1 

 

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 

FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS 

CÂMPUS DE JABOTICABAL 

 

 

 

 

 

 

 

 

IDENTIFICAÇÃO DE Plasmodium spp. EM PRIMATAS 
NEOTROPICAIS E EM ANOFELINOS EM MUNICÍPIOS 

DA ILHA DE SÃO LUÍS, ESTADO DO MARANHÃO, 
BRASIL 

 

 

 

 

Mayra Araguaia Pereira Figueiredo 

Médica Veterinária 

 

 

 

 

 

 

2015 



2 

 

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 

FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS 

CÂMPUS DE JABOTICABAL 

 

 

 

 

IDENTIFICAÇÃO DE Plasmodium spp. EM PRIMATAS 
NEOTROPICAIS E EM ANOFELINOS EM MUNICÍPIOS 

DA ILHA DE SÃO LUÍS, ESTADO DO MARANHÃO, 
BRASIL 

 

 

Mayra Araguaia Pereira Figueiredo 

 

Orientadora: Profa. Dra. Rosangela Zacarias Machado 

 

 

Tese apresentada à Faculdade de Ciências 
Agrárias e Veterinárias – Unesp, Câmpus 
Jaboticabal, como parte das exigências para 
obtenção do título de Doutor em Medicina 
Veterinária, área: Patologia Animal.  

 

 

 

 

2015 



3 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 
 
Figueiredo, Mayra Araguaia Pereira 

F475i Identificação de Plasmodium spp. em primatas neotropicais e em 
anofelinos em municípios da Ilha de São Luís, Estado do Maranhão, 
Brasil. / Mayra Araguaia Pereira Figueiredo. – – Jaboticabal, 2015 

x, 138 p.  il.  ; 28 cm 
 
Tese (doutorado) - Universidade Estadual Paulista, Faculdade de 

Ciências Agrárias e Veterinárias, 2015 
Orientador:  Rosangela Zacarias Machado 
Banca examinadora: Rosely dos Santos Malafronte, Tiago Wilson 

Patriarca Mineo, Marcos Rogério André,  Ana Patrícia Yatsuda Natsui 
Bibliografia 
 
1. Diagnóstico molecular. 2. Anopheles spp. 3. Malária. I. Título. 

II. Jaboticabal-Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias. 
 

CDU 616.936..636.97 
 

Ficha catalográfica elaborada pela Seção Técnica de Aquisição e Tratamento da Informação – 
Serviço Técnico de Biblioteca e Documentação - UNESP, Câmpus de Jaboticabal. 

 
 

 

 

 



4 

 

 

 

 

 



5 

 

DADOS CURRICULARES DO AUTOR 

 

 

MAYRA ARAGUAIA PEREIRA FIGUEIREDO – nasceu na cidade de 
Imperatriz, Maranhão, no dia 25 de agosto de 1983. É médica veterinária, 
formada pela Universidade Estadual do Maranhão (UEMA), Câmpus de São 
Luís-MA, em 2009. Durante o curso de graduação, foi bolsista de iniciação 
científica do PIBIC-CNPq. Prestou serviços para o Instituto Interamericano de 
Cooperação para a Agricultura – Escritório Maranhão (IICA-MA) nos anos de 
2008 e 2009, como coordenadora de cursos para trabalhadores rurais e 
profissionais do campo (Técnicos Agrícolas, Agrônomos, Zootecnistas e 
Médicos Veterinários). Em agosto de 2009, ingressou no Curso de Pós-
Graduação em Medicina Veterinária, área de concentração Patologia Animal, 
na Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias- FCAV-Unesp, câmpus de 
Jaboticabal- SP, sob orientação da Profa. Dra. Rosangela Zacarias Machado 
e coorientação da Dra. Silvia Maria Fátima Di Santi, com bolsa concedida pela 
Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo, (FAPESP, 
Processo 10/01598-9). Mestre em Medicina Veterinária em 2012. Iniciou 
curso de doutorado em Medicina Veterinária (área de concenração Patologia 
Animal) em março de 2012, sob orientação da Profa. Dra. Rosangela Zacarias 
Machado e coorientação da Dra. Silvia Maria Fátima Di Santi, com bolsa 
concedida pela FAPESP (Processo 12/03961-9). Entre agosto e dezembro de 
2012 ministrou a disciplina de Parasitologia no curso de Ciências Biológicas 
da FCAV-Unesp, com bolsa didática da instituição, e nesse período orientou 
estágio docência de doutoranda da FCAV-Unesp. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



6 

 

 

 

 

 

 

 

 

 
“Os homens fazem a sua própria história, mas não a fazem como querem, 

não a fazem sob circunstâncias de sua escolha e sim sob aquelas com que se 
defrontam diretamente, legadas e transmitidas pelo passado.”  

Karl Marx 
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

“Só erra quem produz. Mas só produz quem não tem medo de errar.” 

Autor Desconhecido 

 

 

 

 

 

 



7 

 

 

 Ao meu filho, Olivier Nolan, em especial, por     

      me ensinar o que há de mais importante na vida, 

           ser um cidadão consciente dotado de compaixão. 

 

 

 

 

 

 Aos meus pais, Valter Cezar e Tereza, pelo amor e carinho  

                                     incondicional e pelos exemplos de vida.  

 

 

 

Á minha irmã, pelo carinho, zelo e pelos momentos     

                                                            compartilhados. 

 

 

 

Ao meu marido, Wilson, pelos incentivos, pela  

compreensão e parceria no trabalho  e por todo  

                                                                o amor. 

 

 

 

 

 Dedico.  



8 

 

AGRADECIMENTOS 

 

 À profa. Dra. Rosangela Zacarias Machado por ter me orientado, pelos 
ensinamentos e desafios.  
 
À profa. Dra. Silvia Maria Fátima Di Santi pelos ensinamentos, dedicação, 
respeito e acima de tudo, pelo carinho com que sempre tratou a mim e a este 
trabalho. 
 
À Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo – FAPESP, pela 
concessão da bolsa de doutorado (Processo 12/03961-9) e auxílio à pesquisa 
(Processo 10/12820-4), viabilizando a realização deste trabalho.  
 
Aos funcionários do Centro de Triagem de Animais Silvestres (CETAS) de 
São Luís, em especial, Valmir e Claudenir, que sempre me receberam com 
respeito, carinho e alegria.  
 
Ao amigo Roberto Veloso, que sempre contribuiu com minha vida acadêmica 
desde a graduação, no qual me orientou no meu primeiro estágio, no CETAS 
de São Luís. E desde então, sempre auxiliou em tudo que precisei para 
realizar meus trabalhos. 
 
Aos funcionários do Sítio Aguahy, em especial Dona Maria e seu João, pela 
ajuda e carinho com que sempre me recebem.  
Aos amigos e professores da Universidade Estadual do Maranhão (UEMA) 
que sempre disponibilizaram os laboratórios.  
 
Aos funcionários da FUNASA de São Luís pelo apoio técnico na captura e 
identificação dos anofelinos. Em especial a Orzinete Rodrigues Soares 
Chefe do Departamento de Endemias da Secretaria de Estado da  Saúde 
(SES-MA) e Elizaldo Costa. 
 
Aos biólogos Agostinho Pereira e Joudellys Andrade pela disposição em 
auxiliar nas capturas e pela identificação de anofelinos. 
 
Aos amigos do Laboratório de Imunoparasitologia, Márcia, Carla, Aline, Paulo, 
Otávio, Jenevaldo, Carlos, Luís, e Marquinhos (prof. Marcos), por compartilhar 
seus conhecimentos, pela colaboração e claro, pelas boas risadas.  
 
Aos queridos colegas doadores de sangue para a cultura de Plasmodium 
falciparum, Jean, João, Renan, Adoni e Simone. Que deram “o sangue” para 
essa pesquisa. 
 
À Rafa pelas boas conversas, colaboração e algumas vezes terapia.  
 
Às amigas do Laboratório de Malária da SUCEN, Gisele, Juliana, Angélica,  e 
Dida, que sempre me receberam com novidades e carinho. 
 



9 

 

Aos meus pais pelo apoio dado sempre que solicitado e principalmente nos 
períodos de trabalho de campo. 
 
Ao meu esposo pela fundamental participação na captura dos primatas e 
anofelinos. Que não literalmente deu seu sague para me ajudar 
 
A todos os funcionários do Departamento de Patologia Veterinária. 
 
Ao Arvelino pelo seu trabalho. 
 
A todos os animais do CETAS de São Luís, no qual devo meu aprendizado, 
minhas indagações e meu amor por trabalhar com o desconhecido. Sem os 
quais, este trabalho e os outros que o precederam, não teriam existido. 
 

 A todos,  

MUITO OBRIGADA! 

 



viii 

 

SUMÁRIO 
 

LISTA DE FIGURAS ...................................................................................................... xi 
LISTA DE TABELAS .................................................................................................... xv 
RESUMO ...................................................................................................................... xvi 
ABSTRACT ................................................................................................................. xvii 
1.  INTRODUÇÃO ........................................................................................................... 1 
2. REVISÃO DE LITERATURA ...................................................................................... 2 
2.1  Malária: aspectos gerais ....................................................................................... 2 
2.2 Malária no Mundo e no Brasil ................................................................................ 5 
2.3 Malária no Estado do Maranhão ........................................................................... 9 
2.4 Malária em primatas não humanos ..................................................................... 11 
2.5 Anofelinos: mosquitos vetores ........................................................................... 14 
2.6 Anofelinos e malária simiana .............................................................................. 17 
2.7 Métodos de diagnóstico da malária .................................................................... 21 
2.7.1 Diagnóstico morfológico .................................................................................. 21 
2.7.2 Teste imunocromatográfico de diagnóstico rápido (TDR) ........................... 22 
2.7.3 Diagnóstico sorológico ..................................................................................... 23 
2.7.4 Diagnóstico molecular ...................................................................................... 24 
3. OBJETIVOS .............................................................................................................. 27 
3.1 Geral ....................................................................................................................... 27 
3.2 Específicos ............................................................................................................ 27 
4. MATERIAL E MÉTODOS ......................................................................................... 28 
4.1 Aspectos éticos ..................................................................................................... 28 
4.2 Áreas de estudo .................................................................................................... 28 
4.2.1 Centro de Triagem de Animais Silvestres de São Luís ................................. 29 
4.2.2 Reserva Particular Sítio Aguahy, São José de Ribamar ............................... 30 
4.2.3 Sítio Mangalho, Área de Proteção Ambiental do Maracanã (APA), São Luís
 ....................................................................................................................................... 31 
4.3 Espécies amostradas ........................................................................................... 32 
4.4 Captura de primatas ............................................................................................. 32 
4.5 Contenção física e química ................................................................................. 33 
4.6 Colheita de amostra biológica de sangue ......................................................... 33 
4.7 Captura e identificação de anofelinos ................................................................ 36 
4.8 Processamento das amostras ............................................................................. 43 
4.8.1 Confecção de lâminas de esfregaço sanguíneo e gota espessa ................. 43 
4.8.2 Diagnóstico imunocromatográfico – Teste de Diagnóstico Rápido (TDR). 43 
4.8.3 Diagnóstico molecular ...................................................................................... 45 
4.8.3.1 Extração de DNA de amostras de sangue de primatas neotropicais ....... 45 
4.8.3.2 Extração de DNA de “pool” de anofelinos .................................................. 46 
4.8.3.3 Reação em Cadeia da Polimerase – PCR convencional ............................ 46 
4.8.3.4 Eletroforese de DNA em gel de agarose ...................................................... 51 
4.8.3.5 Sequenciamento ............................................................................................. 52 
4.8.3.6 Análise das sequências ................................................................................. 52 
4.8.3.7 PCR em tempo real para identificação do gênero Plasmodium baseada 
no gene 18S em amostras de sangue de primatas neotropicais e em “pools” de 
anofelinos .................................................................................................................... 53 
4.8.3.7.1 Amplificação de fragmento do gene 18S de DNA para construção de 
plasmídeos ................................................................................................................... 53 
4.8.4.7.2 Preparo de plasmídeo para uso em PCR em tempo real ........................ 53 
4.8.3.7.3 Descrição da reação da PCR em tempo real para Plasmodium ............ 56 



ix 

 

4.8.3.8 Amplificação Mediada por Circuito Isotérmico – Loop-Mediated 
Isothermal Amplification (LAMP) para identificação de Plasmodium em 
amostras de sangue de primatas neotropicais e em  ‘pollos’ de anofelinos ...... 56 
4.8.4 Testes sorológicos ............................................................................................ 57 
4.8.4.1 Manutenção de cultura de Plasmodium falciparum ................................... 57 
4.8.4.1.1 Obtenção de antígenos de Plasmodium falciparum para confecção de 
lâminas de Imunofluorescência Indireta .................................................................. 58 
4.8.4.1.2 Preparação do antígeno solúvel de proteínas de roptrias de P. 
falciparum para ELISA-teste ...................................................................................... 59 
4.8.4.2 Infecção de camundongos BALB/c com cepa de Plasmodium berghei .. 60 
4.8.4.2.1 Obtenção de antígenos de Plasmodium berghei para confecção de 
lâminas de imunofluorescência indireta .................................................................. 60 
4.8.4.2.2 Preparação do antígeno solúvel de proteínas de roptrias de 
Plasmodium berghei para ELISA-teste .................................................................... 61 
4.8.4.3 Visibilização das proteínas solúveis de roptrias de P. falciparum e P. 
berghei em gel de poliacrilamida (SDS-PAGE) ....................................................... 61 
4.8.4.4 Reatividade das proteínas solúveis de roptrias de P. falciparum e P. 
berghei pelo Western blotting ................................................................................... 62 
4.8.4.5 Análise da reação das proteínas solúveis de roptrias de P. falciparum e 
P. berghei pelo Dot-ELISA ......................................................................................... 63 
4.8.4.6 Reação de imunofluorescência indireta (RIFI) ............................................ 64 
4.8.4.6.1 Descrição da RIFI para Plasmodium falciparum e P. berghei ................ 64 
4.8.4.6.2 Descrição da RIFI para Plasmodium malariae ......................................... 65 
4.8.4.7 Descrição da reação do ELISA-teste usando antígeno solúvel de 
proteínas de roptrias de P. falciparum e de P. berghei .......................................... 65 
4.8.5 Identificação molecular da fonte alimentar de anofelinos ............................ 66 
5. RESULTADOS ......................................................................................................... 69 
5.1 Espécies de primatas não humanos amostradas ............................................. 69 
5.2 Diagnóstico morfológico: gota espessa e esfregaço sanguíneo ................... 69 
5.3 Diagnóstico imunocromatográfico – Teste de Diagnóstico Rápido (TDR) .... 70 
5.4 Diagnóstico molecular ......................................................................................... 70 
5.4.1 PCR convencional para pesquisa de Plasmodium spp. em amostras de 
sangue de primatas neotropicais .............................................................................. 70 
5.4.1.1 Análise das sequências de Plasmodium de amostras de primatas 
neotropicais ................................................................................................................. 73 
5.4.1.2 Pesquisa de DNA de Plasmodium pela PCR em tempo real (qPCR) ........ 74 
5.4.1.3 Pesquisa de DNA de Plasmodium pela técnica de LAMP ......................... 74 
5.5 Diagnóstico sorológico ........................................................................................ 76 
5.5.1 Pesquisa de anticorpos anti-Plasmodium spp. em amostras de soro de 
primatas neotropicais pela RIFI, utiliando antígenos de P. falciparum e P. 
malariae ........................................................................................................................ 76 
5.5.2 Confirmação da separação das proteínas solúveis de roptrias de P. 
falciparum e P. berghei pelo SDS-PAGE e Western blotting ................................. 77 
5.5.3 Pesquisa de reatividade anti-Plasmodium spp. pelo ELISA-teste indireto 
em soro de humanos (controles positivos e negativos), usando antígenos de 
proteínas de roptrias de P. falciparum e de P. berghei .......................................... 79 
5.6 Pesquisa de Plasmodium spp. em “pools” de  anofelinos ............................. 81 
5.6.1 Espécies de anofelinos e pontos de captura ................................................. 81 
5.6.2 Diagnóstico molecular em amostras de DNA de “pool” de anofelinos ...... 83 
5.6.2.1 PCR convencional e sequenciamento ......................................................... 83 
5.7  Identificação molecular de fonte alimentar de anofelino ................................ 84 
6. DISCUSSÃO ............................................................................................................. 85 
7. CONCLUSÃO ........................................................................................................... 96 



x 

 

8. REFERÊNCIAS ........................................................................................................ 97 
APÊNDICE A .............................................................................................................. 115 
APÊNDICE B .............................................................................................................. 119 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 



xi 

 

LISTA DE FIGURAS 
 

Figura 1. Ciclo de vida do Plasmodium no vetor e no hospedeiro vertebrado. 
ilustrando as fases pré-eritrocítica e eritrocítica. Fonte: adaptado de Suh, Kain e 
Keystone (2004). ...................................................................................................................... 5 

Figura 2. Áreas de transmissão da malária no mundo: em vermelho, área de 
transmissão de malária; amarelo, área onde a doença ocorre em algumas partes; em 
verde, área onde não se conhece casos de malária autóctone. Fonte: adaptado de 
CDC (2015). .............................................................................................................................. 7 

Figura 3. Fases do ciclo biológico de Anopheles: ovo, larva, pupa e adulto. Fonte: 
Carmo (2006). ........................................................................................................................ 15 

Figura 4. Interações entre mosquitos-hospedeiros e a possível resposta de 
mosquitos antropofílicos aos odores voláteis de hospedeiros humanos e primatas 
não humanos. Adaptado de Verhulst, Smallegange e Takken, 2012. .......................... 18 

Figura 5. Vista aérea das instalações do CETAS de São Luís-MA (à esquerda) e 
imagem da entrada do centro (à direita). Fonte: Digital Globe. ...................................... 29 

Figura 6. Imagem de satélite da Reserva Particular Sítio Aguahy mostrando a 
delimitação da reserva. Fonte: Google Maps. ................................................................... 30 

Figura 7. Imagem de satélite da Ilha de São Luís do Maranhão identificando a 
localização do Sítio Mangalho na APA do Maracanã, município de São Luís. ........... 31 

Figura 8. Colheita de sangue em primata neotropical sob efeito de contenção 
química: A – venopunção da veia jugular de Sapajus sp.; B – venopunção da veia 
femoral de Saimiri sciureus. ................................................................................................. 34 

Figura 9. Espécime de Sapajus sp., macho, capturado no Sítio Aguahy, município de 
São José de Ribamar-MA, marcado com tinta vermelha após colheita de sangue. ... 35 

Figura 10. Punção digital em exemplar de Saimiri sciureus para o preparo das 
lâminas de esfregaço sanguíneo e gota espessa. ........................................................... 35 

Figura 11.  Fluxograma com o número de amostras de sangue colhidas e os 
respectivos exames realizados no período 2009 a 2015. ............................................... 36 

Figura 12. Armadilha tipo CDC montada no Sítio Aguahy, São José de Ribamar-MA: 
A – armadilha sendo colocada na copa das árvores; B- ponto de captura de 
anofelinos próximo à coleção de água. .............................................................................. 37 

Figura 13. Demonstração do uso do capturador de sucção tipo Castro (seta grossa) e 
transferência do mosquito diretamente para gaiola telada de armazenamento (seta 
fina). ......................................................................................................................................... 38 

Figura 14. Armadilha Shannon montada em trilha do Sítio Aguahy, São José de 
Ribamar, Estado do Maranhão. ........................................................................................... 38 



xii 

 

Figura 15. Pesquisa de criadouros de anofelinos em área de mangue no Sítio 
Aguahy, São Jose de Ribamar, Maranhão: A – área de mangue no período seco 
(janeiro de 2013); B – mangue bem próximo da área de praia. ..................................... 39 

Figura 16. Imagem dos pontos de capturas de anofelinos no período de junho a julho 
de 2013 no Sítio Aguahy, São José de Ribamar-MA: A – imagem de satélite dos 
pontos de capturas; B - Laguinho artificial (área de mata aberta), primeiro ponto de 
captura no Sítio Aguahy. Nesse ponto foi utilizada atração humana protegida; C – 
armadilha luminosa tipo CDC colocada a dois metros do solo, na parte do córrego 
que leva água ao laguinho artificial; URA de 86% e temperatura de 26,7ºC; 
Coordenadas 02.644.35’S, 04.413.955’O. ......................................................................... 40 

Figura 17. Captura de anofelino no Sítio Mangalho, localizada na APA do Maracanã, 
São Luís, Maranhão, no mês de julho de 2013. Armadilha Shanonn com uso de isca 
luminosa e iscas humanas protegidas. .............................................................................. 41 

Figura 18.  Fluxograma dos trabalhos realizados com os anofelinos, desde a captura 
até o processamento das amostras de DNA. .................................................................... 42 

Figura 19. Características do kit imunocromatográfico “First response Malaria Ag. 
pLDH/HRP2 Combo P.f. and PAN Detection Card Test” mostrando teste válido e 
negativo para as quatro espécies P. vivax, P. falciparum, P. malariae e P. ovale: 
setas – indicação na membrana onde ocorre a reação antígeno-anticorpo; poço para 
depósito da amostra; e poço para depósito do tampão................................................... 45 

Figura 20. Mapa do vetor de clonagem pGEM-T Easy (Promega®, Madison, 
Wisconsin,Estados Unidos).................................................................................................. 54 

Figura 21. Imagem de gel de agarose 2% do protocolo gênero-específico de Gama et 
al. (2007) que resulta em um fragmento de 84 pb. Usou-se na primeira canaleta o 
marcador molecular de 50 pb (Life Technologies); Canaleta 2 e 3: controles positivos 
usados como DNA molde de P. falciparum e P. malariae, respectivamente. Canaletas 
4 a 10: clones de P. falciparum (PF1, PF2, PF3 e PF4) e P. malariae (PM1, PM2 e 
PM3), respectivamente. ........................................................................................................ 55 

Figura 22. Fotomicrografia dos parasitas visualizados por microscopia de luz em 
lâminas de esfregaço sanguíneo de primatas neotropicais amostrados no CETAS-
São Luís: A – trofozoítas em forma de anel de amostra de Sapajus sp. (macho); B – 
trofozoíta de amostra de Callithrix jacchus (macho). Coloração de Giemsa, objetiva 
100x. ........................................................................................................................................ 70 

Figura 23. Fotografia de eletroforese em gel de agarose 1% corado com brometo de 
etídeo. Os produtos amplificados são relativos a primeira reação da PCR descrita por 
Rubio et al. (1999) para identificação de Plasmodium, na qual podem ser 
visualizados um fragmento de 231pb referente ao gene endógeno (fragmento 18S de 
DNA conservado entre as espécies de mamíferos); e outro fragmento maior, gênero-
específico de 783 a 821 pb, que identifica positividade para Plasmodium (o tamanho 
varia de acordo com a espécie). Foi usado marcado de peso molecular de 100 pb 
(primeira canaleta), seguido do controle negativo (água ultrapura), dos controles 



xiii 

 

positivos para P. vivax (PV), para P. malariae (PM) e para P. falciparum (PF), 
respectivamente, e amostras-teste. .................................................................................... 71 

Figura 24. Fotografia de eletroforese em gel de agarose 2% corado com brometo de 
etídeo. Os produtos mostrados são relativos à primeira reação da PCR padronizada 
por Kimura et al. (1997) para o gênero Plasmodium. Foi usado marcado de peso 
molecular de 50 pb (primeira canaleta), seguido do controle positivo de P. falciparum 
(PF), controle negativo (água ultrapura) e as amostras-teste de Callithrix jacchus 
(107 a 109) e de Saimiri sciureus (110 a 113). As amostras positivas amplificaram na 
altura de 110pb (106 a 113). ................................................................................................ 72 

Figura 25. Fotografia de eletroforese em gel de agarose 1% corado com brometo de 
etídeo. Os produtos mostrados são relativos à primeira reação da PCR padronizada 
por Snounou et al. (1993) para identificação do gênero Plasmodium. Foi usado 
marcado molecular de 100 pb (primeira canaleta), seguido do controle positivo de P. 
falciparum (PF), controle negativo (água ultrapura) e as amostras-teste de Sapajus 
sp. do CETAS-São Luís. As amostras positivas amplificaram na altura de 1200pb 
(127, 128, 129, 131 e 65). .................................................................................................... 73 

Figura 26. Fotografia de eletroforese em gel de agarose 2% corado com brometo de 
etídeo. O produto amplificado é da reação espécie-específica para P. malariae, que 
gera fragmento de 144pb (SNOUNOU et al. 1993). Primeira canaleta: marcador 
molecular de 100pb, seguido de controles positivos para P. malariae, da água 
ultrapura (controle negativo) e das amostras-teste (120 a 130). A amostra 123 é de 
exemplar de Sapajus sp. do CETAS-São Luís. ................................................................ 73 

Figura 27. Curva de amplificação do DNA de Plasmodium spp. pela técnica de LAMP 
usando controles positivos para P. vivax (Pv), P. malariae (Pm) e P. falciparum (Pf) e 
plasmídeo construído a partir de fragmento de DNA de P. falciparum  diluídos na 
base 10. ................................................................................................................................... 75 

Figura 28. Curvas de dissociação de produtos amplificados pelo LAMP de 
Plasmodium spp. Controles positivos para P. vivax (Pv), P. malariae (Pm) e P. 
falciparum (Pf) e plasmídeo construído a partir de fragmento 18S de DNA de P. 
falciparum  diluídos na base 10. .......................................................................................... 76 

Figura 29. Fotomicrografia da reação de imunofluorescência indireta para pesquisa 
de anticorpos contra P. malariae: A – soro humano controle positivo, objetiva de 
100x; B – soro controle humano negativo, objetiva de 40x; C – amostra 
sororreagente na diluição 1:20 de exemplar de Sapajus (macho) do CETAS-São 
Luís, objetiva de 40x. ............................................................................................................ 77 

Figura 30. Eletroforese em gel de poliacrilamida 12% (SDS-PAGE), corado com 
Comassie Briliant Blue R-250, de amostras protéicas de roptrias de cultura de P. 
falciparum e de inoculação em camundongos BALB/c com cepa de P. berghei. Foi 
usado na linha 1 marcador de peso molecular Unstained Protein (Thermo Scientific), 
seguido (2 a 5) de fração de proteínas de roptrias de P.falciparum e P. berghei (6 a 
9). ............................................................................................................................................. 78 



xiv 

 

Figura 31. Visibilização da fração de proteínas de roptrias de P. berghei em 
membrana de nitrocelulose pelo Western blotting após incubação da membrana com 
amostras de soros humanos, controle positivo e negativo para P. falciparum. Foi 
usado marcador de peso molecular (linha 1) Prestained Protein (Thermo Scientific), 
seguido de soro humano positivo para P. falciparum nas diluições de 1:20 (linha 2), 
1:50 (linha 4) e 1:100 (linha 6); soro humano negativo para Plasmodium spp. nas 
diluições de 1:20 (linha 3); 1:50 (linha 5) e 1:100 (linha 7). ............................................ 79 

Figura 32. Fotografia da reatividade dos antígenos solúveis de proteínas de roptrias 
com amostras de soros humanos e de camundongos em membranas de 
nitrocelulose pela técnica de Dot-ELISA na diluição 1:100: A – reatividade entre o 
antígeno de proteínas de roptrias de P. falciparum e as amostras de soros humanos 
positivos para P. falciparum (PF), P. vivax (PV), P. malariae (PM) e soro de paciente 
curado de P. vivax há um ano (PC), 1, 2, 3 e 4  são soros humanos negativos para 
Plasmodium spp.; B – reatividade entre o antígeno de roptrias de P. berghei e o soro 
de camundongo infectado com P. berghei (PB) e soros humanos positivos para PF, 
PV e PM, respectivamente, e soro de camundongo negativo (C), seguido de soros 
humanos negativos (1, 2 e 3). ............................................................................................. 80 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



xv 

 

LISTA DE TABELAS 
 

Tabela 1. Espécies de primatas neotropicais amostradas no período de 2009-2014, 
nome comum, local de captura e sexo. .............................................................................. 32 

Tabela 2. Dosagens anestésicas da associação de Cloridrato de Tiletamina e 
Cloridrato de Zolazepam (Zoletil®) aplicadas via intramuscular para a imobilização 
química de diferentes espécies de primatas neotropicais............................................... 33 

Tabela 3. Descrição dos oligonucleotídeos iniciadores, e descrição das sequências 
térmicas utilizadas para detecção molecular das espécies de Plasmodium segundo 
protocolo de Kimura et al. (1997). ....................................................................................... 47 

Tabela 4. Descrição dos oligonucleotídeos iniciadores, sequências térmicas e 
tamanho de fragmento de DNA gerados pelas reações de PCR descrito por Rubio et 
al. (1999) utilizados na detecção molecular de Plasmodium spp. e do controle 
endógeno (gene 18S rRNA). ................................................................................................ 48 

Tabela 5. Descrição dos oligonucleotídeos iniciadores e das sequências térmicas de 
dois protocolos, Santos et al. (2009) e Singh et al. (1999), realizados em associação 
para detecção molecular do gênero Plasmodium (18s rRNA). ...................................... 50 

Tabela 6. Descrição da reação gênero-específica (SNOUNOU et al., 1993) para 
detecção molecular do gênero Plasmodium e sequências térmicas. ............................ 51 

Tabela 7. Oligonucleotídeos iniciadores usados na amplificação  do gene 18S rRNA  
pela reação de LAMP. ........................................................................................................... 57 

Tabela 8. Sequência de oligonucleotídeos iniciadores, baseados no gene citocromo B 
(Cit B) usados na identificação da fonte alimentar de mosquitos anofelinos (CHANG 
et al. 2008). ............................................................................................................................. 68 

Tabela 9. Sequência de oligonucleotídeos iniciadores baseado na região intron 2 do 
gene β2-microglobulina de primatas neotropicais (CANAVEZ et al., 1999), usados na 
identificação da fonte alimentar de mosquitos anofelinos. .............................................. 68 

Tabela 10. Número de exemplares de Anopheles sp. por subgênero, espécie de 
anofelino e o local de captura na Ilha de São Luís, Maranhão, no ano de 2013. ....... 83 

 

 

 

 

 



xvi 

 

IDENTIFICAÇÃO DE Plasmodium spp. EM PRIMATAS NEOTROPICAIS E 
EM ANOFELINOS EM MUNICÍPIOS DA ILHA DE SÃO LUÍS, ESTADO DO 

MARANHÃO, BRASIL 
 
 

RESUMO – A malária é a endemia de maior impacto na Saúde Pública de 
países tropicais, devido à alta morbidade e mortalidade. Considerando a 
malária como uma zoonose, nos quais primatas podem funcionar como 
reservatórios de espécies de Plasmodium que podem infectar seres humanos 
nos levam a realizar estudos de malária em primatas com inquestionável 
relevância. Sabendo-se que geralmente a distribuição da malária humana e 
de primatas segue a mesma distribuição dos anofelinos, mosquitos vetores, 
neste trabalho investigaram-se a presença de Plasmodium spp. em primatas 
neotropicais e em anofelinos na Ilha de São Luís, Estado do Maranhão, Brasil. 
Colheram-se amostras de sangue de primatas neotropicais do CETAS-São 
Luís (n=141) e de vida livre (n=20) da Reserva Particular Sítio Aguahy, 
município de São José de Ribamar. Mosquitos anofelinos foram capturados 
nesta mesma reserva (n=380) e no Sítio Mangalho (n=36), localizado na Área 
de Proteção Ambiental do Maracanã, município de São Luís, totalizando em 
54 “pools”. As amostras de sangue de primatas foram submetidas a testes 
morfológicos, sorológicos (RIFI e ELISA-teste) e moleculares (qPCR e PCR 
convencional) para identificação de Plasmodium. Os “pools” de mosquitos 
foram ensaiados por testes moleculares para identificação de Plasmodium. 
Cinco primatas tiveram lâminas positivas (3,10%) com observação de formas 
trofozoíticas. Na RIFI quatro amostras de soro de primatas sororreagiram 
frente ao antígeno de P. malariae. Amplificaram para Plasmodium sp. na 
qPCR 34,16% (55/161) das amostras de primatas. Na PCR convencional 
30,43% (49/161) foram positivas, sendo 47 (47/49) para P. brasilianum/P. 
malariae e 2 (2/49) para P. simium/P. vivax. Foram sequenciadas quatro 
amostras de DNA de primatas, que apresentaram identidade com P. malariae 
(n=2),com Plasmodium ZOOBH (n=1) e com P. falciparum (n=1).  Três “pools” 
de anofelinos foram positivos para Plasmodium na qPCR (3/54) e na PCR 
convencional. No sequenciamento as amostras apresentaram identidade com 
P. falciparum (n=1), P. vivax (n=1) e com Plasmodium ZOOBH (EF090276). 
Devido à contínua e crescente invasão do ambiente silvestre pelas 
populações humanas, o potencial zoonótico sempre deve ser considerado. 
Assim como, o comportamento e a capacidade de adaptação de parasitas e 
vetores de populações silvestres para a população humana. Dessa forma, 
estratégias com base em mais pesquisas precisam ser desenvolvidas para a 
prevenção e o diagnóstico da malária zoonótica. 

 
Palavras-chave: diagnóstico molecular, Anopheles spp., malária, ciclo 
zoonótico, sorologia. 

 
 
 
 



xvii 

 

IDENTIFICATION of Plasmodium spp. IN NEOTROPICAL PRIMATE AND 
ANOPHELINES IN MUNICIPALITIES OF SÃO LUÍS ISLAND, STATE 

MARANHÃO, BRAZIL 
 
 
ABRSTACT: Malaria is a disease of greater impact on Public Health in 
tropical countries because of the high morbidity and mortality. Considering 
malaria as a zoonosis in which primates can act as reservoirs of species of 
Plasmodium that can infect humans lead us to conduct malaria studies in 
primates with unquestionable relevance. It is generally know that the 
distribution of human and primate malaria following the same distribution of 
Anopheles mosquitoes vectors, in this study we investigated the presence of 
Plasmodium spp. in neotropical primates and Anopheles in São Luís Island, 
Maranhão State, Brazil. Samples were blood neotropical primates CETAS-São 
Luís (n = 141) and wild life (n = 20) Private Reserve Sítio Aguahy, São José 
de Ribamar. Anopheles mosquitoes were captured in the same reserve (n = 
380) and Mangalho site (n = 36), located in the Environmental Protection Area 
of the Maracanã, São Luís, totaling 54 pools. The primate blood samples were 
subjected to morphological, serological (IFA and ELISA-test) and molecular 
(qPCR and conventional PCR) to identify Plasmodium. The "pools" of 
mosquitoes were assayed by testing for molecular identification of 
Plasmodium. Five primates had positive slides (3.10%) with observation 
trofozoíticas forms. In IFA four primate serum samples sororreagiram against 
the antigen of P. malariae. Amplified Plasmodium sp. qPCR at 34.16% 
(55/161) of samples of primates. In conventional PCR 30.43% (49/161) were 
positive, 47 (47/49) for P. brasilianum/P. malariae and 2 (2/49) to P.simium/P. 
vivax. Were sequenced DNA samples from four primates which showed 
identity with P. malariae (n = 2), Plasmodium ZOOBH (n = 1) and P. 
falciparum (n = 1). Three pools of Anopheles were positive for Plasmodium in 
qPCR (3/54) and conventional PCR. The sequencing samples showed identity 
to P. falciparum (n = 1), P. vivax (n = 1) and Plasmodium ZOOBH (EF090276). 
Due to the continued and increasing encroachment to forests by human 
populations, the zoonotic potential should always be considered. As well as 
the behavior and the adaptability of parasites and vectors of wild populations 
to human population. Thus, strategies based on further research must be 
developed for the diagnosis and prevention of zoonotic malaria. 

Keywords: molecular diagnosis, Anopheles spp, malaria, zoonotic cycle, 
serology. 
 
 

 



1 

 

1.  INTRODUÇÃO 
 

O conhecimento e o controle das zoonoses são importantes para o 

presente e para as gerações futuras, visto que cerca de 75% das doenças 

humanas emergentes, nos últimos 10 anos, foram causadas por agentes 

patogênicos provenientes de animais (WHO, 2014a). Consequência do 

crescimento sócioeconômico que aproxima o ser humano do ambiente 

silvestre e vice-versa, implicando em mudanças ecoepidemiológicas que 

representam um risco para a Saúde Pública (DHIMAN et al., 2014). 

Recentemente, pode ser observada a mudança na ecoepidemiologia 

do Plasmodium knowlesi, espécie de protozoário que originalmente acomete 

primatas do gênero Macaca. Com a aproximação dos humanos do ambiente 

silvestre, no qual a cadeia epidemiológica estava em equilíbrio, surtos da 

doença em humanos na Ásia passaram a ser notificados nos últimos 15 anos. 

Hoje, essa espécie é responsável pelo maior número de casos de malária 

humana na Malásia (68%) (HANSEN et al., 2013). 

Essa possibilidade de adaptação dos patógenos de hospedeiros 

primatas não humanos para hospedeiros humanos se dá pela estreita relação 

filogenética. Fato já observado em doenças como a febre amarela, o vírus 

Chikungunia, a Giardia lamblia e, claro, espécies de Plasmodium 

(VERHULST; SMALLEGANGE; TAKKEN, 2012). 

Tal fato reforça o retorno das pesquisas de malária em primatas 

neotropicais no Brasil, iniciadas na década de 70. Essas pesquisas 

produziram uma vasta literatura de identificação de plasmódios em primatas 

neotropicais (DEANE et al., 1971; DEANE, 1976). Um estudo 

soroepidemiológico revelou que humanos e primatas neotropicais, coexistindo 

em áreas de mata, possuíam anticorpos frente às mesmas espécies de 

plasmódios. Esse estudo corrobora a hipótese de que em áreas de florestas 

no Brasil (Floresta Amazônica e Mata Atlântica) possa ocorrer malária 

zoonótica (ARRUDA et al., 1989; ALVARENGA et al., 2015).  

O Estado do Maranhão possui área de Floresta Amazônica, a qual 

concentra o maior número de casos humanos de malária (OLIVEIRA-

PEREIRA; REBÊLO, 2000). No entanto, nos últimos dez anos, o Estado tem 

registrado menor número de notificações da enfermidade. Contudo, nenhum 



2 

 

monitoramento foi realizado por parte das autoridades em saúde deste Estado 

sobre plasmódios em primatas neotropicais desde a década de 70, quando 

foram diagnosticados com P. malariae sete bugios (Alouatta belzebul 

belzebul) (FERREIRA-NETO; DEANE; CARNEIRO, 1970).  

Dessa forma, dando continuidade aos trabalhos iniciados no ano de 

2009 sobre pesquisa de malária em primatas neotropicais na Ilha de São Luís 

(FIGUEIREDO, 2012; FIGUEIREDO et al., 2015) e com indagações 

intrigantes sobre como os primatas se mantêm infectados com plasmódios 

nesta localidade, objetivou-se pesquisar a presença de plasmódios em 

primatas neotropicais de cativeiro e de vida livre e em anofelinos em 

municípios da Ilha de São Luís, Maranhão. 

 

2. REVISÃO DE LITERATURA 

    2.1  Malária: aspectos gerais 
 

O gênero Plasmodium é o único da Família Plasmodiidae, a qual inclui 

mais de 125 espécies de parasitos que infectam répteis, aves e mamíferos. 

Quatro espécies são consideradas parasitos do homem: P. ovale, P. 

falciparum, P. vivax e P. malariae. No Brasil, ocorrem apenas as três últimas 

espécies. 

 Todos os vetores do Plasmodium são dípteros, culicídeos do gênero 

Anopheles, destacando-se as espécies A. gambiae (África) e A. darlingi 

(América). Este último é a espécie de maior importância epidemiológica pela 

sua abundância, ampla distribuição no território brasileiro, alto grau de 

antropofilia e endofilia e capacidade de transmitir diversas espécies de 

Plasmodium. 

 A classificação taxonômica do Plasmodium utilizada neste trabalho é 

de Levine et al. (1980), a qual faz parte do Filo Apicomplexa, que inclui 

parasitos de importância veterinária e humana. São parasitos intracelulares 

obrigatórios (na maioria dos casos), apresentam ciclo de vida complexo e 

geralmente tem dois hospedeiros (um invertebrado e outro vertebrado); 

Classe Sporozoeba, subordem Haemosporina e o único gênero da família 

Plasmodiidae. O modo de transmissão é bem sucedido, graças à presença do 



3 

 

complexo apical dotado de organelas com enzimas especializadas na lise de 

membranas das células alvo de invasão (PREISER et al., 2002; 

COWMAN;CRABB, 2006).  

Plasmodium se desenvolve de forma diferente em cada hospedeiro. 

Nos hospedeiros invertebrados (definitivos), ou seja, mosquitos do gênero 

Anopheles, o desenvolvimento é sexuado, iniciando-se quando a fêmea do 

mosquito pica um hospedeiro vertebrado infectado para se alimentar, 

ingerindo cerca de cinco picolitros de sangue e, com ele, macro e 

microgametócitos. No estômago do mosquito, devido aos movimentos de 

contração e expansão, os gametócitos rompem as hemácias e ficam livres. 

Durante esse processo, o núcleo do microgametócito se divide em diversas 

partículas de cromatina, em forma de flagelo, que aderem à superfície do 

citoplasma agitando-se continuamente. Pelo processo de “exflagelação”, os 

microgametas se desprendem do corpo residual e movimentam-se à procura 

do macrogametócito. Quando o encontra, penetram no vértice de uma 

pequena elevação do seu citoplasma. Com o encontro dos núcleos dá-se a 

fertilização, formando o zigoto, o qual se movimenta (o oocineto), penetrando 

no epitélio da parede do estômago do mosquito (ANTINORI et al., 2012). 

Então transforma-se em oocisto dentro do epitélio, onde se dá a esporogonia. 

Quando estão maduros, os oocistos rompem-se liberando os esporozoítas na 

hemocele (período de maturação do oocisto que, em condições ótimas de 

temperatura, se dá por volta de quatro a 15 dias, período considerado como 

incubação extrínseca). Os esporozoítas movimentam-se atingindo 

praticamente todo o corpo do mosquito e, principalmente, as glândulas 

salivares, de onde são liberados durante o repasto sanguíneo.  

Os hospedeiros vertebrados (intermediários) são infectados quando 

picados por fêmeas do mosquito contendo esporozoítas nas glândulas 

salivares. Estes inoculam os esporozoítas na corrente sanguínea, que migram 

para o fígado, em até trinta minutos. Por meio das células de Kupffer chegam 

aos hepatócitos. As moléculas de adesão da proteína circunsporozoíta (CSP), 

uma das principais proteínas de superfície do esporozoíta, reconhecem as 

moléculas sulfatadas das membranas dos hepatócitos. Os parasitos então se 

aderem e penetram na célula, passando pela primeira esquizogonia, dando 

origem aos esquizontes, que evoluem para estágios invasivos, os merozoítas 



4 

 

(COWMAN; CRABB, 2006). Ao final do ciclo tecidual, os esquizontes rompem 

os hepatócitos, liberando milhares de merozoítas na corrente sanguínea. 

Cada hepatócito rompido libera cerca de 2.000 merozoítas quando a infecção 

é devida ao P. malariae, 10.000 pelo P. vivax e 40.000, quando devida ao P. 

falciparum (ANTINORI et al., 2012).  

Esses eventos caracterizam o período exoeritrocítico (período pré-

patente), que dura entre oito a 15 dias. Os milhares de merozoítas que são 

lançados na corrente sanguínea e vão invadir os eritrócitos jovens, maduros 

ou velhos dependem da espécie. A partir daí, inicia-se o segundo ciclo de 

reprodução assexuada dos plasmódios: o ciclo sanguíneo ou eritrocítico. A 

espécie P. malariae somente invadem hemácias velhas (0,1% do total); P. 

vivax e P. ovale, por sua vez, invade preferencialmente as hemácias jovens; e 

o P. falciparum, hemácias em qualquer fase do desenvolvimento (ANTINORI 

et al., 2012). Em P. vivax e P. ovale, uma parte dos parasitas mantém-se 

dormente no fígado (os hipnozoítas) e são responsáveis pelas recaídas 

tardias (SUH et al., 2004).  

Na fase eritrocítica, os merozoítas sofrem esquizogonia, originando 

trofozoítas e esquizontes, os quais se rompem e liberam merozoítas que vão 

invadir novos eritrócitos. Após um período de reprodução assexuada, alguns 

parasitas evoluem para gametócitos (macro e microgametócitos), os quais 

são ingeridos pelo mosquito vetor, reiniciando o ciclo. A Figura 1 ilustra de 

maneira simplificada o ciclo de vida do Plasmodium. 

 

 



5

 
Figura 1. Ciclo de vida do Plasmodium no vetor e no hospedeiro vertebrado, 

ilustrando as fases pré-eritrocítica e eritrocítica. Fonte: adaptado de 
Suh, Kain e Keystone (2004).  

 
 

    2.2 Malária no Mundo e no Brasil 
 

A malária é a doença parasitária humana responsável pelo maior 

número de óbitos e encontra-se entre as três mais importantes doenças 

infecciosas do mundo (COWMAN; CRABB, 2006), com estimativas, no ano de 

2013, de 198 milhões de casos anuais em todo o mundo (WHO, 2014b), 

sendo que 90% desses casos ocorreram na África Sub-Saariana. 

Globalmente acarreta em 584.000 mortes todos os anos, das quais 90% são 

na África e, dessas, 78% em crianças menores de cinco anos (WHO, 2014b). 

 Mesmo com investimentos de vários órgãos internacionais para 

pesquisas em vacinas, medicamentos e controle, a malária ainda faz parte da 

lista das doenças negligenciadas, devido ao contexto em que, se encontra a 

população em área de risco de transmissão da doença.  

Merozoitas 

Fase pré-
eritrocítica 

Fase  
eritrocítica 

Gametócitos 

Mosquito 
ingerindo 

gametócitos 

Fígado 

Fase sexual 
(esporogonia) 

Mosquito Anopheles  
infectado 



6 

 

Estima-se que 3,3 bilhões de pessoas em mais de 97 países e 

territórios (Figura 2) estejam em risco de se infectar com Plasmodium spp. 

(WHO, 2014b). Tanto a distribuição de casos quanto a população exposta à 

malária é bastante heterogênea, sendo P. falciparum e P. vivax as espécies 

mais prevalentes no mundo em comparação com as demais espécies que 

acometem o homem (P. malariae, P. ovale). Na África, a espécie mais 

prevalente é P. falciparum; no Oriente Médio, Ásia Central e Américas Central 

e do Sul predomina P. vivax. Plasmodium malariae é pouco frequente nas 

Américas, Ásia e Oriente Médio, mas é de comum ocorrência na África. Por 

outro lado, P. ovale é somente encontrado em áreas da África e Sudeste 

Asiático (Indonésia, Nova Guiné, Oriente Médio, Filipinas e Índia) (MUELLER 

et al.,  2007). 

Nos últimos anos, a doença reapareceu em áreas onde estava 

erradicada, como na República da Coreia, República Democrática da Coreia e 

Tajiquistão, e em áreas com controle da doença, como Turquia, norte do 

Iraque e Azerbaijão (WHO, 2003). Devido à migração de populações, 

viajantes, refugiados e tropas militares, o número de casos importados da 

malária tem aumentado em áreas onde a doença não era endêmica. 

Um estudo realizado por Jelinek et al. (2002) nos países da União 

Europeia, no período de 1999 a 2000, mostrou a incidência de casos 

importados de P. falciparum (1.659 casos), dos quais 27 apresentavam 

infecções mistas. 

Nos Estados Unidos, estima-se que 1.300 casos são importados por 

ano. Outro problema é a malária transfusional. No período de 1963 a 1999, 

registraram-se 93 casos, dos quais 10 pessoas morreram (MUNGAI et al., 

2001). 



7 

 

 
 
Figura 2. Áreas de transmissão da malária no mundo: em vermelho, área de 

transmissão de malária; amarelo, área onde a doença ocorre em 
algumas partes; em verde, área onde não se conhece casos de 
malária autóctone. Fonte: adaptado de CDC (2015). 

 

No Continente Americano, o Brasil é o país que apresenta o maior 

número de casos de malária (42%) e uma situação epidemiológica complexa, 

com regiões sem transmissão, de baixa transmissão e de alta transmissão de 

malária. Contudo, a constante migração de pessoas de áreas endêmicas para 

áreas não endêmicas levanta mais outro problema, que é o risco de malária 

transfusional. Visto que nem todos os hemocentros de regiões não endêmicas 

fazem a triagem para malária, eles podem receber sangue de doadores 

assintomáticos que realizaram viagem ou viviam em área endêmica (SAÉZ-

ALQUÉZAR et al., 1998; WHO, 2014b).  

Até o final do século XIX, a malária estava presente em todo o 

território nacional, com exceção de algumas áreas da Região Sul 

(BARCELAR, 1963). Após esse período, o país adotou estratégias 

estabelecidas pela Organização Mundial de Saúde (OMS) para erradicação 

da malária. A doença foi eliminada em diversos Estados e passou a ter seus 

menores índices no início da década de 1970, quando cerca de 52.000 casos 

foram registrados (LOIOLA et al., 2002).  

 Ocorre transmissão de 
malária em algumas partes 

Ocorre transmissão de malária 
em toda a área 

Transmissão de malária 
não é conhecida 



8 

 

No entanto, na Região Amazônica, ocorreu ascensão da incidência 

da malária no referido período, devido ao aumento populacional repentino e 

aos incentivos governamentais à colonização. Consequentemente, as 

mudanças na fitogeografia da região, criaram uma nova conjuntura 

epidemiológica, proporcionada pela construção de rodovias, pelas usinas 

hidrelétricas, pela pecuária e pelo garimpo (MCGREEVY et al., 1989; 

MARQUES; GUTIERREZ, 1994). Essa ocupação destruiu o hábitat dos 

vetores da malária e suas fontes de alimentação natural, fazendo com que 

esses vetores se deslocassem para regiões peridomiciliares e urbanas 

(DEANE, 1986). 

Em 1999, ocorreu um surto de casos de malária no país, situação na 

qual a incidência da malária voltou a apresentar um aumento progressivo, 

atingindo aproximadamente 610.000 casos (BRASIL, 2009). No entanto, 

devido às intensas campanhas para o controle da malária nos últimos anos na 

Amazônia Legal, os casos diminuíram de 546.095 em 1990 para 305.639 em 

2008. As mudanças mais significativas foram observadas nos Estados do 

Maranhão, Tocantins, Roraima e Pará, com uma queda de 37,6% entre os 

anos de 1999 e 2004. Porém, os casos de malária causados por P. 

falciparum, forma mais grave que pode levar ao óbito, vêm aumentando seu 

percentual nos Estados do Maranhão, Amapá, Rondônia, Amazonas e Pará 

(PORTAL SAÚDE, 2009).  

Hoje, a concentração dos casos de malária está na Região Norte, e 

nos Estados que compõem a Amazônia Legal (Acre, Amazonas, Rondônia, 

Roraima, Amapá, Pará, Maranhão, Mato Grosso e Tocantins), que respondem 

por 99% dos casos (WHO, 2005).  

Na Região Extra-Amazônica, têm sido registrados casos de malária 

cada vez mais frequentes, tanto em decorrência dos casos autóctones quanto 

pela introdução da doença por migrantes infectados oriundos das áreas de 

transmissão (BRASIL, 2008), com maior representatividade de casos em 

Goiás, Paraná, São Paulo e Mato Grosso do Sul. Esses Estados receberam a 

maior proporção de casos “exportados” pela Região Norte do país 

(MARQUES; PINHEIRO, 1982). Traça-se, dessa forma, um cenário 

desafiador para o Ministério da Saúde, a fim de evitar a reintrodução da 

doença em áreas onde ela já foi erradicada e eliminar casos autóctones 



9 

 

esporádicos que ocorrem em áreas focais restritas dessas áreas (BRASIL, 

2003). Somada a esse fato, a persistência dos vetores e carência de estrutura 

adequada para enfrentar o problema dos serviços de vigilância em saúde de 

alguns municípios, representa um risco contínuo de reintrodução da 

transmissão natural (BRASIL, 2008).   

No Brasil, estima-se que a população em risco de infectar-se pelo 

plasmódio é de pelo menos 30%. No entanto, sabe-se que os dados oficiais 

não representam a totalidade dos casos, visto que nos locais mais remotos do 

país os infectados morrem antes mesmos de chegar ao hospital. Nos últimos 

dez anos, a maior porcentagem de população em risco foi durante os anos de 

2003 a 2005 (PAHO, 2011). Isso porque, no ano de 2003, ocorreu um novo 

aumento da malária no país, tendo sido registrados 403.000 casos, e a 

ascensão se manteve em 2004 e 2005. Comparando-se o período de janeiro 

a junho de 2003 com o mesmo período de 2004, verificou-se uma elevação 

de 21,3% no número de casos, bem como uma maior participação do P. 

falciparum como agente causal (PAHO, 2011). 

A incidência de malária no Brasil aumentou nas décadas de 70 e 80, 

devido, principalmente, aos projetos de colonização, expansão da fronteira 

agrícola, construção de estradas e hidrelétricas, projetos agropecuários, 

extração de madeira e mineração. Esses implementos de desenvolvimento 

foram implantados principalmente nos Estados que compõem a Amazônia 

Legal, causando um desequilíbrio ambiental e mantendo a malária como 

endemia de grande importância (SECRETARIA DE VIGILÂNCIA À SAÚDE, 

2013), favorecida, principalmente, pelas condições ambientais e 

socioeconômicas da população local. 

 
 

2.3 Malária no Estado do Maranhão 
 

O Estado do Maranhão é um dos que compõem a Amazônia Legal, 

pertence à Região Nordeste e seu bioma é característico de zona de 

transição. A classificação de transmissão da malária é diferente de acordo 

com o bioma analisado, sendo de alto risco a região da Pré-Amazônia 

Maranhense; médio risco nas áreas próximas da Pré-Amazônia Maranhense; 



10 

 

e áreas de baixo risco, as quais atualmente compreendem a maior parte do 

Estado e cujo bioma preponderante é o Cerrado; e, por fim, as pequenas 

áreas sem transmissão da doença: Lençóis Maranhenses e Região Centro-

Sul (MINISTÉRIO DA SAÚDE, 2009). 

Antes da entrada do Maranhão no Plano de Intensificação das Ações 

de Controle da Malária (PIACM), o Estado representava 10% de todos os 

casos registrados no país. Atualmente, o Maranhão apresenta uma tendência 

de redução nos níveis de transmissão de malária, sendo um dos Estados da 

Amazônia Legal com maior redução de casos dos últimos anos (MINISTÉRIO 

DA SAÚDE, 2009; MESQUITA et al., 2013). No entanto, ainda ocorrem focos 

da doença, principalmente relacionados à ocupação desordenada em áreas 

da periferia da cidade de São Luís. Pode ser exemplificado o foco ocorrido 

nos anos de 1999 a 2000, em um bairro recém-formado na época, a oeste do 

município de São Luís, em que foram notificados 129 casos. Constatou-se 

que a localidade era vulnerável, devido à migração de pessoas de outros 

bairros e de outros municípios do interior do Estado. O P. vivax foi o agente 

responsável pelas infecções e o Anopheles aquasalis, o vetor (XAVIER; 

REBÊLO, 1999).  
Na Ilha de São Luís (composta pelos municípios de  São Luís, São 

José de Ribamar, Paço do Lumiar e Raposa), no ano de 1996, foram 

confirmados 450 casos de malária. No ano seguinte, foram registrados 1.283 

casos, sendo 17 casos somente no pequeno município de Raposa 

(MINISTÉRIO DA SAÚDE, 1997; XAVIER; REBÊLO, 1999).  

Em 2014, foram registrados 1.400 casos de malária no Estado do 

Maranhão, sendo 129 casos de P. falciparum, 1.234 de P. vivax, três de P. 

malariae e 33 de co-infecção de P. falciparum com P. vivax. Do total de 

casos, 22 foram registrados em São Luís, como sendo P. vivax. Em São José 

de Ribamar não teve registro de casos (SIVEP-Malária, 2014). No presente 

ano (2015), até o mês de junho, foram registrados 208 casos de malária no 

Estado, sendo 189 casos importados. A espécie com maior número de casos 

registrados foi P. vivax; e a com menor número foi P. malariae, com um caso. 

No mesmo ano, São Luís registrou dois casos da espécie P. vivax, no 

entanto, eram importados de outro Estado. Já, em São José de Ribamar, 

nesse período não houve registro de casos (SIVEP-Malária, 2015). 



11 

 

 

2.4 Malária em primatas não humanos 
 

A dinâmica da transmissão da malária envolve a tríade: mosquitos 

vetores (espécies de Anopheles), protozoários parasitas (espécies de 

Plasmodium) e hospedeiros vertebrados. São conhecidas mais de 150 

espécies de Plasmodium acometendo répteis, aves e mamíferos. Dessas, 29 

parasitam primatas, humanos e não humanos (COATNEY; COLLINS; 

CONTACOS, 1971; GYSIN, 1998; LECLERC et al., 2004). 

Dentre os hospedeiros vertebrados temos as aves, os répteis e 

diversos mamíferos, que são considerados hospedeiros finais de espécies de 

Plasmodium que infectam humanos, excetuando-se os primatas não 

humanos. Ou seja, quando um anofelino infectado com plasmódio de 

humanos faz repasto sanguíneo e inocula os esporozoítos em uma ave ou em 

um roedor, essas formas evolutivas não sobrevivem no hospedeiro para 

infectar outro mosquito (BRUCE-CHWATT, 1965). 

Os mecanismos de mudança e adaptação dos plasmódios de primatas 

não humanos para humanos ainda não são bem conhecidos, assim como 

seus hospedeiros e a enfermidade desenvolvida. O primeiro relato de malária 

simiana foi feita por Daniels, em 1908, em um macaco malaio. E, desde 

então, assumiu-se que não seria possível a transmissão entre primatas não 

humanos e humanos (VYTHILINGAM; HII, 2013). Essa afirmação começou a 

ser desacreditada quando ocorreu um acidente de laboratório em Atlanta, 

Estados Unidos da América (EUA), em um experimento com P. cynolmogi 

(COATNEY, 1961). Em 1965, foi descrita infecção natural em um trabalhador 

(agrimensor) americano na selva da Malásia. Na época, o primeiro 

diagnóstico realizado nos EUA identificou P. malariae, porém mais tarde 

identificaram como P. knowlesi (CHIN et al., 1965). 

Ao longo dos anos, já se comprovou que diversas espécies de 

Plasmodium de primatas não humanos podem infectar experimental (P. 

schwetzi, P. rodhaini, P. inui, P. cynomolgy, P. brasilianum e P. simium) ou 

naturalmente o ser humano (P. cynomolgy, P. simium e P. knowlesi) 

(COATNEY; COLLINS; CONTACOS, 1971). 



12 

 

Pela semelhança morfológica e genética entre as espécies que 

infectam humanos e primatas não humanos o diagnóstico é confuso, e 

pessoas que frequentam áreas com malária simiana podem se infectar cm 

espécies de plasmódios simianos e obter um diagnóstico para espécies que 

ocorrem em humanos. Como exemplo, podem-se citar os casos que 

ocorreram na Ásia com P. knowlesi, nos quais o diagnóstico inicial era P. 

falciparum, ou com maior frequência, P. malariae (SINGH et al., 2004). 

Relatos de casos de P. knowlesi demonstram que esse parasito 

emergente pode ser ainda mais abrangente pela Ásia, não sendo restrito a 

Malásia (COX-SINGH et al., 2008), mas ocorrendo também nas Filipinas 

(LUCHAVEZ et al., 2008), na Tailândia (JONGWUTIWES et al., 2004) e em 

Cingapura (NG et al., 2008). 

O perigo de um diagnóstico equivocado está na severidade de cada 

espécie, porque, enquanto o P. malariae mostra baixa parasitemia (por 

parasitar hemácias velhas) e ser quartã (ciclo assexual de 72 horas), o P. 

knowlesi apresenta alta parasitemia (por parasitar todos os tipos de 

hemácias) e multiplicação diária, podendo causar a morte do hospedeiro 

(HELLEMOND et al., 2009). 

Com o crescente número de casos de P. knowlesi, 

inquestionavelmente, é considerado como quinta espécie de Plasmodium que 

infecta os humanos. O parasito tem como hospedeiro natural Macaca 

fasciculares. 

No Brasil, Deane et al. (1992) relataram infecção natural de um de seus 

colaboradores por P. simium em um trabalho de campo, sendo o primeiro 

caso dessa natureza no Continente Americano. 

Nas Américas, diversos trabalhos com amostras de sangue de 

primatas neotropicais e de humanos coexistindo em áreas de floresta têm 

questionado a importância dos primatas neotropicais como reservatórios de 

malária humana (ARRUDA et al., 1989; CURADO et al., 1997; VOLNEY et al., 

2002). Nesse continente, duas espécies causadoras de malária simiana são 

conhecidas, P. brasilianum e P. simium, semelhantes molecular e 

morfologicamente ao P. malariae e ao P. vivax, respectivamente. O primeiro, 

com vasta distribuição pelas Américas, Central e Sul (DEANE, 1964; 

FAUNDER et al., 2000; CHINCHILLA et al., 2006) e identificados em várias 



13 

 

espécies de primatas neotropicais (Família Cebidae, exceto Aotus e 

raramente exemplares de Saguinus midas niger – Callithricinae, classificação 

taxonômica de Perelman et al., 2011). O segundo, por sua vez, encontra-se 

restrito à Mata Atlântica na Região Sudeste e Sul do Brasil, tendo sido 

relatado nos Estados do Espírito Santo, São Paulo, Santa Catarina e Rio 

Grande do Sul (DEANE, 1969) e somente nas espécies Alouatta fusca, 

Brachyteles arachnoides (DEANE, 1992) e Alouatta caraya (DUARTE et al., 

2008). A identificação desses dois parasitas foi realizada por Deane e seus 

colaboradores em várias espécies de primatas neotropicais em diversos 

Estados brasileiros (DEANE; FERREIRA-NETO, 1973; DEANE, 1992). No 

entanto, a restrita distribuição de P. simium é questionada por alguns 

pesquisadores, levando-se em consideração que as descrições foram 

baseadas apenas em análises de microscopia de sangue periférico, método 

de sensibilidade limitada (DUARTE et al., 2008). Entretanto, mesmo com as 

atuais técnicas de biologia molecular, somente uma espécie de primata 

neotropical, Alouatta caraya, foi diagnosticada com P. simium (DUARTE et al., 

2008).  

Devido às semelhanças entre as duas espécies de plasmódio do Novo 

Mundo com as espécies de Plasmodium do Velho Mundo, levantam  

hipóteses sobre a origem da malária nas Américas. A hipótese mais 

defendida afirma que o gênero Plasmodium é recente no Continente 

Americano, tendo chegado com os primeiros colonizadores europeus que, por 

transferência lateral, passaram para os primatas neotropicais (CARTER; 

MENDIS, 2002). Outra hipótese, mas menos aceita, é a de que a malária já 

existia nas Américas, pelo fato de que nativos peruanos conheciam os efeitos 

da Cinchona (planta da qual se retira a quinina, antimalárico) e curavam as 

febres maláricas, transferindo o conhecimento para os jesuítas e 

colonizadores espanhóis. Com os conhecimentos atuais, sabe-se que essa 

hipótese não é conclusiva (CARTER; MENDIS, 2002). 

Por outro lado, na África e Ásia não se questiona o sentido da 

transferência lateral de plasmódios primatas não humanos para humanos, 

mas o continente de origem do parasita. Uma hipótese considera, 

provavelmente, o surgimento de Plasmodium em primatas não humanos no 

Sudeste da Ásia, em virtude de uma maior variedade de espécies na região e 



14 

 

de lá teria se dispersado para a África e sofrido mutações para se adaptar aos 

novos hospedeiros, inclusive humanos (COATNEY, 1971).  A outra hipótese é 

que a África seria a origem das espécies de Plasmodium e que teria se 

irradiado inicialmente para a Ásia e depois para a Europa, através da 

migração de primatas (BRUCE-CHWATT, 1965).  

 
 

2.5 Anofelinos: mosquitos vetores 
 

Pesquisas paleontológicas indicam que os Culicídeos existiam desde o 

Eoceno (40 a 60 milhões de anos atrás), mas particularmente se 

diferenciaram no Oligoceno (40 a 30 milhões de anos atrás). O ancestral do 

Anopheles teve um grupo isolado na separação intercontinental e 

diferenciação genética entre as espécies ocorreram. Devido a esse fato, 

acredita-se que os mosquitos anofelinos sejam os hospedeiros originais dos 

plasmódios, fato corroborado pela fase mais importante (a sexuada) que 

ocorre nesses invertebrados (BRUCE-CHWATT, 1965). 

Existem catalogadas quase 500 espécies de anofelinos, mas apenas 

70 são vetores do Plasmodium e 20 são importantes transmissores da malária 

ao homem. No Brasil, foram catalogadas 55 espécies de Anopheles spp. 

(REBÊLO et al., 2007). 

Os vetores da malária pertencem ao Reino Animal, Filo Arthropoda, 

Classe Insecta, Subclasse Pterygota, Ordem Diptera, Subordem Nematocera, 

Família Culicidae, Subfamília Anophelinae, gênero Anopheles (CONSOLI; 

LOURENÇO-DE-OLIVEIRA, 1994).  

A classificação tradicional da subfamília Anophelinae inclui três 

gêneros: Anopheles (cosmopolita), Bironella (apenas na Austrália) e Chagasia 

(restrito a Região Neotropical). A maioria das espécies de anofelinos pertence 

ao gênero Anopheles, que é subdividido em seis subgêneros: Anopheles 

Meigen, 1818, Kerteszia Theobald, 1905, Nyssorhynchus Blanchard, 1902, 

Cellia Theobald, 1903, Stethomya Theobald, 1902, Lophopodomyia Antunes, 

1937 (HARBACH, 2004).  

Os anofelinos têm ampla distribuição geográfica, podendo ser 

encontrados em ambientes como os desertos e as florestas tropicais 



15 

 

(KISZEWSKI  et al., 2004). Os criadouros de anofelinos geralmente possuem 

águas límpidas, com certa profundidade, sombreadas, com vegetação 

flutuante e com pouco teor de sais e matéria orgânica (CONSOLI; 

LOURENÇO-DE-OLIVEIRA, 1994; FORATTINI, 2002). 

Os anofelinos são insetos com metamorfose completa (holometábolos 

Figura 3), passando pelas fases de ovo, larva (quatro estádios larvais), pupa 

até adulto (FORATTINI, 2002). 

 

 

 
Figura 3. Fases do ciclo biológico de Anopheles: ovo, larva, pupa e adulto. 

Fonte: Carmo (2006). 

 
 

 No Brasil, os subgêneros de mosquitos anofelinos de importância na 

transmissão de malária são Nyssorhynchus e Kerteszia, sendo que, no 

primeiro, encontram-se as espécies consideradas vetores primários: 

Anopheles (Nyssorhynchus) darlingi; Anopheles (Nyssorhynchus) aquasalis; e 

espécies do complexo albitarsis; como Anopheles (Nyssorhynchus) 

marajoara, Anopheles (Nyssorhynchus) deaneorum; já, no segundo, 

destacam-se vetores primários e secundários, Anopheles (Kerteszia) cruzii; 

Anopheles (Kerteszia) bellator e Anopheles (Kerteszia) homunculus. Existem 

outras espécies, a citar, Anopheles (Nyssorhynchus) braziliensis, Anopheles 

(Nyssorhynchus) nuneztovari e Anopheles (Nyssorhynchus) triannulatus  



16 

 

importantes quando em grande densidade e em ambiente silvestre 

(FORATTINI, 2002). 

A intensidade da transmissão da malária parece estar diretamente 

relacionada à competência e à capacidade vetorial da espécie anofelina local. 

Dessa forma, no Brasil, Anopheles darlingi é vetor primário, altamente 

susceptível aos plasmódios e capaz de transmitir malária dentro e fora das 

casas, mesmo quando sua densidade está baixa; caracteriza-se por ter maior 

sobrevida que as outras espécies de anofelinos e pela sua antropofilia e 

endofilia, ou seja, as fêmeas preferem sugar sangue humano e dentro das 

habitações, o que favorece a transmissão. Invade os domicílios durante toda 

a noite e continua entrando nas residências, muitas vezes, até às dez horas 

da manhã (GALVÃO et al., 1942; DEANE, 1986). 

Na Amazônia, onde ocorrem 99% dos casos de malária registrados no 

Brasil, a transmissão é devida somente às espécies de mosquitos do 

subgênero Nyssorhynchus, sendo atribuída ao A. darlingi a transmissão da 

maioria dos casos. A espécie supracitada é o único anofelino no Brasil no 

qual foram detectadas infecções naturais pelos três plasmódios que causam 

malária humana nas Américas – P. vivax, P. falciparum e P. malariae 

(RACHOU, 1958; DEANE, 1986; 1989; ARRUDA et al., 1989; KLEIN et al., 

1991). 

A entomofauna de mosquitos na Região Amazônica vem avançando, 

paulatinamente, já que o último trabalho sistemático sobre a distribuição dos 

mosquitos, compreendendo toda a essa região foi realizado em 1961 por 

Cerqueira (CONSOLI; LOURENÇO-DE-OLIVEIRA, 1994). Mais escassas são 

as pesquisas com mosquitos com hábitos acrodendrofílicos (encontrados em 

copa de árvores) (LOPES et al., 1983; SOUTO, 1994), que desempenham 

importante função na malária simiana. Todavia, trabalhos contemporâneos 

têm fornecido valiosas informações a respeito desse grupo de mosquitos 

(SEGURA; CASTRO, 2007). 

No Maranhão, diversas são as espécies vetoras de plasmódio. Na Ilha 

de São Luís, o vetor principal é o A. aquasalis, que utiliza água salobra (com 

teores significativos de cloretos) para se procriar. Sua importância como vetor 

está ligada à sua densidade, sendo um transmissor potencial quando 

numeroso. Na Baixada Ocidental, no município de Pinheiro, que apresenta 



17 

 

uma das maiores casuísticas de malária do Estado, já foram identificados A. 

argyritarsis, A. darlingi, A. albitarsis, A. galvaoi, A. triannulatus, A. evansae A. 

strodei, A. braziliensis, A. nuneztovari, A. rondoni. Em todas as áreas 

endêmicas do Estado, não houve muita variação do número e das espécies 

encontradas, mesmo em áreas litorâneas (OLIVEIRA-PEREIRA; REBÊLO, 

2000). 

O A. aquasalis é transmissor menos importante que o A. darlingi, 

porém, é considerado vetor primário da malária nas zonas áridas do 

Nordeste, em Belém e Amapá, além de ter sido várias vezes detectado com 

infecção natural nos Estados do Rio de Janeiro e São Paulo (GALVÃO et al., 

1942; DEANE et al., 1986; RACHOU, 1958). Suas larvas desenvolvem-se em 

criadouros terrestres com algum teor de cloreto de sódio, advindo daí seu 

nome específico. De modo geral, é um anofelino exofílico, e as fêmeas 

costumam ser mais zoófilas que antropófilas, procurando o sangue humano 

quando há escassez de outros animais que lhes sirvam para repasto 

sanguíneo; no entanto, no Nordeste, comporta-se como antropofílico. Em 

determinadas épocas e locais, esse mosquito pode se apresentar em 

elevadas densidades, o que favorece seu papel como vetor da malária 

(CONSOLI; LOURENÇO-DE-OLIVEIRA, 1994). 

Anopheles mediopunctatus e A. shannoni são na maioria das vezes 

encontrados alimentando-se em dossel (copa das árvores). A. 

mediopunctatus exibe predominante comportamento acrodendrófilo em 

regiões da Amazônia, com 85,5% das fêmeas capturadas na copa das 

árvores. São considerados vetores secundários e transmissores de P. vivax 

(LOURENÇO-DE-OLIVEIRA; LUZ, 1996). 

 
 

2.6 Anofelinos e malária simiana 
 
Pouco se sabe a respeito da suscetibilidade natural das espécies de 

anofelinos aos plasmódios de primatas não humanos (VERHULST, 

SMALLEGANGE; TAKKEN, 2012). Alguns estudos vêm sendo realizados com 

intuito de se conhecer essa suscetibilidade e assim analisar a importância em 

Saúde Pública. 



18

A identificação desses vetores nas florestas é importante quando se 

tenta o controle ou a erradicação de malária humana, porque, possivelmente, 

pode se transferir Plasmodium de primatas não humanos para humanos e 

vice-versa.  

Para encontrar o seu hospedeiro vertebrado para repasto sanguíneo, 

mosquitos usam sinais físicos como calor, umidade e a visão, além de sinais 

químicos como dióxido de carbono e odor corporal (TAKKEN; KNOLS, 1999). 

Os mosquitos usam principalmente odor para distinguir os diversos 

hospedeiros (Figura 4). 

Esses odores voláteis de humanos têm sido bastante estudados, sendo 

conhecidos 350 componentes (BERNIER et al., 1999; 2000; CURRAN et al., 

2005; PENN et al., 2007; GALLAGHER et al., 2008). Por outro lado, menos 

conhecidos são aos odores de primatas não humanos, suas glândulas 

corporais e bactérias da pele associadas ao odores voláteis de atração dos 

mosquitos (SMALLEGANGE et al., 2011). 

 

 

 
Figura 4. Interações entre mosquitos-hospedeiros e a possível resposta de 

mosquitos antropofílicos aos odores voláteis de hospedeiros 
humanos e primatas não humanos. Adaptado de Verhulst, 
Smallegange e Takken, 2012. 



19 

 

Pesquisas com infecções experimentais mostram as particularidades 

dos anofelinos aos plasmódios. Por exemplo, um chimpanzé infectado com P. 

reichenowi e exposto a picadas de anofelinos mostrou que as espécies de 

mosquitos A. quadrimaculatus, A. stephensi, A. maculatus, A. dirus, e A. 

culicifacies podem se infectar com esse parasita. Entretanto A. gambiae e A. 

albimanus foram refratários à infecção (BLACKLOCK; ADLER, 1922; 

COLLINS et al., 1986), o que sugere que nem todos os vetores de P. 

falciparum podem igualmente transmitir plasmódio de primatas não humanos. 

Espécies acrodendrófilas são importantes na avaliação da manutenção 

da malária simiana e na transmissão para o homem. Algumas espécies são 

particularmente estudadas pela sua inserção na ecoepidemiologia da malária 

humana e da sua presença em áreas de primatas neotropicais positivos para 

malária. 

Anofelinos do gênero Chagasia são abundantes em dadas localidades 

com primatas neotropicais positivos para malária, no entanto, não se conhece 

bem a importância epidemiológica desse grupo (FERREIRA-NETO; DEANE; 

CARNEIRO, 1970; CONSOLI; LOURENÇO-DE-OLIVEIRA, 1994). São 

mosquitos essencialmente silvestres, associados à existência de pequenos 

córregos, especialmente aqueles que descem das encostas das montanhas. 

Suas larvas criam-se protegidas da correnteza, entre as raízes e detritos 

vegetais existentes nas margens de riachos de fundo arenoso e águas 

límpidas. Os adultos são geralmente encontrados em áreas silvestres, 

preferindo ficar junto à copa das árvores (DEANE; FERREIRA-NETO; 

SITÔNIO, 1968; 1971; FERREIRA-NETO et al., 1970).  

No Maranhão, nas áreas de pesquisa de plasmódio em primatas 

neotropicais capturou-se Chagasia bonneae, no solo e em plataformas junto à 

copa das árvores. Nestas últimas, a espécie foi mais numerosa e com 

primatas neotropicais positivos para malária. Porém, pelo fato da pesquisa 

vetorial ter sido realizada por curto período, os autores não puderam 

incriminar esses mosquitos como vetores da malária simiana local 

(FERREIRA-NETO; DEANE; CARNEIRO, 1970). 

Características biológicas importantes dos vetores conhecidos da 

malária simiana são mostradas no trabalho de Vythilingam e Hii (2013) para 

vetores do Sul e Sudeste da Ásia.  Espécies de A. hackeri são conhecidas por 



20 

 

picar apenas primatas não humanos e raramente atacar humanos.  Também 

A. latens, vetor de malária humana no Leste da Malásia, têm se mostrado 

mais atraído por primatas não humanos em comparação com os seres 

humanos. Por outro lado, A. cracens é atraído para ambos os primatas e 

seres humanos (VYTHILINGAM; HII, 2013). Na ilha de Palawan, Filipinas, A. 

balabacensis foi mais atraído por armadilha, usando-se primatas não 

humanos como atração em comparação com carabao (búfalo) e uso de iscas 

humanas (MIYAGI, 1973; TSUKAMOTO; MIYATA; MIYAGI, 1978). Também 

nessa espécie foram encontrados oocistos e esporozoítos, mas não pôde ser 

confirmado se era de Plasmodium de primatas não humanos. No entanto, 

estudos de infecção realizados pelos mesmos autores revelaram que A. 

balabacensis é o vetor da malária símia em Palawan, Filipinas 

(TSUKAMOTO, MIYATA; MIYAGI, 1978). 

Na Região extra-Amazônica, a espécie mais estudada é o A. cruzii, 

encontrado principalmente em regiões de Mata Atlântica, devido à presença 

de bromélias, as quais os mosquitos usam como hábitat (OLIVEIRA-

FERREIRA et al., 2010). Anopheles cruzii e A. bellator são considerados 

vetores da malária, sendo o primeiro, o principal vetor da malária humana e 

simiana nessa região (DEANE et al.,1964; DEANE, DEANE; FERREIRA-

NETO, 1966; DUARTE et al., 2008). A malária nessa área é chamada de 

"malária das bromélias", que pode ser considerada como uma zoonose, para 

a qual os primatas neotropicais possivelmente atuam como reservatórios 

(DEANE, FERREIRA-NETO; LIMA, 1984). Esses estudos têm mostrado que 

as fêmeas podem voar para ambiente antrópico, alimentar-se de sangue nas 

áreas internas do domicílio e peridomicílio, principalmente (KIRCHGATTER et 

al., 2014), e depois voltar para o ambiente natural (GUIMARÃES et al., 2000). 

Além disso, uma alta mobilidade vertical, com a distribuição do nível do solo 

para partes superiores da árvore, tem sido demonstrada (UENO, FORATTINI; 

KAKITANI, 2007).  

Anopheles cruzii, tal como os demais Kerteszia, é muito oportunista e 

eclético. A presença de uma fonte sanguínea torna-o imediatamente excitado, 

independentemente do horário ou do tipo de hospedeiro. Esse anofelino 

ataca, indiscriminadamente, o homem, outros mamíferos e aves. É 

considerado um mosquito exófilo, porém, em muitas localidades do Sul do 



21 

 

Brasil e em épocas do ano de elevada densidade, invade as casas facilmente 

e com alta incidência, especialmente, aquelas situadas próximo às matas 

onde ele se cria. Em certas áreas de Santa Catarina, por exemplo, mais de 

90% dos anofelinos capturados dentro das casas correspondem ao A. cruzii, 

mantendo uma média de mais de 20 exemplares picando um homem a cada 

hora (RACHOU, 1958; CONSOLI; LOURENÇO-DE-OLIVEIRA, 1994). 

 

2.7 Métodos de diagnóstico da malária 
2.7.1 Diagnóstico morfológico  

 
Métodos mais sensíveis de diagnóstico sempre foram uma das mais 

importantes preocupações dos pesquisadores e de profissionais que 

trabalham com malária. Tradicionalmente, o diagnóstico morfológico é 

considerado padrão-ouro, pelo custo da técnica, que é baixo, e pela 

localidade das populações em risco, que geralmente não é assistida pelo 

poder público, como a africana e do Norte do Brasil (MINISTÉRIO DA 

SAÚDE, 2005).  

A visibilização do parasita é feita usando-se microscópio de luz e 

lâmina corada pelo método de Giemsa ou Walker. No entanto, o diagnóstico 

requer microscopistas treinados e experientes, os quais vêm se tornando 

cada vez mais difícil nos dias atuais, uma vez que os profissionais saem 

experientes em técnicas moleculares, sem conhecer de fato as características 

do parasito em lâmina. A técnica é realizada de maneira fácil, rápida e o 

diagnóstico é dado ainda em presença do paciente (MINISTÉRIO DA SAÚDE, 

2005).   

 O exame objetiva a detecção e diferenciação das espécies de 

plasmódios. O exame microscópico do sangue pode ser feito em esfregaço 

delgado (distendido) ou na gota espessa, corados, consistindo na observação 

direta do parasita em sangue periférico ao microscópio de luz (BRAGA; 

FONTES, 2005).   

 Por ser de baixo custo, permitir identificar as espécies de plasmódios e 

quantificar a parasitemia em amostras de sangue de humanos, a técnica 

morfológica ainda é o padrão-ouro, segundo a Organização Mundial de Saúde 



22 

 

(OMS) e o Ministério da Saúde do Brasil (BRASIL, 2005). Em condições de 

campo, o que ocorre normalmente na maior parte das áreas malarígenas do 

mundo, a capacidade de detecção é de até 100 parasitas por cada microlitro 

de sangue (MYJAK et al., 2002).  

Quando realizada em condições de laboratório e por microscopista 

experiente, pode-se detectar de 10 a 40 parasitas por microlitro de sangue. 

No entanto, a leitura das lâminas é demorada e frequentemente difícil de 

identificar acuradamente infecções mistas (RUBIO et al., 2002).  Lâminas de 

gota espessa fornecem aumento de sensibilidade à microscopia e são mais 

sensíveis que o esfregaço sanguíneo para a detecção de baixos níveis de 

parasitemia (MOODY, 2002), além de serem usadas na quantificação do 

parasita.  

 
 

2.7.2 Teste imunocromatográfico de diagnóstico rápido (TDR) 
 

A imunocromatografia ocorre a partir da migração da fase líquida do 

sangue por uma membrana de nitrocelulose. Testes rápidos de diagnóstico da 

malária, por vezes chamado de "dipsticks" ou teste de diagnóstico rápido de 

malária (TDR), baseiam-se na detecção de antígenos específicos (proteínas) 

produzidas por parasitas da malária. Esses antígenos estão presentes no 

sangue de pessoas infectadas ou recém-infectados pelo plasmódio. O TDR 

identifica a presença do parasita (antígeno) ou anticorpos contra o parasita 

por uma mudança de cor em uma tira de nitrocelulose absorvente. Alguns 

TDR podem detectar apenas Plasmodium falciparum, geralmente através da 

detecção da proteína rica em histidina-2 (HRP2, sigla em inglês) específico da 

espécie, ou a proteína lactato desidrogenase (pLDH) específica do gênero 

Plasmodium (WHO, 2004).  A enzima pLDH é expressa em altos níveis nos 

estágios de trofozoítos e esquizontes do ciclo eritrocítico do parasita 

(CHATTOPADHYAY, 2003).  

No diagnóstico inicial, podem-se detectar os níveis de pLDH 

correspondente à densidade do parasita (MAKLER; HINRICHS, 1993). No 

entanto, há decréscimo dos níveis dessa enzima no sangue do hospedeiro 



23 

 

com o início do tratamento, consequência de redução da parasitemia. Dessa 

forma, pode-se também utilizar a pLDH para monitoramento da parasitemia 

durante o tratamento (CHATOPADHYAY, 2003).  

Outros testes podem detectar uma ou mais das outras espécies de 

malária humana, por meio da detecção de vários outros antígenos. Os TDR 

geralmente vêm em três formatos diferentes. A forma mais simples é um 

“dispstick”, onde o sangue e o tampão são colocados em poços e migram 

pela fita de nitrocelulose. Cassetes e cartões tendem a ser mais caros, mas 

mais simples de usar. Alguns produtos podem ter sensibilidade semelhante 

àquela comumente conseguida por microscopia (~100 parasitas/μL). A 

sensibilidade dos testes recomendáveis pela OMS é de 95% ou de 100 

parasitas/μL para P. falciparum (WHO, 2004).  

A padronização de um teste imunocromatográfico é importante, 

porque pode ser utilizado como um dos exames de quarentena de primatas. 

Para tal, apenas uma gota de sangue do primata será colocada para ser 

testada, podendo ser realizado por qualquer profissional, não necessitando de 

laboratorista experiente para avaliação de rotina. O teste também pode ser 

usado para a diferenciação de P. falciparum e outras espécies de plasmódios 

e para o acompanhamento da terapia contra a malária. 

 

 

2.7.3 Diagnóstico sorológico 
 

Testes sorológicos são usados desde a década de 60 para diagnóstico 

de malária. Na época, significaram um grande avanço para a pesquisa 

diagnóstica (BRUCE-CHWATT, 1985). O teste sorológico usado como padrão 

para detecção de anticorpos é a Reação de Imunofluorescência Indireta 

(RIFI). Também o ELISA-teste é aplicado em triagem em hemocentros e em 

estudos epidemiológicos (DODERER et al., 2007). Na prática clínica, a 

sorologia não se aplica ao diagnóstico da malária aguda (DRAPER; SIRR, 

1980). Essa limitação se deve ao tempo de produção de anticorpos,  que 

pode ocorrer em uma ou duas semanas após infecção inicial e persistir 

somente por três a seis meses (BRUCE-CHWATT, 1985; DODERER et al., 

2007). 



24 

 

Para a realização da RIFI não há padronização de reagentes e de 

produção de antígeno em laboratórios de referência, tornando muito 

complicada a harmonização de resultados entre laboratórios (DODERER et 

al., 2007).  

O ELISA-teste é baseado na ligação de antígeno-anticorpo. Anticorpos 

anti-Plasmodium spp. presentes em amostra de soro são ligados a antígenos 

fixados em placas. Os antígenos podem ser preparados a partir da extração 

total de cultura (das espécies cultiváveis in vitro) ou a partir das formas 

assexuadas das diversas espécies de plasmódio (OH et al., 2008), ou de uma 

fração do parasita, como proteínas de roptrias. No entanto, a maioria dos kits 

comerciais são para diagnóstico de P. falciparum. Essa limitação é 

compreensível, visto que essa é a única espécie de plasmódio que infecta 

humanos que pode ser mantida em cultura. As outras espécies dependem de 

infecções em primatas de laboratório. 

 
 

2.7.4 Diagnóstico molecular 
 
As técnicas moleculares vêm se popularizando em diversos ramos de 

pesquisas, em virtude da sua sensibilidade e especificidade. No diagnóstico 

para malária, podem ser usadas como métodos auxiliares na microscopia e 

para avaliar o desempenho de novos testes diagnósticos (CICERON et al., 

1999).  

A técnica é muito útil quando há necessidade de examinar com 

precisão um grande número de amostras, por exemplo, em diversos estudos 

epidemiológicos; em experiências clínicas, terapêuticas e de imunização; na 

triagem de doadores de sangue e na detecção de vetores em áreas 

endêmicas para diversos patógenos e da fonte alimentar dos mesmos. É, 

principalmente, útil no diagnóstico de infecções mistas de plasmódios e no 

monitoramento da resposta do paciente às drogas antimaláricas (MAKLER et 

al.,1998).    

A maior vantagem das técnicas moleculares é a capacidade de 

detectar infecção com baixas parasitemias e linhagens associadas com 

diferentes surtos de malária (MAKLER et al.,1998).  Em alguns protocolos da 



25 

 

PCR, a sensibilidade para detectar DNA de Plasmodium é menor que dois 

parasitas por microlitro de sangue (MYJAK et al., 2002). A PCR em tempo 

real tem demonstrado alta sensibilidade na detecção de plasmódio, 

identificando de um a cinco parasitas/μL, além de trazer a vantagem da 

quantificação e dos resultados demonstrados em gráficos (HAN et al., 2007). 

A PCR em tempo real apresenta como vantagem a não manipulação 

do seu produto para gerar resultados, visto que esse passo, depois da 

amplificação, pode gerar contaminações. Porém, o diagnóstico de malária por 

esse método ainda está centralizado em instituições de pesquisa. Essa 

técnica é de grande interesse em centros especializados em receber 

viajantes, que retornam de áreas endêmicas infectados com baixa 

parasitemia, em doadores de sangue ou em órgãos destinados a transplantes 

(DE MONBRISON et al., 2003 No entanto, essa técnica ainda apresenta a 

desvantagem de ser de alto custo e precisar de infraestrutura para manuseio, 

não devendo substituir as ferramentas diagnósticas de baixo custo utilizadas 

nas rotinas laboratoriais (DE MONBRISON et al., 2003). 

Outra técnica molecular moderna é a reação de amplificação isotérmica 

do DNA, conhecida pela sigla em inglês LAMP (“Loop-imediated isothermal 

amplification of DNA”). Trata-se de uma técnica de biologia molecular de nova 

geração que identifica seis regiões alvos do gene trabalhado, usando quatro 

distintos oligonucleotídeos e, para acelerar a reação, pode ser utilizado ainda 

mais um par de oligonucleotídeos. Utiliza também uma enzima capaz de 

deslocar a cadeia de DNA, sem a necessidade de mudanças de temperatura 

(desnaturação, anelamento e extensão). Por isso, o processo é chamado de 

isotérmico, ou seja, a reação ocorre a uma temperatura constante em todos 

os ciclos (ZHANG, LOWE; GOODING, 2014). O LAMP foi criado para 

aperfeiçoar os resultados de diagnósticos clínicos e para ser usado em 

campo, podendo inclusive descartar a extração inicial de DNA das amostras e 

o uso de termocicladores. Vem sendo usado na triagem de amostras-teste 

devido a sua alta sensibilidade e especificidade, maior que a PCR 

convencional e em tempo real (PARIDA, 2008), podendo detectar um 

fentograma de DNA na amostra-teste, enquanto a PCR detecta um 

nanograma (DHARMA et al. 2014).  



26 

 

A técnica foi criada em 2000 por pesquisadores japoneses, e baseia-se 

no uso de oligonucleotídeos: externos (n=2), chamados de B3 e F3 (do inglês, 

backward outer e forward outer, respectivamente); internos (n=2), chamados 

de BIF e FIP (do inglês, backward inner primer e forward inner primer, 

respectivamente); e os aceleradores da reação, chamados de LFP e LBP (do 

inglês, loop forward primer e loop backward primer, respectivamente). Utiliza 

ainda enzimas que têm a capacidade de separar a dupla fita de DNA, 

podendo ser a Bst polimerase (isolada de Bacillus stearothermophylus) ou a 

Bsm (Bacillus smithii). No entanto, essas enzimas não têm atividade de 

exonuclease (5’ – 3’) como a DNA polimerase e tem atividade catalítica. A 

enzima mais usada é a Bst polimerase (DHAMA et al. 2014). Também são 

necessárias na reação as dNTP’s, fosfato de magnésio (que forma pirofosfato 

de magnésio durante a reação e possibilita a visualização dos resultados pela 

turbidez dos produtos (DHAMA et al., 2014). A amplificação do DNA ocorre 

em duas etapas, uma não cíclica e outra cíclica. Inicia-se na fase não cíclica 

com produção de DNA com alças (“stem-loops”) que se torna linear com o 

anelamento de BIP. Depois ocorre a formação de moldes de DNAs que 

servem de molde inicial para a fase seguinte (cíclica). 

A padronização de um protocolo pela técnica de LAMP, voltada para 

amostras de primatas não humanos, seria um grande avanço, visto que 

poderia ser utilizada em pesquisas de campo, uma vez que o uso da técnica 

não necessariamente precisa de extração de DNA inicial, podendo ser 

realizada em um único passo (extração e amplificação) e em um único 

aparelho. 

 

 

 

 

 

 

 



27 

 

3. OBJETIVOS 

3.1 Geral 
 

Identificar Plasmodium spp. em primatas neotropicais e em anofelinos 

nos municípios de São Luís e São José de Ribamar, Ilha de São Luís, Estado 

do Maranhão. 

 
 

3.2 Específicos 
 

- Identificar as espécies de Plasmodium spp. por meio de técnicas 

moleculares (LAMP, PCR convencional e PCR em tempo real) e 

microscópicas (gota espessa e esfregaço sanguíneo) em amostras de sangue 

de primatas neotropicais;  

- Avaliar a frequência de anticorpos anti-Plasmodium spp. em 

primatas neotropicais de vida livre e de cativeiro da Ilha de São Luís; 

- Padronizar um ELISA-teste usando antígenos solúveis de roptrias de 

P. falciparum  e P. berghei; 

- Identificar as espécies de anofelinos presentes no domicílio, 

peridomicílio e área de mata dos locais de colheita de sangue de primatas 

neotropicais; 

- Analisar por técnicas moleculares a presença de Plasmodium spp. 

em anofelinos; 

- Identificar as fontes alimentares de anofelinos amostrados pela PCR 

convencional. 

 

 

 

 

 



28 

 

4. MATERIAL E MÉTODOS 
4.1 Aspectos éticos 
 

Os protocolos de pesquisa usados nesta tese foram aprovados pela 

Comissão de Ética no Uso de Animais (CEUA) da UNESP, Câmpus de 

Jaboticabal, sob o Protocolo nº011.480/12, e tiveram autorização do Instituto 

Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade para a realização das 

atividades, licença nº 34.282-2. 

 
 

4.2 Áreas de estudo 
 

O Estado do Maranhão situa-se na porção ocidental da Região 

Nordeste, tendo como limites: ao Norte, o Oceano Atlântico, ao Sul, o Estado 

do Tocantins; a Leste, o Estado do Piauí; e a Oeste, os Estados do Pará e 

Tocantins. É caracterizado fitogeograficamente como uma zona de transição 

entre a Floresta Amazônica, o Cerrado e a Caatinga. O clima é tropical, com 

umidade relativa do ar geralmente acima de 80% e temperaturas elevadas, 

em torno de 26 graus, durante todo o ano.  É cortado por 12 bacias 

hidrográficas e faz parte dos nove Estados que compõem a Amazônia Legal. 

Possui área de 331.936.948 km², população de 6.574.789 habitantes e 

densidade demográfica de 19,81 habitantes por km² (IBGE, 2010). É um 

Estado coberto por uma vegetação composta por Mata de Cocais, campos 

inundáveis, mangues, Cerrado e Floresta Amazônica (SILVA et al. 2009), 

características que favorecem a proliferação do mosquito vetor da malária 

(COX, 2002), perpetuando essa doença como endemia de maior impacto no 

Estado. 

A maioria dos casos de malária ocorre na região chamada de 

Amazônia Maranhense, composta pela Ilha de São Luís e Baixada Ocidental 

(OLIVEIRA-PEREIRA; REBÊLO, 2000).  

As colheitas das amostras de sangue de primatas neotropicais e as 

capturas de anofelinos foram realizadas em dois municípios da Ilha de São 

Luís, São José de Ribamar e São Luís. Em São Luís, as colheitas de sangue 

de primatas neotropicais ocorreram no Centro de Triagem de Animais 



29

Silvestres do IBAMA (CETAS/São Luís-MA), e as capturas de anofelinos no 

Sítio Mangalho, localizado na Área de Proteção Ambiental (APA) do 

Maracanã. Em São José de Ribamar, as capturas e colheitas de sangue de 

primatas neotropicais e capturas de anofelinos ocorreram na reserva 

Particular Sítio Aguahy. 

Todos os pontos foram localizados por um dispositivo com o sistema de 

posicionamento global (GPS) Garmim eTrex Vista®. 

 
 

4.2.1 Centro de Triagem de Animais Silvestres de São Luís 
 

O CETAS de São Luís (2º56’ S e 44º21’, Figura 5) é ligado ao Núcleo 

de Fauna da Superintendência do IBAMA (Instituto Brasileiro de Meio 

Ambiente e Recursos Naturais Renováveis) no Estado do Maranhão. Tem 

função de receber, identificar, triar, recuperar, reabilitar e destinar animais 

silvestres apreendidos pela fiscalização, provenientes de resgates e de 

entrega voluntária. 

Durante os anos de 2009 a 2014 realizaram-se colheitas de sangue 

de primatas neotropicais recebidos pelo CETAS-São Luís. 

 

 

 
 
Figura 5. Vista aérea das instalações do CETAS de São Luís-MA (à 

esquerda) e imagem da entrada do centro (à direita). Fonte: Digital 
Globe. 

 
 



30 

 

4.2.2 Reserva Particular Sítio Aguahy, São José de Ribamar 
 

Os primatas de vida livre foram capturados na Reserva Particular do 

Sítio Aguahy (2º38’76”S, 44º08’22”W), no município de São José de Ribamar, 

Estado do Maranhão, Brasil. A área possui 600 hectares (Figura 6), composta 

de manguezais (120 ha), restinga (50 ha) e fragmentos de Floresta 

Amazônica. Apesar de ser uma das áreas mais preservadas da Ilha de São 

Luís, sofre intensa pressão humana de seis comunidades existentes no 

entorno da reserva e estas frequentam a área para atividades de lazer e 

pesca. É usada para estudos entomológicos e etológicos de diversas 

espécies de animais, especialmente de aves e de primatas. As espécies de 

primatas que são nativas da área são Saimiri sciureus e Sapajus spp.  

Essa área é utilizada pelo IBAMA-MA desde 2005 para soltura de 

animais, dentre eles, grupos de Saimiri sciureus e Sapajus spp. 

Nessa reserva, foram realizadas as atividades de capturas de 

primatas (2011-2014) e de anofelinos (janeiro, junho e julho de 2013). 

 

 

 
Figura 6. Imagem de satélite da Reserva Particular Sítio Aguahy mostrando a 

delimitação da reserva. Fonte: Google Maps. 



31 

 

4.2.3 Sítio Mangalho, Área de Proteção Ambiental do Maracanã 
(APA), São Luís 

 
O Sítio Mangalho fica localizado na Área de Proteção Ambiental 

(APA) do Maracanã (Figura 7), zona rural do município de São Luís. É uma 

propriedade particular (2º36’11.31”S e 44º17’50.82”O), que possui 

aproximadamente 11ha (PEREIRA, 2013).  Como em toda a Ilha de São Luís, 

a temperatura média da APA é de 26°C (FARIAS FILHO, 2010).  

O Sítio Mangalho faz parte da rota diária de grupos de Sapajus sp. e 

Saimiri sciureus, espécies comuns na APA do Maracanã, que estão sempre 

sendo avistados pelos moradores. Também possui coleção artificial de água, 

que pode favorecer a proliferação do mosquito vetor da malária. 

 

 

 
Figura 7. Imagem de satélite da Ilha de São Luís do Maranhão identificando a 

localização do Sítio Mangalho na APA do Maracanã, município de São 
Luís. 

 

 

 

 

A 



32 

 

4.3 Espécies amostradas 
 

Foram amostrados 161 primatas neotropicais no CETAS de São Luís 

e no Sítio Aguahy (São José de Ribamar) (Tabela 1). 

Tabela 1. Espécies de primatas neotropicais amostradas no período de 2009-
2014, nome comum, local de captura e sexo. 

Espécies Nome comum Local de captura* Sexo Total 

Aotus infulatus Macaco-da-noite CETAS 1F 01 

Chiropotes satanas Cuxiú CETAS 1M 01 

Sapajus spp. Macaco-prego CETAS (89) e 
Sítio Aguahy (17) 61 M/45F 106 

Callithrix jacchus Sagüi CETAS 12M/7F 19 

Saimiri sciureus Capijuba CETAS (21) e 
Sítio Aguahy (3) 17M/7F 24 

Saguinus midas niger Soim CETAS 5M/5F 10 

Total   96M/65F 161 

*O número entre parênteses indica a quantidade de primatas neotropicais 
amostrada em cada local de captura. M-macho, F-fêmea. 
 

 

4.4 Captura de primatas 
 
A captura dos primatas neotropicais mantidos em cativeiro (ex situ) foi 

realizada de duas formas: 

a) Para Callithrichinae, a contenção física foi realizada com puçá 

seguida decontenção química; 

b) Para Cebinae e Aotinae, a contenção física foi realizada com 

gaiola de parede móvel e, em seguida procedeu-se a contenção 

química.  

Os animais de vida livre (in situ) do Sítio Aguahy foram capturados por 

armadilhas tipo “Tomahawk”, que possuem sistema de trampa, que fecha a 

porta da armadilha quando acionada pela peso do animal, em uma pequena 

plataforma localizada no meio desta. Os animais foram atraídos por iscas 

como frutas (manga, banana e mamão) e milho verde colocadas no fundo da 

gaiola. 



33 

 

Antes de montar as armadilhas, informações foram obtidas com 

funcionários da reserva referentes aos locais de avistamento e uso das trilhas 

pelos primatas neotropicais.   

Os animais eram observados com o uso de binóculos e, assim 

capturados pela armadilha tipo “Tomahawk”, foram transferidos para gaiola de 

parede móvel para proceder à anestesia.  

 

 

4.5 Contenção física e química 
 

Após contenção física, foi aplicada injeção intramuscular da 

associação de Cloridrato de Zolazepam e Cloridrato de Tiletamina (Zoletil®) 

na dose de acordo com a espécie, como descrito na Tabela 2. 
 

 

Tabela 2. Dosagens anestésicas da associação de Cloridrato de Tiletamina e 
Cloridrato de Zolazepam (Zoletil®) aplicadas via intramuscular para a 
imobilização química de diferentes espécies de primatas neotropicais. 

Subfamílias* Espécies Dose (mg/kg) 

Cebinae 
Sapajus spp. 

Saimiri sciureus 4,4 

Callithrichinae 
Callithrix jacchus 

Saguinus midas niger 2,2 

Aotinae Aotus infulatus 4,0 

Pitheciinae Chiropotes satanas 4,4 

*Classificação taxonômica de primatas de acordo com Perelman et al. (2011). 
 

 

4.6 Colheita de amostra biológica de sangue  
 

A colheita de sangue de primatas neotropicais foi realizada por meio 

de venopunção da veia jugular (Figura 8) ou femoral, após a assepsia do 

local, usando-se agulhas (13 x 4,5 mm a 25 x 7 mm)  e seringas de 1mL ou 



34 

 

5mL, sendo respeitado o  volume de sangue a ser colhido de acordo com o 

peso do animal.  

 

 

  
Figura 8. Colheita de sangue em prim