temperatura de preferência dos frangos e resposta ao estresse 
térmico. De acordo com os resultados, exposição ao calor aumenta a temperatura de 
preferência das aves somente durante as três primeiras semanas de idade. Além disso, 
temperatura quente de incubação minimiza e/ou retarda os efeitos ,do estresse térmico. 
Nos Capítulos 4 e 5 são analisados os efeitos da temperatura fria ou quente de 
incubação sobre as características ósseas (composição mineral, propriedades 
biomecânicas e características físicas) e desempenho e sobre as características da 
pele, peso corporal e do empenamento, temperatura superficial corporal e retal e 
concentração plasmática de T3, T4 e GH, respectivamente, de frangos criados em 
temperatura ambiente de preferência, recomendada para a linhagem ou alta. Nesse 
caso, foi utilizado um delineamento experimental 3x3 (incubação: temperatura fria, 
controle ou quente; criação: temperatura de preferência, recomendada ou alta). No 
Capítulo 4 foi verificado que criação sob temperatura de preferência não teve influência 
sobre as características ósseas dos frangos. Além disso, também foi observado que a 
exposição ao calor na fase fetal não minimiza e/ou evita os efeitos deletérios da alta 



IX 

 

temperatura de criação. O Capítulo 5 mostra que a exposição à temperatura fria ou 
quente durante a fase fetal não alterou as características dos frangos criados em 
temperatura de preferência, recomendada ou alta. Ademais, criação sob temperatura 
alta aumentou a temperatura superficial corporal e reduziu os níveis plasmáticos de T3, 
T4 e GH, o peso corporal e do empenamento e a espessura da pele. No Capítulo 6 foi 
estudado se pintos de ovos grandes, com maior produção de calor metabólico, são 
mais afetados quando expostos à temperatura de incubação quente na fase fetal do 
que os pintos de ovos pequenos. Para isso, foi adotado um delineamento experimental 
2x2 (ovo: pequeno ou grande; incubação: temperatura da casca do ovo (TCO) controle 
ou TCO quente, por 12 hrs diárias, do 13° até o 18°dia de incubação). De acordo com 
os resultados, não houve diferença nas respostas dos pintos de ovos pequenos ou 
grandes frente à exposição à EST quente. 
Palavras-chaves: adaptação epigenética, aves, estresse térmico, incubação, 
termotolerância 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 



X 

 

 
THERMAL PROGRAMMING DURING FETAL DEVELOPMENT: EFFECTS ON 
PREFERRED AMBIENT TEMPERATURE AND MORPHOPHYSIOLOGICAL 
CHARACTERISTICS OF BROILERS 
 
 
ABSTRACT - Heat stress changes the performance and morphological and functional 
characteristics of broilers. Thermal programming during fetal development has been 
shown to be effective in the induction of adaptive characteristics to heat, increasing the 
thermotolerance of the birds during the post-hatching period by epigenetic adaptation. 
This study examined the effects of exposure to cold or hot incubation temperature 
during the fetal stage on the physical and physiological characteristics of chicks, at 
hatching, and chickens reared under preferred, recommended or high temperature. In 
Chapter 1 we present a theoretical approach to the topic. In Chapter 2, the effects of 
cold or hot temperature during the fetal stage on incubation parameters (temperature, 
eggshell and hatchability), preferred ambient temperature and characteristics of newly 
hatched chicks (body and organs weight, skin and feathering characteristics, body 
surface and rectal temperature and plasma T3, T4 and GH concentrations) were 
examined. For this, hatching eggs from a commercial broiler breeder flock (Cobb 500®) 
were exposed from day 13 of incubation to cold (36°C), control (37.5°C) or hot (39°C) 
temperature. The data show that exposure to cold reduced body surface temperature, 
skin vascularity and plasma T3 and GH concentrations. Moreover, exposure to hot 
increased eggs hatchability, body surface temperature and dermal vascularity, reduced 
skin thickness and increased thermal preference of the chicks. In Chapter 3 was studied 
whether exposure to cold or hot incubation temperature alters preferred ambient 
temperature and response to heat stress of broilers along rearing phase. For this, we 
adopted the same incubation protocol used in Chapter 1. After hatching, the birds were 
housed in climatic chamber with temperature set to the recommended values for the 
line. Weekly, during the six weeks of rearing, thermal preference and response to heat 
stress of birds were analyzed. According to the results, exposure to hot incubation 
temperature increases the preferred ambient temperature only during the first three 
weeks of age. Furthermore, hot incubation temperature minimizes and/or retards the 
effects of heat stress. In Chapters 4 and 5 were analyzed the effects of cold or hot 
incubation temperature on bone characteristics (mineral composition, biomechanical 
properties and physical characteristics) and performance and on skin characteristics, 
body and feathering weight, body surface and rectal temperature and plasma T3, T4 
and GH concentration, respectively, of chickens reared at preferred, recommended or 
high temperature. In this case, a 3x3experimental design was used  (incubation: cold, 
control or hot temperature; rearing: preferred, recommended or high temperature). In 
Chapter 4 it was found that rearing under preferred temperature had no influence on the 
bone characteristics of chickens. Furthermore, it was also observed that exposure to hot 
temperature during fetal life does not minimize and/or avoid the negatives effects of 
high environmental temperature. Chapter 5 shows that cold or hot incubation 
temperature did not alter broilers characteristics reared under preferred, recommended 
or high temperature. Moreover, high temperature increased body surface temperature 
and reduced plasma T3, T4 and GH levels, body and feathering weight and skin 



XI 

 

thickness. In Chapter 6 was studied whether chicks from large eggs, with higher 
metabolic heat production, are most affected when exposed to hot incubation 
temperature during fetal stage than chicks of small eggs. For this, a 2x2 experimental 
design was adopted (egg: small or large; incubation: eggshell temperature control or 
hot, for 12 hrs daily, from the 13th to the 18th day of incubation). According to the 
results, there was no difference in the responses of chicks from small or large eggs 
submitted to hot EST. 
Keywords: birds, epigenetic adaptation, incubation, heat stress, thermotolerance 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 



1 

 

CAPÍTULO 1 – CONSIDERAÇÕES GERAIS  

1. INTRODUÇÃO 

O Brasil ocupa, atualmente, a posição de terceiro maior produtor e a de maior 

exportador mundial de carne de frangos, tendo atingido a produção de 12,30 milhões 

de toneladas em 2013 (UBABEF, 2014).   Essa alta produtividade avícola foi propiciada 

pela seleção genética dos frangos para  maior e mais rápida  taxa de crescimento e 

melhor conversão,  (Sherwood, 1977; Havenstein et al., 1994a,b) que possibilitou  

aumento de 50 a 60 vezes no peso corporal da aves entre a eclosão e a idade de abate 

(Havenstein et al., 2003 a). Incremento da taxa de crescimento, entretanto,  resultou 

em aumento na produção de calor metabólico (Janke et al., 2004), o que torna os 

frangos  altamente sensíveis à alta temperatura ambiente (Havestein et al., 2003b), 

uma vez que o processo de seleção genética  não envolveu  melhora  no sistema de 

controle de temperatura corporal dessas aves. 

Quando submetidas à condições de temperatura ambiente diferentes daquelas 

recomendadas para a linhagem, as aves, como animais homeotérmicos, dependem de 

mecanismos físicos, comportamentais e endócrinos (Yahav et al., 1996) para balancear 

a produção e a dissipação de calor, e manter sua temperatura corporal constante 

(Yalçin et al., 1997). Tais mecanismos envolvem alterações hemodinâmicas periféricas 

(Wolfenson, 1983; Yahav et al. 1998), padrão de empenamento (Wylie et al., 2001), 

temperatura corporal (Richards et al., 1971; Cahaner et al., 1995; Zhou e Yamamoto, 

1997; Deeb e Cahaner, 1999), níveis hormonais circulantes (Dahlke et al., 2005; 

Willemsem et al., 2010), dentre outras alterações. A utilização desses mecanismos na 

tentativa de manter a homeotermia corporal gera gastos energéticos para as aves, 

comprometendo seu desempenho produtivo, aumentando a incidência de doenças 

metabólicas e bem-estar (Furlan e Macari, 2002).   

Programação térmica pré-natal tem sido investigada por vários autores quanto a 

seu potencial uso como  forma de manejo para aumentar a termotolerância das aves 

no período pós-eclosão, por meio da adaptação epigenética (Decuypere, 1984; 

Tzschentke et al., 2001; Janke et al., 2002; Tzschentke and Basta, 2002; Moraes et al., 

2003, 2004; Yahav et al., 2004a,b; Collin et al., 2005, 2007; Yalçin et al., 2008b; 

Piestun et al., 2008; Tona et al., 2008; Willemsen et al., 2010; Shinder et al., 2009; 



2 

 

Walstra et al., 2010) A indução de  adaptação epigenética de longa duração pela 

temperatura de incubação parece envolver alterações no sistema termorregulador 

imaturo e em importantes sistemas de controle fisiológicos (Dorner, 1974; Minne and 

Decuypere, 1984; Arjona et al., 1988; Tzschentke et  al.,  2004; Yahav, 2009). Tais 

alterações  fisiológicas podem mudar o limiar de resposta termorregulatória das aves, , 

reduzindo sua sensibilidade térmica à variações de temperatura ambiente no período 

pós-eclosão (Decuypere and Michels, 1992; French, 2000; Walstra et al., 2010), e 

alterar sua temperatura ambiente de preferência, como registrado em perus, patos 

(Nichelmann, 2004; Tzschentke, 2007) e poedeiras (Walstra et al., 2010) na fase de 

inicial de criação, fase de transição da ectodermia para homeotermia das  aves 

precoces (Whittow and Tazawa, 1991; Nichelmann and Tzschentke, 2002).  Contudo, 

diferenças  na intensidade, duração e período de realização da manipulação térmica e 

nos resultados obtidos indicam a existência de  diferentes janelas para indução 

epigenética  de alteração da termotolerância das aves, as quais precisam ser  melhor  

estabelecidas e seus efeitos melhor entendidos, antes de serem propostas como 

mecanismos de modulação termorregulatória. 

Atualmente  é conhecido que os fetos são altamente responsivos à variações  

ambientais, o que tem alavancado as pesquisas dos efeitos da manipulação do 

ambiente de desenvolvimento fetal  sobre seu fenótipo pós-nascimento. No que se 

refere á frangos de corte, não é conhecido se  manipulação contínua da temperatura do 

ambiente de desenvolvimento fetal  influencia  o fenótipo dos pintos na eclosão,  quais 

alterações fenotípicas ocorrem, se as alterações são de curta ou longa duração.. O 

entendimento de tais mecanismos é de suma importância para a cadeia de produção 

avícola, uma vez que pode contribuir para a  determinação do potencial uso da 

manipulação térmica contínua na fase fetal na indução epigenética de maior 

termotolerância de frangos ao calor.   

 Considerando que os eixos neuroendócrinos já encontram-se  funcionalmente 

estabelecidos  no início da fase fetal (Jenkins e Porter, 2004), nossa hipótese é que 

manipulação contínua da temperatura de incubação durante a fase pode induzir  

alterações fenotípicas nos pintos, as quais podem permanecer após a eclosão por 

curta ou longa duração e  alterar  suas características morfofisiológicas e 



3 

 

comportamentais, influenciando seu  crescimento e desenvolvimento  frente ou não à 

estresse por calor. 

 

2. REVISÃO DE LITERATURA 

Sensibilidade e resposta dos frangos de corte ao calor 
A seleção genética para melhorias na eficiência alimentar, aumento do peso ao 

abate e diminuição do tempo de crescimento e idade para abate em frangos de corte 

não foi acompanhada de eficiência ou melhoria no processo de termorregulação, o que 

tornou as aves altamente sensíveis à temperaturas acima da termoneutra. Dessa 

forma, pode-se dizer que a temperatura do ambiente no qual as aves são criadas é um 

dos fatores determinantes do sucesso ou fracasso de um empreendimento avícola 

(Macari et al., 2004). Quando a temperatura ambiente de criação está acima da 

termoneutra, os mecanismos  de controle térmico dos frangos na maioria das vezes 

não são suficientes para a  manutenção da temperatura corporal, o que obriga o 

produtor a utilizar mecanismos exógenos (externos) para auxiliar  na redução do calor 

ambiente, como por exemplo a  utilização de galpões climatizados ou câmaras 

climáticas. Entretanto, a adoção de tais medidas encarecem a produção e expõem as 

aves à risco de morte, e o produtor à altas perdas econômicas  ou perda total de 

produção, em caso de ocorrência de pane no sistema elétrico que  abastece a região 

onde a granja está localizada. Sendo assim, é de extrema importância a busca por 

alternativas que aumente a tolerância térmica das aves frente à altas temperaturas 

ambiente.  

Quando as aves são criadas em temperaturas dentro da sua zona de conforto 

térmico, a fração de energia metabolizável gasta para termogênese é mínima e a 

energia líquida de produção é máxima (Macari et al., 2004). Segundo a União Brasileira 

de Avicultura (UBA, 2009), a faixa de temperatura recomendada para aves adultas é de 

21 a 23ºC, com umidade relativa entre 65% e 70%. Entretanto, quando a temperatura 

ambiente ultrapassa os valores recomendados, as aves entram em situação de 

estresse térmico, e na tentativa de impedir um aumento excessivo da temperatura 

corporal, elas aumentam a dissipação de calor e diminuem sua produção metabólica 



4 

 

através de mecanismos físicos, comportamentais e endócrinos (Geraert et al. 1996; 

Yahav et al., 1996).  

A manutenção da temperatura corporal depende do balanço entre a produção e 

a dissipação de calor (Yalçin et al., 1997). Considerando que a temperatura do 

ambiente esteja elevada (estresse por calor), uma reduzida perda/produção de calor da 

ave para o ambiente ocorrerá, de forma que quanto mais elevada a temperatura 

ambiental, menor será a perda calórica, uma vez que o calor é transferido do meio mais 

quente para o mais frio (La Scala, 2003). Para aumentar a dissipação de calor para os  

tecidos, onde ele é dissipado, mecanismos de perda de calor sensível e latente são 

utilizados pelas as aves. A dissipação de calor sensível ocorre por meio de 

mecanismos não evaporativos, ou seja, por condução, convecção e radiação, sendo a 

diferença entre a temperatura da pele do frango e o ambiente, o principal fator que 

interfere nos processos de perda de calor (Macari et al., 2002). Sendo assim, na 

tentativa de aumentar a dissipação de calor, a ave procura maximizar a área de 

superfície corporal, agachando, mantendo as asas afastadas do corpo e exibindo 

alterações hemodinâmicas periféricas, bem como vasodilatação periférica (Wolfenson, 

1983; Yahav et al., 1998; Macari et al., 2002). Segundo Richards et al. (1971), Cahaner 

et al. (1995), Zhou e Yamamoto (1997) e  Deeb e Cahaner (1999), Macari et al. (2002), 

o aumento do fluxo sanguíneo para as regiões periféricas não cobertas por penas na 

tentativa de maior dissipação de calor, resulta, muitas vezes,  em elevação da 

temperatura superficial da pele, sendo o inverso também verdadeiro, ou seja, frente à 

baixa temperatura, ocorre uma redução no fluxo sanguíneo cutâneo, a fim de reduzir a 

perda de calor.  

É conhecido que nas aves adultas, as penas possuem importante papel 

termorregulatório. Em temperaturas ambiente frias, a cobertura de penas possibilita às 

aves a manutenção de sua temperatura corporal. Por outro lado, sob altas 

temperaturas, essa cobertura de penas dificulta a dissipação de calor, levando ao 

aumento da temperatura corporal da ave. Na tentativa de aumentar a dissipação, as 

aves tendem aumentar a ptiloereção (Macari et al., 2002). De acordo com Cahaner et 

al. (1993, 1994) e Cooper e Washburn (1998), empenamento e temperatura ambiente 

encontram-se inversamente relacionados em frangos adultos. Segundo os autores, o 



5 

 

aumento da temperatura ambiente é acompanhado de redução no empenamento das 

aves, levando-as a um melhor desempenho, uma vez que o menor isolamento externo 

possibilita melhor troca térmica entre a ave e o ambiente, exigindo menor gasto 

energético na manutenção da homeostase térmica.  

Outro mecanismo importante de perda de calor das aves quando expostas a 

temperaturas elevadas é o resfriamento evaporativo respiratório, na tentativa de 

estimular a perda evaporativa de calor (ofegação) e manter o equilíbrio térmico corporal 

(Silva et al., 2001; Macari et al., 2002). Entretanto, aumento na frequência respiratória 

pode resultar em hipertermia e no desenvolvimento de alcalose respiratória (distúrbio 

do equilíbrio ácido-base). Sendo assim, embora a perda de calor por meio do 

resfriamento evaporativo represente uma importante via de dissipação de calor sob 

altas temperaturas ambientais, a mesma pode gerar consequências indesejáveis, 

podendo comprometer a saúde da ave (Macari et al., 2002). 

Dentre os mecanismos endócrinos utilizados sob alta temperatura ambiente, o 

principal utilizado pelos frangos é a redução dos hormônios tireoideanos circulantes, 

particularmente o T3, conhecido pela sua ação termogênica (Yahav et al., 1996). Aves 

mantidas sob altas temperaturas apresentam níveis plasmáticos destes hormônios 

reduzidos, diminuindo a atividade da bomba de sódio e potássio e o consumo de 

oxigênio pelas células animais, ocasionando redução da taxa metabólica (Chen et al., 

1994). Segundo Jonier and Huston (1957) e Etches et al. (1995), a redução dos níveis 

circulantes dos hormônios tireoideanos é decorrente da menor atividade apresentada 

pela tireóide sob alta temperatura ambiente, resultando em maior tolerância ao calor 

pelas aves.  

Paralelamente à alteração da concentração dos hormônios da tireóide, sob 

estresse térmico, os frangos reduzem o consumo de alimento e a eficiência digestiva, 

como tentativa de reduzir a produção de calor endógena, o que resulta na redução no 

desempenho no ganho de peso e na conversão alimentar (Teeter et al., 1984; Bonnet 

et al., 1997; Lana et al., 2000; Souza, 2008).  

 Redução dos níveis circulantes de T3 e T4, bem como o menor consumo de 

ração, ambos resultantes da exposição à alta temperatura ambiente, podem levar o 

frango à uma alteração do crescimento e diferenciação da placa de condrócitos, 



6 

 

reduzindo o comprimento, a largura e o peso dos ossos (Teeter et al., 1984; Yalçin et 

al., 1996; Bruno et al., 2000; Pelicano et al., 2005; Faria Filho, 2006; Shao et al., 2006).  

Tais alterações resultam no menor desenvolvimento ósseo, principalmente do fêmur e 

da tíbia, reduzindo o desempenho, e consequentemente, sua produtividade.  

Diante do exposto, faz-se necessária a busca por alternativas que visem 

aumentar a termotolerância das aves, reduzindo os efeitos deletérios ocasionados pelo 

estresse térmico à sanidade e bem-estar das aves, bem como à produção avícola.   

 
Programação térmica pré-natal no aumento da termotolerância  

Várias estratégias têm sido utilizadas para prevenir o estresse calórico em aves 

domésticas, tais como: genética; manipulação dos níveis nutricionais da dieta e níveis 

de eletrólitos na água; restrição alimentar, utilizando períodos de jejum para reduzir o 

incremento calórico ocasionado pela dieta; manejo do ambiente de criação, através da 

utilização de programas de luz, controle da umidade e temperatura; condicionamento 

ao calor realizado em pintos nos primeiros dias de vida; e por fim, programação térmica 

pré- ou pós-natal (Lin et al., 2006).  

Programação térmica pré-natal tem sido analisada como uma alternativa para 

melhorar a tolerância das aves a desvios da temperatura ambiente, principalmente às 

altas temperaturas.  Estudos anteriores utilizando exposição à alta temperatura de 

maneira intermitente, em diferentes períodos do desenvolvimento in ovo, registraram 

aumento da tolerância ao calor quando os frangos foram desafiados termicamente na 

criação (Iqbal et al., 1990; Moraes et al., 2003; Yahav et al., 2004; Collin et al., 2005; 

Yalçin et al., 2008b; Piestun et al., 2008). Da mesma forma,  Shinder et al. (2009) 

verificaram que exposição à temperatura mais fria na incubação aumentou a tolerância 

das aves à baixa temperatura ambiente, quando as mesmas foram desafiadas na 

criação. Contrariamente, contudo, Collin et al. (2007) não verificaram aquisição de 

termotolerância quando as aves foram desafiadas na 6ª semana de idade.  

Os dados de literatura citados anteriormente indicam que uma melhora efetiva 

da termotolerância ocorre quando a temperatura de incubação é alterada durante 

determinados ‘períodos críticos’ do desenvolvimento in ovo, nos quais, segundo Yahav 

(2009), o limiar de resposta dos sistemas termorregulatórios  pode ser alterado, 



7 

 

resultando em alterações fisiológicas de longa duração e aumento da tolerância das 

aves à ambientes quentes ou frios. 

Embora muitos estudos tenham sido realizados utilizando programação térmica 

pré-natal intermitente em diversos períodos de desenvolvimento para induzir o aumento 

da tolerância das aves no período de criação, pouco se sabe ainda sobre os efeitos da 

programação térmica na indução da termotolerância quando aplicada de forma 

contínua.  

 

Programação térmica pré-natal e títulos hormonais 
De acordo com Yahav (2004b), o período ideal para a realização da 

manipulação térmica coincide com o período que os eixos endócrinos já se encontram 

estabelecidos, principalmente o eixo hipotálamo-hipófise-tireóide (eixo HPT). Isso, 

segundo Mcnabb e Olson (1996), ocorre por volta do 13-14° dia de incubação.  

Os hormônios tireodianos secretados têm influência significativa sobre o 

metabolismo, desenvolvimento e mecanismos de termorregulação dos pintos no 

período pós-eclosão, além de outras funções importantes e fundamentais para o seu 

crescimento, sobrevivência após o nascimento e desempenho (Jenkins e Porter, 2004). 

Willemsem et al. (2010) observaram redução nos níveis plasmáticos dos hormônios 

tireodianos em frangos de corte de ovos incubados à temperatura 2 e 3°C acima da 

usual do 16° ao 18° de desenvolvimento. Considerando que os hormônios tireodianos 

são termogênicos, principalmente o T3, esses autores afirmam que a redução nos 

níveis hormonais pode ter ocorrido na tentativa de reduzir o metabolismo, resultando 

em maior tolerância ao calor pelas aves.  

Durante o período de desenvolvimento e maturação dos importantes sistemas 

fisiológicos, tais como o sistema termorregulatório e o eixo HPT, ambiente tem notável 

impacto na determinação das respostas dos respectivos sistemas do organismo, 

especialmente por meio da indução de mudanças na organização neuronal e padrão de 

expressão de genes relacionados (programação perinatal epigenética/funcional) 

(Decuypere e Michels, 1992; Tzschentke e Plagemann, 2006). 

Doner (1976) propôs um conceito geral etiológico de programação pré-natal 

epigenética da função dos sistemas regulatórios fundamentais durante toda a vida. Em 



8 

 

seu conceito, os hormônios têm papel decisivo como organizadores do sistema 

neuroendócrino e imune dependentes de fatores do meio ambiente, os quais regulam 

todos os processos fundamentais da vida. De acordo com o autor, durante os períodos 

críticos, hormônios, neurotransmissores e citoquinas estão envolvidos na diferenciação, 

maturação e programação funcional de seus próprios controladores no sistema nervoso 

central, dentro dos seus respectivos sistemas regulatórios fisiológicos. Dessa forma, 

atuam como efetores endógenos críticos que transmitem as informações ambientais 

para o genoma. Finalmente, passam a também agir como fatores epigenéticos. Por um 

lado, este mecanismo parece ser uma base provável da programação ou programação 

defeituosa na fase neonatal da ave, que, por exemplo, pode causar transtornos 

metabólicos e cardiovasculares, assim como transtornos comportamentais observados 

durante a fase de criação dos animais. 

 

Programação térmica pré-natal e Desenvolvimento embrionário 
O desenvolvimento embrionário das aves ocorre de maneira independente do 

animal que produziu o ovo, uma vez que todos os nutrientes necessários para que esse 

processo ocorra já se encontram presentes a partir do momento da oviposição 

(Everaert e Decuypere, 2013). 

 O processo de chocagem dos ovos de aves pode ocorrer de forma natural pela 

galinha, ou de maneira artificial, utilizando uma máquina incubadora. 

Independentemente do método utilizado, certos fatores físicos tais como temperatura, 

umidade, viragem e ventilação devem ser considerados (Willemsem, 2010). Dentre 

eles, a temperatura é considerada o fator ambiental mais crítico durante a incubação, 

podendo influenciar o desenvolvimento embrionário (Romanoff, 1960), a eclodibilidade 

(Deeming and Ferguson, 1991; Wilson, 1991; Decuypere and Michels, 1992), a 

qualidade do pinto recém-eclodido (Lourens et al., 2005, 2007; Hulet et al., 2007) e o 

desempenho pós-eclosão (Lundy, 1969; Decuypere, 1984; Wilson, 1991).   

Durante o desenvolvimento embrionário, as aves necessitam de uma 

temperatura constante e adequada para manter suas funções metabólicas normais 

(Romijin e Lokhorts, 1955; Wilson, 1991). Temperatura adequada de desenvolvimento 

é aquela em que a eclodibilidade dos ovos, a qualidade do pintinho e seu potencial de 



9 

 

desenvolvimento é máxima, sendo denominada temperatura ótima de incubação, e que 

é em torno de 37.5°C a 37.8°C.   

Segundo Nichelmann (2004), a temperatura ambiente afeta a produção de calor 

e a temperatura do embrião, levando à manifestação de respostas endotérmicas, que 

podem iniciar aos 18 dias de embriogênese. Contudo, fetos entre 14 e 21 dias de 

desenvolvimento comportam-se como animais endotérmicos com capacidade de 

produzir calor quando a temperatura corporal é inferior ao ideal (Yahav et al., 2004b).  

Porém, em temperaturas corporais inferiores à 34ºC, a resposta endotérmica não é 

evidente devido ao fato dos neurônios termossensíveis não serem ativos nessa 

temperatura (Yahav et al., 2004b).   

Incubação de ovos à baixa temperatura (36,7°C) durante as primeiras semanas 

de incubação  pode resultar em pior eficiência alimentar, pois o aumento da produção 

de calor in ovo na fase seguinte induz crescimento compensatório ainda na incubação, 

e que continua até a terceira semana de idade pós eclosão (Geers et al., 1983). Além 

disso, segundo o autor, ela também gera menor peso embrionário ao décimo dia, baixa 

eclodibilidade, má qualidade dos pintos quando comparado com embriões incubados a 

37,8°C.  

Alta temperatura de incubação, por sua vez, pode ocasionar redução do peso 

corporal, do comprimento e tamanho relativo do coração, problemas locomotores, 

aumento da mortalidade embrionária na fase final e mau posicionamento, entre outras 

consequências. Thompson et al. (1976) testou diferentes temperaturas de incubação: 

(40,6; 43,3; 46,1 e 48,9ºC) no 16º dia de incubação, durante vários tempos de 

exposição. Segundo os autores, 40,6ºC por 24h não alterou a eclodibilidade, 43,3ºC 

por 6 horas a causou diminuição da eclodibilidade, que se tornou ainda mais severa a 

partir de 9 horas de exposição. Por sua vez, as temperaturas de 46,1ºC durante 3 

horas e 48,9ºC por 1 hora provocaram 100% de mortalidade embrionária. Os pintos 

sobreviventes de ovos submetidos à elevadas temperaturas eram fracos e com alta 

incidência de defeitos de pernas.  

Similarmente, Leandro et al. (2000) não encontraram diferenças entre a 

eclodibilidade, peso ao nascer e qualidade de pernas, em estudo com variação de 

temperatura de calor (40ºC) ou frio (32ºC) durante cinco horas, a partir do 16º dia de 



10 

 

incubação. Porém os ovos expostos ao estresse pelo frio ou calor tiveram um período 

de incubação maior do que aqueles mantidos expostos à temperatura normal, sendo o 

aumento do tempo médio total de incubação de 10 e 8 horas para frio e calor, 

respectivamente. Tais resultados indicam que mesmo um breve período de variação da 

temperatura de incubação, quando aplicada em um período crítico de desenvolvimento 

é suficiente para determinar estresse nos embriões de frangos de corte. 

Tzschentke and Halle,( 2009), estudando manipulação térmica na incubação de 

ovos férteis (ROSS 308®), encontraram que a incubação em temperatura crônica 

elevada (1°C acima do padrão) nos últimos quatro dias da incubação não teve nenhum 

efeito sobre a taxa de nascimento e do sexo das aves ou qualidade dos pintos.  

Embora muitos estudos sobre os efeitos da manipulação térmica na incubação 

estejam sendo realizados (Shinder et al. 2009; Tzschentke e Halle, 2009), pouco se 

conhece à respeito da ocorrência de adaptações embrionárias e fetais para dissipar ou 

reter calor quando submetidos à condições adversas de incubação. 

 

  

3. OBJETIVOS 

Objetivou-se com o presente estudo testar a hipótese de que programação 

térmica pré-natal, contínua, durante a fase fetal resulta em alterações morfofisiológicas 

e comportamentais  de longa duração nos pintos, tornando-os mais termotolerantes à 

alta temperatura ambiente na criação.  

 
 

4. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 

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19 

 

CAPÍTULO 2 - INCUBATION TEMPERATURE DURING FETAL DEVELOPMENT 
INFLUENCES MORPHOPHYSIOLOGICAL CHARACTERISTICS AND PREFERRED 
AMBIENT TEMPERATURE OF BROILER HATCHLINGS 

 

VS Morita,* VR Almeida,* JB Matos Junior,* TI Vicentini* H van den Brandǂ and IC 

Boleli*1 

* Department of Animal Morphology and Physiology, Sao Paulo State University, Access 

road Professor Paulo Donato Castellane, s/n, 14884-900, Jaboticabal, Sao Paulo, Brazil 

and ǂ Adaptation Physiology Group, Department of Animal Sciences, Wageningen 

University, PO Box 338, 6700 AH, Wageningen, the Netherlands  

 

ABSTRACT - Skin and feather characteristics, which play a critical role in body 

temperature maintenance, can probably be affected by incubation circumstances, such 

as incubation temperature. However, no study assessed the influence of incubation 

temperature during fetal period on morphometric and vascular development of the skin, 

feather characteristics, and its relation with hormones and preferred temperature in later 

life. Broiler breeder eggs were exposed to low (36oC), control (37.5oC), or high (39oC) 

temperatures, from day 13 of incubation to hatch. Heat-exposed hatchlings had higher 

temperature in the head, neck, and back surface, and thinner and more vascularized 

skin  than cold exposed and control hatchlings. No differences were found among 

treatments for body weight, total feather weight, number and length of barbs, barbules 

length, and plasma T4 concentration. Cold-exposed hatchlings showed lower plasma  

T3 and GH, as well as, low T3/T4 ratio and lower vascularity in the neck, back, and 

thigh skin compared to control hatchlings. On the other hand, heat-exposed hatchlings 

had lower skin thickness and higher vascularity, and preferred a higher ambient 

temperature than hatchlings of both other incubation conditions. We conclude that  

changes in the skin thickness and vascularity reveal, additionally to changes in  thyroid 

and growth hormone, as embryonic strategies to cope with high and low incubation 

temperatures. Through these mechanisms heat exposure during incubation is an 

environmental factor that exert early-life influences on ambient temperature preference 

of broiler hatchlings. 



20 

 

Key words: chickens, embryonic development, incubation temperature, skin 

characteristics, thermal preference 

 

1. INTRODUCTION 

In precocial birds, such as broilers, the quality and survival of the neonate 

depend on maternal investment on egg characteristics and incubation temperature 

(Lourens et al., 2005; Nangsuay et al., 2011, 2013), as well as on the care during the 

early post-hatching period. Under natural conditions, neonates require the maternal 

presence to maintain body temperature during the transition from ectothermy to 

homeothermy. Thermal discomfort may influence the health and well-being of the 

animal, as well as their growth and survival. The tegument plays a key role in 

homeostasis, as changes in dermal blood flow and surface temperature are involved in 

adjusting the body temperature. In addition, feathering aids in development of 

homeothermy by providing a natural insulation layer. Natural feathering alterations 

occur as birds exchange down feathers by adult contour feathers with changing 

metabolism (Furlan and Macari, 2002). Feathering pattern modifications may also occur 

in response to excessive cold or heat to prevent or enhance heat dissipation, 

respectively (Wylie et al., 2001).  

In commercial broiler production, maternal egg incubation is replaced by artificial 

incubation, during which temperatures are remained constant to ensure high 

hatchability (Lourens et al., 2005). However, several studies have shown that 1-2°C 

intermittent increase in the usual incubation temperature (37.5-37.8°C) can alter 

offspring phenotype by improving thermal tolerance trough adulthood (Moraes et al. 

2003; Yalçin and Siegel, 2003; Collin et al, 2005; Yalçin et al, 2005; Collin et al, 2007, 

Piestun et al, 2008, 2009). Additionally, utilizing constant temperature alteration, Dahlke 

et al. (2008) found that a 1°C increase in incubation temperature after day 7 increased 

feather follicle density on neonate backs. Scott et al. (2014) showed that an incubation 

temperature 1°C below usual (37.5oC) during the first three days, and 1°C above usual 

during the last three days of incubation also increased feather follicle density on the 

back and thighs of 22-day old chickens.  



21 

 

Skin and feather alterations parallel with or be preceded by hormonal 

fluctuations. In mammals, skin characteristics are influenced by thyroid and growth 

hormones (Zouboulis, 2004). In birds, it is known that T3 and T4 hormones influence 

cell growth in feather follicles (Spearman, 1971). It has been reported that changes in 

incubation temperatures influence plasma thyroid hormone and growth hormone 

concentrations in neonate chickens (Willemsen et al., 2010), so it can be suggested that 

incubation temperature indirect affects feather follicle development via changes in 

thyroid hormone and growth hormone concentrations.  

Morphophysiological adjustments related to homeothermy may finally translate 

into behavioral changes, such as the search for sites with appropriate temperatures. 

Indeed, turkey hatchlings from eggs incubated at 38.5°C from d 7 of incubation to hatch, 

preferred higher temperatures than hatchlings from eggs incubated at 37.5oC 

(Nichelman and Tzschentke, 1999). Additionally, layer chicken hatchlings obtained from 

eggs incubated at 40°C, 4 h/d from day 14 to 18 of incubation preferred 1°C lower 

ambient temperatures until 7 days after hatching than hatchlings incubated at a 

constant eggshell temperature of 37.8oC (Walstra et al., 2010).  

Despite this vast number of studies to effects of incubation temperature, no 

attempts have been made: (i) To assess potential effects of incubation temperature on 

neonate skin thickness and vascularity as well as feather morphological characteristics; 

(ii) To associate changes in skin and feather characteristics with underlying hormonal 

fluctuations; (iii) To associate physiological changes with different temperature 

preferences after hatching.  

We hypothesize that continuous exposure to cold or heat during the last days of 

incubation can induce a cascade of morphophysiological changes, which in turn, affects 

hatchling thermal preference. To test this hypothesis, we investigated whether a  

continuously higher or lower temperature, starting at d 13 of incubation affects skin and 

feather characteristics, body surface and rectal temperatures, plasma thyroid hormone 

and growth hormone concentrations, and preferred ambient temperature after hatching.  

 

2. MATERIALS AND METHODS 

Incubation 



22 

 

All experimental procedures used in this study were approved by the local Ethics 

Committee for use of animals in research (Fcav/Unesp, Jaboticabal, Brazil, protocol nº 

021086/11).  

A total of 780 Cobb 500 hatching eggs from a broiler breeder flock (aged 59 

weeks) were obtained from a commercial hatchery (Globoaves, Itirapina, São Paulo, 

Brazil), weighed, and distributed homogeneously over six incubators (Premium 

Ecológica). Incubation temperature for all incubators was set at 37.5°C until d 12 of 

incubation. From d 13 until hatching, incubator temperature was lowered to 36ºC, 

increased to 39ºC or maintained at 37.5ºC. Per incubation temperature profile  two 

repetitions (two incubators) were used. Relative humidity in all incubators was 

maintained at 60% throughout incubation. Egg rotation (45° of rotation/ two hours) was 

maintained until d 18 of incubation. At day 18 of incubation, all eggs were moved to 

hatching baskets, which were placed in the same incubators. Thermal programming 

from day 13 of development onward was determined based in the knowledge that 

functional maturation of the hypothalamo-pituitary-tyroid axis is established around 13-

14 days of incubation (Jenkins and Porter, 2004). 

 
Eggshell temperature, incubation duration and hatchability 

Within each incubator, at five eggs, thermistors (Type T; Alutal, place, country) 

was attached in the eggshell covered with styrofoam and pasted with regular cello tape 

(3M) to register eggshell temperature (EST). Additionally, air temperature (AT) was 

registered in the central region of the incubator EST and AT were measured every 30 

min from onset of incubation until d 19 of incubation and stored in data loggers 

connected to a computer for further analysis. Incubator thermostat temperature was 

measured daily, at 8 AM and 5 PM for the same period as EST and AT.  

From day 19 of incubation (456 hours of incubation), the incubators were 

checked every three h to determine individual incubation time (h) per chick. Incubation 

time corresponded to the number of hours between the start of the incubation and 

hatching. After day 22 (528 hours of incubation), unhatched eggs were analyzed on 

fertility or moment of mortality. Clear eggs and eggs containing dead embryos were 

opened to investigate whether eggs were fertile or the moment of embryonic mortality. 



23 

 

Hatchability was calculated as the number of hatched chicks relative to the number of 

fertile eggs. 

 

Body surface and rectal temperatures 
After drying (3 h after hatch), all the hatchlings were sexed by examining the 

feather, according to the manual of chickens management (Cobb, 2008). Male 

hatchlings were weighed and 24 chicks per treatment (12 chicks/incubator) with an 

average BW (48.00±1.00g) were selected. Infrared thermal images of these 24 chicks 

per treatment were collected for determination of surface temperature of the head 

(cranial), neck, back (thoracic-dorsal), breast (chest-ventral) and thigh, using an infrared 

thermography camera with a precision of ± 0.7°C and spectrum range of 7.5 – 13 μm 

(FLIR E40, Stockholm, Sweden). To obtainment and analyze of thermography images, 

it was adopted methodology proposed by Nääs et al. (2010). For a better visualization 

of the images and to avoid visual interference from the surrounding area, a cardboard 

was placed behind each chick. The thermal camera was placed approximately 1 m from 

the bird and the image was registered using an angle of 90° from the chick surface. 

These procedures were utilized in an attempt to have a complete image filling within the 

entire angle of sight and to minimize errors due to angle distortion, respectively. As 

proposed by Cangar et al. (2008), it was used 0.95 as the emissivity coefficient (ε). The 

surface temperature of each of the five regions corresponded to the average 

temperature measured at several randomly chosen points in the head (13 points), neck 

(10 points), back (10 points), breast (12 points) and thigh (8 points),  according adapted 

methodology of Nääs et al. (2010). Each thermal image was analyzed using software 

provided by the camera manufacturing company (FLIR Tools, Stockholm, Sweden). 

Rectal temperature was measured of the same chickens, using a digital thermometer 

(MedeQCO, Geschwenda, Alemanha) with an accuracy of ± 0.1 ° C.   

 
Residual yolk and yolk free body weight and skin and feather analysis 

Immediately, after blood collect, residual yolk was removed and hatchling yolk free 

body mass (YFBM) was obtained. Skin samples were removed using scissors and 

forceps from the neck (10x15 mm), back, and breast (between the insertion point of 



24 

 

insertion of the wings) (20 x 25mm), and external region of the thigh (10x15 mm). All 

skin samples were immediately fixed in Bouin for 24 h at room temperature, washed in 

distillated water, and processed according routine method for light microscopy. Briefly, 

skin samples were dehydrated in a series of increasing ethanol concentrations (70%, 

80%, 90%, 95% and 100%), diaphanized in ethanol-xylene solution (1:1) and xylene 

(100%, 3x), and embedded in a mixture of xylene-paraffin (1:1) followed by paraffin, 

approximately 45 min in each solution. Semi-serial 6-µm-thick cross-sections were 

prepared and stained with Masson`s Trichrome for morphological analysis (5 cross-

sections/slice). Measurements of epidermis, dermis, and total skin thickness, and blood 

vessel perimeter and number of blood vessels per area (area: 50.700µm2) in the dermis 

were realized in images obtained and examined using an image capture and analysis 

system (Leica, QWin, Wetzlar, Germany). Thirty measurements of each variable were 

considered per body region per hatchling in each slice.  Feather weight was determined 

after manually removal of all the down feathers of the chickens from the whole body 

Feather weight was calculated as the difference between body weight with and without 

feathers. Feather weight was expressed in gram and in percentage related YFBM.  

Additionally, feather samples were excised from back, breast, and dorsal region of the 

neck (between the point insertion of the wings) and utilized for obtaining barbule length, 

and barb number, length, and width, using an image capture and analysis system 

(Leica- QWin, Wetzlar, Germany). A total of 15 feathers per body region per hatchling, 

and 10 barbs and 10 barbules per feather were measured.  

 

Plasma hormone  
After obtaining body surface and rectal temperature, the 24 chicks/treatment were 

killed by cervical dislocation to obtain blood samples, yolk free body weight and skin 

and feathering characteristics.  Blood samples were collected by branchial venipuncture 

(approximately 1.5 ml of blood) and stored in eppendorf tubes containing EDTA. Blood 

was centrifuged at 2,000 rpm for 10 min at 4ºC to obtain plasma. Plasma was stored at 

–70°C until analyses. Plasma samples were analyzed for growth hormone (GH, ng/dl), 

3,5,30-tri-iodo-l-thyronine (T3, ng/ml) and 3,5,30,50-tetraiodo-l-thyronine (T4, ng/dl). The 

total concentrations of T3, T4, and GH were measured  by radioimmunoassays (RIA), 



25 

 

with kits “Coat-a-count” (T3 AccuBind ELISA KIT, Monobind cod 125-300B; T4 

AccuBind ELISA KIT, Monobind cod 225-300B; and chicken growth hormone ELISA kit, 

MyBioSource, cod MBS266317), using a gamma radiation counter C12 DPC.  

 
Thermal preference test 

In one- and two-day old male chicks a thermal preference test was executed, 

based on the methodology of Myhre et al. (1975) and Walstra et al. (2010). Two test 

chambers with similar dimensions (length x width x height: 160 x 60 x 50 cm), thermal 

gradient system, temperature registration, and bird location registration were used. 

Each test chamber existed of a thin wall of aluminum, a thicker wall of  medium-density 

fiberboard (MDF), a roof of transparent acrylic, and a grating floor of aluminum over an 

aluminum tray. Two electrical resistances (1,000 W each) were fixed in the floor, arising 

a thermal gradient from 19ºC to 40ºC along  the chamber length. Ambient temperature 

and bird position in the test chambers were registered by twelve thermal sensors and 

twelve infra-red sensors, respectively, along the chambers length. Data of temperature 

and bird position were obtained and stored each minute during the whole measuring  

period. Both test chambers were used simultaneously. During each test, two chicks 

were put together in each test chamber. A preliminary  study had shown that using one 

chick  per test results in immobility of the chicks and absence of exploration of the 

thermal gradient within  the chambers. When two chicks were used at the same time, 

such lack of behavior did not occur.   During the first 30 min of the test, chicks were 

positioned in the middle of the chambers and had the opportunity to explore them. After 

completion of this first period, the chicks were repositioned in the central region of the 

chamber and a new period of 60 minutes followed, during which the temperature and 

chick position within the chamber were registered. After the tests, preferred ambient 

temperature was established for each chick based on the ambient temperature in which 

the bird remained for a longer time. In case the chick remained a similar time at two or 

more temperatures, the average ambient temperature was calculated. The rectal 

temperature of the chicks was measured immediately before the thermal preference 

test. 

 



26 

 

Statistical Analyses 
All variable determined were subjected to statistical analysis, using SAS 9.2 

software package (SAS Institute, 2009). Model assumptions were proven for both 

means and residuals. Hatchability was tested with a logistic procedure with Treatment 

as factor.  Temperatures (ambient, EST, skin surface, rectal) and skin, feather, and 

hormonal characteristics were subjected to a GLM procedure using Treatment (cold: 

36ºC; control: 37.5ºC; and heat: 39ºC) as fixed factor. Means were compared after 

correction with Tukey for multiple comparisons. Data are expressed as means ± SE and 

means are considered different at P<0.05. For all variables the individual egg or chick 

was considered as the experimental unit. Only male chickens were used, whereas 

female chickens were removed from the experiment. 

 
 

3. RESULTS 

Induced changes in EST during fetal development 
Figure 1A-C shows variations in thermostate temperature (TT), AT, and EST. In 

all incubation treatments, TT and AT were kept at 37.5°C until d 12 of incubation. From 

d 13 to 19 of incubation, treatments were changed into cold, control, and heat 

incubation. During this period, average EST of eggs incubated under control and cold 

conditions was similar and significantly lower (P<0.05) than the EST of eggs exposed to 

heat (Figure 2A). In the cold treatment, there was an average difference of 1.30°C 

between EST and AT, whereas this difference was reduced to zero during heat 

incubation (P<0.05). The difference between EST and AT of the control group was 

intermediate both other groups (give difference) and not significant from them.  

 

Incubation duration, hatchability and hatchling body weight 
No significant effect of incubation treatments could be observed on hatchling 

body weight (low = 48.50g, control = 48.94g, high = 48.98g, P=0.81, CV=6.58%). 

However, duration was significantly longer for the cold temperature treatment compared 

to the control and heat temperature treatments, which were similar (cold = 520h, control 

= 509h  heat=503 h, P<0.0001, CV= 2.94%). Hatchability in the cold and control 



27 

 

treatments was similar, but lower than in the heat treatment (cold = 67.6%, control = 

68.1%, heat = 75.7%, P<0.001).  

 

Body surface and rectal temperatures 
 Head (P=0.002) and back surface (P=0.03) temperatures increased with 

incubation temperature (Table 1), whereas neck surface temperatures were significantly 

higher in hatchlings obtained from the heat incubation treatment compared to cold and 

control treatments, which did not differ from each other. Rectal temperature and thigh 

and breast skin temperature were not affected by incubation treatment (P>0.05).  

 
Feathering weight and characteristics 

Incubation treatments had no effect on the absolute and relative feathering 

weight, as well as on barb number, length, and width, and barbule length (Table 2).  

 

Skin thickness and vascularity 
Heat incubation treatment resulted in lower skin and dermis thicknesses in all 

analyzed body regions, compared to cold and control incubation treatments, which did 

not differ from each other (Table 3). Incubation treatments had no significant effect on 

epidermis thickness. 

Blood vessel number and perimeter in the dermis were evaluated as a measure 

of skin vascularity in the neck, back, breast, and thigh (Table 3). Number of blood 

vessels in the neck area of hatchlings obtained from the cold incubation treatment was 

lower (p=0.04) compared to control and heat treatments, which did not differ from each 

other. In all other regions, number of blood vessels did not significantly differ among 

incubation treatments. Incubation treatment had a significant influence on blood vessel 

perimeters (P≤0.05) in all analyzed body regions, but effects differed per region (Table 

3). Neck and back blood vessel perimeters in the dermis were lower in the cold 

incubated hatchlings compared to control and heat incubated hatchlings. In the breast 

dermis, blood vessel perimeters were lower for the cold and control incubated 

hatchlings compared to the heat incubated hatchlings (P=0.03), whereas for the tight 

dermis the perimeter of blood vessels increased with incubation temperature.  



28 

 

 
Plasma hormones 

PlasmaT3, T3 to T4 ratio and GH levels were significantly lower (P< 0.05) in 

hatchlings obtained from the cold incubation treatment compared to heat and control 

treatments, which did not differ from each other (Figure 3). Plasma T4 levels did not 

differ among treatments. 

 

Preferred ambient temperature 
Hatchlings obtained from heat treated eggs preferred a higher ambient 

temperature (P<0.05) compared with hatchlings from the two other incubation 

treatments, which did not differ from each other (Figure 4). 

 

 

 



29 

 

 
Figure 1. Thermostate, incubator air, and eggshell temperatures in cold (A), control (B), 

and heat (C) incubation treatments.  

 



30 

 

 
Figure 2. A. Average eggshell temperatures from d 13 to 19 of incubation in the cold 

(36°C), control (37.5°C), and heat (39°C) treatment. B. Average differences  between 

eggshell (EST) and incubator temperatures (IT) from d 13 to 19 of incubation in the cold 

(36°C), control (37.5°C), and heat (39°C) treatment. *: indicate difference among the 

means (P< 0.05), Data are expressed as mean ± SD, n =10. 

 



31 

 

Table 1. Body surface and rectal temperatures of hatchlings, obtained from eggs 

exposed to cold (36°C), control (37.5°C), or heat (39°C) temperature from d 13 to 19 of 

incubation (means). 

Variables 
Incubation Thermal Condition   

Cold Control Heat P value CV(%) 

N=24      

Rectum 38.0  37.9  38.2  0.63 9.22 

Head 32.1 c 33.7 b 34.3 a 0.002 3.80 

Neck