RESSALVA 
 
 
 
 

Atendendo solicitação do(a) 
autor(a), o texto completo desta 
dissertação será disponibilizado 
somente a partir de 03/03/2023. 



UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
“JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

Instituto de Biociências 
Câmpus do Litoral Paulista

AVALIAÇÃO DE MOLÉCULAS BIOATIVAS COMO 

INIBIDORES DO SISTEMA ANTIOXIDANTE DE 

PEROXIRREDOXINAS 2-CYS TÍPICAS (AhpC) EM 

BACTÉRIAS 

MELINA CARDOSO DOS SANTOS 

SÃO VICENTE – SP 

2021



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“JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

Instituto de Biociências 
Câmpus do Litoral Paulista 

 

 

 

 

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 

“Júlio de Mesquita Filho” 

 

INSTITUTO DE BIOCIÊNCIAS 

CÂMPUS DO LITORAL PAULISTA 
 

 

AVALIAÇÃO DE MOLÉCULAS BIOATIVAS COMO 

INIBIDORES DO SISTEMA ANTIOXIDANTE DE 

PEROXIRREDOXINAS 2-CYS TÍPICAS (AhpC) EM 

BACTÉRIAS 

 

 

MELINA CARDOSO DOS SANTOS 

PROF. DR. MARCOS ANTONIO DE OLIVEIRA 

 

 

Tese apresentada ao Instituto de 

Biociências, Câmpus do Litoral Paulista, 

UNESP, para obtenção do título de 

Doutora no Programa de Pós-Graduação 

em Biodiversidade de Ambientes 

Costeiros. 
 

 

SÃO VICENTE - SP 

2021 

 



S237a
Santos, Melina Cardoso dos

    Avaliação de moléculas bioativas como inibidores do sistema

antioxidante de peroxirredoxinas 2-Cys típicas (AhpC) em bactérias /

Melina Cardoso dos Santos. -- São Vicente, 2021

    317 p. : il., tabs.

    Tese (doutorado) - Universidade Estadual Paulista (Unesp),

Instituto de Biociências, São Vicente

    Orientador: Marcos Antonio de Oliveira

    1. Biologia molecular. 2. Antibióticos. 3. Peroxirredoxinas. 4.

Inibição enzimática. I. Título.

Sistema de geração automática de fichas catalográficas da Unesp. Biblioteca do Instituto de
Biociências, São Vicente. Dados fornecidos pelo autor(a).

Essa ficha não pode ser modificada.



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Dedico este trabalho aos meus pais, Neuza e Adilson. 

 

 

 

  



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AGRADECIMENTOS 

 Aos membros da banca examinadora, por participarem da avaliação do meu 

trabalho, contribuindo para a qualidade da análise dos meus resultados. 

 À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) e à 

Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP) (Processos n° 

2017/06263-4 e 2017/19942-7) e ao Centro de Pesquisa, Inovação e Difusão (CEPID) 

Redoxoma (Processo n° 2013/07937-8), pelo suporte financeiro para a execução deste 

trabalho. 

 Ao Programa de Pós-Graduação em Biodiversidade de Ambientes Costeiros do 

Instituto de Biociências do Campus do Litoral Paulista (São Vicente), pela formação e 

pela oportunidade de cursar a pós-graduação. 

À Universidade Estadual Paulista – Campus do Litoral Paulista, por ceder a 

estrutura para a execução deste trabalho, e a todos os funcionários e professores. 

Ao Prof. Dr. Marcos Toyama, por permitir utilizar as facilidades do Laboratório 

de Biologia Molecular de Proteínas e Peptídeos, e às doutorandas Mariana e Carol, pelo 

imenso auxílio nos experimentos de análises estruturais, e também pela amizade e 

parceria. 

Ao Prof. Dr. Denis Abessa e a toda a sua equipe por me permitir utilizar a 

estrutura do Laboratório do Núcleo de Estudos em Poluição e Ecotoxicologia Aquática, 

em especial à doutoranda Guacira pela amizade de longa data. 

Ao Prof. Dr. João Lago e à doutoranda Deborah Sessa pelo fornecimento dos 

compostos naturais utilizados neste trabalho. Agradeço ainda ao Prof. Dr. João pelas 

muitas discussões e sugestões sempre pertinentes. 

Ao Prof. Dr. Marcelo Brocchi e à Dra. Ana Cauz, por me acompanharem 

durante os experimentos com bactérias e por todas as discussões e sugestões muito 

proveitosas. 

Ao Prof. Dr. Luís Netto, pelas inúmeras discussões, sugestões e contribuições 

para este trabalho, bem como por ter disponibilizado a estrutura de seu laboratório. 

Agradeço também a toda equipe do Laboratório de Genética e Biologia Molecular de 

Oxidantes e Radicais Livres. Em especial, agradeço à Dra. Renata pela amizade e apoio 

toda vez que eu ficava perdida no laboratório. Ao Me. Alegria pela ajuda em diversos 

experimentos e ao Dr. Fernando pelo auxílio com os experimentos de western blotting. 

Ao Dr. Carlos Tairum, por todos os ensinamentos desde a minha iniciação científica, 



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Instituto de Biociências 
Câmpus do Litoral Paulista 

 

 

 

 

pelas incontáveis ajudas durante esses nove anos de parceria e por ser um grande 

profissional e amigo. 

A todo o pessoal do Laboratório de Biologia Molecular Estrutural, aos que ainda 

permanecem e aos que já seguiram outros caminhos. Agradeço pela ajuda com os 

experimentos, pela constante troca de ideias e pelo companheirismo. Em especial, 

agradeço às mestrandas Ana, Vitória e Gabriella, pela amizade, conversas, conselhos e 

tardes com bolo. Ao Dr. Leonardo e Dr. Breyer por toda colaboração, ajuda e paciência 

de sempre. À Luciana, pela competência e organização. Às minhas co-orientadas 

Beatriz, Heloisa e Camila, agradeço por me auxiliarem nos experimentos, me 

permitirem participar do trabalho de vocês, passando um pouco do que aprendi, e por 

terem me ensinado tantas outras coisas. 

À Prof
a
 Dr

a
 Gisele Monteiro, por ser um exemplo de profissional e uma pessoa 

admirável. 

Ao Prof. Dr. Marcos Antonio de Oliveira, por me orientar desde o meu primeiro 

ano de graduação, sendo um grande exemplo de profissionalismo, competência e amor 

pela ciência. Você é uma grande inspiração para mim, Marcão, e tem toda a minha 

admiração e respeito. Muito obrigada por todo o apoio! 

Aos meus pais, Neuza e Adilson, pelo apoio incondicional, por serem a minha 

base e o meu porto seguro, ao meu irmão Felipe e minha cunhada Cláudia, pelo 

companheirismo e por aturar minhas muitas visitas, e também à Penélope, Laila e Tina, 

por conseguirem me alegrar até nos dias mais difíceis. 

Ao Daniel, por ter compartilhado grande parte dessa jornada comigo e ter estado 

ao meu lado nos momentos bons e ruins. 

Por fim, agradeço a todos que dedicam sua vida à ciência e enfrentam tantas 

adversidades na busca e difusão do conhecimento.  



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RESUMO 
O aumento da resistência aos antibióticos por microrganismos tem crescido 

vertiginosamente e especialistas têm alertado quanto à rápida ineficácia dos medicamentos 

frente a linhagens de bactérias super-resistentes. A resistência de bactérias aos antibióticos 

pode estar diretamente relacionada ao estresse oxidativo, pois antibióticos distintos possuem 

a capacidade convergente de produzir espécies reativas de oxigênio, que causam danos às 

macromoléculas, em especial ao DNA, acentuando as taxas de mutação o que pode 

contribuir para o aparecimento de linhagens super-resistentes. Espécies reativas de oxigênio 

e nitrogênio também são produzidas pelo sistema imunológico de hospedeiros para 

combater patógenos e estudos indicam que a inibição da expressão de enzimas 

antioxidantes de patógenos é capaz de gerar um aumento intracelular significativo dessas 

espécies, o que interfere de forma substancial na sua sobrevivência. Recentemente foi 

demonstrado que um composto natural denominado adenantina (Adn) é capaz de inibir a 

atividade peroxidásica de peroxirredoxinas (Prx) 2-Cys típicas de humanos (PrxI e PrxII), 

resultando na mortalidade de células tumorais, mas apresentando baixa toxicidade para 

células normais. As Prx 2-Cys são capazes de decompor hidroperóxidos utilizando um 

resíduo de cisteína (CysP) e sua a alta reatividade sobre diferentes tipos de hidroperóxido é 

alcançada por interações com os resíduos de Thr/Ser e Arg, absolutamente conservados 

entre as Prx 2-Cys. Em conjunto, CysP, Thr/Ser e Arg, recebem o nome de tríade catalítica 

(TC). As Prx 2-Cys típicas também estão presentes em bactérias e são denominadas de 

AhpCs, sendo consideradas como uma das frentes de defesa oxidativas fundamentais para o 

patógeno. Em projeto anterior, avaliamos os efeitos da presença do resíduo de Thr ou Ser na 

TC de duas Prx-2 Cys típicas de levedura sobre a atividade inibitória de Adn. 

Demonstramos então que Adn possui maior afinidade por enzimas contendo Ser na TC e 

que a presença da Ser nesta posição existe essencialmente em procariotos, sobretudo em 

bactérias. No presente estudo, dando continuidade a este trabalho, verificamos que AhpCs 

contendo uma Ser na TC são mais resistentes à superoxidação e apresentariam ainda uma 

atividade de holdase em situações de estresse térmico mais acentuada do que AhpCs 

contendo uma Thr nessa posição. Uma vez que o estresse oxidativo e térmico são barreiras 

impostas à infecção por bactérias pelo organismo hospedeiro, a inibição desse sistema de 

defesa poderia constituir uma estratégia de importância no combate a esses patógenos. 

Nesse sentido, avaliamos a capacidade inibitória de Adn sobre AhpCs e verificamos que 

Adn apresenta maior afinidade por AhpC de Escherichia coli (EcAhpC), independente da 

presença de Thr ou Ser na TC (EcAhpCWT e EcAhpCT44S) do que para as isoformas de 

humanos, apresentando um valor de IC50 ≈ 5 e 50 vezes inferior do que para PrxI e PrxII, 

respectivamente. Adicionalmente, observamos que Adn também inibiu a atividade de Trx 

de E. coli (EcTrx1) com maior eficiência que a Trx de humanos. Verificamos ainda que 

Adn mostrou-se tóxica para bactérias Gram-positivas, apresentando valores de IC50 na faixa 

de 110-140µM, e para Gram-negativa (E. coli) quando tratadas com polimixina B 

nonapeptídeo (PMBN). Uma vez que PMBN também apresenta atividade antibiótica, sua 

utilização em associação com Adn pode representar uma potencial nova terapia 

antimicrobiana. Adicionalmente, realizamos uma triagem de compostos naturais oriundos 

da biota florística do Estado de São Paulo e identificamos uma molécula capaz de inibir a 

atividade peroxidásica de EcAhpC com eficiência semelhante à Adn, além de inibir também 

EcTrx1 com menor eficiência. Este composto representa o primeiro inibidor de Prx da 

classe das lactonas sesquiterpênicas, além de ser também o primeiro inibidor proveniente da 

biodiversidade brasileira. Por fim caracterizamos uma nova tiól proteína de X. fastidiosa e 

demonstramos que ela é capaz de proteger as células bacterianas contra o cianeto e o 

estresse oxidativo gerado por H2O2. Coletivamente os resultados obtidos neste trabalho 

contribuem para a descoberta de novas abordagens de combate a bactérias patogênicas.  

PALAVRAS CHAVE: Peroxirredoxinas, antibióticos, inibidores, adenantina.  



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ABSTRACT 
The increase in resistance to antibiotics by microorganisms has grown dramatically and 

experts have warned of the rapid ineffectiveness of drugs against super-resistant bactéria 

strains. The bacterial resistance to antibiotics can be directly related to oxidative stress, 

since different antibiotics have the convergent capacity to produce reactive oxygen species, 

which cause damage to macromolecules, especially to DNA, increasing mutation rates, 

which can contribute to appearance of super-resistant strains. Reactive oxygen and nitrogen 

species are also produced by the host immune system to combat pathogens and studies 

indicate that inhibition of the expression of pathogen antioxidant enzymes is able to 

generate a significant intracellular increase in these species, which significantly interferes in 

their survival. It has recently been demonstrated that a natural compound named adenantin 

(Adn) is able to inhibit the peroxidase activity of typical 2-Cys peroxyredoxins (Prx) from 

humans (PrxI and PrxII), resulting in the mortality of tumor cells, but presenting low 

toxicity to normal cells . 2-Cys Prx are capable of decomposing hydroperoxides using a 

cysteine residue (CysP) and their high reactivity over different types of hydroperoxide is 

achieved by interactions with Thr/Ser and Arg residues, absolutely conserved between 2-

Cys Prx. Together, CysP, Thr / Ser and Arg, are called catalytic triad (CT). Typical 2-Cys 

Prx are also present in bacteria and are named AhpC, being considered one of the 

fundamental oxidative defense fronts for the pathogen. In a previous project, we have 

evaluated the effects of the presence of the Thr or Ser residue on the TC of two yeast typical 

2-Cys Prx on the inhibitory activity of Adn. We then demonstrated that Adn has higher 

affinity for enzymes containing Ser on TC and that the presence of Ser in this position 

exists essentially in prokaryotes, especially in bacteria. In the present study, continuing this 

work, we have found that AhpCs containing a Ser on TC are more resistant to overoxidation 

and would have higher holdase activity during thermal stress than AhpCs containing a Thr 

in that position. Since oxidative and thermal stress are barriers imposed to bacteria infection 

by the host organism, the inhibition of this defense system could be an important strategy in 

the fight against these pathogens. So, we have evaluated the inhibitory capacity of Adn over 

AhpCs and found that Adn has a higher affinity for AhpC of Escherichia coli (EcAhpC), 

regardless of the presence of Thr or Ser on TC (EcAhpCWT and EcAhpCT44S), than for 

human isoforms, presenting an IC50 value ≈ 5 and 50 times lower than for PrxI and PrxII, 

respectively. Additionally, we observed that Adn also inhibited E. coli Trx activity 

(EcTrx1) with higher efficiency than human Trx. We also found that Adn was toxic to 

Gram-positive bacteria, with IC50 values in the range of 110-140µM, and to Gram-negative 

(E. coli) when treated with polymyxin B nonapeptide (PMBN). Since PMBN also has 

antibiotic activity, its use in association with Adn may represent a potential new 

antimicrobial therapy. Additionally, we carry out a screening of natural compounds from 

the floristic biota of the State of São Paulo and identified a molecule capable of inhibiting 

the peroxidase activity of EcAhpC with similar efficiency to Adn, besides inhibiting EcTrx1 

with less efficiency. This compound represents the first Prx inhibitor in the sesquiterpene 

lactone class, in addition to being the first inhibitor derived from Brazilian biodiversity. 

Finally, we have characterized a new thiol protein from Xylella fastidiosa and demonstrated 

that it is able to protect bacterial cells against cyanide and oxidative stress generated by 

H2O2. Collectively, the results obtained in this work contribute to the discovery of new 

approaches to combat pathogenic bacteria 

KEYWORDS: Peroxiredoxins, antibiotics, inhibitors, adenanthin. 

  



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LISTA DE FIGURAS 

 

Figura 1: Representação das reações de Fenton e de Harber-Weiss. ............................. 16 

Figura 2: Substituição de Thr (presente em eucariotos) por Ser (presente em procariotos) 

na TC das Prx. ................................................................................................................ 23 

Figura 3: Ciclos de oxirredução envolvidos na redução de hidroperóxidos por Prx 2-Cys 

típicas de eucariotos e bactérias...................................................................................... 25 

Figura 4: Comparação entre estruturas de Trx e TrxR de bactéria e de humanos e AhpF 

de bactérias. .................................................................................................................... 26 

Figura 5: Resultados das purificações das AhpCs contendo Thr ou Ser como parte da 

TC. .................................................................................................................................. 37 

Figura 6: Avaliação da inibição da atividade de AhpC contendo Thr na TC e mutantes 

Thr→Ser através do ensaio de oxidação de DTT. .......................................................... 38 

Figura 7: Avaliação da inibição da atividade de AhpC contendo Ser na TC e mutantes 

Ser→Thr através do ensaio de oxidação de DTT. .......................................................... 39 

Figura 8: Ensaio acoplado de oxidação de NADPH e resultado de expressão e 

purificação de EcTrx1 e EcTrxR. ................................................................................... 42 

Figura 9: Inibição da formação de dissulfeto intermolecular e atividade peroxidásica de 

EcAhpC
WT

 e EcAhpC
T44S

 por Adn. ................................................................................ 44 

Figura 10: Ensaio de inibição do sistema redutor de Tsa1 por Adn. .............................. 46 

Figura 11: Avaliação de inibição de sistemas redutores de AhpC por Adn. .................. 47 

Figura 12: Ensaio de oxidação de NADPH com o sistema Trx de S. cerevisiae pré-

tratado com Adn. ............................................................................................................ 48 

Figura 13: Superfícies moleculares de AhpC e de enzimas de sistemas redutores e 

quantificação de cisteínas livres em EcTrxR e ScTrxR. ................................................ 50 

Figura 14: Viabilidade celular de B. subtilis, S. aureus, S. epidermidis, E. coli, P. 

aeruginosa e S. typhimurium após tratamento com Adn. ............................................... 52 

Figura 15: Avaliação da toxicidade de EDTA combinado a ampicilina e Adn sobre E. 

coli: ................................................................................................................................. 54 

Figura 16: Avaliação da toxicidade de Adn associada a PMBN sobre E. coli. .............. 56 

Figura 17: Estruturas químicas de inibidores de Prx2 2-Cys típicas. ............................. 57 

Figura 18: Estrutura dos compostos naturais, isolados da biota florística de São Paulo, 

selecionados para o desenvolvimento do estudo. ........................................................... 58 

Figura 19: Avaliação de inibição da atividade peroxidásica de EcAhpC
WT

. ................. 59 

Figura 20: Avaliação de inibição da atividade peroxidásica de EcAhpC
T44S

. ................ 59 



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Figura 21: Avaliação da inibição da formação de dissulfeto intermolecular em EcAhpC.

 ........................................................................................................................................ 60 

Figura 22: Inibição da formação de dissulfeto intermolecular e atividade peroxidásica de 

EcAhpC
WT

 e EcAhpC
T44S

 por C-3. ................................................................................. 62 

Figura 23: Avaliação de inibição da atividade de EcTrx1.............................................. 63 

Figura 24: Avaliação de inibição da atividade peroxidásica de EcTrxR. ....................... 64 

Figura 25: Avaliação de inibição da atividade oxidoredutase de EcAhpF. .................... 64 

Figura 26: Viabilidade celular de E. coli, P. aeruginosa, B. subtilis e S. epidermidis 

após tratamento com C-3. ............................................................................................... 66 

Figura 27: Ensaio de oxidação NADPH para avaliação da superoxidação AhpC de P. 

aeruginosa e S. epidermidis utilizando o sistema Trx heterólogo E. coli. ..................... 67 

Figura 28: Estruturas químicas de inibidores de identificados para AhpC e de 

hidroperóxidos orgânicos. .............................................................................................. 68 

Figura 29: Desenovelamento térmico de PaAhpC, SeAhpC e mutantes monitorado por 

fluorimetria de varredura diferencial. ............................................................................. 69 

Figura 30: Proteção comparativa de PaAhpC e SeAhpC contra a agregação da citrato 

sintase (CS) induzida por estresse térmico. .................................................................... 70 

Figura 31: Envolvimento de resíduos de cisteína na atividade de sulfutransferase de 

GLP. ................................................................................................................................ 72 

Figura 32: A expressão heteróloga de GLP confere alta resistência ao cianeto em E. coli.

 ........................................................................................................................................ 72 

 

  



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LISTA DE TABELAS 

 

Tabela 1: Oligonucleotídeos utilizados para a clonagem dos genes .............................. 30 

Tabela 2: Oligonucleotídeos utilizados para as mutações Thr/Ser nos genes ahpC. ..... 31 

Tabela 3: Velocidade inicial (v0) de enzimas AhpCs contendo Thr ou Ser como parte da 

TC de diferentes espécies de bactérias tratadas (Adn+) ou não (Adn-) com o inibidor 

Adn ................................................................................................................................. 41 

 

  



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LISTA DE ABREVIATURAS 

Adn  Adenantina 

AhpC  Alquil hidroperóxido redutase subunidade C 

AhpF  Alquil hidroperóxido redutase subunidade F 

C-3  Composto 3 

Cat  Catalase 

CHP  Hidroperóxido de cumeno 

CysP  Cisteína peroxidásica 

CysR  Cisteína de resolução 

DTNB  Ácido 5,5'-ditiobis (2-nitrobenzóico) 

EDTA  Ácido etilenodiamino tetra-acético 

ERNs  Espécies reativas de nitrogênio 

EROs  Espécies reativas de oxigênio 

FF  Fully folded (totalmente enovelado) 

IAA  2-iodoacetamida 

IPTG  Isopropil β-D-1-tiogalactopiranósideo 

LU  Locally unfolded (parcialmente desenovelado) 

MDR  Resistente a múltiplas drogas 

ME  Membrana externa 

MIC  Concentração inibitória mínima 

MRSA  Staphylococcus aureus resistente a meticilina 

NADH  β-nicotinamida adenina dinucleotídeo reduzido 

NADPH β-nicotinamida adenina dinucleotídeo 2-fosfato reduzido 

NTD  Domínio N-terminal 

PMBN  Polimixina B nonapeptídeo 

Prx  Peroxirredoxina 

SDS-PAGE Eletroforese em gel de poliacrilamida com dodecil- sulfato de sódio 

Sod  Superóxido dismutase 

TC  Tríade catalítica 

TCA  Ciclo dos ácidos tricarboxílicos 

Trx  Tiorredoxina 

TrxR  Tiorredoxina redutase 

Tsa 1/2 Thiol-specific antioxidante 1/2 

UFC  Unidades formadoras de colônia 

  



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SUMÁRIO 

 

1. INTRODUÇÃO .......................................................................................................... 14 

1.1 Bactérias resistentes a múltiplos antibióticos ....................................................... 14 

1.2 A letalidade de antibióticos é acompanhada pela geração de espécies reativas de 

oxigênio (EROs) ......................................................................................................... 16 

1.3 Defesas oxidativas do organismo hospedeiro na infecção por patógenos ............ 17 

1.4 Peroxirredoxinas e sua importância em bactérias patogênicas ............................. 18 

1.5 Inibição de Prx2-Cys típicas por Adenantina (Adn) ............................................. 22 

1.6 Diferenças entre Prx 2-Cys de eucariotos e procariotos ....................................... 23 

1.7 Presença de Ser na TC é mais comum em Prx 2-Cys típicas bacterianas ............ 24 

1.8 Efeitos da Adn sobre o sistema redutor das Prx 2-Cys típicas ............................. 25 

2. OBJETIVOS ............................................................................................................... 28 

3. JUSTIFICATIVA ....................................................................................................... 28 

4. MATERIAIS E MÉTODOS ....................................................................................... 29 

4.1 Reagentes .............................................................................................................. 29 

4.2 Meios de cultura para bactérias............................................................................. 29 

4.3 Linhagens de E. coli para expressão de proteínas recombinantes ........................ 29 

4.4 Plasmídeos de expressão e genes de proteínas alvo.............................................. 29 

4.5 Mutações sítio dirigidas ........................................................................................ 31 

4.6 Expressão e purificação em bactérias de proteínas selvagens e mutantes ............ 31 

4.7 Quantificação de proteínas .................................................................................... 32 

4.8 Tratamento das proteínas com os compostos ....................................................... 32 

4.9 Verificação da ligação dos compostos ao sítio ativo das AhpC por SDS-PAGE . 33 

4.10 Ensaio de oxidação de DTT ................................................................................ 33 

4.11 Análise da inibição dos compostos sobre a atividade de AhpC e sistema Trx ... 33 

4.12 Análise da inibição dos compostos sobre a atividade de AhpF .......................... 34 

4.13 Quantificação das Cys livres de EcTrxR e ScTrxR ............................................ 34 

4.14 Avaliação do meio de cultura ............................................................................. 34 

4.15 Determinação da concentração inibitória mínima (MIC) ................................... 35 

4.16 Permeabilização da membrana externa (ME) de E. coli ..................................... 35 

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................................... 36 

5.1 Inibição de AhpC contendo Thr ou Ser na TC por Adn ....................................... 36 

5.1.1 Obtenção de AhpC selvagens e contendo a mutação Thr ⇄ Ser ................... 36 

5.1.2 Avaliação da inibição de AhpC por Adn através de ensaio de oxidação de 

DTT ......................................................................................................................... 38 



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5.1.3 Avaliação de inibição de AhpC por Adn pelo ensaio acoplado de oxidação de 

NADPH ................................................................................................................... 41 

5.1.4 Determinação do IC50 aparente pelo ensaio acoplado de oxidação de NADPH

 ................................................................................................................................. 43 

5.1.5 Avaliação de inibição de Adn sobre proteínas do sistema redutor de EcAhpC 

(EcTrx1, EcTrxR e EcAhpF) .................................................................................. 46 

5.1.6 Avaliação da toxicidade de Adn sobre células bacterianas ............................ 51 

5.1.7 A influência da membrana externa de bactérias Gram-negativas sobre a 

toxicidade de Adn.................................................................................................... 52 

5.2 Avaliação de compostos naturais oriundos da biota florística de São Paulo sobre 

AhpC e seu sistema redutor ........................................................................................ 56 

5.2.1 Avaliação da atividade inibitória dos compostos naturais sobre AhpC de E. 

coli por meio do ensaio de oxidação de NADPH.................................................... 56 

5.2.2 Determinação do IC50 aparente de C-3 para EcAhpC
WT

 e EcAhpC
T44S

 ........ 61 

5.2.3 Avaliação da atividade inibitória dos compostos naturais sobre sistemas 

redutores de AhpC ................................................................................................... 63 

5.2.4 Avaliação da toxicidade de C-3 sobre células bacterianas ............................. 65 

5.3 A importância da presença de Thr ou Ser na TC das AhpC na suscetibilidade à 

superoxidação ............................................................................................................. 66 

5.4 Caracterização de uma nova enzima antioxidante presente somente em bactérias 

envolvidas na resistência ao estresse por cianeto e oxidativo .................................... 71 

6. CONSIDERAÇÕES FINAIS ..................................................................................... 73 

7. PERSPECTIVAS ....................................................................................................... 75 

REFERÊNCIAS ............................................................................................................. 78 

APÊNDICES .................................................................................................................. 88 

 

 



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14 

 

1. INTRODUÇÃO 

1.1 Bactérias resistentes a múltiplos antibióticos  

Os antibióticos revolucionaram a medicina humana e veterinária e são 

considerados um dos maiores avanço da medicina do século XX. O período que 

compreende os anos 1950 e 1970 foi o auge das descobertas de novas classes de 

antibióticos (Aminov, 2010; Strebhardt e Ullrich, 2008). Entretanto, após este período, 

o número de novos antibióticos se tornou muito escasso e a principal abordagem para o 

desenvolvimento de novos medicamentos para combater a resistência emergente e re-

emergente de patógenos a antibióticos tem sido, em sua grande maioria, baseada na 

modificação dos antibióticos existentes, inclusive por razões econômicas (Chopra et al., 

2002; Docquier & Mangani, 2018; Fernandes et al., 2017; Mendes, et al. 2014). Este 

decréscimo no desenvolvimento de novos fármacos ocorre devido a obstáculos 

econômicos e regulatórios bem como fusões empresariais que reduziram 

substancialmente o número de pesquisas. Das 18 maiores empresas farmacêuticas, 15 

abandonaram a produção de antibióticos (Bartlett et al., 2013; Piddock, 2012). 

Por outro lado, as taxas de mortalidade relacionadas às infecções bacterianas 

resistentes a múltiplas drogas (Multi Drug Resistance - MDR) têm se tornado cada vez 

mais elevadas, o que constitui um grave problema de saúde em todo o mundo e a 

Organização Mundial da Saúde (OMS) alerta para os impactos desastrosos do aumento 

da resistência a antimicrobianos em um futuro próximo. A resistência de 

microorganismos a antibióticos de segunda e terceira geração, os quais constituem as 

últimas linhas de defesa contra infecções comuns, deve dobrar entre os anos de 2005 e 

2030 e as mortes provocadas anualmente em todo o mundo por essas doenças passariam 

das centenas de milhares para dezenas de milhões até 2050 (WHO/IACG, 2019). Na 

União Europeia (UE), mais de 33 mil pacientes morrem por ano em decorrência de 

infecções ocasionadas por 16 bactérias MDR (Cassini et al., 2019). Nos Estados Unidos 

da América (EUA), cerca de 63.000 pacientes morrem anualmente como consequência 

de infeções hospitalares ocasionadas por bactérias MDR (Ventola et al., 2015). Os 

custos econômicos estimados na UE revelam que os gastos para o sistema de saúde em 

conjunto com a perda de produtividade dos pacientes geraram um prejuízo aproximado 

de 1.5 bilhão de euros por ano (ECDC / EMEA Joint Working Group, 2009; Dadgostar 

et al., 2019). Em período similar, o custo anual do tratamento de infecções hospitalares 

nos EUA de apenas seis espécies de bactérias MDR foi estimado em aproximadamente 



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15 

 

1.9 bilhão de dólares (Ventola et al., 2015). Em 2013, o CDC (Centers for Disease 

Control and Prevention - CDC) dos EUA declarou que estamos na "era pós-antibiótica" 

e esta declaração está alinhada com a OMS que, em 2014, alertou que a crise de 

resistência aos antibióticos está se tornando alarmante uma vez que o percentual de 

bactérias MDR aumenta ano a ano (Michael et al., 2014; Reardon, 2015). No Brasil, 

infelizmente, esses dados não são claros, mas a preocupação com os danos provocados 

pela crescente resistência de organismos a antimicrobianos levou à elaboração do 

―Plano de Ação Nacional de Prevenção e Controle da Resistência aos Antimicrobianos 

no Âmbito da Saúde Única‖, com vigência de 2018 a 2022 (PAN-BR) (Ministério da 

Saúde, 2018). Nesse sentido, novas abordagens voltadas para o tratamento dessas das 

infecciosas causadas por esses agentes seriam de grande importância tanto clínica 

quanto financeira. 

Entre os patógenos Gram-positivos, a maior ameaça para uma pandemia global é 

representada por bactérias como Staphylococcus aureus e o gênero Enterococcus (CDC, 

2013; Rossolini, 2014). De fato, ainda na década de 1960 já foram descritos isolados de 

Staphylococcus resistentes à meticilina, denominados de MRSA (para Methicillin-

resistant Staphylococcus aureus). Nessa época, para o tratamento das infecções 

causadas por este agente etiológico, foi utilizada a vancomicina. Entretanto, duas 

décadas mais tarde, foram identificadas linhagens resistentes à vancomicina e 

atualmente as MRSA representam uma grande ameaça à saúde pública mundial 

(Ventola et al., 2015). De fato, somente nos EUA, a MRSA é responsável por mais 

mortes todos os anos do que AIDS, doença de Parkinson, enfisema e homicídio juntos 

(CDC, 2013). Apesar da resistência aos antibióticos anti-MRSA geralmente ocorrer 

através de mutações, existem estudos que demonstram a transferência de genes de 

resistência aos antibióticos linezolida (oxazolidinonas) e glicopeptídeos, aspecto de 

grande gravidade (Chen et al., 2020; Rossolini et al., 2014). Bactérias Gram-negativas 

também trazem preocupação porque estão se tornando resistentes a quase todos os 

antibióticos disponíveis (Eichenberger e Thaden, 2019; Golkar et al., 2014; Rossolini et 

al., 2014). O surgimento de bacilos Gram-negativos MDR tem tido grande impacto na 

medicina, e as infecções mais graves ocorrem em ambientes hospitalares sendo as mais 

comuns causadas por Enterobacteriaceae (principalmente Klebsiella pneumoniae), 

Pseudomonas aeruginosa e Acinetobacter (CDC, 2013; Feretzakis et al., 2019; 

Rossolini et al., 2014). Bactérias patogênicas Gram-negativas MDR como Escherichia 



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16 

 

coli e Neisseria gonorrhoeae também estão se tornando cada vez mais prevalentes em 

ambientes hospitalares, e já foi demonstrado que diversas linhagens produzem β-

lactamases capazes de inibir a ação de antibióticos β-lactâmicos (Dryden, 2018; 

Ventola, 2015). 

 

1.2 A letalidade de antibióticos é acompanhada pela geração de espécies reativas de 

oxigênio (EROs) 

Diversos estudos indicam que diferentes classes de antibióticos, 

independentemente das suas interações fármaco-alvo, geram níveis variáveis de 

espécies reativas de oxigênio (EROs) que contribuem significativamente para a morte 

celular dos patógenos (Bizzini et al., 2009; Breidenstein et al., 2008; Brynildsen et al., 

2013; Calhoun et al., 2011; Davies et al., 2009; Dryden, 2018; Foti et al., 2012; Girgis 

et al., 2009; Grant et al., 2012; Gusarov et al., 2009; Jee et al., 2016; Kang et al., 2012; 

Kohanski et al., 2008; Ling et al., 2012; Nguyen et al., 2011; Shatalin et al., 2011; 

Wang et al., 2010; Yeom et al., 2010). Apesar de existir ainda grande debate sobre a 

relação de antibióticos, geração de EROs e letalidade em patógenos, trabalhos recentes 

utilizando as mais distintas abordagens reforçam as conclusões obtidas pelos diferentes 

grupos de pesquisa (van Acker et al., 2016; Dwyer et al., 2014; Ibacache-Quiroga et al., 

2018; Jiang et al., 2020). Neste contexto, foi demonstrado que as três principais classes 

de drogas bactericidas utilizam um mecanismo comum que estimula a produção de 

radicais hidroxila (HO
•
) por meio de reações químicas de Fenton (Figura 1A). De fato, a 

administração de quelantes de ferro (Fe) atenua a morte por fármacos bactericidas, 

sugerindo que os radicais hidroxila contribuem para a morte das bactérias tratadas com 

antibióticos. Neste contexto é importante salientar que a produção de peróxido de 

hidrogênio (H2O2) por meio da dismutação efetuada pela enzima superóxido dismutase 

(Sod) também pode favorecer a formação de HO
•
. Além disso, o H2O2 juntamente com 

o radical ânion superóxido (O2
•
) também é capaz de produzir HO

•
 por meio da reação de 

Harber-Weiss (Figura 1) (Halliwell & Gutteridge, 2010). 

A) Reações de Fenton: Fe
3+

 O2
●-

  Fe
2+

 + O2 (Reação 1)  

 Fe
2+

 + H2O2  Fe
3+

 + OH
-
 + HO

● 
(Reação 2) 

B) Reação de Haber-Weiss: H2O2 + O2
●-

  O2 + HO
●
 + OH

- 

Figura 1: Representação das reações de Fenton e de Harber-Weiss. (A) A Reações de Fenton ocorre 

entre uma molécula de Fe
3+

 e molécula de radical ânion superóxido e resulta na formação de Fe
2+

 que, ao 



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17 

 

reagir com peróxido de hidrogênio, produz o radical hidroxila. (B) Representação da reação de Haber 

Weiss, originando radical hidroxila a partir da reação entre o peróxido de hidrogênio o e ânion 

superóxido.  

 

Ponto de importância reside no fato que, apesar dos diferentes fármacos 

bactericidas (β-lactâmicos, aminoglicosídeos e fluoroquinolonas) terem diferentes alvos 

biológicos (proteínas de ligação à penicilina, ribossomo e topoisomerase, 

respectivamente), todos eles convergem em uma via comum. Essa via é baseada na 

produção de oxidantes através de resposta metabólica envolvendo o ciclo dos ácidos 

tricarboxílicos (tricarboxylic acid cycle – TCA) que induz a rápida depleção de 

nicotinamida adenina dinucleotídeo (NADH), resultando em uma hiperativação da 

cadeia de transporte de elétrons, o que aumenta a produção de produtos secundários 

como o radical ânion superóxido (O2
•-
) e o peróxido de hidrogênio (H2O2) (Kohanski et 

al., 2010). O O2
•-
 pode atacar grupamentos ferro-enxofre (Fe-S) presentes em diversas 

proteínas podendo levar à disponibilização de Fe ferroso (Fe
2+

) que participa da reação 

de Fenton, resultando em formação de HO
•
, o que auxilia na morte celular (Kohanski et 

al., 2010). Cabe ressaltar que o H2O2 também é capaz de danificar grupos Fe-S levando 

à disponibilização de Fe
2+

 (Imlay, 2008; Jang et al., 2010), o que deve maximizar este 

processo e levar a mais danos celulares. É importante salientar que, apesar de baixas 

doses de antibióticos estarem associadas ao aparecimento de bactérias resistentes em 

função das mutações provocadas no DNA, altas concentrações ou concentrações 

apropriadas de antibióticos levam a sérios danos em biomoléculas, o que impossibilita 

ou decresce fortemente as taxas de sobrevivência do patógeno (Dryden, 2018; Giguère 

et al., 2007). 

 

1.3 Defesas oxidativas do organismo hospedeiro na infecção por patógenos  

Quando um patógeno invade um hospedeiro, um dos mecanismos de defesa mais 

estudados é denominado de explosão respiratória (respiratory burst), o qual se 

caracteriza pela geração de grandes quantidades de espécies reativas de oxigênio 

(EROs) e nitrogênio (ERNs). A geração de EROs é devida à ativação de uma 

multicomponente oxidase (NADPH oxidase, também denominado de fagócito oxidase), 

que oxida o NADPH e, no processo, reduz o oxigênio a O2
•-
 (Halliwell & Gutteridge, 

2015). Em neutrófilos, essa reação oxidativa é disparada pelos sinais de ativação e 

acompanha a fagocitose (Babior, 2004). Quando o radical O2
•-
 sofre dismutação, produz 



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18 

 

H2O2, o qual é altamente difusível no organismo e capaz de desencadear mecanismos 

potencialmente tóxicos para as células (Gordon, 2016; Halliwell e Gutteridge, 2015; 

Underhill e Ozinsky, 2002). O H2O2, por si só, não é capaz de destruir eficientemente o 

patógeno, entretanto, ao ser convertido em HO
•
, pode atingir e destruir membranas 

celulares, proteínas e causar mutações em ácidos nucleicos (Halliwell e Gutteridge, 

2015). Outra forma de eliminar os organismos invasores é através da produção do 

radical óxido nítrico (NO
•
). O NO

•
 é gerado quando ocorre a oxidação da arginina na 

presença da molécula de oxigênio, sendo esta reação catalisada pela enzima óxido 

nítrico sintetase (NOS) (Fritzsche et al., 2010; Prolo et al., 2013). O NO
•
, por sua vez, 

pode levar à formação de peroxinitrito (ONOO
-
), um potente agente oxidante cujos 

derivados são capazes de causar danos ao DNA e oxidação lipídica (Calcerrada et al., 

2011; Niles et al., 2006; Radi, 2018). 

Se por um lado os organismos hospedeiros produzem EROs e ERNs como 

defesa oxidativa, os organismos patogênicos dispõem de enzimas antioxidantes capazes 

defendê-los dos efeitos tóxicos dessas espécies reativas e ajudá-los a superar a barreira 

oxidante imposta pelo hospedeiro, possibilitando assim a infecção, manutenção e 

crescimento. As enzimas antioxidantes utilizadas pelos patógenos para metabolizar as 

EROs e ERNs em produtos menos tóxicos ou atóxicos são representadas principalmente 

por enzimas como as superóxido dismutases (Sod), as catalases (Cat) e as 

peroxirredoxinas (Prx). Portanto, uma alternativa lógica seria a utilização de inibidores 

de enzimas antioxidantes em terapias antimicrobianas (Birben et al., 2012). No entanto, 

os hospedeiros, incluindo os humanos, possuem enzimas extremamente semelhantes às 

dos patógenos, principalmente quando se trata da Sod e Cat e os inibidores acabam por 

ser tóxicos também para as células dos hospedeiros (Benov e Fridovich, 1994; Brennan 

et al., 2015; Discola et al., 2005; Heikkila et al., 1977; Lu et al., 1998; Mishra e Imlay 

2012; Roberts e Hirst, 1996; Sugadev et al., 2011). Neste contexto, um importante alvo 

seria a família das Prx, em razão de sua diversidade. 

 

1.4 Peroxirredoxinas e sua importância em bactérias patogênicas 

As Prx constituem a última grande família de peroxidases a ser descoberta. 

Diferentemente da Sod e Cat, estas enzimas não possuem grupos prostéticos e utilizam 

um resíduo de cisteína (cisteína peroxidásica - CysP) altamente reativa para decompor 

hidroperóxidos (Jacobson et al., 1989; Kim et al., 1988; Netto et al., 1996). Quando se 



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19 

 

analisa as estruturas quaternárias destas enzimas, observa-se que a CysP se encontra em 

grande proximidade com uma Thr (ou Ser, em alguns casos) e com uma arginina (Arg), 

a qual é totalmente conservada em todas as Prx já descritas até o momento. Estes três 

resíduos de aminoácidos (CysP, Thr/Ser e Arg) formam a tríade catalítica (TC) e todos 

apresentam importância na catálise, visto que a desprotonação e a manutenção de CysP 

na forma de tiolato (S
-
) é dependente da integridade da TC (Tairum et al., 2016). 

Apesar de todas as Prx possuírem CysP, elas constituem uma família de enzimas 

bastante heterogênea e diversas classificações já foram propostas, sendo que a mais 

utilizada subdivide essas proteínas em três grandes grupos (Prx 1-Cys, Prx 2-Cys típicas 

e Prx 2-Cys atípicas) de acordo com a quantidade de resíduos de cisteína envolvidos no 

processo de redução do hidroperóxido (Wood et al., 2003). As Prx 1-Cys são proteínas 

homodiméricas que apresentam apenas um resíduo de cisteína (CysP) envolvido no ciclo 

catalítico localizado na região N-terminal. Já as Prx 2-Cys utilizam dois resíduos de 

cisteína, um na região N-terminal (CysP) e outro na C-terminal, denominado de cisteína 

de resolução (CysR), que durante o ciclo catalítico formam um dissulfeto CysP - CysR. 

As Prx 2-Cys típicas apresentam-se em homodímeros e a formação do dissulfeto CysP - 

CysR é intermolecular, ao passo que as Prx 2-Cys atípicas apresentam-se como 

monômeros ou homodímeros e formam um dissulfeto CysP - CysR intramolecular 

(Wood et al., 2003). Após sua oxidação, as Prx são geralmente reduzidas pelo sistema 

Trx, composto pelas enzimas tiorredoxina (Trx) e tiorredoxina redutase (TrxR), que 

utiliza elétrons provenientes do NADPH via uma molécula de FAD (flavina adenina 

dinucleotídeo). A redução pelo sistema Trx restaura a atividade peroxidásica das Prx, 

tornando-as aptas à decomposição de uma nova molécula de hidroperóxido. Entretanto, 

apesar das Prx 2-Cys de eucariotos serem reduzidas principalmente pelo sistema Trx, as 

Prx 2-Cys típicas de procariotos, denominadas AhpC (para alquil hidroperóxido 

redutase C), também possuem um sistema redutor adicional composto por enzimas 

denominadas AhpF (alquil hidroperóxido redutase F) que utilizam NADH como redutor 

(Jaeger et al., 2006; Jönsson et al., 2007). 

Outra característica apresentada pelas Prx 2-Cys típicas é o processo de 

superoxidação de CysP que, após atacar a molécula e hidroperóxido e assumir sua forma 

de ácido sulfênico (CysP-SOH), pode reagir com mais uma ou duas moléculas de 

hidroperóxido, gerando como intermediários a cisteína ácido sulfínico (CysP-SO2H) ou 

sulfônico (CysP-SO3H) (Poole et al., 2011). Nessas condições, CysP é incapaz de formar 



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20 

 

o dissulfeto com CysR e, consequentemente, de ser reduzida por seus redutores 

endógenos e, portanto, a proteína perde sua atividade peroxidásica. A forma CysP-SO2H 

pode ser reduzida eficientemente pela sulfirredoxina (Srx), uma proteína de baixo peso 

molecular dependente de ATP, Mg2+ e um Cys tiól que é capaz de restaurar a 

capacidade peroxidásica das Prx. Já para a forma CysP-SO3H, até o momento, não 

foram encontrados redutores (Biteau et al., 2003). Existe um consenso de que a 

superoxidação das Prx 2-Cys típica é facilitada pelo atraso na formação do dissulfeto 

entre CysP e CysR, o que deixaria CysP-SOH disponível por mais tempo para interagir 

com outras moléculas de hidroperóxido (Poole et al., 2011; Wood et al., 2003). Esse 

atraso tem sido atribuído à presença do motivo Gly-Gly-Leu-Gly e de um 

prolongamento na região C-terminal (contendo o motivo Tyr-Phe) o qual está localizado 

próximo ao sítio ativo em Prx 2-Cys típicas eucarióticas. Em seu estado reduzido, CysP 

encontra-se na extremidade do chamado CysP-loop a uma distância de 

aproximadamente 14Å de CysR, na conformação denominada FF (fully folded -

totalmente enovelada). Para que ocorra a formação do dissulfeto com CysR, é necessário 

haver um desenovelamento parcial dessa região que culmina com a aproximação das 

duas cisteínas e, consequentemente, com a formação do dissulfeto, em uma 

conformação denominada LU (locally unfolded – parcialmente desenovelada). 

Entretanto, durante a transição FF-LU, a cauda C-terminal precisa sofrer um 

deslocamento e esse processo pode atrasar a formação do dissulfeto e favorecer a 

superoxidação. Tanto o motivo Gly-Gly-Leu-Gly quanto o prolongamento C-terminal 

não existem nas AhpC, o que as torna mais resistentes ao processo de superoxidação, 

sendo denominadas de proteínas ―robustas‖, enquanto as proteínas eucarióticas são 

chamadas de ―sensíveis‖ (Poole et al., 2011; Wood et al., 2003). Recentemente, foi 

proposto que aminoácidos presentes no CysP-loop também teriam participação no 

desencadeamento de eventos de superoxidação através de interações com a cauda C-

terminal (Kamariah et al., 2018), mas estudos mais aprofundados são necessários para 

se compreender como de fato essas interações acontecem. 

No que concerne à atividade das peroxidases, enquanto a Cat é capaz de 

decompor somente H2O2, embora com alta eficiência, as Prx 2-Cys típicas são capazes 

de decompor uma grande variedade de hidroperóxidos, dentre eles hidroperóxidos de 

lipídeos (Lp-OOH) e peroxinitrito (NOO-), com constantes de segunda ordem de 10
7-8

 

M
-1

s
-1

 (Condeles et al., 2020, Ogusucu et al., 2007; Parsonage et al., 2005; Tairum et 



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21 

 

al., 2016). Também foi demonstrado que as Prx 2-Cys típicas são capazes de decompor 

até mesmo peróxidos de proteínas e aminoácidos com eficiência moderada (10
4
M

-1
 s

-1
), 

o que revela sua grande versatilidade na decomposição de hidroperóxidos (Carvalho et 

al., 2017; Peskin et al., 2010). Adicionalmente, estas proteínas estão entre as mais 

abundantes em bactérias. Como exemplo, em E. coli as Prx estão entre as dez proteínas 

mais expressas (Link et al., 1997).  

Em bactérias patogênicas, a importância das Prx foi demonstrada em linhagens 

de Helicobacter pylori e Helicobacter hepaticus, agentes causadores de úlceras/gastrites 

estomacais e de hepatite crônica em mamíferos, respectivamente, os quais apresentam 

níveis elevados de hidroperóxidos de lipídeos quando o gene ahpC é deletado (Mehta et 

al., 2007). Resultados similares foram descritos para Campylobacter jejuni, o agente 

etiológico de gastroenterites (Oh e Jeon, 2014). Em Salmonella typhimurium, patógeno 

responsável por moléstias gastrointestinais, febre tifóide e septicemia, foi demonstrado 

que linhagens deficientes de Prx apresentam alteração da morfologia celular e 

proliferação reduzida. O estudo também revelou que quando uma AhpC é superexpressa 

em células de S. typhimurium nocauteadas para genes envolvidos na decomposição de 

peróxidos (ΔkatE, ΔkatG, ΔkatN, ΔahpC e ΔtsaA), o patógeno recupera as 

características da linhagem selvagem (Hébrard et al., 2009). Esses dados indicam que as 

Prx de S. typhimurium contribuem para a virulência do patógeno ao capacitá-lo a 

sobreviver às defesas do hospedeiro. Em Mycobacterium tuberculosis, o agente 

etiológico da tuberculose, a expressão de AhpC em isolados clínicos com a deleção de 

uma das isoformas de Cat (ΔkatG) é aumentada tanto no meio intracelular quanto no 

extracelular o que aparentemente é de importância para a manutenção da virulência de 

M. tuberculosis (Nieto et al., 2016). No caso de S. aureus, o agente etiológico de 

diversas infecções hospitalares, AhpC juntamente com Cat possuem papéis 

compensatórios e são fundamentais na sobrevivência e colonização do trato respiratório 

(Cosgrove et al., 2007). Estudos envolvendo metatranscriptoma de S. aureus e 

Staphylococcus epidermidis revelaram que ahpC é altamente expresso no trato 

respiratório, sendo que sua expressão é ao menos três vezes maior nesse ambiente 

quando comparado com os microrganismos crescidos em meio de cultura (~1320 reads 

per million × ~540 rpm) (Chaves-moreno et al., 2016). Com base nesses dados, 

podemos inferir que a inibição da atividade peroxidásica das Prx de patógenos consiste 

em uma abordagem promissora para o tratamento das doenças causadas por eles, pois 



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22 

 

levaria a um aumento nos níveis intracelulares de hidroperóxidos nesses organismos o 

que pode contribuir com a diminuição das suas taxas de sobrevivência.  

 

1.5 Inibição de Prx2-Cys típicas por Adenantina (Adn) 

Os compostos extraídos de plantas despertam um interesse especial da indústria 

farmacêutica em função de seu potencial para o desenvolvimento de novas drogas. 

Entre esses compostos naturais encontram-se os diterpenóides, uma ampla classe de 

metabólitos secundários com significativa atividade biológica que vem sendo 

investigada quanto à sua eficácia no tratamento de diversas doenças como câncer, 

doenças cardiovasculares e inflamatórias (Tirapelli et al., 2008). Foi demonstrado que a 

adenantina (Adn), um diterpenóide extraído das folhas de Isodon adenantha, possui 

propriedades antitumorais. Liu e colaboradores (2012) observaram que a Adn possui a 

capacidade de induzir a diferenciação de células de leucemia mieloide aguda (LMA) 

(Liu et al., 2012) através da inibição da atividade peroxidásica das isoformas citosólicas 

Prx1 e Prx2, as quais são evolutivamente relacionadas e compartilham homologia na 

sequência de aminoácidos (78% de identidade e 91% de similaridade) (Lee, et al., 

2007). Também foi proposto um modelo de ligação em que a Adn interagiria com 

outros aminoácidos na região do sítio ativo, incluindo os resíduos da TC por meio de 

uma interação hidrofóbica com a Thr
49

 e uma interação polar com a Arg
128

, sendo 

também estabilizada também por interações de caráter hidrofóbico com outros 

aminoácidos próximos ao sítio ativo da enzima (Leu
46

, Phe
50

, Val
51

, Ile
125

, Pro
148

 e 

CysP). Consequentemente, a inibição da atividade peroxidásica dessas proteínas 

permitiria um acúmulo de H2O2 intracelular em níveis suficientes para a ativação das 

quinases reguladoras de sinal extracelular ERK1 e ERK2, levando ao aumento da 

expressão de proteínas β estimuladoras de ligação CCAAT (C/EBPβ), as quais 

conduziriam a diferenciação celular e consequente repressão do tumor (Liu et al., 2012; 

Liu et al., 2013). Adicionalmente, Hou e colaboradores observaram que a inibição de 

Prx1 e Prx2 por Adn foi capaz de induzir a morte de células de hepatocarcinoma (CHC) 

com mais eficiência do que a de células normais imortalizadas, além de inibir 

significantemente o crescimento de tumores xenográficos sem efeitos tóxicos 

significativos (Hou et al., 2014). Mais recentemente, também foi demonstrado que Adn 

é capaz de atuar sobre células tumorais pulmonares, causando apoptose e/ou 

promovendo a diferenciação de células leucêmicas (Mo et al., 2019), além de promover 



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23 

 

efetivamente a morte de linhagens celulares de leucemia linfoblástica aguda precursora 

de células B (Fidyt et al., 2019). Entretanto, apesar da Adn possuir importância por 

inibir as Prx humanas, pouco se sabe a respeito de sua atividade sobre enzimas de 

outros organismos. 

 

1.6 Diferenças entre Prx 2-Cys de eucariotos e procariotos  

Conforme mencionado anteriormente, uma diferença marcante entre as Prx 2-

Cys típicas de procariotos e eucariotos reside na existência de um prolongamento C-

terminal que insere uma α hélice nas enzimas de eucariotos e está relacionada com sua 

sensibilidade a superoxidação (Wood et al., 2003). Outra diferença existente entre as 2-

Cys típicas de eucariotos e procariotos reside na ocorrência de Thr ou Ser na TC (Figura 

2A e 2B). De fato, nas Prx 2-Cys típicas identificadas em mamíferos e, de forma geral, 

nos eucariotos (com exceção poucos organismos, o que será abordado posteriormente) 

possuem uma Thr como parte da TC ao passo que algumas bactérias possuem uma Ser. 

 
Figura 2: Substituição de Thr (presente em eucariotos) por Ser (presente em procariotos) na TC 

das Prx. (A) Estrutura cristalográfica de Tsa1 (1SBC) e (B) modelo teórico de Tsa1
T44S 

mostrando a rede 

de interações polares entre aminoácidos da TC (CysP, Thr/Ser e Arg). As estruturas estão representadas 

em sticks e coloridas em CPK (N=azul, O= vermelho e S=laranja claro). Os carbonos em Tsa1 estão 

representados em bege e cinza claro e de Tsa1
T44S

 em rosa e cinza claro. 

 

Nosso grupo de pesquisa explorou estas diferenças em um trabalho anterior 

utilizando a Prx Tsa1 de S. cerevisiae como modelo biológico para a compreensão da 

interação de Adn com as Prx 2-Cys típicas. Com o objetivo de mimetizar as Prx 2-Cys 

típicas de procariotos, realizamos o truncamento do prolongamento C-terminal (do 

aminoácido 176 ao 196) e geramos o mutante Tsa1
175ΔCT

. Entretanto, essa proteína 

mutante não apresentou diferenças na interação com Adn em relação à proteína 

selvagem. Adicionalmente, assim como as proteínas encontradas em mamíferos, Tsa1 

possui uma Thr como parte da TC. Para avaliar os efeitos da substituição de Thr por 

Ser, utilizamos a proteína mutante Tsa1
T44S

. Nossos resultados revelaram que o resíduo 

de Thr/Ser está relacionado à manutenção da estrutura decamérica de Tsa1, uma vez que 



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24 

 

a Tsa1 selvagem transita entre decâmeros (pentâmeros de dímeros do tipo [α2]5) quando 

reduzida, e dímeros, oligômeros de massa molecular intermediária e decâmeros quando 

oxidada, enquanto que o mutante Tsa1
T44S

 se apresenta como um decâmero constitutivo 

independente do estado redox (Tairum et al., 2016). S. cerevisiae também possui uma 

segunda Prx 2-Cys típica denominada de Tsa2, a qual guarda grande similaridade em 

relação à estrutura primária com Tsa1 (86% de identidade e 96% de similaridade). No 

entanto, curiosamente, esta enzima difere de Tsa1, e também das enzimas de mamíferos, 

por possuir naturalmente uma Ser como parte da TC. 

Ensaios de espectroscopia de dicroísmo circular (CD), cromatografia de 

exclusão molecular (SEC) e oxidação de NADPH, realizados por nosso grupo de 

pesquisa, revelaram que Adn é capaz de ligar-se ao sítio ativo de Tsa1 e Tsa2, 

provocando alterações nas estruturas secundária e quaternária, além de inibir 

parcialmente a atividade peroxidásica dessas proteínas. Entretanto, as análises 

revelaram que Adn promoveu maiores alterações na estrutura e atividade peroxidásica 

da mutante Tsa1
T44S

 e de Tsa2
WT

 do que de Tsa1
WT

, indicando que a presença da Ser na 

TC poderia promover uma maior afinidade de Adn ao sítio ativo dessas proteínas 

(Apêndice B). 

 

1.7 Presença de Ser na TC é mais comum em Prx 2-Cys típicas bacterianas 

Segundo dados da base GenBank do NCBI, quase a totalidade dos organismos 

eucariotos sequenciados até o momento possuem Prx 2-Cys com uma Thr na TC. Por 

outro lado, a TC contendo uma Ser é um evento mais comum em Prx de procariotos, 

especialmente em bactérias (dados apresentados no Apêndice E). Dentre os organismos 

que possuem Ser na TC das Prx, existe uma série de bactérias Gram-positivas do gênero 

Staphylococcus como Staphylococcus agalactiae, Staphylococcus castoreus, S. 

epidermidis, Staphylococcus haemolyticus, Staphylococcus saprophyticus, 

Staphylococcus gallolyticus, Staphylococcus equi e Staphylococcus pyogenes que são 

agentes etiológicos de várias doenças humanas como endocardite, septicemia, 

periodontite, infecções agudas do trato urinário, infecções de pele, dentre outros. 

Também foi identificada esta mutação nos patógenos Bacillus subtilis e Enterococcus 

faecalis. Algumas das doenças causadas por estes agentes constituem um sério 

problema de saúde pública uma vez ocorrem geralmente em ambiente hospitalar, 

podendo acometer pacientes imunocomprometidos e, em alguns casos, diversos 



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25 

 

antibióticos não são capazes de eliminar estas bactérias pois são MDR (Egan et al., 

2109; Oteo et al., 2015; Purrello et al., 2016). Neste contexto, a presença da Ser na TC 

das Prx 2-Cys de determinadas espécies de bactérias colocam a Adn como uma 

representante promissora de um novo fármaco antimicrobiano. Adicionalmente 

elaboramos uma revisão sobre peroxirredoxinas de microroganismos patogênicos que 

foi submetido ao periódico Applied Microbiology and Biotechnology (Apêndice D). 

 

1.8 Efeitos da Adn sobre o sistema redutor das Prx 2-Cys típicas 

Soethoudt e colaboradores (2014) relataram que a Adn é capaz de se ligar em 

ambas as cisteínas das Prx de humanos (CysP e CysR) além de inibir também as enzimas 

do sistema Trx (hTrx e hTrxR). De fato, os autores demonstraram que, entre as enzimas 

analisadas, a hTrxR é a que sofre maior inibição pela Adn. Neste contexto, como 

mencionado anteriormente, o sistema redutor de 2-Cys eucarióticas difere 

significativamente do encontrado para a redução de AhpC. Enquanto em eucariotos o 

sistema e composto pela enzima Trx e pela flavoenzima TrxR e os equivalentes 

redutores são oriundos do NADPH (Figura 3A), em procariotos o sistema redutor é 

composto apenas pela flavoenzima AhpF que utiliza hidretos do NADH no processo de 

redução (Figura 3B).  

 
Figura 3: Ciclos de oxirredução envolvidos na redução de hidroperóxidos por Prx 2-Cys típicas de 

eucariotos e bactérias. A) As Prx 2-Cys típicas de células eucarióticas são reduzidas pelo sistema Trx 

que compreende as enzimas tiorredoxina, tiorredoxina redutase, uma flavoenzima, e NADPH. B) Em 

células procarióticas, as Prx 2-Cys típicas (AhpC) são reduzidas pela flavoenzima AhpF, que utiliza 

elétrons oriundos do NADH. 
 

De fato, em eucariotos inferiores também existe o sistema redutor Trx-TrxR. No 

entanto, estas enzimas normalmente estão associadas a diversos processos de 

NADP+ 

NADPH+H+ 

R-OH 

R-OOH 

CYS-S 

CYS-S 

CYS-SH 

CYS -S- 

CR-S 

CP-S 

CR-SH 

CP -S- 

TrxR Prx 

CYS-SH 

CYS -S- 

CYS-S 

CYS-S 

Trx 

FADOxi 

FADRed 

NADH R-OH 

R-OOH CYS-SH 

CYS -S- 

CR-S 

CP-S 

CR-SH 

CP -S- 

AhpC 

CYS-SH 

CYS -S- 

CYS-S 

CYS-S 

AhpF 

CYS-SH 

CYS -S- 

CYS-S 

CYS-S 

CYS-S 

CYS-S 

NADH+H+ 

NTD 

A) 

B) 



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oxirredução centrais como síntese de desoxirribonucleotídeos, reparação de proteínas 

danificadas oxidativamente, enovelamento de proteínas, metabolismo do enxofre, 

ativação de fatores de transcrição, entre outros (Lu e Holmgren, 2014; Vignols et al., 

2005). Neste contexto, quando se analisa as estruturas de TrxR de procariotos e 

eucariotos, é possível perceber que as enzimas possuem estruturas muito distintas 

(Figura 4A e 4B, respectivamente). Apesar de ambas serem homodímeros, a enzima de 

bactérias é menor (~70kDa) quando comparada com a de eucariotos multicelulares 

(~100kDa). Adicionalmente, os motivos que contém as cisteínas catalíticas diferem de 

forma significativa tanto em sua composição quanto na localização. Nas TrxR de 

eucariotos inferiores o motivo (Cys-X-X-Cys) está inserido no domínio de ligação ao 

NADPH ao passo que nas enzimas de eucariotos multicelulares o motivo (Cys-Val-Asn-

Val-Gly-Cys) está inserido no domínio de ligação ao FAD e podem possuir um terceiro 

resíduo de Cys ou de selenocisteina (Sec) na porção C-terminal (Oliveira et al., 2004; 

Oliveira et al., 2010). Por outro lado, a enzima Trx é bastante conservada 

estruturalmente entre procariotos e eucariotos (Collet et al., 2010) (Figura 4C e 4D). 

 
Figura 4: Comparação entre estruturas de Trx e TrxR de bactéria e de humanos e AhpF de 

bactérias. Todas as estruturas estão apresentadas em cartoon de acordo com a unidade biológica 

(representada por monômeros para Trx e dímeros para TrxR e AhpF). A) TrxR de E. coli (pdb: 3ITJ). B) 

TrxR1 de H. sapiens (pdb: 2J3N). C) e D) Trx de E. coli e de humanos, respectivamente. E) AhpF de S. 

typhimurium (pdb: 1HYU). As representações gráficas foram geradas com auxílio do software Pymol. 

 

A AhpF também é uma proteína homodimérica com massa molecular 

aproximada de 220kDa e que possui, além de dos domínios de ligação para FAD e 

NADH (o que contrasta com as TrxR), um terceiro domínio denominado de NTD (para 

E) 

A) 

C) 

B) 

Dimerization Domain  

(Mammlian TrxR) 
NAD(P)H Domain FAD Domain Trx NTD Domain (AhpF) 

D) 



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N-terminal domain) formado por duas moléculas contíguas de Trx (Figura 4E). Essas 

moléculas de Trx contém duas cisteínas envolvidas na reação inicial de redução de 

AhpC. Dessa forma, uma vez que AhpF representa um sistema acoplado Trx-TrxR a 

ligação de um inibidor em um dos centros redox impossibilitaria a redução de AhpC.  

Adicionalmente, trabalhos indicam que os efeitos dos antibióticos de induzir 

depleção do NADH, promovendo uma maior abundância de NAD
+
 na célula, resultam 

em uma hiperativação de TCA e da cadeia de transporte de elétrons, o que aumenta a 

produção de produtos secundários como O2
•-
 e H2O2 (van Acker et al., 2016; Dwyer et 

al., 2014; Kohanski et al., 2010). Nesse sentido, outros estudos demonstraram que, em 

condições aeróbicas, a limitação na concentração de AhpC induz AhpF a produzir H2O2 

a partir do oxigênio molecular (O2). Nesse processo, AhpF consome NADH e produz 

NAD
+
, contribuindo para a hiperativação da cadeia transportadora de elétrons e, 

consequentemente, para a produção de mais espécies reativas de oxigênio (Poole & 

Ellis, 1996; Niimura et al., 1995). Nesse sentido, a inibição de AhpC contribuiria para 

morte de patógenos ao acentuar os efeitos oxidativos observados na administração de 

antibióticos. 

Com base nos dados apresentados acima, as investigações envolvendo a 

atividade inibitória de Adn sobre as Prx é de grande importância e apresenta grande 

potencial para a caracterização de um novo fármaco antimicrobiano. Vale salientar que, 

até o presente momento, nenhum trabalho havia atentado para avaliar a inibição de Adn 

sobre as Prx 2-Cys de bactérias ou mesmo sobre os sistemas redutores bacterianos. 

Neste contexto, a análise dos efeitos de Adn sobre bactérias patogênicas pode ampliar o 

campo de utilização dessa molécula, podendo resultar em novas formas de terapias para 

as doenças causadas por elas. Adicionalmente, além do diterpenóide Adn, o qual 

pertence a família dos ent-cauranos, existem compostos similares que podem ser 

obtidos de plantas da biota brasileira (Dutra et al., 2014; Nogueira et al., 2016; 

Vandresen et al. 2010) o que representa uma forma bastante importante de prospecção 

direcionada a nossa biodiversidade, mas novamente nenhum trabalho ate o presente 

momento atentou para esta investigação.   



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78 

 

REFERÊNCIAS 

van Acker, H.; Gielis, J.; Acke, M.; Cools, F.; Cos, P.; Coenye, T. 2016. The Role of 

Reactive Oxygen Species in Antibiotic-Induced Cell Death in Burkholderia 

cepacia Complex Bacteria. PLoS One, 11(7) e0159837. 

Alegria, T. G. P.; Meireles, D. A.; Cussiol, J. R. R.; Hugo, M.; Trujillo, M.; de Oliveira, 

M. A.; Miyamoto, S.; Queiroz, R. F.; Valadares, N. F.; Garratt, R. C.; Radi, R.; Di 

Mascio, P.; Augusto, O.; Netto, L. E. S. 2016. Ohr plays a central role in bacterial 

responses against fatty acid hydroperoxides and peroxynitrite. Proceedings of the 

National Academy of Sciences of the USA, 114(2):E132-E141. 

Aminov, R. I. 2010. A brief history of the antibiotic era: lessons learned and challenges 

for the future. Frontiers in microbiology, 1, 134. 

Ayres, H.; Furr, J. R.; Russell, A. D. 1993. A rapid method of evaluating permeabilizing 

activity against Pseudomonas aeruginosa. Letters in Applied Biology, 17(4):149-

151. 

Ayres, H.; Furr, J. R.; Russell, A. D. 1999. Effect of permeabilizers on antibiotic 

sensitivity of Pseudomonas aeruginosa. Letters in Applied Biology, 28(1):13-16. 

Babior, B. M. 2004. NADPH oxidase. Current Opinion in Immunology, 16:42–47. 

Bartlett, J. G.; Gilbert, D. N. & Spellberg, B. 2013. Seven ways to preserve the miracle 

of antibiotics. Clinical Infectious Diseases : An Official Publication of the 

Infectious Diseases Society of America, 56(10): 1445–1450.  

Benov, L. T. & Fridovich, I. Escherichia coli expresses a copper- and zinc-containing 

superoxide dismutase. 1994. The Journal of Biological Chemistry, 269(41): 

25310–25314. 

Birben, E.; Sahiner, U. M.; Sackesen, C.; Erzurum, S. & Kalayci, O. 2012. Oxidative 

stress and antioxidant defense. The World Allergy Organization Journal, 5(1): 9–

19. 

Biteau, B.; Labarre, J. & Toledano, M. B. 2003. ATP-dependent reduction of cysteine-

sulphinic acid by S. cerevisiae sulphiredoxin. Nature, 425, 980–984. 

Bizzini, A.; Zhao, C.; Auffray, Y. & Hartke, A. 2009. The Enterococcus faecalis 

superoxide dismutase is essential for its tolerance to vancomycin and penicillin. 

The Journal of Antimicrobial Chemotherapy, 64(6): 1196–1202. 

Breidenstein, E. B. M.; Khaira, B, K.; Wiegand, I.; Overhage, J.; Robert E W Hancock, 

R. E. W. 2008. Complex ciprofloxacin resistome revealed by screening a 

Pseudomonas aeruginosa mutant library for altered susceptibility. Antimicrobial 

Agents and Chemotherapy, 52(12):4486–4491. 

Brennan, R. E.; Kiss, K.; Baalman, R. & Samuel, J. E. 2015. Cloning, expression, and 

characterization of a Coxiella burnetii Cu/Zn Superoxide dismutase. BMC 

Microbiology, 15:99. 

Brynildsen, M. P.; Winkler, J. A.; Spina, C. S.; MacDonald, C.; Collins, J. J. 2013. 

Potentiating antibacterial activity by predictably enhancing endogenous microbial 

ROS production. Nature Biotechnology, 31(2):160–165. 

Calcerrada, P.; Peluffo, G. & Radi, R. 2011. Nitric oxide-derived oxidants with a focus 

on peroxynitrite: molecular targets, cellular responses and therapeutic 

implications. Current Pharmaceutical Design, 17(35):3905–3932. 

Calhoun, L. N. & Kwon, Y. M. 2011. The ferritin-like protein Dps protects Salmonella 

enterica serotype Enteritidis from the Fenton-mediated killing mechanism of 

bactericidal antibiotics. International Journal of Antimicrobial Agents, 37(3):261–

265. 



 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
“JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

Instituto de Biociências 
Câmpus do Litoral Paulista 

 

 

79 

 

Carvalho, L. A. C.; Truzzi, D. R.; 1, Fallani, T. S.; Alves, S. V.; Toledo Jr, J. C.; 

Augusto, O.; Netto, L. E. S.; Meotti, F. C. 2017. Urate hydroperoxide oxidizes 

human peroxiredoxin 1 and peroxiredoxin 2. The Journal of Biological Chemistry, 

292(21):8705-8715. 

Cassini, A.; Högberg, L. D.; Plachouras, D.; Quattrocchi, A.; Hoxha, A.; Simonsen, G. 

S.; Colomb-Cotinat, M.; Kretzschmar, M. E.; Devleesschauwer, B.; Cecchini, M.; 

Ouakrim, D. A.; Oliveira,T. C.; Struelens, M. J.; Suetens, C.; Monnet, D. L. 2019. 

Attributable deaths and disability-adjusted life-years caused by infections with 

antibiotic-resistant bacteria in the EU and the European Economic Area in 2015: a 

population-level modelling analysis. The Lancet Infection Diseases, 19: 56–66. 

CDC - Centers for Disease Control and Prevention, Office of Infectious Disease. 2013. 

Antibiotic resistance threats in the United States. 

Chaves-Moreno, D.; Wos-Oxley, M. L.; Jáuregui, R.; Medina, E.; Oxley, A. P.; Pieper, 

D. H. 2016. Exploring the transcriptome of Staphylococcus aureus in its natural 

niche. Scientific Reports, 6:33174. 

Chen, E. & Kuo, T. 1993. A simple and rapid method for the preparation of gram-

negative bacterial genomic DNA. Nucleic Acid Research, 21(9):2260. 

Chen; Chih-Jung; Yhu-Chering Huang; Shian-Sen Shie. 2020. Evolution of Multi-

Resistance to Vancomycin, Daptomycin, and Linezolid in Methicillin-Resistant 

Staphylococcus aureus Causing Persistent Bacteremia. Frontiers in microbiology, 

11: 1414. 

Chopra, I.; Hesse, L. & O’Neill, A. J. 2002. Exploiting current understanding of 

antibiotic action for discovery of new drugs. Journal of Applied Microbiology, 

92(s1):4S–15S. 

Chuang, M. H.; Wu, M. S.; Lo, W. L.; Lin, J. T.; Wong, C. H.; Chiou, S. H. 2006. The 

antioxidant protein alkylhydroperoxide reductase of Helicobacter pylori switches 

from a peroxide reductase to a molecular chaperone function. Proceedings of the 

National Academy Sciences of the USA, 103:2552-2557. 

CLSI – Clinical and Laboratory Standards Institute. 2015. M07-A10: Methods for 

Dilution Antimicrobial Susceptibility Tests for Bacteria That Grow Aerobically – 

Approved Standard, 10th Edition – Janeiro de 2015. 

Collet, J-F & Messens, J. 2010. Structure, function, and mechanism of thioredoxin 

proteins. Antioxidant & Redox Signaling, 13:1205-16. 

Condeles, A. L.; Gomes, F.; 2, de Oliveira, M. A.; Netto, L. E. S.; Toledo Junior, J. C. 

2020. Thiol Peroxidases as Major Regulators of Intracellular Levels of 

Peroxynitrite in Live Saccharomyces cerevisiae Cells. Antioxidants (Basel 

Switzerland), 9(5):434. doi: 10.3390/antiox9050434. 

Cosgrove, K.; Coutts, G.; Jonsson, I-M.; Tarkowski, A.; Kokai-Kun, J. F.; Mond, J. J.; 

Foster, S. J. 2007. Catalase (KatA) and alkyl hydroperoxide reductase (AhpC) 

have compensatory roles in peroxide stress resistance and are required for 

survival, persistence, and nasal colonization in Staphylococcus aureus. Journal of 

Bacteriology, 189:1025-35. 

Dadgostar, P. 2019. Antimicrobial Resistance: Implications and Costs. Infect Drug 

Resist., 12:3903-3910. doi: 10.2147/IDR.S234610. 

Davies, B. W.; Kohanski, M. A.; Simmons, L. A.; Winkler, J. A.; Collins, J. J.; Walker, 

G. C. 2009. Hydroxyurea induces hydroxyl radical-mediated cell death in 

Escherichia coli. Molecular Cell, 36(5):845–860. 

Delcour, A. H. 2009. Outer membrane permeability and antibiotic resistance. 

Biochimica et Biophysica Acta, 1794(5):808-16. 



 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
“JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

Instituto de Biociências 
Câmpus do Litoral Paulista 

 

 

80 

 

Desbois, A. P.; Lawlor, K. C. 2013. Antibacterial activity of long-chain polyunsaturated 

fatty acids against Propionibacterium acnes and Staphylococcus aureus. Mar 

Drugs. 11(11):4544-57.  

Discola KF, Oliveira MA, Silva GM, Barcena JA, Porras P, Padilla A, Netto LE, 

Guimarães BG (2005). Crystallization and preliminary X-ray crystallographic 

studies of glutaredoxin 2 from Saccharomyces cerevisiae in different oxidation 

states. Acta Crystallogr Sect F Struct Biol Cryst Commun. 61:445-7. 

Docquier, J. D. & Mangani S. 2018. An update on β-lactamase inhibitor discovery and 

development. Drug Resistance Updates, 36:13-29. 

Dryden, M. 2018. Reactive oxygen species: a novel antimicrobial. International Journal 

of Antimicrobial Agents, 51(3):299-303. 

Dutra, L. M.; Bomfim, L .M.; Rocha, S. L. A.; Nepel, A.; 3, Soares, M. B. P.; Barison, 

A.; Costa, E. V.; Bezerra, D. P. 2014. ent-Kaurane diterpenes from the stem bark 

of Annona vepretorum (Annonaceae) and cytotoxic evaluation. Bioorganic & 

Medicinal Chemistry Letters, 24:3315-20. 

Dwyer, D. J.; Belenky, P. A.; Yang, J. H.; MacDonald, I. C.; Martell, J. D.; Takahashi, 

N.; Chan, C. T. Y.; Lobritz, M. A.; Braff, D.; Schwarz, E. G.; Ye, J. D.; Pati, M.; 

Vercruysse, M.; Ralifo, P. S.; Allison, K. R.; Khalil, A. S.; Ting, A. Y.; Walker, 

G. C.; Collins, J. J. 2014. Antibiotics induce redox-related physiological 

alterations as part of their lethality. Proceedings of the National Academy 

Sciences of the USA, 111:E2100-9. 

ECDC/EMEA (European Centre for Disease Prevention and Control/ European 

Medicines Evaluation Agency) Joint Technical Report: The bacterial challenge: 

time to react. 2009. 

Egan, S. A.; Shore, A. C.; O’Connell, B.; Brennan, G. I.; Coleman, D. C. 2020. 

Linezolid resistance in Enterococcus faecium and Enterococcus faecalis from 

hospitalized patients in Ireland: high prevalence of the MDR genes optrA and 

poxtA in isolates with diverse genetic backgrounds. Journal of Antimicrobial 

Chemotherapy, 75:1704-1711. 

Eichenberger, E. M.; Thaden, J. T. 2019. Epidemiology and mechanisms of resistance 

of extensively drug resistant Gram-negative bacteria. Antibiotics, 8(2), 37. 

Fernandes, P.; Martens, E. & Pereira, D. 2017. Nature nurtures the design of new semi-

synthetic macrolide antibiotics. The Journal of Antibiotics (Tokyo), 70(5):527-

533. 

Feretzakis, G.; Loupelis, E.; Sakagianni, A.; Skarmoutsou, N.; Michelidou, S.; 

Velentza, A.; Martsoukou, M.; Valakis, K.; Petropoulou, S.; Koutalas, E. 2019. A 

2-Year Single-Centre Audit on Antibiotic Resistance of Pseudomonas 

aeruginosa, Acinetobacter baumannii and Klebsiella pneumoniae Strains from an 

Intensive Care Unit and Other Wards in a General Public Hospital in Greece. 

Antibiotics,8(2):62. 

Fidyt, K.; Pastorczak, A.; Goral, A.; Szczygiel, K.; Fendler, W.; Muchowicz, A.; 

Bartlomiejczyk, M. A.; Madzio, J.; Cyran, J.; Graczyk-Jarzynka, A.; Jansen, E.; 

Patkowska, E.; Lech-Maranda, E.; Pal, D.; Blair, H.; Burdzinska, A.; Pedzisz, P.; 

Glodkowska-Mrowka, E.; Demkow, U.; Gawle-Krawczyk, K.; Matysiak, M.; 

Winiarska, M.; Juszczynski, P.; Mlynarski, W.; Heidenreich, O.; Golab, J.; 

Firczuk, M. 2019. Targeting the thioredoxin system as a novel strategy against B-

cell acute lymphoblastic leukemia. Mol Oncol. (5):1180-1195. doi: 10.1002/1878-

0261.12476. Epub 2019 Apr 5. PMID: 30861284; PMCID: PMC6487705. 



 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
“JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

Instituto de Biociências 
Câmpus do Litoral Paulista 

 

 

81 

 

Foti, J. J.; Devadoss, B.; Winkler, J. A.; Collins, J. J.; Walker, G. C. 2012. Oxidation of 

the guanine nucleotide pool underlies cell death by bactericidal antibiotics. 

Science, 336(6079):315–319. 

Fritzsche, C.; Schleicher, U. & Bogdan, C. 2010. Endothelial nitric oxide synthase 

limits the inflammatory response in mouse cutaneous leishmaniasis. 

Immunobiology, 215(9–10): 826–832. 

Giguère, S. P. J.; Baggot, J. D.; Walker, R. D.; Dowling, P.M. 2007. Antimicrobial 

Therapy in Veterinary Medicine, 4° edição. The Canadian Veterinary Journal, 

48(7): 744. 

Girgis, H. S.; Hottes, A. K.; Tavazoie, S. 2009. Genetic architecture of intrinsic 

antibiotic susceptibility. PLoS One, 4(5):e5629. 

Golkar, Z.; Bagazra, O.; Pace, D. G. 2014. Bacteriophage therapy: a potential solution 

for the antibiotic resistance crisis. Journal of Infection in Developing Countries, 

8(2):129–136. 

Gordon, S. 2016. Phagocytosis: An Immunobiologic Process. Immunity, 44(3): 463–

475. 

Grant, S. S.; 1, Kaufmann, B. B.; Chand, N. S.; Haseley, N.; Hung, D. T. 2012. 

Eradication of bacterial persisters with antibiotic-generated hydroxyl radicals. 

Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA, 109(30):12147–

12152. 

Gusarov, I.; Shatalin, K.; Starodubtseva, M.; Nudler, E. 2009. Endogenous nitric oxide 

protects bacteria against a wide spectrum of antibiotics. Science, 325(5946):1380–

1384. 

Halliwell, B. & Gutteridge, J. M. 2015. Free radicals in biology and medicine. Oxford 

University Press, 5a Edição, 896p. 

Heikkila, R. E. & Cohen, G. 1977. The inactivation of copper-zinc superoxide 

dismutase by diethyldithiocarbamate. In: Superoxide and Superoxide Dismutases. 

London, UK: Academic Press, 367–373. 

Hébrard, M.; Viala, J. P. M.; Méresse, S.; Barras, F.; Aussel. L. 2009. Redundant 

hydrogen peroxide scavengers contribute to Salmonella virulence and oxidative 

stress resistance. Journal of Bacteriology, 191:4605– 4614. 

Hou, J. K.; Huang, Y.; He, W.; Yan, Z. W.; Fan, L.; Liu, M. H.; Xiao, W. L.; Sun, H. D. 

& Chen, G. Q. 2014. Adenanthin targets peroxiredoxin I/II to kill hepatocellular 

carcinoma cells. Cell Death & Disease, 5: e1400. 

Ibacache-Quiroga, C.; Oliveros, J. C.; Couce, A.; Blázquez, J. 2018. Parallel Evolution 

of High-Level Aminoglycoside Resistance in Escherichia coli Under Low and 

High Mutation Supply Rates. Frontiers in Microbiology, 9:427. doi: 

10.3389/fmicb.2018.00427. 

Imlay, J. A. 2008. Cellular defenses against superoxide and hydrogen peroxide. Annual 

Review of Biochemistry, 77:755-76. 

Jacobson, F. S.; Morgan, R. W.; Christman, M. F.; Ames, B. N. 1989. An alkyl 

hydroperoxide reductase from Salmonella typhimurium involved in the defense of 

DNA against oxidative damage. Purification and properties. J Biol Chem, 

264(3):1488-96. 

Jaeger, T.; Flohé, L. 2006. The thiol-based redox networks of pathogens: unexploited 

targets in the search for new drugs. Biofactors, 27:109-20. 

Jang, S.; Imlay, J. A. 2010. Hydrogen peroxide inactivates the Escherichia coli Isc iron-

sulphur assembly system, and OxyR induces the Suf system to compensate. 

Molecular Microbiology, 78:1448-67. 



 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
“JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

Instituto de Biociências 
Câmpus do Litoral Paulista 

 

 

82 

 

Jee, J.; Rasouly, A.; Shamovsky, I.; Akivis, Y.; Steinman, S. R.; Mishra, B.; Nudler, E. 

2016. Rates and mechanisms of bacterial mutagenesis from maximum-depth 

sequencing. Nature, 534:693-6. 

Jiang, Q., E, F.; Tian, J.; Yang, J.; Zhang, J.; Cheng, Y. 2020. Light-excited antibiotics 

for potentiating bacterial killing via reactive oxygen species generation. ACS 

Applied Materials & Interfaces,12(14):16150-16158. 

Jönsson, T. J.; Ellis, H. R. & Poole, L. B. 2007. Cysteine reactivity and thiol-disulfide 

interchange pathways in AhpF and AhpC of the bacterial alkyl hydroperoxide 

reductase system. Biochemistry, 46: 5709-5721. 

Kamariah, N.; Eisenhaber, B.; 1, Eisenhaber, F.; Grüber, G. 2018. Molecular 

mechanism of the Escherichia coli AhpC in the function of a chaperone under 

heat-shock conditions. Scientific Reports, 8(1):14151. 

Kamariah, N.; Eisenhaber, B.; Eisenhaber, F.; Grüber, G. 2018. Active site C P-loop 

dynamics modulate substrate binding, catalysis, oligomerization, stability, over-

oxidation and recycling of 2-Cys Peroxiredoxins. Free Radical Biology and 

Medicine, 118, 59-70. 

Kang, T. M.; Yuan, J.; Nguyen, A.; Becket, E.; Yang, H.; Miller, J. H. 2012. The 

aminoglycoside antibiotic kanamycin damages DNA bases in Escherichia coli: 

caffeine potentiates the DNA-damaging effects of kanamycin while suppressing 

cell killing by ciprofloxacin in Escherichia coli and Bacillus anthracis. 

Antimicrobial Agents and Chemotherapy, 56:3216–3223.27. 

Kim, K.; Kim, I. H.; Lee, K. Y.; Rhee, S. G.; Stadtman, E. R. 1988. The isolation and 

purification of a specific "protector" protein which inhibits enzyme inactivation 

by a thiol/Fe(III)/O2 mixed-function oxidation system. The Journal of Biological 

Chemistry, 263:4704-11. 

Kohanski, M. A.; Dwyer, D. J.; Wierzbowski, F.; Cottarel, G.; Collins, J. J. 2008. 

Mistranslation of membrane proteins and two-component system activation 

trigger antibiotic-mediated cell death. Cell, 135:679–690. 

Kohanski, M. A.; Dwyer, D. J.; Collins, J. J. 2010. How antibiotics kill bacteria: from 

targets to networks. Nature Reviews Microbiology, 8:423-35. 

Krishnamoorthy, G.; Leus, I. V.; Weeks, J. W.; Wolloscheck, D.; Rybenkov, V. V.; 

Zgurskaya, H. I. 2017. Synergy between Active Efflux and Outer Membrane 

Diffusion Defines Rules of Antibiotic Permeation into Gram-Negative Bacteria. 

mBio, 8(5). pii: e01172-17. 

Lakaye, B.; Dubus, A.; Joris, B.; Frère, J. M. 2001. Method for estimation of low outer 

membrane permeability to beta-lactam antibiotics. Antimicrobial Agents and 

Chemotherapy, 46(9):2901-7. 

Lee, W.; Choi, K-S.; Riddell, J.; Ip, C.; Ghosh, D.; Park, J-H.; Park, Y. M. 2007. 

Human peroxiredoxin 1 and 2 are not duplicate proteins: the unique presence of 

CYS83 in Prx1 underscores the structural and functional differences between Prx1 

and Prx2. The Journal of Biological Chemistry, 282, 22011. 

Lee, J. T.; Lee, S. S.; Mondal, S.; Tripathi, B. N.; Kim, S.; Lee, K. W.; Hong, S. H.; 

Bai, H. W.; Cho, J. Y.; Chung, B. Y. 2016. Enhancement of the chaperone activity 

of alkyl hydroperoxide reductase C from Pseudomonas aeruginosa PAO1 

resulting from a point-specific mutation confers heat tolerance in Escherichia coli. 

Molecules and Cells, 39(8):594-602. 

Lennon, B. W.; Williams, C. H.; Ludwig, M. L. 2000. Twists in catalysis: alternating 

conformations of Escherichia coli thioredoxin reductase. Science, 

289(5482):1190-4. 



 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
“JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

Instituto de Biociências 
Câmpus do Litoral Paulista 

 

 

83 

 

Ling, J.; Cho, C.; Guo, L-T.; Aerni, H. R.; Rinehart, J.; Söll, D. 2012. Protein 

aggregation caused by aminoglycoside action is prevented by a hydrogen peroxide 

scavenger. Molecular Cell, 48:713–722. 

Link, A. J.; Robison, K.; Church, G. M. 1997. Comparing the predicted and observed 

properties of proteins encoded in the genome of Escherichia coli K-12. 

Electrophoresis, 18: 1259-1313. 

Liu, C.; Yin, Q. Q.; Zhou, H. C.; Wu, Y. L.; Pu, J. X.; Xia, L.; Liu, W.; Huang, X.; 

Jiang, T.; Wu, M. X.; He, L. C.; Zhao, Y. X.; Wang, X. L.; Xiao, W. L.; Chen, H. 

Z.; Zhao, Q.; Zhou, A. W.; Wang, L. S.; Sun, H. D.; Chen, G. Q. 2012. 

Adenanthin targets peroxiredoxin I and II to induce differentiation of leukemic 

cells. Nature Chemical Biology, 8(5):486-93. 

Liu, C. X.; Zhou, H. C.; Yin, Q. Q.; Wu, Y. L. & Chen, G. Q. 2013.Targeting 

peroxiredoxins against leukemia. Experimental Cell Research, 319(2): 170–176. 

Lu, X.; Roe, F.; Jesaitis, A. & Lewandowski, Z. 1998. Resistance of biofilms to the 

catalase inhibitor 3-amino-1,2, 4-triazole. Biotechnology and Bioengineering, 

60(1): 135. 

Lu, J. & Holmgren, A. 2014. The thioredoxin antioxidant system. Free Radical Biology 

& Medicine, 66:75-87. 

Mehta, N. S.; Benoit, S. L.; Mysore, J.; Maier, R. J. 2007. In vitro and in vivo 

characterization of alkyl hydroperoxide reductase mutant strains of Helicobacter 

hepaticus. Biochimica et Biophysica Acta, 1770:257-65. 

Mendes, R. E.; Deshpande, L. M.; Jones, R. N. 2014. Linezolid update: stable in vitro 

activity following more than a decade of clinical use and summary of associated 

resistance mechanisms. Drug Resistance Updates, 17(1-2):1-12. 

Michael, C. A.; Dominey-Howes, D. & Labbate, M. 2014. The antimicrobial resistance 

crisis: causes, consequences, and management. Frontiers in Public Health, 2:145. 

Ministério da Saúde – Brasil. 2018. Plano de Ação Nacional de Prevenção e Controle da 

Resistência aos Antimicrobianos no Âmbito da Saúde Única. 

Mishra, S. & Imlay, J. 2012. Why do bacteria use so many enzymes to scavenge 

hydrogen peroxide? Archives of Biochemistry and Biophysics, 525(2): 145–160. 

Mo, Y. X.; Liu, D. L.; Gao, S. L.; Yin, X.C. 2019. Adenanthin Induces Differentiation 

of Acute Promyelocytic Leukemia Cells by Targeting Peroxiredoxin III. 

Zhongguo Shi Yan Xue Ye Xue Za Zhi.(4):1083-1087. Chinese. doi: 

10.19746/j.cnki.issn.1009-2137.2019.04.015. PMID: 31418361. 

Moss, C. W.; Samuels, S. B.; Weaver, R. E. 1972. Cellular fatty acid composition of 

selected Pseudomonas species. Appl Microbiol. 24(4):596-8. PMID: 4628797; 

PMCID: PMC380620. 

Muchowicz, A.; Firczuk, M.; Chlebowska, J.; Nowis, D.; Stachura, J.; Barankiewicz, J.; 

Trzeciecka, A.; Kłossowski, S.; Ostaszewski, R.; Zagożdżon, R.; Pu, J. X.; Sun, 

H. D.; Golab, J. 2014. Adenanthin targets proteins involved in the regulation of 

disulphide bonds. Biochemical Pharmacology, 89(2):210-6. 

Murata, T.; Tseng, W.; Guina, T.; Miller, S. I.; Nikaido, H. 2007. PhoPQ-mediated 

regulation produces a more robust permeability barrier in the outer membrane of 

Salmonella enterica serovar typhimurium. Jounal of Bacteriology, 189(20):7213-

22. 

Netto, L. E. S.; Chae, H. Z.; Kang, S. W.; Rhee, S. G.; Stadtman, E. R. 1996. Removal 

of hydrogen peroxide by thiol-specific antioxidant enzyme (TSA) is involved with 

its antioxidant properties. TSA possesses thiol peroxidase activity. The Journal of 

Biological Chemistry, 271:15315-21. 



 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
“JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

Instituto de Biociências 
Câmpus do Litoral Paulista 

 

 

84 

 

Nguyen, D.; Joshi-Datar, A.; Lepine, F.; Bauerle, E.; Olakanmi, O.; Beer, K.; McKay, 

G.; Siehnel, R.; Schafhauser, J.; Wang, Y.; Britigan, B. E.; Singh, P. K. 2011. 

Active starvation responses mediate antibiotic tolerance in biofilms and nutrient-

limited bacteria. Science, 334: 982–986. 

Nieto, L. M.; Mehaffy, C.; Creissen, E.; Troudt, J.; Troy, A.; Bielefeldt-Ohmann, H.; 

Burgos, M.; Izzo, A.; Dobos, K. M. 2016. Virulence of Mycobacterium 

tuberculosis after Acquisition of Isoniazid Resistance: Individual Nature of katG 

Mutants and the Possible Role of AhpC. PLoS One, 11(11):e0166807. 

Niimura, Y.; Poole, L. B.; Massey, V. 1995. Amphibacillus xylanus NADH oxidase and 

Salmonella typhimurium alkyl-hydroperoxide reductase flavoprotein components 

show extremely high scavenging activity for both alkyl hydroperoxide and 

hydrogen peroxide in the presence of S. typhimurium alkyl-hydroperoxide 

reductase 22-kDa protein component. The Journal of Biological Chemistry, 270 

(43): 25645-25650. 

Nikaido, H.; Basina, M.; Nguyen, V.; Rosenberg, E. Y. 1998. Multidrug efflux pump 

AcrAB of Salmonella typhimurium excretes only those beta-lactam antibiotics 

containing lipophilic side chains. Journal of Bacteriology, 180(17):4686-92. 

Niles, J. C.; Wishnok, J. S. & Tannenbaum, S. R. 2006. Peroxynitrite-induced oxidation 

and nitration products of guanine and 8-oxoguanine: structures and mechanisms 

of product formation. Nitric Oxide : Biology and Chemistry, 14(2): 109–121. 

Nogueira, M. S.; Da Costa, F. B.; Brun, R.; Kaiser, M.; Schmidt, T. J. 2016. ent-

Pimarane and ent-Kaurane Diterpenes from Aldama discolor (Asteraceae) and 

Their Antiprotozoal Activity. Molecules, 21(9), 1237. 

Ogusucu, R.; Rettori, D.; Munhoz, D. C.; Netto, L. E. S., Augusto, O. 2007. Reactions 

of yeast thioredoxin peroxidases I and II with hydrogen peroxide and 

peroxynitrite: rate constants by competitive kinetics. Free Radical Biology & 

Medicine, 42(3):326-34. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2006.10.042. 

Oh, E. & Jeon, B. 2014. Role of alkyl hydroperoxide reductase (AhpC) in the biofilm 

formation of Campylobacter jejuni. PLoS One, 9:e87312. 

Oliveira M. A.; Netto, L. E.; Medrano, F.J.; Barbosa, J.A.; Alves, S.V.; Cussiol, J.R.; 

Guimarães, B.G. (2004). Crystallization and preliminary X-ray diffraction 

analysis of an oxidized state of Ohr from Xylella fastidiosa. Acta Crystallogr D 

Biol Crystallogr. 60: 337-9.  

Oliveira, M. A.; Discola, K. F.; Alves, S. V. Medrano, F. J.; Guimarães, B. G. & Netto, 

L. E. 2010. Insights into the specificity of thioredoxin reductase-thioredoxin 

interactions. A structural and functional investigation of the yeast thioredoxin 

system. Biochemistry, 49: 3317-3326. 

O'Shea, R.; Moser, H. E. 2008. Physicochemical properties of antibacterial compounds: 

implications for drug discovery. Journal of Medicinal Chemistry, 51(10):2871-8. 

Oteo, J.; Aracil, M. B. 2015. Molecular characterization of resistance mechanisms: 

methicillin resistance Staphylococcus aureus, extended spectrum β-lactamases 

and carbapenemases. Enfermedades Infecciosas y Microbiologia Clinica, 2:27–

33, 2015. 

Parsonage, F.; Youngblood, D. S.; Sarma, G. N.; Wood, Z. A.; Karplus, P. A.; Poole, L. 

B. 2005. Analysis of the link between enzymatic activity and oligomeric state in 

AhpC, a bacterial peroxiredoxin. Biochemistry, 44:10583-92. 

Peskin, A. V.; Cox, A. G.; Nagy, P.; Morgan, P. E.; Hampton, M. B.; Davies, M. J.; 

Winterbourn, C. C. 2010. Removal of amino acid, peptide and protein 



 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
“JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

Instituto de Biociências 
Câmpus do Litoral Paulista 

 

 

85 

 

hydroperoxides by reaction with peroxiredoxins 2 and 3. The Biochemical 

Journal, 432, 313–21. 

Piddock, L. J. 2012. The crisis of no new antibiotics—what is the way forward? The 

Lancet Infectious Diseases, 12(3):249–253. 

Poole, L. B. & Ellis, H. R. 1996. Flavin-dependent alkyl hydroperoxide reductase from 

Salmonella typhimurium. 1. Purification and enzymatic activities of overexpressed 

AhpF and AhpC proteins. Biochemistry, 35:56-64. 

Poole, L. B.; Hall, A. & Nelson, K. J. 2011. Overview of peroxiredoxins in oxidant 

defense and redox regulation. Current Protocols in Toxicology, Capítulo 

7:Unidade7.9. doi: 10.1002/0471140856.tx0709s49. 

Prolo, C.; Alvarez, M. N. & Radi, R. 2013. Peroxynitrite, a potent macrophage-derived 

oxidizing cytotoxin to combat invading pathogens. BioFactors (Oxford, England), 

40(2): 215–25. 

Prost, I.; Dhondt, S.; Rothe, G.; Vicente, J.; Rodriguez, M. J.; Kift, N.; Carbonne, F.; 

Griffiths, G.; Esquerré-Tugayé, M. T.; Rosahl, S.; Castresana, C.; Hamberg, M.; 

Fournier, J. 2005. Evaluation of the antimicrobial activities of plant oxylipins 

supports their involvement in defense against pathogens. Plant Physiol., 

139(4):1902-13. doi: 10.1104/pp.105.066274. Epub 2005 Nov 18. PMID: 

16299186; PMCID: PMC1310568. 

Purrello, S. M.; Garau, J.; Giamarellos, E.; Mazzei, T.; Pea, F.; Soriano, A.; Stefani, S. 

2016. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus infections: A review of the 

currently available treatment options. Journal of Global Antimicrobial Resistance, 

7:178–186. 

Radi, R. 2018. Oxygen radicals, nitric oxide, and peroxynitrite: Redox pathways in 

molecular medicine. Proceedings of the National Academy of Sciences, 115:(23) 

5839-5848. 

Reardon, S. 2015. Spread of antibiotic-resistance gene does not spell bacterial 

apocalypse — yet. Nature, doi: 10.1038/nature.2015.19037. 

Rhee, S. G. 2016. Overview on Peroxiredoxin. Molecules and Cells, 39(1):1-5. 

Roberts, B. & Hirst, R. 1996. Identification and characterisation of a superoxide 

dismutase and catalase from Mycobacterium ulcerans. Journal of Medical 

Microbiology, 45(5):383–7. 

Rossolini, G. M.; Arena, F.; Pecile, P; Pollini, S. 2014. Update on the antibiotic 

resistance crisis. Current Opinion in Pharmacology, 18:56–60. 

Rudin, L.; Sjöström, J-A.; Lindberg, M.; Philipson, L. 1974. Factors Affecting 

Competence for Transformation in Staphylococcus aureus. Journal of 

Bacteriolgy, 118(1): 155–164. 

Salmelin, C.; Hovinen, J.; Vilpo, J. 2000. Polymyxin permeabilization as a tool to 

investigate cytotoxicity of therapeutic aromatic alkylators in DNA repair-deficient 

Escherichia coli strains. Mutation Research, 467(2):129-38. 

Scudamore, R. A.; Beveridge, T. J.; Goldner, M. 1979. Outer-membrane penetration 

barriers as components of intrinsic resistance to beta-lactam and other antibiotics 

in Escherichia coli K-12. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, 15(2):182-9. 

Shatalin, K.; Shatalina, E.; Mironov, A.; Nudler, E. 2011. H2S: a universal defense 

against antibiotics in bacteria. Science, 334(6058):986–990. 

Soethoudt, M.; Peskin, A. V.; Dickerhof, N.; Paton, L. N.; Pace, P. E. & Winterbourn, 

C. C. 2014. Interaction of adenanthin with glutathione and thiol enzymes: 

selectivity for thioredoxin reductase and inhibition of peroxiredoxin recycling. 

Free Radicals in Biology and Medicine, 77:331-9. 

https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25289458


 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
“JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

Instituto de Biociências 
Câmpus do Litoral Paulista 

 

 

86 

 

Strebhardt, K. & Ullrich, A. 2008. Paul Ehrlich’s magic bullet concept: 100 years of 

progress. Nature reviews: Cancer, 8(6):473–80. 

Sugadev, R.; Ponnuswamy, M. N. & Sekar, K. 2011. Structural analysis of NADPH 

depleted bovine liver catalase and its inhibitor complexes. International Journal 

of Biochemistry and Molecular Biology, 2(1):67–77. 

Tairum, C. A.; Oliveira, M. A.; Horta, B. B.; Zara, F. J.; Netto, L. E. S.. 2012. Disulfide 

biochemistry in 2-cys peroxiredoxin: requirement of Glu50 and Arg146 for the 

reduction of yeast Tsa1 by thioredoxin. Journal of Molecular Biology, 424:28–41. 

Tairum, C. A.; Santos, M. C.; Breyer, C. A.; Geyer, R. R.; Nieves, C. J.; Portillo-

Ledesma, S.; Ferrer-Sueta, G.; Toledo Jr, J. C.; Toyama, M. H.; Augusto, O. 

Netto, L. E. S.; de Oliveira, M. A. 2016. Catalytic Thr or Ser Residue Modulates 

Structural Switches in 2-Cys Peroxiredoxin by Distinct Mechanisms. Scientific 

Reports, 6: 33133. 

Teixeira, F.; Tse, E.; Castro, H.; Makepeace, K. A. T.; Meinen, B. A.; Borchers, C. H.; 

Poole, L. B.; Bardwell, J. C.; Tomás, A. M.; Southworth, D. R.; Jakob, U. 2019. 

Chaperone activation and client binding of a 2-cysteine peroxiredoxin. Nature 

Communications, 10: 659. 

Tirapelli, C. R.; Ambrosio, S. R.; da Costa, F. B. & de Oliveira, A. M.2008. Diterpenes : 

A Therapeutic Promise for Cardiovascular Diseases. Recent Patents on 

Cardiovascular Drug Discovery, 3(1):1-8. 

Underhill, D. M. & Ozinsky, A. 2002. Phagocytosis of microbes: complexity in action. 

Annual Review of Immunology, 20: 825–52. 

Vaara, M. 1992. Agents that increase the permeability of the outer membrane. 

Micobiological Reviews, 56(3):395-411. 

Vaara. M. 2019. Polymyxin Derivatives that Sensitize Gram-Negative Bacteria to Other 

Antibiotics. Molecules, 24(2): 249. 

Vandresen, F.; Schmitt, E.; Kato, L.; de Oliveira, C. M. A.; Amado, C. A. B.; da Silva, 

C. C. 2010. Constituintes químicos e avaliação das atividades antibacteriana e 

antiedematogênica de Aloysia gratissima (Gillies & Hook.) Tronc. e Aloysia 

virgata (Ruiz & Pav.) Pers., Verbenaceae Brazilian Journal of Pharmacognosy, 

20(3): 317-321. 

Ventola, C. L. 2015. The antibiotic resistance crisis: part 1: causes and threats. P & T : 

A Peer-Reviewed Journal for Formulary Management, 40(4):277–83. 

Vignols, F.; Bréhélin, C.; Surdin-Kerjan, Y.; Thomas, D.; Meyer, Y. 2005. A yeast two-

hybrid knockout strain to explore thioredoxin-interacting proteins in vivo. 

Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA, 102:16729-34. 

Viljanen, P.; Vaara, M. 1984. Susceptibility of gram-negative bacteria to polymyxin B 

nonapeptide. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, 25(6):701-5. 

Wang, X.; Zhao, X.; Malik, M.; Drlica, K. 2010. Contribution of reactive oxygen 

species to pathways of quinolone-mediated bacterial cell death. The Journal of 

Antimicrobial Chemotherapy, 65(3):520–524. 

Washburn, R. S.; Marra, A.; Bryant, A. P.; Rosenberg, M.; Gentry, D. R. 2001. rho Is 

Not Essential for Viability or Virulence in Staphylococcus aureus. Antimicrobial 

Agents and Chemotherapy, 45(4):1099-1103. 

WHO/IACG – World Health Organization/ Interagency Coordination Group on 

Antimicrobial Resistance. 2019. No time to wait: securing the future from drug-

resistant infections (Report to the secretary-general of the united nations). 

Wood, Z. A.; Schröder, E.; Robin Harris, J. & Poole, L. B. 2003. Structure, mechanism 

and regulation of peroxiredoxins. Trends in Biochemical Sciences, 28(1):32–40. 



 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
“JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

Instituto de Biociências 
Câmpus do Litoral Paulista 

 

 

87 

 

Wood, Z. A.; Poole, L. B. & Karplus, P. A. 2003. Peroxiredoxin evolution and the 

regulation of hydrogen peroxide signaling. Science, 300(5619):650–653. 

Yeom, J.; Imlay, J. A.; Park, W. 2010. Iron homeostasis affects antibiotic-mediated cell 

death in Pseudomonas species. The Journal of Biological Chemistry, 

285(29):22689–22695. 

Zeida, A.; Reyes, A. M.; Lichtig, P.; Hugo, M.; Vazquez, D. S.; Santos, J.; González 

Flecha, F. L.; Radi, R.; Estrin, D. A.; Trujillo, M. 2015. Molecular Basis of 

Hydroperoxide