UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO” FACULDADE DE CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS DE ARARAQUARA Eferocitose na presença de PAMP estimula ativação de macrófagos de perfil misto M1/M2 Aluna: Ana Carolina Guerta Salina Orientadora: Prof(a). Dr(a) Alexandra Ivo de Medeiros Araraquara Ano 2015 Eferocitose na presença de PAMP estimula ativação de macrófagos de perfil misto M1/M2 Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Biociências e Biotecnologias aplicadas à farmácia, área de concentração: Imunologia, para a obtenção do título de Mestre em biociências e biotecnologias aplicadas à farmácia. Orientanda: Ana Carolina Guerta Salina Orientadora: Prof(a). Dr(a) Alexandra Ivo de Medeiros Araraquara Ano 2015 Ficha Catalográfica Elaborada Pelo Serviço Técnico de Biblioteca e Documentação Faculdade de Ciências Farmacêuticas UNESP – Campus de Araraquara Salina, Ana Carolina Guerta S165e Eferocitose na presença de PAMP estimula ativação de macrófagos de perfil misto M1/M2 / Ana Carolina Guerta Salina – Araraquara, 2015 96 f. Dissertação (Mestrado) – Universidade Estadual Paulista. “Júlio de Mesquita Filho”. Faculdade de Ciências Farmacêuticas. Programa de Pós Graduação em Biociências e Biotecnologia aplicadas à Farmácia Orientador: Alexandra Ivo de Medeiros 1. Macrófagos M1/M2. 2. Células apoptóticas. 3. Citocinas. 4. Prostaglandina E2. 5. Streptococcus pneumoniae. I. Medeiros, Alexandra Ivo de, orient. II. Título. CAPES: 40300005 Aos meus pais, Maria e Fernando, por acreditarem e investirem em minha formação. Essa vitória é mérito de vocês! AGRADECIMENTO À Deus, por ter colocado em meu caminho tantas pessoas boas. Aos meus pais, pela educação, amor, carinho, apoio e, principalmente, confiança em todos esses longos anos de estudo. À minha irmã Maria, que mesmo de longe torceu pelo meu sucesso. Ao Tiago, pela paciência e compreensão nos momentos de desespero e angústias. À professora Alexandra pela oportunidade acadêmica e por acreditar no meu potencial profissional e pessoal. À Bruna, pelas horas divididas durante os experimentos quase intermináveis. Aos colegas de laboratório, pelo convívio e ajuda em todos os momentos: Amanda, Fernanda, Victória, Felipe, Naiara, Bruna, Letícia, Júlia, Allan, Flávio e Valéria. À FCF-UNESP, FAPESP, CAPES e CNPq, pelo apoio financeiro e institucional para a realização desse trabalho. Capítulo 1. Sumário 1. Introdução ............................................................................................................... 1 1.1 O Impacto de Células Apoptóticas em doenças pulmonares ................................ 1 1.2. Envolvimento de PGE2 no aumento da susceptibilidade a infecções. .................. 4 1.3. Polarização de Macrófagos .................................................................................. 7 2. Objetivos ............................................................................................................... 10 2.1. Objetivo geral ..................................................................................................... 10 2.2. Objetivo específico ............................................................................................. 11 3. Delineamento experimental ................................................................................... 12 4. Materiais e Métodos .............................................................................................. 14 4.1. Animais ............................................................................................................... 14 4.2. Cultivo de Streptococcus pneumoniae ............................................................... 14 4.3. Índice de fagocitose de neutrófilos ..................................................................... 15 4.4. Geração das células apoptóticas ....................................................................... 15 4.5. Confirmação do índice de apoptose celular ....................................................... 15 4.6. Determinação do índice de fagocitose de células apoptóticas. .......................... 16 4.7. Obtenção de macrófagos M0 ............................................................................. 16 4.8. Geração de macrófagos M1/M2 em condições polarizantes .............................. 16 4.9. Perfil de diferenciação de Macrófagos na presença de diferentes fontes de células apoptóticas .................................................................................................... 17 4.10. Análise da expressão de marcadores de superfície por citometria de fluxo ..... 18 4.11. Ensaio Imunoenzimático (ELISA) ..................................................................... 18 4.12. Quantificação de Nitrito .................................................................................... 18 4.13. Análise relativa dos níveis de mRNA por PCR em tempo real (RT-qPCR) ...... 19 4.14. Avaliação da atividade fagocítica e microbicida ............................................... 19 4.15. Avaliação do papel supressor dos diferentes tipos de células apoptóticas in vivo ............................................................................................................................ 20 4.16. Análise estatística ............................................................................................ 21 5. Resultados e Discussão ........................................................................................ 21 5.1. Índice de fagocitose de S. pneumoniae por neutrófilos ...................................... 21 5.2. Determinação da porcentagem de neutrófilos apoptóticos infectados e estéreis. .................................................................................................................................. 24 5.3. Índice de fagocitose de células apoptóticas por macrófagos M0 ....................... 27 5.4. Efeito da fagocitose de células apoptóticas por macrófagos M0 na polarização de macrófagos M1/M2 ............................................................................................... 30 5.4.1. Análise fenotípica do perfil de macrófagos M1/M2 por citometria de fluxo. ..... 30 5.4.2. Análise fenotípica do perfil de macrófagos M1/M2 por RT-qPCR ................... 34 5.4.3. Análise fenotípica do perfil de macrófagos M1/M2 pela síntese de mediadores solúveis. .................................................................................................................... 38 5.5. Influência da PGE2 na polarização de macrófagos M1/M2. ............................... 46 5.6. Envolvimento dos mediadores solúveis produzidos durante a fagocitose de diferentes fontes de células apoptóticas por macrófagos M0 na polarização em macrófagos M1/M2. ................................................................................................... 60 5.7. Determinação da atividade fagocítica e microbicida de macrófagos M0 após a fagocitose de diferentes fontes de células apoptóticas ............................................. 62 6. Conclusões ............................................................................................................ 69 7. Bibliografia ............................................................................................................. 70 Anexo I ...................................................................................................................... 78 Anexo II ..................................................................................................................... 79 Anexo III .................................................................................................................... 80 Anexo IV .................................................................................................................... 81 Lista de Figuras Figura 1. Etapas para a remoção de células apoptóticas. ........................................... 1 Figura 2. Fagocitose de neutrófilos apoptóticos por células dendríticas. .................... 4 Figura 3. Efeito de PGE2 pela interação com receptores EP.......................................6 Figura 4. Hipótese de estudo. ................................................................................... 10 Figura 5. Delineamento experimental 1 – In vitro ...................................................... 12 Figura 6. Delineamento experimental 2 – In vivo ...................................................... 13 Figura 7. Índice de fagocitose de S. pneumoniaeFITC por neutrófilos de ratos. .......... 23 Figura 8. Porcentagem de neutrófilos apoptóticos utilizando diferentes intensidades de radiação U.V. ....................................................................................................... 25 Figura 9. Determinação da porcentagem de fagocitose de células apoptóticas por macrófagos. ............................................................................................................... 28 Figura 10. Polarização de macrófagos em M1/M2 pela fagocitose de AC e AC-Sp. . 32 Figura 11. Determinação da expressão de genes associados ao fenótipo M1/M2 em macrófagos M0 após a fagocitose de AC e AC-Sp. .................................................. 36 Figura 12. Perfil de citocinas relacionados ao fenótipo M1/M2 durante a fagocitose de células apotóticas estéreis e infectados com Sp por macrófagos M0. ................. 40 Figura 13. Perfil de citocinas relacionados aos fenótipos de macrófagos M1/M2 produzidos por macrófagos M0 na presença de diferentes fontes de células apoptóticas. ............................................................................................................... 41 Figura 14. Avaliação da liberação de PGE2 por macrófagos na presença de células apoptóticas. ............................................................................................................... 43 Figura 15. Quantificação de óxido nítrico produzido por macrófagos M0 cultivados na presença de diferentes fontes de células apoptóticas. .............................................. 45 Figura 16. Influência da PGE2 na polarização de macrófagos M0. ........................... 47 Figura 17. Influência da PGE2 na produção de citocinas. ......................................... 49 Figura 18. Quantificação de NO produzido por macrófagos M0 na presença de PGE2. ........................................................................................................................ 50 Figura 19. Efeito da inibição de PGE2 em macrófagos M0 após a fagocitose de diferentes fontes de células apoptóticas ................................................................... 53 Figura 20. Influência de inibidores de COX na produção de citocinas. ..................... 56 Figura 21. Quantificação de óxido nítrico produzido macrófagos M0 na presença de inibidores não seletivos de COX. .............................................................................. 57 Figura 22. Quantificação de PGE2 produzida por macrófagos M0 na presença de inibidores não seletivos de COX. .............................................................................. 59 Figura 23. Importância do contato célula-célula para a polarização de macrófagos. 61 Figura 24. Avaliação da capacidade fagocítica por macrófagos M0 na presença de diferentes tipos de células apoptóticas e em condições polarizantes. ...................... 65 Figura 25. Avaliação da atividade microbicida por macrófagos M0 na presença de diferentes tipos de células apoptóticas e em condições polarizantes. ...................... 66 Figura 26. A instilação de AC e AC-Sp promove diferentes respostas quanto a capacidade microbicida in vivo. ................................................................................. 68 Figura 27. Padronização da curva de crescimento de S. pneumoniae (ATCC 49619). .................................................................................................................................. 78 Figura 28. Morfologia de macrófagos ao final de 7 dias de cultura na presença de M- CSF. .......................................................................................................................... 79 Figura 29. Morfologia de macrófagos M1 e macrófagos M2. .................................... 79 Figura 30. Fenotipagem das sub-populações de macrófagos M1/M2 diferenciadas a partir de M0. .............................................................................................................. 80 Figura 31. Análise de RT-qPCR de macrófagos M1/M2 diferenciados a partir de M0. .................................................................................................................................. 81 Índice de Abreviaturas AA – Ácido Araquidônico AC – Apoptotic cells (Células Apoptóticas) AC-Sp – Célula Apoptótica infectada com Streptococcus pneumoniae AP-1 - Activator protein 1 Arg 1 - Arginase 1 cAMP - Adenosina Monofosfato Cíclico C/EBPb - CCAAT-enhancer-binding proteins CCR7 – C-C Chemokine Receptor Type 7 CD - Célula Dendrítica COX - Ciclooxigenase cPLA2 - Fosfolipases A2 Citosólica DAMPs – Damage Associated Molecular Pattern Molecules DMEM – Dulbecco's Modified Eagle Medium DPOC - Doença Pulmonar Obstrutiva Crônica E.coli - Escherichia coli EP –Prostaglandin E Receptors FSC –Forward Scatter GM-CSF –Granulocyte-Macrophage Colony-Stimulating Factor HIV - Human Immunodeficiency Virus Ibrup - Ibuprofeno IFN-γ – Interferon Gamma IL – Interleucina Indo – Indometacina iNOS - Inducible nitric oxide synthase I.p. – Intraperitoneal IRFs - Interferon regulatory factors LPS – Lipopolissacarídeo M-CSF – Macrophage Colony-Stimulating Factor MA - Macrófago Alveolar MARCO -Macrophage receptor with collagenous structure MIF - Mediana da intensidade de florescência M. leprae - Mycobacterium leprae mJ - miliJoule NEED - Naftiletilenodiamino Dihidroclorídrico NF-kB - Factor nuclear kappa B NO - Nitric oxide NOD – NOD Like Receptor PAF – Platelet-activating Factor PAMPs - Pathogen Associated Molecular Patterns PBS – Tampão fosfato salino PC - Fosfatidilcolina PE – Fosfatidiletanolamina PG - Prostaglandinas PGD2 – Prostaglandina D2 PGE2 – Prostaglandina E2 PGF2 – Prostaglandina F2 PGH2 – Prostaglandina H2 PGI2 – Prostaglandina I2 PS - Fosfatidilserina RLR - RIG-I-Like Receptors SBF – Soro Bovino Fetal SOCS 2 - Suppressor of cytokine signaling-2 SOCS 3 - Suppressor of cytokine signaling-3 Sp - Streptococcus pneumoniae SSC – Side Scatter T. cruzi – Trypanosoma cruzi TGF-β - Transforming Growth Factor Beta TLR – Toll Like Receptor Th17 – Linfócito T helper 17 TNF-α – Tumor Necrosis Factor - Alfa Treg – Linfócito T regulador TSB – Tryptic soy broth TxA2 - Tromboxano A2 UFC - Unidades Formadoras de Colônias U.V. – Ultravioleta Resumo A fagocitose de células apoptóticas é um processo dinâmico importante para a homeostase dos tecidos após injúria. Os macrófagos além de atuarem na remoção de células apoptóticas, também colaboram na defesa contra microrganismos. Existem ao menos duas populações de macrófagos classificadas como macrófagos M1 (pró-inflamatórios) e macrófagos M2 (anti-inflamatórios). Estes leucócitos diferem quanto ao fenótipo e funções efetoras dependendo, primordialmente, do microambiente e dos microrganismos com que interagem no tecido. Em uma situação de injúria pulmonar estéril (inalação de agentes tóxicos), há acúmulo de células apoptóticas sem a presença de agente microbiano. Por outro lado, durante uma infecção pulmonar bacteriana, ocorre intensa migração de células para o local da infecção na tentativa de conter a proliferação bacteriana, resultando em intenso acúmulo de células apoptóticas infectadas neste tecido. Portanto, nesse trabalho foi avaliado, in vitro e in vivo, o efeito da fagocitose de células apoptóticas infectadas (AC-Sp) ou estéreis (AC) na polarização de macrófagos M1/M2, bem como suas funções efetoras, e o efeito da PGE2 nesse contexto de eferocitose. Macrófagos M0 co-cultivados com AC ou AC-Sp apresentam um fenótipo intermediário entre M1 e M2, com secreção de altos níveis de IL-6, TNF-α, PGE2, TGF-β e NO e a expressão de genes relacionados ao perfil M1, iNOS, e ao perfil M2, Arginase 1. Além disso, macrófagos M0 cultivados com AC ou AC-Sp, apresentam supressão da função microbicida quando desafiados com S. pneumoniae. A presença de PGE2 dirige a polarização de macrófagos M0 a um perfil M2 e a presença de inibidores de COX promove a reversão do fenótipo de polarização destes macrófagos. Os resultados in vivo demonstram que a instilação de AC ou AC-Sp promove distintos microambientes no pulmão destes animais, que influenciam na resolução da infecção. Dessa forma, o conjunto de resultados obtidos sugere que a presença de AC e AC-Sp promove, in vitro, um perfil misto de polarização de macrófagos M1/M2, com inibição da função efetora destas células. Por outro lado, os resultados in vivo sugerem um efeito supressor de AC nas atividades microbicidas contra S. pneumoniae, enquanto AC-Sp foram mais eficientes na resolução da infecção. Palavras-chave: Macrófagos M1/M2, células apoptóticas, citocinas, prostaglandina E2, Streptococcus pneumoniae. Abstract The phagocytosis of apoptotic cells is dynamic and crucial for homeostasis after injury. Macrophages act on the clearance of apoptotic cells and collaborate with defense against microorganisms. There are at least two distinct macrophage populations classified as M1 macrophages (pro-inflammatory) and M2 macrophages (anti-inflammatory). Both cells differ on the state of polarization and effectors function depending primarily on the microenvironment and microorganisms that interact into the tissue. In a situation of sterile lung injury (inhalation of toxic agents), there are accumulation of apoptotic cells without the presence of pathogen. On the other hand, during a bacterial pulmonary infection there is intense cell migration to the infection site in an attempt to impair bacterial growth, resulting in a large accumulation of infected-apoptotic cells in the tissue. Therefore, this study has evaluated in vitro and in vivo, the effect of the phagocytosis of infected-apoptotic cells (AC-Sp) or sterile cells (AC) on the polarization of M1/M2 macrophages, as well as in their effector functions and the effect of PGE2 in the context of efferocytosis. M0 macrophages co- cultured with AC or AC-Sp show an intermediate phenotype between M1 and M2 with high secretion levels of IL-6, TNF-α, PGE2, NO and TGF-β, and gene expression profile related to M1, iNOS, and M2, arginase 1. Furthermore, M0 macrophages cultured with AC or AC-Sp show strong suppression of the macrophage microbicidal function when challenged with S. pneumonia. The presence of PGE2 drives the polarization of M0 macrophages to a M2 profile, and in the presence of COX inhibitors, it reverses the polarization of this macrophage phenotype. The in vivo results demonstrate that the instillation of AC or AC-Sp promotes distinct microenvironments in the lungs of these animals, which influence the resolution of the infection. All these results suggest that the presence of AC or AC-Sp promotes, in vitro, a mixed profile of macrophage polarization M1/M2 in addition to the inhibition of effector functions against S. pneumoniae. Moreover, the results suggest in vivo suppressive effect on AC microbicidal activity against S. pneumoniae, while AC-Sp was more effective in resolving the infection. Keywords: M1/M2 Macrophages, apoptotic cells, cytokines, prostaglandin E2, Streptococcus pneumoniae. 1 1. Introdução 1.1 O Impacto de Células Apoptóticas em doenças pulmonares A morte celular programada, denominada apoptose, é um processo fisiológico envolvido no desenvolvimento, remodelamento e renovação tecidual homeostática. Um dos primeiros eventos decorrentes do processo apoptótico é a perda da assimetria, que resulta na exposição de fosfolipídios da membrana plasmática, como a fosfatidilserina (PS), fosfatidiletanolamina (PE) e fosfatidilcolina (PC) (Roos, Xu et al. 2004). Além disso, as células apoptoticas passam a secretar quimiocinas que são sinais precoces de morte, etapa esta também denominada de sinais “Find me”, resultando no recrutamento de macrófagos. Na presença deste microambiente, os macrófagos aumentam a expressão de moléculas de superfície e receptores responsáveis pela interação (sinais denominados “Catch me”) e remoção destas células apoptóticas (sinais de “Eat me”) (Figura 1). Figura 1. Etapas para a remoção de células apoptóticas. Liberação de sinais “Find me”, “Catch me”, “Eat me” e citocinas. A fagocitose de células e corpos apoptóticos por fagócitos, também denominada eferocitose, representa um mecanismo pelo qual se previne a exposição de componentes intracelulares, DAMPs (Damage Associated Molecular 2 Pattern Molecules), visando manter a homeostase e resolução de processos inflamatórios nos tecido (Donnelly and Barnes 2012; Inoue, Ishibashi et al. 2012), além de prevenir a ativação de clones autorreativos e o desencadeamento de doenças autoimunes (Korns D. et al., 2011). Portanto, a eficiente remoção de células apoptóticas por fagócitos em condição estéril impediria a injúria tecidual resultante da evolução destas células para estado de necrose celular, que culminaria no extravasamento de DAMPs. Algumas doenças inflamatórias crônicas, como Doença Pulmonar Obstrutiva Crônica (DPOC), ou a inalação de fumaça de cigarro e inalação de gases tóxicos resulta em grande acúmulo de células epiteliais e de neutrófilos apoptóticos no pulmão de pacientes (Kunihiko Hiraiwa and Stephan F. van Eeden, 2013; Zhi-Hui He et al, 2015). Entretanto, por estas células estarem inseridas em um contexto de ausência de infecção, são denominadas células apoptóticas estéreis, ou seja, não há a presença de patógenos ou fragmentos destes no interior destas células. No ambiente pulmonar, tanto as células apoptóticas estéreis como as células apoptóticas infectadas são removidas principalmente por fagócitos, como macrófagos e células dendríticas (CD). Sabe-se que a fagocitose de células apoptóticas estéreis resulta na produção de mediadores anti-inflamatórios, tais como TGF-β (Transforming Growth Factor Beta), interleucina (IL)-10, prostaglandina E2 (PGE2) e fator ativador plaquetário (PAF) assim como a inibição de componentes da resposta inflamatória, como IL-1β, IL-8, GM-CSF (Granulocyte-Macrophage Colony- Stimulating Factor), TNF- (Tumor Necrosis Factor Alfa), bem como leucotrieno C4 e tromboxano B2 (Fadok, Bratton et al. 1998; Kim, Chung et al. 2005; Chung, Kim et al. 2006; Medeiros, AI., et al. 2009). O impacto da imunossupressão induzida pela fagocitose de células apoptóticas tem sido demonstrado em diferentes modelos de infecções e processos inflamatórios crônicos. No modelo de infecção por Trypanossoma cruzi, foi demonstrada previamente a presença de grande número de linfócitos apoptóticos durante o curso da infecção. Este mesmo grupo de pesquisa demonstrou que a interação de linfócitos T apoptóticos com macrófagos infectados promovia o crescimento do parasita de forma dependente de PGE2, TGF- e síntese de poliaminas. Uma única injeção de células apoptóticas em camundongos previamente http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Korns%20D%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=22566847 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Hiraiwa%20K%5Bauth%5D 3 infectados com T. cruzi foi capaz de aumentar drasticamente a parasitemia nesses animais. Portanto, o acúmulo de células apoptóticas no pulmão, na ausência de infecção, resulta em uma inflamação estéril e na imunossupressão do microambiente pulmonar mediante a fagocitose destas células apoptóticas (Lopes, da Veiga et al. 1995). As infecções do trato respiratório inferior lideram entre as principais causas de morte por infecções no mundo, principalmente aquelas causadas por bactérias Gram-positivas, como pneumonia por S. pneumoniae (Paterson e Orihuela, 2011). Os macrófagos alveolares (MA) são conhecidos como a primeira linha de defesa contra microrganismos no pulmão. Durante o processo infeccioso, tanto os monócitos quanto os neutrófilos, que migram para o espaço bronco-alveolar, fagocitam os microrganismos e, após exercerem suas funções efetoras, podem morrer por apoptose tanto por exaustão (por excesso de ativação) quanto em uma fase final da infecção, como resolução do processo infeccioso. Dessa forma, diferente da condição estéril, na presença de agente infeccioso, as células apoptóticas possuem em seu interior o microrganismo. Recentemente, foi demonstrado que a fagocitose de neutrófilos apoptóticos infectados com Citrobacter rodentium promoveu a síntese de IL-23, TGF-β e IL-6 por CD. A presença deste microambiente inflamatório favoreceu a diferenciação de células T CD4 “naive” em células Th17 (Brereton C.F, Blander JM, 2010) (Figura 2). A importância da interação dos PAMPs (Pathogen Associated Molecular Patterns) aos receptores TLRs (Toll Like Receptor) na geração dos fatores solúveis foi comprovada utilizando CD isoladas de animais deficientes de Tlr4-/- ou de Myd88-/- e Trif-/-, visto que a ausência destas moléculas desencadeou o desenvolvimento de células Treg (Linfócitos T reguladores) (Figura 2). https://microbewiki.kenyon.edu/index.php/Citrobacter_Rodentium https://microbewiki.kenyon.edu/index.php/Citrobacter_Rodentium http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Brereton%20CF%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=20958317 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Blander%20JM%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=20958317 4 Figura 2. Fagocitose de neutrófilos apoptóticos por células dendríticas. A fagocitose de neutrófilos infectados promove a liberação de citocinas como IL-6, IL-23 e TGF-β. 1.2. Envolvimento de PGE2 no aumento da susceptibilidade a infecções. As prostaglandinas (PG) são mediadores lipídicos oriundas do ácido araquidônico liberado de fosfolipídeos de membranas pelas fosfolipases (cPLA2) (Burke and Dennis 2009). O ácido araquidônico (AA) pode ser metabolizado pelas enzimas ciclooxigenase 1 (COX-1) (enzima constitutiva) e/ou ciclooxigenase 2 (COX-2) (enzima induzida). A metabolização do AA pelas COX resulta na geração de uma PGG2, intermediária e instável, que é rapidamente metabolizada a PGH2. Esse metabólito pode sofrer a ação de diferentes sintases, dependendo do tecido ou da célula, resultando na formação de PGI2, PGF2, PGD2, PGE2 ou tromboxanos A2 (TxA2). Estes prostanóides são, então, liberados pelas células através de moléculas transportadoras de membrana e, devido a meia vida curta, logo exercem suas funções efetoras de maneira autócrina e/ou parácrina. 5 Dentre as PGs, a PGE2 gerada a partir da ação de PGE2 sintase em PGH2 é um dos mediadores mais abundantes produzidos nos diferentes tecidos e um dos principais mediadores lipídicos sintetizados por macrófagos e outros diferentes tipos celulares (Brock, McNish et al. 2003). Além da atividade edematogênica das PGs, a PGE2 pode modular a síntese de diferentes citocinas e quimiocinas (Gualde and Harizi 2004; Sugimoto, Fukada et al. 2005). Apesar da vasta literatura correlacionando PGE2 como importante mediador nos processos inflamatórios agudos e crônicos, o potencial anti-inflamatório deste prostanóide vem sendo descrito em diferentes modelos experimentais (Tilley, Coffman et al. 2001; Serezani, Kane et al. 2012). PGE2 inibe a migração de leucócitos (Armstrong 1995), geração de O2- (ânion superóxido) (McLeish, Stelzer et al. 1987; Aronoff, Canetti et al. 2005), síntese de leucotrienos (Christman, Christman et al. 1993; Aronoff, Canetti et al. 2005) e de citocinas, entre elas IL-12, IFN- (Interferon Gamma)(Betz and Fox 1991) e TNF- (Kunkel, Spengler et al. 1988; Aronoff, Canetti et al. 2005). Além disso, a PGE2 liberada durante a fagocitose via receptor Fc promove aumento na produção de citocinas anti-inflamatórias como IL- 10 (Breyer, Bagdassarian et al. 2001; Nataraj, Thomas et al. 2001; Aronoff, Canetti et al. 2004; Aronoff, Canetti et al. 2005). Estes efeitos antagônicos de PGE2 estão diretamente relacionados aos receptores na superfície celular com os quais esse mediador é capaz de interagir. São conhecidas quatro classes de receptores EP (Prostaglandin E Receptors), os quais são acoplados à proteína G (Figura 3). EP1 é acoplado à Gq, que resulta no aumento de Ca2+ intracelular. EP3 é acoplado à Gi, cuja ativação leva à diminuição de cAMP (Adenosina Monofosfato Cíclico). EP2 e EP4 são acoplados à Gs, resultando no aumento de cAMP intracelular. Trabalhos na literatura têm demonstrado que o caráter supressor da PGE2 deve-se ao aumento da cAMP, como resultado da interação com os receptores EP2 e/ou EP4 (Breyer, Bagdassarian et al. 2001; Nataraj, Thomas et al. 2001; Aronoff, Canetti et al. 2004; Aronoff, Canetti et al. 2005). 6 Figura 3. Efeito de PGE2 pela interação com receptores EP - EP1, EP2, EP3 e EP4 nas funções efetoras de macrófagos. A produção exacerbada de PGE2 está associada ao aumento da susceptibilidade às infecções bacterianas em indivíduos infectados por HIV (Azzam, Kedzierska et al., 2006), desnutridos (Redmond, S et al., 1991), ou submetidos a transplante de órgãos (Ballinger, Aronoff et al., 2006). PGE2 inibe diretamente e indiretamente aspectos funcionais de macrófagos e neutrófilos, como por exemplo, produção H2O2 (Água Oxigenada) (Bourdonnay, Serezani et al., 2012) suprimindo, portanto, os mecanismos de defesa antimicrobiana no microambiente pulmonar (Greenberger, Strieter et al., 1995). A administração de inibidores de COX em modelos animais de infecção por Pseudomonas aeruginosa resultou na diminuição da carga bacteriana e aumento da sobrevivência destes animais (Campanile, G. et al., 1993). O aumento da produção de PGE2 na tuberculose pulmonar (Rangel M, et al., 2002), assim como o aumento da expressão de COX-2 em células epiteliais e macrófagos alveolares são descritos em modelos de pneumonia em primatas não humanos (Khan, Stanfield et al., 2000). Além disso, PGE2 endógena e exógena 7 suprimem a capacidade microbicida de macrófagos alveolares infectados com Klebsiella pneumoniae opsonisada com IgG (Aronoff, Canetti et al. 2004). Atualmente já se tem descrito que a produção de PGE2 e outros mediadores lipídicos interferem na ativação de algumas células, como os macrófagos (Dennis et al., 2010). 1.3. Polarização de Macrófagos Macrófagos são células residentes presentes nos diferentes tecidos e atuam como a primeira linha de defesa contra microrganismos. Juntamente com neutrófilos e CD, desempenham um papel chave no controle e resolução da infecção. Os macrófagos são as principais células envolvidas na fagocitose de células apoptóticas infectadas ou estéreis nos diferentes tecidos tendo, portanto, uma função imprescindível na manutenção da homeostase tecidual. Macrófagos são células que possuem alto grau de plasticidade. Atualmente, são descritas ao menos duas populações de macrófagos que diferem quanto ao estado de polarização e função imunológica dependente do microambiente (Torroella-Kouri, Silvera et al. 2009; Arango Duque G, Descoteaux A., 2014) e da interação patógeno-células do hospedeiro (Sica, Schioppa et al. 2006). A ativação de macrófagos pela via clássica desencadeia o desenvolvimento de macrófagos tipo I (M1), que se polarizam em resposta a estímulos patogênicos, sinais endógenos de perigo, presença de citocinas, como IFN-γ e TNF-α (Vega M.A. e Corbí A.L., 2006) ou LPS (Lipopolissacarídeo). Sua polarização é decorrente da ativação de receptores como TLR, RLR (RIG-I-Like Receptors) e NOD-like (NOD Like Receptor), que culminam na ativação de fatores de transcrição como NF-kB (factor nuclear kappa B), AP-1 (activator protein 1), C/EBPb (CCAAT-enhancer- binding proteins), PU.1 (Transcription factor PU.1) e IRFs (interferon regulatory factors) (Takeuch e Akira, 2011). Estas células possuem alta capacidade de secretar citocinas pró-inflamatórias, como TNF-α (Sica, Schioppa et al. 2006), IL-12 (Torroella-Kouri, Silvera et al. 2009), IL-23, IL-1β e IL-6. Ademais, macrófagos M1 produzem altas concentrações de óxido nítrico e reativos de oxigênio (Sica, Schioppa et al. 2006), e, portanto, são descritos por possuírem excelente atividade http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Arango%20Duque%20G%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25339958 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Descoteaux%20A%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25339958 8 microbicida (Cassetta, Cassol et al., 2011; Biswas SK, Mantovani A., 2012; Arango Duque G, Descoteaux A., 2014) e tumoricida (Mantovani, A. et al., 2005; Murray PJ, et al., 2011; Biswas SK, Mantovani A., 2012; Arango Duque G, Descoteaux A., 2014). Dentre os principais marcadores envolvido na fenotipagem de macrófagos M1 destacam-se: iNOS (inducible nitric oxide synthase), TLR (2/4), CD16, ferritina, SOCS 3 (Suppressor of cytokine signaling-3), CD80, MARCO (macrophage receptor with collagenous structure), entre outros (Vega et al, 2006; Murray PJ, et al., 2011;Biswas SK, Mantovani A, 2012; Wilson HM, 2014; Herd HL, et al., 2015). A ativação de macrófagos pela via alternativa promove a polarização de macrófagos tipo 2 (M2). Os macrófagos M2 são células heterogêneas com perfil anti- inflamatório, que exibem funções imunossupressoras como, por exemplo, a inibição da proliferação de linfócitos T. Por outro lado, apresentam alta capacidade de proliferação e remodelação tecidual, promovendo melhor cicatrização de lesões devido ao metabolismo da arginase, que desencadeia a produção de poliaminas e prolinas que atuam neste contexto (Hesse et al, 2001). Macrófagos M2 também estão relacionados com a eliminação de parasitas extracelulares, como Ascaris lumbricoides, Heligmosomoides polygyrus e Trichuris trichiura (Robert et al, 2006) e, diferentemente dos macrófagos M1, estão associados a progressão de tumores (Mantovani et al., 2005; Martinez et al., 2009). Macrófagos M2 podem ainda ser subdivididos em 3 subtipos: M2a, induzido pelas citocinas IL-4 e IL-13, M2b, diferenciados pela interação com complexos imunes na presença de ligantes de TLR, e M2c, diferenciados na presença de estímulos anti-inflamatórios, como glucocorticóides, IL-10, TGF-β (Cassetta, Cassol et al. 2011) e PGE2 (Rogers and Holen 2011). A ativação do fenótipo M2 está relacionada, entre outros fatores, com a ativação de PPAR-γ via STAT6 (Welch et al., 2003; Berry et al., 2007; Szanto et al., 2010). Moléculas como Arginase 1, Ym (1/2), Fizz (1/2), CD206, receptor de Folato, SOCS 2 (SOCS 3 (Suppressor of cytokine signaling-2), Dectina-1, são marcadores para essas subpopulações (Vega et al, 2006; Raes et al., 2002, 2005; Biswas SK, Mantovani A., 2012; Wilson HM., 2014; Herd HL, et al., 2015). Existem ainda outras classificações que tentam definir macrófagos M1 e M2 baseadas em parâmetros como o metabolismo da Arginase 1 e a escolha do fator de diferenciação (M-CFS e GM-CSF) utilizado para a obtenção destes macrófagos (Mills, C. D. 2012). Além disso, já se tem descrito que algumas moléculas podem http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Biswas%20SK%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=22482726 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Mantovani%20A%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=22482726 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Arango%20Duque%20G%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25339958 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Arango%20Duque%20G%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25339958 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Descoteaux%20A%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25339958 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Murray%20PJ%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21997792 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Biswas%20SK%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=22482726 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Mantovani%20A%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=22482726 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Arango%20Duque%20G%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25339958 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Descoteaux%20A%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25339958 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Murray%20PJ%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21997792 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Biswas%20SK%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=22482726 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Mantovani%20A%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=22482726 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Wilson%20HM%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25120543 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Herd%20HL%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25890753 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Biswas%20SK%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=22482726 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Biswas%20SK%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=22482726 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Mantovani%20A%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=22482726 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Wilson%20HM%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25120543 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Herd%20HL%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=25890753 9 interferir na polarização de macrófagos, como os diferentes componentes do sistema complemento, C3a e C5a para macrófagos M1 e C3b e C1q (Bohlson, S.S., 2014) bem como microRNAs, como o microRNA 21, para o perfil M2 (Wang Z., et al 2015). Até o momento, pouco se sabe sobre o efeito da eferocitose na diferenciação de subpopulações de macrófagos M1/M2. Tanto macrófagos peritoneais obtidos a partir da inoculação com tioglicolato quanto macrófagos da linhagem RAW 264.7, quando incubados na presença de linfócitos T apoptóticos, apresentam menor expressão de iNOS e TNF-α e aumento da expressão de Arginase-1 (Freire-De-Lima et al, 2006). Além disso, a fagocitose de células apoptóticas por células epiteliais e macrófagos peritoneais não estimulados promove a liberação de fator de crescimento angiogênico (Golpon et al.,2004), bem como de citocinas como IL-4, IL- 13, IL-10 (Martinez et al., 2009) e TGF-β (Freire-De-Lima et al, 2006). Portanto, a fagocitose de células apoptóticas estéreis por macrófagos, oriundos do peritônio primado com tioglicolado, parecem polarizar estas células para um perfil M2 (Ariel, A., Serhan, C.N., 2012). Desta forma, o microambiente pulmonar pode ser acometido por um intenso acúmulo de diferentes padrões de células apoptóticas: células apoptóticas estéreis (ACs) e células apoptóticas infectadas (ACs-Sp). Em situação de injúria pulmonar estéril causada, por exemplo, pela inalação de agentes tóxicos, há um intenso acúmulo de células apoptóticas sem a presença de microrganismos patogênicos. Por outro lado, durante um processo infeccioso pulmonar há intenso recrutamento de neutrófilos e monócitos, que migram para o local da infecção na tentativa de conter a infecção pela fagocitose e destruição de microrganismos. Nosso grupo de pesquisa demonstrou que a fagocitose de AC-Sp e AC por MAs (macrófagos alveolares) induz a produção de diferentes concentrações de PGE2. Na presença de AC-Sp, MAs produzem altos níveis de PGE2, enquanto que na presença de ACs, estes fagócitos produzem níveis menores de PGE2 (dados ainda não publicados). Sabe-se que além de PGE2, a fagocitose de AC-Sp e AC pode desencadear a síntese de diferentes citocinas pró- e anti-inflamatórias, respectivamente, por macrófagos. Dessa forma, a nossa hipótese de estudo fundamenta-se em que a fagocitose de AC-Sp ou AC por macrófagos poderia desencadear a produção de diferentes citocinas e concentrações de PGE2 que poderiam ser críticos para o 10 processo de polarização de macrófagos: M1 (pró-inflamatórios) e M2 (anti- inflamatórios) (Figura 4). Figura 4. Hipótese de estudo. A fagocitose das diferentes fontes de células apoptóticas desencadearia diferentes microambientes que levariam a polarização diferenciada de macrófagos M0. Assim, a fagocitose de células apoptóticas infectadas com S. pneumoniae promoveria a liberação de citocinas pro-inflamatórias que desencadearia a polarização de macrófagos M0 em um fenótipo M1. Por outro lado, a fagocitose de células apoptóticas estéreis promoveria a liberação de citocinas anti-inflamatórias que dirigiria a polarização de macrófagos M0 a macrófagos M2. 2. Objetivos 2.1. Objetivo geral O objetivo deste estudo foi determinar o efeito da fagocitose de células apoptóticas infectadas ou estéreis na polarização de macrófagos M0, assim como a 11 participação de PGE2, in vivo, nesse processo e determinar o efeito causado pela instilação das diferentes células apoptóticas in vivo. 2.2. Objetivo específico Os objetivos específicos desse trabalho foram avaliar:  O efeito da fagocitose de células apoptóticas infectadas ou estéreis na polarização de macrófagos M0, in vitro;  O perfil de citocinas e óxido nítrico produzidos durante a fagocitose das diferentes fontes de ACs, in vitro;  O envolvimento da PGE2 no processo de polarização de macrófagos M0, in vitro;  A atividade fagocítica e microbicida de macrófagos diferenciados pela fagocitose de diferentes fontes de células apoptóticas, in vitro;  O impacto de células apoptóticas infectadas ou estéreis, in vivo, na susceptibilidade à infecção pulmonar por S. pneumoniae 12 3. Delineamento experimental Figura 5. Delineamento experimental 1 – In vitro Células da medula óssea de camundongos diferenciadas em macrófagos M0 por 7 dias. No 7º dia de cultura, essas células foram divididas em 5 grupos: M0 – Macrófagos M0 na presença do fator de crescimento M-CSF; M1 – Condição polarizante para M1 (LPS e IFN- γ); M2 - Condição polarizante para M2 (IL-4, IL-10 e M-CSF), M0+AC – Macrófagos M0 na presença de AC; M0+AC-Sp – Macrófagos M0 na presença de AC-Sp. Após 48h de co- cultura, os macrófagos foram avaliados em relação ao fenótipo M1/M2 utilizando marcadores de superfície celular e avaliação dos mediadores solúveis produzidos por macrófagos durante o processo de diferenciação. Além disso, as funções efetoras destes macrófagos, atividade fagocítica e microbicida, foram avaliadas após o processo de diferenciação de macrófagos M0 na presença de células apoptóticas. 13 Figura 6. Delineamento experimental 2 – In vivo Fêmeas C57BL/6 foram divididas em 4 grupos experimentais. Grupo Controle: animais controles receberam PBS no primeiro dia de experimentação. Grupo Células Necróticas: animais que receberam 107 células necróticas no primeiro dia. Grupo AC estéreis: animais que receberam 107 AC no primeiro dia. Grupo AC não estéreis (Sp): animais que receberam 107 AC-Sp no primeiro dia. No segundo dia de experimento, todos os animais receberam através de instilação 106 bactérias. Após 48h da instilação do inóculo de S. pneumoniae, os animais foram eutanasiados e tiveram o pulmão removido. O órgão foi triturado e amostras das diferentes diluições do homogeneizado foram distribuídas em placas de ágar sangue para recuperação de UFC de Sp. Após 24h, as placas de ágar foram analisadas quanto à presença do halo de hemólise e as unidades formadoras de colônias (UFC) foram determinadas. 14 4. Materiais e Métodos 4.1. Animais Camundongos C57BL/6, fêmeas, com 6 a 14 semanas de idade, foram obtidos do Centro Multidisciplinar para Investigação Biológica - CEMIB/UNICAMP. Ratos Wistar, machos, com idade entre 6 e 14 semanas de idade, foram obtidos do biotério da Faculdade de Ciências Farmacêuticas – USP/Ribeirão Preto. Os animais foram mantidos em estantes ventiladas, em micro isoladores, com temperatura, umidade, fluxo de ar e ciclo de luz claro/escuro controlados e livre acesso à água e ração. Todos os procedimentos experimentais foram aprovados pela Comissão de Ética no Uso de Animais – CEUA, Faculdade de Ciências Farmacêuticas da Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” – Campus de Araraquara. Protocolos CEUA/FCF/CAr nº 37/2014 e nº 36/2014. 4.2. Cultivo de Streptococcus pneumoniae Para que fosse possível a utilização do Streptococcus pneumoniae (Cepa ATCC 49619) (Sp) durante todo o trabalho, foi feita a padronização da curva de crescimento bacteriano. Para isso, alíquotas contendo 109 bactérias em 1 mL de tryptic soy broth (Difco, Detroit, MI) (TSB) + 10% glicerol, conservadas em freezer - 80ºC foram incubadas em 10 mL de meio TSB, sob agitação e à temperatura de 37ºC por 4h. A cada hora, duas alíquotas de 200µL foram retiradas, uma foi utilizada para a leitura da densidade óptica (=600 nm), e outra para a confirmação do crescimento bacteriano em ágar sangue através da contagem de UFC. Com a curva de crescimento, definiu-se que cada 1mL da suspenção de TSB + Sp em uma D.O. de aproximadamente 0,4 contém cerca de 109 bactérias. O cultivo e crescimento de Sp é um procedimento padronizado em nosso grupo de pesquisa. Entretanto, a cada experimento, a curva é repetida para confirmação do inóculo (Anexo I). 15 4.3. Índice de fagocitose de neutrófilos Como fonte de células apoptóticas infectadas, foram utilizados neutrófilos obtidos do exsudato peritoneal de ratos infectados com uma suspensão de tioglicolado + 107 Sp. Inicialmente, para comprovar que esses neutrófilos continham Sp em seu interior, utilizamos S. pneumoniae conjugadas com FITC (SpFITC) como descrito por Sahlin, S. et al (1982). 107 SpFITC foram injetadas no peritônio do animal e após 13h, o índice de fagocitose dos neutrófilos infectados com SpFITC foi determinado. Os neutrófilos obtidos do exsudado peritoneal de animais não infectados foram utilizados como controle. As células obtidas foram processadas e analisadas por citometria de fluxo. Os resultados são expressos por SSC (Side Scatter), complexidade celular, versus SpFITC. 4.4. Geração das células apoptóticas Célula Apoptótica Infectada (AC-Sp): Como fonte de células apoptóticas infectadas (AC-Sp), 1x107 Sp foram ressuspensas em 3 mL de tioglicolato e inoculadas pela via intraperitoneal (i.p.) em ratos Wistar. A carga bacteriana do inóculo foi confirmada a cada experimento pela recuperação de UFC em ágar sangue. Após 13h de inoculação, os neutrófilos oriundos da lavagem da cavidade peritoneal foram submetidos ao protocolo de indução apoptose por radiação U.V. (1mJ), seguida de incubação por 4h conforme descrito previamente por Torchinsky et al. (2009). Célula apoptótica estéril (AC): Como fonte de células apoptóticas estéreis (AC), foram utilizados neutrófilos oriundos da inoculação i.p. de 3 mL de tioglicolado. Após 13h de inoculação, os neutrófilos foram submetidos ao mesmo protocolo de indução apoptose por radiação UV (1mJ), seguida de incubação por 4h conforme descrito previamente por Torchinsky et al. (2009). 4.5. Confirmação do índice de apoptose celular Uma vez obtidas as AC e AC-Sp, segundo procedimentos descritos acima, a apoptose celular foi determinada a partir da marcação de Anexina V e 7-AAD e análise por citometria de fluxo (BD FACSCanto™). Células marcadas apenas com 16 Anexina V são células em apoptose precoce, células duplamente marcadas são células em apoptose tardia, células marcadas apenas com 7-AAD são células necróticas, e as células duplo negativas, células viáveis. 4.6. Determinação do índice de fagocitose de células apoptóticas. As AC e AC-Sp obtidas a partir dos protocolos descritos no tópico 4.4., foram conjugadas com CFSE (CellTraceTM CFSE, Life Technologies), segundo protocolo descrito pelo fabricante. Em seguida, essas células foram co-cultivadas com macrófagos M0 (descrito no tópico 4.7.), seguindo a proporção de 1:3 (1 M0: 3 AC ou AC-Sp) por 6h, 24h e 48h. Após cada um desses períodos, as células foram coletadas e analisadas por citometria de fluxo (BD FACSCanto™) para determinação do índice de fagocitose de cada um dos tipos de células apoptóticas. 4.7. Obtenção de macrófagos M0 Células da medula óssea obtidas de fêmures e tíbias de animais C57BL/6 foram lavadas, submetidas à centrifugação, e a contagem estimada de 107 células foram cultivadas em placas de petri contendo DMEM (10% de SBF e gentamicina + piruvato + aminoácidos não essenciais) na presença de 20 ng/mL de M-CSF (Recombinant Murine M-CSF, Peprotech). Após 2 dias, 10 mL de DMEM contendo 20 ng/mL de M-CSF foram acrescentados à cultura. No 5º dia, foram retirados 10 mL do meio de cultura e adicionados outros 10 mL de meio novo contendo 20 ng/mL de M-CSF. Ao final de 7 dias, período necessário para as células indiferenciadas da medula óssea se diferenciarem em macrófagos M0, o fenótipo de macrófagos M0 foi avaliado por citometria de fluxo (Figura 30). Durante os experimentos, a mesma quantidade de células, 107/placas de petri, foi adicionada em todas as placas, visto que Chan Mi Lee et al. (2013) demonstraram que a quantidade de células da medula óssea incubadas por cm2 pode influenciar no fenótipo da célula polarizada (Anexo II/ Anexo III). 4.8. Geração de macrófagos M1/M2 em condições polarizantes Após 7 dias de diferenciação, 3x106 células/orifício foram re-incubadas por subsequentes 48h na presença das condições polarizantes, promovendo a 17 diferenciação de macrófagos M0 em suas subpopulações M1/M2. Macrófagos M1: 500 ng/mL de LPS + 200 ng/mL de IFN-gama + 50 ng/mL de M-CSF. Macrófagos M2: 30 ng/mL de IL-4 + 30 ng/mL de IL-10 + 50 ng/mL de M- CSF (Anexo II/ Anexo III). Além da caracterização morfológica (Figura 28 e Figura 29), estes macrófagos foram avaliados fenotipicamente por citometria de fluxo (Figura 30). Para tanto, utilizamos os marcadores anti-F4/80 e anti-CCR7 para identificação de macrófagos com fenótipo M1 e anti-F4/80 e anti-CD206 (receptor de manose), marcadores predominantes em macrófagos com fenótipo M2. As análises por citometria foram realizadas a partir da seleção das células de acordo com a complexidade celular (SSC – Side Scatter), versus tamanho celular (FSC – Forward Scatter), seguido da exclusão de “doublets”. Em seguida, analisamos a população através de SSC versus FITC, uma vez que o anticorpo anti- F4/80 estava conjugado a este fluorocromo. Dessa forma, foi possível selecionar apenas as células que eram macrófagos. Feito isso, analisamos para as marcações CCR7 e CD206. 4.9. Perfil de diferenciação de Macrófagos na presença de diferentes fontes de células apoptóticas Para avaliar a capacidade de células apoptóticas infectadas e estéreis em promover a diferenciação de macrófagos M1 e M2, o seguinte protocolo experimental foi realizado: Grupo M0+AC: macrófagos M0 incubados na presença de AC na proporção de 3:1 (3 AC: 1 M0). Grupo M0+AC-Sp: macrófagos M0 incubados na presença de AC-Sp na proporção de 3:1 (3 AC-Sp: 1 M0). Vale ressaltar que a escolha desta proporção foi embasada na literatura. Medeiros, AI. et al. (2009) demonstraram que esta proporção é capaz de suprimir tanto a atividade fagocítica via receptor Fc quanto induzir altos níveis de PGE2. As diferentes condições experimentais foram posteriormente incubadas por 48h para 18 avaliação da polarização desses macrófagos M0. 4.10. Análise da expressão de marcadores de superfície por citometria de fluxo As análises por citometria de fluxo foram realizadas utilizando 3 marcadores de superfície: anti-F4/80 conjugado ao fluorocromo FITC (BDPharmingen™), anti- CCR7 conjugado ao fluorocromo Alexa Fluor 647 (BDPharmingen™) e anti-CD206 conjugado ao fluorocromo PE (BioLegend®). Os anticorpos anti-F4/80 se ligam a todos os macrófagos. O marcador para macrófagos M1 é o CCR7, que é receptor de imiocinas tipo 7, e o marcador CD206, receptor de manose, é utilizado para selecionar os macrófagos M2. 4.11. Ensaio Imunoenzimático (ELISA) Os sobrenadantes das culturas foram avaliados quanto a presença das citocinas TNF-α (limite de detecção de 500 pg/mL a 7,8 pg/mL), IL-12 (limite de detecção de 4000 pg/mL a 62,5 pg/mL), IL-1β (limite de detecção de 2000 pg/mL a 31,3 pg/mL), IL-6 (limite de detecção de 1000 pg/mL a 15,6 pg/mL), IL-10 (limite de detecção de 2000 pg/mL a 31,3 pg/mL), TGF-β (limite de detecção de 1600 pg/mL a 12,5 pg/mL), (BDPharmingen™ ou R&D System), e PGE2 (limite de detecção de 1000 pg/mL a 7,8 pg/mL), (PGE2 EIA Kit, CaymanChemicals – 514010). A quantificação foi realizada de acordo com os protocolos dos respectivos fabricantes. Os resultados foram expressos em pg/mL. 4.12. Quantificação de Nitrito O óxido nítrico foi quantificado indiretamente pela produção de NO2 - a partir da reação de Griess (solução estoque de NEED a 0,1% e sulfanilamida a 1% em H3PO4 5%) no sobrenadante de cultura celular. Utilizando a curva de concentração padrão (200 - 6,25µM), determinaram-se as concentrações de nitrito presentes em cada uma das amostras. Os resultados são expressos em µM de nitrito (Griess P.,1879). 19 4.13. Análise relativa dos níveis de mRNA por PCR em tempo real (RT- qPCR) As reações quantitativas de PCR foram realizadas utilizando-se o agente intercalante Sybr Green (Power SYBR Green PCR Master Mix, Applied Biosystems, Foster City, CA) no equipamento Applied Biosystems 7500 Real Time PCR System. Todas as reações foram realizadas de acordo com as recomendações do fabricante, sempre em triplicatas experimentais. Os dados obtidos foram analisados baseando- se no método de ∆∆CT (Livak e Schmittgen, 2001), utilizando a média geométrica do gene de referência Gapdh como controle endógeno. Gene Classe Oligonucleotídeo F (5’-3’) Oligonucleotídeo R (5’-3’) Gapdh Controle endógeno AACTTTGGCATTGTGGAAGG ACACATTGGGGGTAGGAACA iNOs Alvo TTTGCTTCCATGCTAATGCGAAAG GCTCTGTTGAGGTCTAAAGGCTCCG Arg 1 Alvo CTCCAAGCCAAAGTCCTTAGAG AGGAGCTGCTATTAGGGACATC CCR7 Alvo TTCCAGCTGCCCTACAATGG GAAGTTGGCCACCGTCTGAG CD206 Alvo CCACAGCATTGAGGAGTTTG ACAGCTCATCATTTGGCTCA IL-12 Alvo GGAAGCAACGGCAGCAGAATA AACTTGAGGGAGAAGTAGGAATGG IL-10 Alvo CCCTTTGCTATGGTGTCCTTTC GATCTCCCTGGTTTCTCTTCCC 4.14. Avaliação da atividade fagocítica e microbicida Macrófagos obtidos a partir das diferentes condições experimentais, como descrito previamente, foram distribuídos em duas placas de 96 poços (105 células/orifício). Para o ensaio de fagocitose, os macrófagos de ambas as placas foram desafiados com Sp na proporção de 1: 50 (1 macrófago: 50 bactérias) por 3h. Após esse período, as mesmas foram lavadas por duas vezes com meio de cultura (DMEM incompleto, sem SBF e antibiótico) para remoção de bactérias não 20 fagocitadas. Uma das placas foi utilizada para a determinação do número de bactérias fagocitadas. Para tanto, os macrófagos foram incubados com 200 μL de TBS + 0,5 % saponina gelada para rompimento da membrana das células. Em seguida, foi feita uma diluição seriada na base dez com o lisado celular para recuperação de UFC de Sp em placas de ágar sangue. As placas de ágar sangue foram incubadas em estufa de CO2 a 37ºC por 24h, e, após esse período, a contagem de UFC foi realizada. A outra placa de 96 poços foi reincubada por 4h em estufa de CO2 a 37ºC para avaliação da atividade microbicida. Após este período, o mesmo procedimento de lise celular foi realizado para recuperação de UFC. Os cálculos de porcentagem de sobrevivência obedecem a relação matemática abaixo (Medeiros, A I et al., 2009). 𝐴𝑡𝑖𝑣𝑖𝑑𝑎𝑑𝑒 𝑚𝑖𝑐𝑟𝑜𝑏𝑖𝑐𝑖𝑑𝑎 = 𝑈𝐹𝐶 (𝐸𝑛𝑠𝑎𝑖𝑜 𝑑𝑒 𝑎𝑡𝑖𝑣𝑖𝑑𝑎𝑑𝑒 𝑚𝑖𝑐𝑟𝑜𝑏𝑖𝑐𝑖𝑑𝑎) 𝑋 100 𝑈𝐹𝐶 (𝐸𝑛𝑠𝑎𝑖𝑜 𝑑𝑒 𝑓𝑎𝑔𝑜𝑐𝑖𝑡𝑜𝑠𝑒) Assim, a quantidade de UFC obtidas a partir do ensaio de fagocitose, em cada uma das condições, foi considerado 100%, e a quantidade de UFC obtidas a partir do ensaio de atividade microbicida, em cada uma das condições, foi considerado a porcentagem de sobrevivência de Sp para as diferentes condições experimentais. Valores abaixo da linha vermelha indicam que a condição testada apresentou atividade microbicida e valores acima da linha indicam que os macrófagos testados não foram capazes de eliminar as bactérias fagocitadas. Os resultados foram expressos em porcentagem de sobrevivência de Sp. 4.15. Avaliação do papel supressor dos diferentes tipos de células apoptóticas in vivo Camundongos C57BL/6, fêmeas, com 6 a 14 semanas de idade foram separados em 4 grupos experimentais, cada um dos grupos contendo cinco animais. No primeiro dia de experimento, os animais de cada grupo receberam: PBS, ou 107 células necróticas, ou 107 AC, ou 107 AC-Sp, dependendo do grupo que cada animal pertencia. Após 24h de instilação (2º dia de experimentação), todos os grupos receberam 106 de Sp pela via intranasal. 21 No 4º dia após o início do experimento, todos os animais foram eutanaziados em câmara de CO2, e o pulmão de cada um dos animais foi coletado e homogeneizado em 500 µL de PBS (Homogeneizador T10 Basic Ultra Turrax). A suspensão foi diluída em diferentes concentrações e distribuída em placas de ágar sangue, possibilitando assim, a recuperação de UFC de Sp. Grupo Controle: 1º dia: instilação de 30 µL de PBS. 2º dia: instilação da suspensão contendo 106 de Sp em 30 µL. Grupo Células Necróticas: 1º dia: instilação de 107 células necróticas em 30 µL. 2º dia: instilação de suspensão contendo 106 de Sp em 30 µL. Grupo Células Apoptóticas estéreis: 1º dia: instilação de 107 AC em 30 µL. 2º dia: instilação de suspensão contendo 106 de Sp em 30 µL. Grupo Células Apoptóticas infectadas com Sp: 1º dia: instilação de 107 AC-Sp em 30 µL. 2º dia: instilação de suspensão contendo 106 de Sp em 30 µL. 4.16. Análise estatística Os resultados foram apresentados como média ± SEM e foram analisados utilizando o programa estatístico Prism 5.0 (GraphPad Software, San Diego, CA). Para as comparações entre dois grupos experimentais foram utilizados o teste de Student’s t e para as comparações entre três ou mais grupos experimentais foi aplicada a análise de variância ANOVA seguido de teste de comparação múltipla Dunnett ou Bonferronni. Foram consideradas diferenças estatisticamente significativas se p ≤ 0,05. Todos os experimentos foram realizados ao menos três vezes em diferentes períodos. 5. Resultados e Discussão 5.1. Índice de fagocitose de S. pneumoniae por neutrófilos Como fontes de células apoptóticas infectadas ou estéreis foram utilizados neutrófilos oriundos do exsudato peritoneal de ratos. Dessa forma, para avaliar o índice de fagocitose de S. pneumoniae por neutrófilos, as bactérias foram conjugas 22 com FITC (SpFITC) e a porcentagem de neutrófilos positivos para FITC foi determinada. Inicialmente, as células foram analisadas utilizando dois parâmetros, complexidade celular e tamanho celular, e determinou-se que aproximadamente 82% das células analisadas eram neutrófilos. Uma vez selecionada a população de neutrófilos, constatou-se que aproximadamente 42% dessas células eram positivas para FITC, ou seja, estavam infectadas com SpFITC. Na tentativa de otimizar esse índice de fagocitose de S. pneumoniae, foram administrados, nos animais, inóculos maiores de bactéria (108 e 109 SpFITC). Entretanto, em ambas as condições, os animais inoculados morreram antes das 13h necessárias para o protocolo experimental. 23 Figura 7. Índice de fagocitose de S. pneumoniaeFITC por neutrófilos de ratos. Porcentagem de neutrófilos positivos para SpFITC. Os ratos foram infectados com SpFITC e, após 13h, o exsudato peritoneal foi coletado. A porcentagem de neutrófilos positivos para SpFITC foi determinada por citometria de fluxo, as análises foram realizadas utilizando FCS Express 4 Flow Software. A) Análise de complexidade celular (SSC) versus tamanho celular (FSC). B) Análise de complexidade celular versus marcação para FITC (SpFITC). Resultado representativo de 2 experimentos individuais. 24 5.2. Determinação da porcentagem de neutrófilos apoptóticos infectados e estéreis. Os neutrófilos obtidos a partir do exsudato peritoneal de ratos infectados com uma suspensão de Sp diluído em tioglicolato (AC-Sp) ou injetados apenas com tioglicolado (AC) foram submetidos a diferentes intensidades de radiação ultravioleta para indução de apoptose celular. A porcentagem de célula apoptóticas foi determinada através da marcação por Anexina V/7AAD (Figura 8). Os neutrófilos estéreis (não infectados) e sem exposição à radiação ultravioleta apresentaram 34,72% em apoptose precoce (Anexina V+/7AAD-), 25,49% em apoptose tardia (Anexina V+/7AAD+) e 0,52% em necrose (Anexina V-/7AAD+). Por outro lado, os neutrófilos infectados e sem exposição à radiação ultravioleta, apresentaram 29,30% Anexina V+/7AAD-, 44,26% Anexina V+/7AAD+ e 2,92% Anexina V-/7AAD+. Utilizando 1mJ de radiação, foi obtido 0,6% de células Anexina V-/7AAD+, 15,08% Anexina V+/7AAD+ e 36,24% de células Anexina V+/7AAD-, quando avaliados neutrófilos não infectados e por fim, 0,6% Anexina V-/7AAD+, 34,1% Anexina V+/7AAD+ e 45,47% Anexina V+/7AAD- quando avaliados neutrófilos previamente infectados com Sp. A exposição de AC e AC-Sp à intensidade 5mJ resultou em 26,65% e 39,16% de neutrófilos Anexina V+/7AAD-, respectivamente; 26,73% e 45,78% Anexina V+/7AAD+, respectivamente, e 0,6% de células Anexina V-/7AAD+ em ambos os grupos. Além disso, a utilização da radiação UV permite a sincronização da morte das células que passaram pelo procedimento de exposição a esse tipo de luz (Downes C S, et al 1979). A partir dos resultados obtidos, a intensidade da radiação UV escolhida para os subsequentes protocolos de indução de apoptose de neutrófilos, tanto infectados quanto não infectados, foi a intensidade de 1mJ, condição esta que apresentou as maiores porcentagens de células em apoptose (precoce e tardia), e uma baixa porcentagem de células necróticas, tal como Laurent E. et al (2003). http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Downes%20CS%5Bauth%5D http://clincancerres.aacrjournals.org/search?author1=Eunice+Laurent&sortspec=date&submit=Submit 25 Figura 8. Porcentagem de neutrófilos apoptóticos utilizando diferentes intensidades de radiação U.V. Neutrófilos infectados com Sp ou estéreis obtidos a partir de exsudato peritoneal foram expostos a diferentes intensidades de radiação UV e incubados a 37ºC por subsequentes 26 4h. Após esse período, o índice de apoptose foi avaliado por citometria de fluxo através da marcação por Anexina V/7AAD. A) Neutrófilo não infectado e não exposto à radiação. B) Neutrófilo infectado com Sp e não exposto a radiação. C) Neutrófilo não infectado e exposto a 1mJ de radiação. D) Neutrófilo infectado com Sp e exposto a 1mJ de radiação. E) Neutrófilo não infectado e exposto a 5mJ de radiação. F) Neutrófilo infectado com Sp e exposto a 5mJ de radiação. Neutrófilo não infectado e exposto a 5mJ de radiação. As análises foram realizadas utilizando FCS Express 4 Flow Software. Experimento representativo de 3 experimentos realizados individualmente. 27 5.3. Índice de fagocitose de células apoptóticas por macrófagos M0 As células AC-Sp ou AC obtidas a partir de neutrófilos infectados ou estéreis foram irradiadas com 1mJ de radiação U.V. e, em seguida, incorporadas com CFSE. Macrófagos M0 foram co-cultivados na presença de AC-Sp ou AC na proporção de 3:1 (3 ACs ou AC-Sp:1 M0), por diferentes períodos: 6h, 24h e 48h. Após cada um desses períodos, as células foram coletadas e marcadas com o anticorpo anti-F4/80, marcador especifico de macrófagos, e a porcentagem de células positivas para CFSE foi determinada por citometria de fluxo. (Figura 9). Após 6h de co-cultura de M0 na presença de AC estéreis ou ACs-Sp, foi observado que 15,60% e 14,02% de M0, respectivamente, eram positivos para CFSE. No período de 24h, a fagocitose de AC e ACs-Sp por M0 foi positivo para CFSE na porcentagem de 24,63 e 30,27, respectivamente. E após 48h de co- cultura, foi obtido 60,78% de fagocitose de ACs e 44,50% de fagocitose de AC-Sp por M0. A figura 9G representa a somatória das porcentagens de três experimentos individuais. O período de 72h foi também avaliado, entretanto, foi observado morte celular intensa (dados não mostrados), o que inviabilizou a análise neste tempo de incubação. A partir dos resultados obtidos, foi estipulado o tempo de 48h como o período da co-cultura de macrófagos M0, tanto com AC quanto para AC-Sp, uma vez que nessas condições observou-se a melhor porcentagem de fagocitose dos diferentes tipos de células apoptóticas. 28 Figura 9. Determinação da porcentagem de fagocitose de células apoptóticas por macrófagos. As AC e AC-Sp obtidas a partir da exposição à radiação U.V. de neutrófilos infectados ou não infectados com Sp foram conjugados com CFSE e incubadas por 29 diferentes períodos com macrófagos M0. Após a incubação, as células foram marcadas com anticorpo anti-F4/80 PercP e adquiridas por citometria de fluxo. O resultado apresentado é referente a um experimento representativo de três experimentos individuais. A) M0 incubados com AC por 6h. B) M0 incubados com AC por 24h. C) M0 incubados com AC por 48h. D) M0 incubados com AC-Sp por 6h. E) M0 incubados com AC-Sp por 24h. F) M0 incubados com AC-Sp por 48h. G) Gráfico ilustrativo da porcentagem de fagocitose das diferentes fontes de células apoptóticas, AC ou AC-Sp, de três experimentos independentes. As análises foram realizadas utilizando FCS Express 4 Flow Software. 30 5.4. Efeito da fagocitose de células apoptóticas por macrófagos M0 na polarização de macrófagos M1/M2 5.4.1. Análise fenotípica do perfil de macrófagos M1/M2 por citometria de fluxo. Sabe-se que a fagocitose dos diferentes tipos de AC, AC ou AC-Sp, por macrófagos ou CD promove a síntese de diferentes citocinas e mediadores lipídicos. A fagocitose de AC por macrófagos alveolares e peritoneais resulta na produção de mediadores anti-inflamatórios, tais como TGF-β, IL-10, PGE2, assim como promove a inibição de componentes da resposta inflamatória como IL-1β, IL-8, GM-CSF, TNF- , bem como leucotrieno C4 e tromboxano B2 (Fadok, Bratton et al. 1998; Kim, Chung et al. 2005; Chung, Kim et al. 2006; Medeiros AI, 2009). Por outro lado, a fagocitose de células apoptóticas infectadas com E. coli por CD promove a síntese de IL-23, TGF-β e IL-6 (Torchinsky, Garaude et al. 2010). Desta forma, sabendo que o microambiente gerado no local da injúria poderia influenciar na polarização de macrófagos no tecido, a próxima etapa foi investigar se a fagocitose destas diferentes fontes de células apoptóticas (na ausência ou presença do patógeno) poderia resultar na polarização de macrófagos do fenótipo M1 ou M2. Macrófagos M0, na presença de ACs, passam a expressar maiores porcentagens do receptor CCR7 (3,66%) e do receptor CD206 (0,93%) quando comparados aos macrófagos M0, CCR7 (0,06%) e CD206 (0,11%), enquanto macrófagos M0 incubados na presença de AC-Sp apresentaram uma maior expressão de CCR7 (5,0%) e uma menor porcentagem de células positivas para CD206 (0,24%) (Figura 10). Os gráficos da figura 10C1 e 10C2 representam a somatória das porcentagens da expressão de CCR7 e CD206 de diferentes experimentos realizados individualmente. Embora as diferentes fontes de células apoptóticas levem a um perfil mais próximo a M1, o grau de ativação dessas células é diferente. A fagocitose de AC-Sp promoveu maior expressão da molécula de CCR7 quando comparado à fagocitose de AC por M0. 31 Esses resultados são contrários aos descritos previamente na literatura quanto à expressão de receptores CCR7/CD206, em culturas utilizando linhagens celulares ou outras fontes primárias de macrófagos na presença de células apoptóticas. Freire-De-Lima et al (2006) demonstraram que a fagocitose de células apoptóticas por macrófagos peritoneais, primados com tioglicolato, e macrófagos RAW 264.7 promove a polarização destes macrófagos para um fenótipo M2. Entretanto, nada se tem descrito para macrófagos M0 diferenciados a partir de medula óssea de camundongos C57BL/6 na presença de células apoptóticas estéreis ou infectadas com Sp. Uma das explicações que justificaria as diferenças obtidas quanto ao perfil de polarização de macrófagos na presença de AC seria primordialmente a origem dos macrófagos. Atualmente já é descrito que há vários tipos de macrófagos distribuídos por todo o nosso organismo e cada um deles possui funções, receptores e produção de mediadores solúveis característicos do tecido de origem (Murray, P.J et al., 2011). Células Raw 264.7, por exemplo, são células extremamente sensíveis a agonistas de TLR e LPS e possuem alta expressão de receptores scavenger A (Bowdish, D. (2013). Por outro lado, macrófagos derivados de medula óssea e macrófagos primados com tioglicolato apresentam as moléculas F4/80high, CD11bhigh, e CD68+, enquanto macrófagos alveolares apresentam F4/80low, CD11blow, and CD68+ (Zhang X, et al., 2008). Além disso, recentemente foi publicado um artigo que descreve diferentes fatores, intrínsecos aos diferentes protocolos experimentais, que poderiam influenciar o perfil de polarização de macrófagos, ou seja, o tecido de origem dos macrófagos, linhagem do animal ou local de extração das células no mesmo animal, condições aplicadas durante os experimentos de polarização, tipo de meio de cultura utilizado, qualidade da placa de cultura utilizada na diferenciação, assim como as concentrações dos fatores de diferenciação empregados nos experimentos podem influenciar os resultados do perfil fenotípico de polarização dos macrófagos (Murray, P.J et al., 2014). http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Zhang%20X%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=19016445 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Zhang%20X%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=19016445 32 Figura 10. Polarização de macrófagos em M1/M2 pela fagocitose de AC e AC-Sp. Macrófagos M0, obtidos a partir da diferenciação de células da medula óssea por 7 dias, foram incubados por 48h na presença dos diferentes tipos de ACs ou dos diferentes meio 33 polarizante (M1 ou M2) e avaliados por citometria de fluxo quanto a expressão dos receptores CCR7 e CD206. A) Avaliação morfológica (aumento de 400x) de cultura de macrófagos M1. B) Análise por citometria de fluxo de macrófagos M1. C) Avaliação morfológica (aumento de 400x) de cultura de macrófagos M2. D) Análise por citometria de fluxo de macrófagos M2. E) Avaliação morfológica (aumento de 400x) de cultura de macrófagos M0 cultivados na presença de AC. F) Análise por citometria de fluxo de macrófagos M0 cultivados na presença de AC. G) Avaliação morfológica (aumento de 400x) de cultura de macrófagos M0 cultivados na presença de AC-Sp. H) Análise por citometria de fluxo de macrófagos M0 cultivados na presença de AC-Sp. I) Somatória das porcentagens de expressão da molécula de CCR7 e CD206 de 7 experimentos individuais 34 Assim, os resultados obtidos quanto à expressão de marcadores fenotípicos por citometria de fluxo sugerem que macrófagos M0, incubados na presença de AC ou AC-Sp, adquirem um fenótipo mais próximo ao de macrófagos M1, variando apenas no grau de ativação celular. Entretanto, tanto os controles experimentais (M0, M1 e M2) quanto os grupos experimentais (M0+AC e M0+AC-Sp) não apresentaram uma expressão robusta quanto à expressão das moléculas avaliadas, impossibilitando a definição exata dos nossos resultados. Outras moléculas, como CD80 e MHC-II foram avaliadas, mas os resultados obtidos quanto à expressão diferenciada destes marcadores nas diferentes condições experimentais avaliadas foram ainda menos robustos. (dados não mostrados). Dessa forma, para confirmar os dados obtidos pela citometria de fluxo, outras técnicas como RT-qPCR e quantificação de citocinas por ELISA foram utilizadas para melhor caracterizar a polarização de macrófagos M0 após a fagocitose de AC e AC-Sp. 5.4.2. Análise fenotípica do perfil de macrófagos M1/M2 por RT-qPCR As análises de expressão mRNA para os genes correspondentes ao do receptor de CCR7, CD206, iNOS, Arginase 1, IL-10 e IL-12 foram feitas por qPCR. Os resultados obtidos demonstram que tanto a co-cultura de macrófagos M0 com AC ou AC-Sp desencadeiam a polarização de macrófagos com perfil fenotípico misto de M1/M2. A fagocitose destas diferentes fontes de células apoptóticas por macrófagos M0 resultam na expressão de altos níveis de Arginase 1, associado a um perfil de macrófagos M2. Quanto a expressão de iNOS, associado a um perfil de macrófagos M1, a fagocitose de AC por macrófagos M0 promove a expressão de aproximadamente 158,5 vezes mais iNOS nessas células quando comparado a macrófagos M0, e uma expressão de aproximadamente 182 vezes quando comparado à co-cultura de M0 com AC-Sp (Figura 11). A expressão dos genes CCR7, CD206, IL-10 e IL-12 foram regulados negativamente após a fagocitose das diferentes fontes de células apoptóticas quando comparados com a expressão destes genes em macrófagos M0. Além disso, 35 a regulação desses genes é semelhante para macrófagos M0 incubados na presença de AC ou AC-Sp. Em condições polarizantes para M1, a expressão de iNOS foi aproximadamente 30 mil vezes maior que a expressão desse mesmo marcador em macrófagos M0. Entretanto, os genes CCR7 e IL-12 apresentaram uma baixa modulação na expressão quanto iNOS, variando entre 0,5 e 1,5 vezes maior que a expressão por macrófagos M0, enquanto que CD206 possui expressão negativa em relação aos M0. Além disso, os macrófagos M1 também expressaram IL-10 aproximadamente 6 vezes maior que o controle M0 e Arginase 1 aproximadamente 256 vezes maior que macrófagos M0. Em condições polarizantes para M2, observa- se alta expressão de Arginase 1, aproximadamente 6 mil vezes a mais que os macrófagos M0. A expressão de CD206 e IL-10 em condições polarizantes para M2 estão cerca de 7 vezes aumentadas quando comparado a M0. Além disso, macrófagos M2 expressam baixos níveis dos genes CCR7 e IL-12. Quando analisamos a razão entre a expressão dos genes estudados entre o grupo de macrófagos incubados com AC e macrófagos incubados com AC-Sp podemos perceber que, na presença de AC, os macrófagos M0 expressam maiores quantidades de CCR7, CD206 e IL-10. Quanto a expressão de iNOS, IL-12 e Arginase 1, tanto macrófagos incubados com AC quanto com AC-Sp expressam quantidades semelhantes desses genes, uma vez a razão entre eles se aproxima de 1 ( linha cinza, Figura 11C). 36 Figura 11. Determinação da expressão de genes associados ao fenótipo M1/M2 em macrófagos M0 após a fagocitose de AC e AC-Sp. Macrófagos M0, incubados por 48h na presença de AC ou AC-Sp, foram avaliados quanto a expressão dos genes para A) iNOS, IL-12 e CCR7 e B) Arginase 1, IL-10 e CD206. C) Razão da expressão dos genes entre macrófagos incubados com AC e macrófagos incubados com AC-Sp. Os resultados foram expressos utilizando a expressão gênica de macrófagos M0 como controle (1.0) Os resultados são referentes a um experimento individual. 37 Comparando os resultados de RT-qPCR com os de citometria de fluxo, podemos perceber que embora a literatura demonstre que o receptor CCR7 seja um marcador para o fenótipo M1 (Mantovani A et al. 2004; Benoit M., et al 2008), os macrófagos M0 diferenciados de medula óssea e cultivados em condições polarizantes para M1, diferentes do esperado e descrito na literatura, não apresentam uma alta expressão do gene que codifica CCR7. Esses resultados serão confirmados por qPCR. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Mantovani%20A%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=15530839 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Benoit%20M%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=18768823 38 5.4.3. Análise fenotípica do perfil de macrófagos M1/M2 pela síntese de mediadores solúveis. Como já mencionado anteriormente, a fagocitose de diferentes fontes de células apoptóticas promove a liberação de perfis de citocinas e mediadores lipídicos distintos (Fadok, Bratton et al., 1998; Kim, Chung et al., 2005; Chung, Kim et al., 2006; Medeiros AI, et al., 2009; Torchinsky, Garaude et al., 2010). Além disso, os diferentes subtipos de macrófagos produzem distintos perfis de citocinas e mediadores lipídicos, ou seja, macrófagos M1 produzem citocinas pró-inflamatórias (Sica, Schioppa et al., 2006, Torroella-Kouri, Silvera et al., 2009), enquanto macrófagos M2 produzem citocinas anti-inflamatórias e PGE2, (Cassetta, Cassol et al., 2011). Dessa forma, avaliamos os mediadores solúveis produzidos por macrófagos M0 na presença das diferentes fontes de células apoptóticas (Figura 12). Macrófagos M0 foram tão eficientes quanto macrófagos M1 em produzir IL-12 quando comparado com todas as outras condições experimentais. Por outro lado, em condições polarizantes para M2 e na presença de AC foram produzidos baixos níveis de IL-12. Os níveis de IL-12 em macrófagos cultivados na presença de AC-Sp não foram detectados. Dessa forma, a liberação de IL-12 nas condições em co- cultura com AC e AC-Sp apresentam um perfil próximo ao M2. Os macrófagos cultivados em condições polarizantes para M1 são os maiores produtores de IL-6, enquanto macrófagos cultivados em condições polarizantes para M2 expressam baixos níveis deste mediador. Diferente do esperado, macrófagos M0 incubados na presença de AC produzem maiores quantidades de IL-6 quando comparado à condição AC-Sp. Portanto, quanto a produção de IL-6, tanto a fagocitose de AC como de AC-Sp parecem promover um padrão mais associado a M1. Os maiores níveis de TNF-α detectados no sobrenadante de cultura foram oriundos de macrófagos cultivados em condições polarizantes para M1. Assim como observado quanto à produção de IL-6, os níveis de TNF-α foram baixos na condição polarizante M2. Os macrófagos M0 incubados tanto na presença de AC como de 39 AC-Sp liberam altos níveis de TNF-α. No entanto, macrófagos M0 liberam níveis intermediários deste medidor. Analisando somente a liberação de TNF-α, nossos dados sugerem que tanto a presença de ACs como ACs-Sp tendem a um perfil de polarização M1. A avaliação do sobrenadante de cultura celular para TGF-β demonstrou que os níveis deste mediador foram semelhantes em todas as condições experimentais avaliadas. Portanto, levando em consideração apenas este mediador, não é possível inferir nada a respeito da polarização das condições experimentais. Por fim, diferente do esperado, a produção de IL-10 foi mais pronunciada em macrófagos cultivados em condições polarizantes para M1, seguido de condições polarizantes para macrófagos M2. No entanto, a incubação de macrófagos M0 na presença das diferentes fontes de células apoptóticas não foi capaz de induzir níveis significativos de IL-10. A citocina IL-1β foi indetectável nas diferentes condições experimentais (dados não mostrados). Se avaliarmos o painel geral das proporções das citocinas produzidas nas diferentes condições experimentais, observa-se um perfil do fenótipo de M1/M2 mais consistente (Figura 13). Nos controles positivos, ou seja, em condições polarizantes para M1 e M2, observa-se claramente o perfil de citocinas pró-inflamatórias (TNF-α e IL-12) e anti-inflamatórias (IL-10, TFG-β), respectivamente. No entanto, os dados obtidos sugerem que a fagocitose dos diferentes tipos de ACs, AC e AC-Sp, resulta em um perfil misto de polarização de macrófagos M1/M2. A literatura já descreve que células dendríticas que fagocitam células apoptóticas estéreis ou infectadas liberam no microambiente diferentes citocinas (Brereton C.F, Blander JM, 2010), entretanto, nada se tem descrito ainda para macrófagos M0 derivados de medula óssea produzindo diferentes microambientes frente às diferentes fontes de células apoptóticas. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Brereton%20CF%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=20958317 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Blander%20JM%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=20958317 40 Figura 12. Perfil de citocinas relacionados ao fenótipo M1/M2 durante a fagocitose de células apotóticas estéreis e infectados com Sp por macrófagos M0. Quantificação de citocinas no sobrenadante de cultura celular de macrófagos M0 na presença de AC ou AC-Sp, assim como em condições polarizantes para macrófagos M1/M2. Resultados expressos em pg/mL. A) IL-12; B) IL-6; C) TNF-α; D) TGF- β; E) IL-10. Diferença estatisticamente significativa, p < 0.05, * vs M0,# vs M1 e & vs M2. Média da quantificação de 8 experimentos realizados individualmente. 41 Figura 13. Perfil de citocinas relacionados aos fenótipos de macrófagos M1/M2 produzidos por macrófagos M0 na presença de diferentes fontes de células apoptóticas. Tendência do perfil de citocinas produzidas nas diferentes condições experimentais. M0 M1 M2 AC AC-Sp IL-10 TGF- TNF- IL-6 IL-12 [pg/mL] 42 Quanto à produção de PGE2, tanto a fagocitose de AC-Sp quanto de AC por macrófagos M0 resultou na produção de níveis semelhantes deste mediador lipídico. Nas condições polarizantes (M1/M2), macrófagos M1 foram mais eficientes na produção de PGE2 quando comparado as demais condições experimentais. Os macrófagos M0 produziram baixos níveis de PGE2 quando comparado às condições polarizantes e na presença das diferentes células apoptóticas. Ou seja, os altos níveis de PGE2 parecem estar mais associados a um perfil M1 de macrófagos. Dalli e Serhan (2012), já haviam demonstrado que macrófagos M1 são melhores produtores de PGE2 que macrófagos polarizados para o perfil M2. 43 Figura 14. Avaliação da liberação de PGE2 por macrófagos na presença de células apoptóticas. Quantificação de PGE2, pelo método de ELISA, no sobrenadante de cultura celular de macrófagos M0 na presença de AC ou AC-Sp, assim como em condições polarizantes para macrófagos M1/M2. Resultados expresso em pg/mL. Diferença estatisticamente significativa, p < 0.05, * vs M0, # vs M1. Média da quantificação de 8 experimentos realizados individualmente. M0 M1 M2 AC AC-Sp 0 500 1000 3000 4000 5000 6000 7000 18000 20000 22000 24000 * # # #PG E 2 [p g/ m L] 44 O NO é um gás produzido pelas células do nosso organismo e está envolvido em muitos processos biológicos, como o controle da pressão sanguínea, agregação plaquetária e transmissão de sinais no sistema nervoso. Em células do sistema imune, o NO atua potencializando a atividade microbicida dos fagócitos, como os macrófagos, contra diferentes microrganismos (Durner et al, 1999). Sabe-se que macrófagos M1 produzem altas concentrações de óxido nítrico e reativos de oxigênio (Sica, Schioppa et al. 2006) que justificam a excelente atividade microbicida dessas células (Cassetta, Cassol et al, 2011), enquanto macrófagos M2 possuem um alto metabolismo de arginase, responsável pela proliferação celular e remodelação tecidual (Hesse et al, 2001). Assim, foi avaliada a produção de óxido nítrico em macrófagos M0 cultivados na presença das diferentes fontes de células apoptóticas (Figura 15). Como esperado, os macrófagos em condições polarizantes para M1 foram capazes de produzir níveis elevados de nitrito quando comparados aos macrófagos M0 e M2. No entanto, a fagocitose de AC ou AC-Sp por macrófagos M0 resultou na produção dos mesmos níveis de nitrito. Tanto a fagocitose de AC quanto AC-Sp induzem uma produção de NO semelhante às células polarizadas para o perfil M1. 45 Figura 15. Quantificação de óxido nítrico produzido por macrófagos M0 cultivados na presença de diferentes fontes de células apoptóticas. Quantificação de NO a partir do sobrenadante de cultura celular das diferentes condições experimentais de macrófagos M0 incubados por 48h na presença de AC, AC-Sp e em condições polarizantes para M1 e M2. Estatística p < 0.05, * vs M0, # vs M1. Média da quantificação de 6 experimentos realizados individualmente. M0 M1 M2 AC AC-Sp 0 1 2 20 30 50 60 70 * ## ## N itr ito [u M ] 46 5.5. Influência da PGE2 na polarização de macrófagos M1/M2. Sabe-se que PGE2 é capaz de modular as funções efetoras de macrófagos (Medeiros, AI., 2009; Dennis et al., 2010) e que a fagocitose de células apoptóticas promove a liberação de PGE2 no microambiente (Fadok, V. A., et al. 1998; Medeiros, AI., 2009). Além disso, sabe-se que PGE2 induz os macrófagos a produzirem altos níveis de IL-10 e IL-6 (Kim SH, et al. 2011; Mège JL, et al 2011), que induzem a polarização a macrófagos M2. Para confirmar os dados da literatura, inicialmente, cultivamos macrófagos M0 na presença de PGE2 (10µM) exógena, por 48h, para avaliar a influência deste mediador na polarização destes macrófagos. Os resultados obtidos corroboram com a literatura existente, uma vez que observamos um aumento de 861 vezes na expressão de CD206 e a diminuição de 14,7 vezes da expressão de CCR7 quando comparados com macrófagos M0 (0,04% para CD206 e 1,91% para CCR7), significando uma polarização para o fenótipo M2 (Figura 16). A somatória das porcentagens da expressão de CCR7 e CD206 de três experimentos individuais confirmam esses resultados. Na presença de PGE2, macrófagos M0 dirigem a sua polarização para o fenótipo M2. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Kim%20SH%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21247892 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=M%C3%A8ge%20JL%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21311324 47 Figura 16. Influência da PGE2 na polarização de macrófagos M0. Macrófagos M0 obtidos a partir da diferenciação de células da medula óssea foram incubados por 48h na presença ou ausência de PGE2 e, em seguida, avaliados por citometria de fluxo quanto a expressão dos receptores CCR7 e CD206. A) Macrófagos M0. B) Macrófagos M0 co-cultivados com 10µM de PGE2. C) Somatória da porcentagem de expressão da molécula de CCR7 em 3 experimentos individuais. D) Somatória da porcentagem de expressão da molécula CD206 em 3 experimentos individuais. 48 Além das moléculas de superfície, também foi analisado se macrófagos M0, na presença de PGE2, promoveriam um microambiente correspondente aos perfis de macrófagos M1 ou M2, com liberação diferenciada de citocinas, mediadores lipídicos e NO. Macrófagos M0 incubados na presença de PGE2 não produzem citocinas como TNF- α, IL-12, IL-10 e IL-1β. Entretanto, produzem altos níveis de TGF- β e pequenos níveis de IL-6. Embora haja uma pequena produção de IL-6, a principal citocina liberada é o TGF- β, confirmando o perfil M2 adotado quando macrófagos M0 são incubados na presença de PGE2 (Figura 17). Quando avaliada a produção de NO por macrófagos M0 na presença de PGE2, observa-se que a quantificação de nitrito foi semelhante à detectada em macrófagos diferenciados em condições polarizantes para M2 (Figura 18). 49 Figura 17. Influência da PGE2 na produção de citocinas. Tendência do perfil de citocinas produzidas nas diferentes condições experimentais. Somatória de todas as citocinas quantificadas em 3 diferentes experimentos. M1 M2 2M0 + PGE TGF- IL-10 TNF- IL-6 IL-12 [pg/mL] 50 Figura 18. Quantificação de NO produzido por macrófagos M0 na presença de PGE2. Quantificação de NO a partir do sobrenadante de cultura celular das diferentes condições experimentais de macrófagos M0 incubados por 48h na presença de PGE2 e em condições polarizantes para M1 e M2. Estatística p < 0.05, # vs M1. Média da quantificação de 3 experimentos realizados individualmente. M1 M2 M0 + PGE2 0.00 0.05 0.10 0.15 0.20 50 60 70 80 N.D. # #N itr ito [u M ] 51 Portanto, tanto os resultados obtidos por citometria de fluxo, quanto quantificação de citocinas e dosagem de nitrito, demonstram que macrófagos incubados com PGE2 adotam um perfil M2, corroborando com os dados da literatura (Kim SH, et al. 2011; Mège JL, et al 2011). Em um segundo momento, investigou-se se a PGE2 produzida durante a fagocitose de AC e AC-Sp estaria interferindo na polarização de macrófagos M1/M2. Para tanto, macrófagos M0 foram tratados com indometacina (10µM) (Indo) ou ibuprofeno (10µM) (Ibup), inibidores não seletivos da enzima COX, na presença de AC ou AC-Sp. O tratamento com indometacina resultou em uma modesta expressão da molécula CD206 (0,12%) e um pequeno aumento na expressão de CCR7 (3,89%) quando comparado com macrófagos M0 + AC que não foram submetidos ao tratamento (0,93% para CD206 e 3,66% para CCR7) com os compostos. Por outro lado, quando macrófagos M0 foram incubados na presença do Ibuprofeno, houve redução na expressão de CCR7 (1,36%) como de CD206 (0,51%) quando comparados a macrófagos M0 incubados na presença de AC (Figura 19). A co-cultura de M0+AC-Sp na presença de indometacina resultou no aumento da expressão de CD206 (1,09%) e diminuição na expressão de CCR7 (3,84%) quando comparado com macrófagos M0 incubados apenas com AC-Sp não tratados com indometacina (0,24% para CD206 e 5,00% para CCR7). Por outro lado, a incubação com ibuprofeno desencadeou uma maior expressão tanto de CCR7 quanto CD206, 5,66% e 5,91%, respectivamente, quando comparado com a condição AC-Sp. A média das porcentagens de expressão das moléculas de CCR7 e CD206 das repetições biológicas demonstra que na presença dos inibidores de COX, macrófagos M0, co-cultivados com AC, apresentam uma diminuição da expressão da molécula de CD206 e um aumento da expressão de CCR7, sugerindo a polarização para um fenótipo próximo ao M1. Por outro lado, a média das porcentagens de expressão das moléculas de CCR7 e CD206 das repetições biológicas de macrófagos M0 cultivados na presença de AC-Sp e os inibidores de COX apresentaram resultados contraditórios. Na presença de indometacina não houve alteração da expressão destas moléculas. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Kim%20SH%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21247892 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=M%C3%A8ge%20JL%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=21311324 52 Entretanto, o tratamento com ibuprofeno resultou no aumento tanto da expressão de CD206 quanto de CCR7 quando comparado com macrófagos M0 na presença de AC-Sp. O aumento de CCR7 está associado ao perfil M1, porém como houve um aumento também de CD206, perfil M2, acredita-se que essas células passam a adquirir um fenótipo misto na ausência de PGE2. Esses resultados serão validados utilizando marcadores fenotípicos para M1/M2 pela técnica de RT-qPCR. De maneira geral, nossos resultados corroboram com a literatura vigente. Estudos com macrófagos derivados da medula de animais Balb/c demonstram que a utilização de inibidores de COX-2 bloqueiam a polarização do fenótipo M2 e promovem a atividade pró-inflamatória desses macrófagos (Na YR., et al 2013). O mesmo grupo de pesquisa também demonstrou que tanto inibidores não seletivos de COX como inibidores seletivos para COX-2, na presença de macrófagos, promovem aumento da produção de TNF-α e IL-12p70 (Na YR., et al 2015). http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Na%20YR%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23667623 http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Na%20YR%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=23667623 53 Figura 19. Efeito da inibição de PGE2 em macrófagos M0 após a fagocitose de diferentes fontes de células apoptóticas Macrófagos M0 foram tratados com inibidores de COX (indometacina ou ibuprofeno, 10µM) e na presença das diferentes fontes de células apoptóticas, ACs e AC-Sp. A cultura celular 54 foi avaliada por citometria de fluxo quanto à expressão dos receptores CCR7 e CD206. A) Macrófagos M0 co-cultivados com AC. B) Macrófagos M0 co-cultivados com AC-Sp. C) Macrófagos M0 incubados indometacina na presença de AC. D) Macrófagos M0 incubados com indometacina na presença de AC-Sp. E) Macrófagos M0 incubados com ibuprofeno na presença de AC. F) Macrófagos M0 incubados com ibuprofeno na presença de AC-Sp. G) Somatória da porcentagem de expressão da molécula de CD206 de 3 experimentos individuais quando AC foram incubadas com macrófagos M0 na presença ou não dos inibidores. H) Somatória da porcentagem de expressão da molécula de CCR7 de 3 experimentos individuais quando AC foram incubadas com macrófagos M0 na presença ou não dos inibidores. I) Somatória da porcentagem de expressão da molécula de CD206 de 3 experimentos individuais quando AC-Sp foram incubadas com macrófagos M0 na presença ou não dos inibidores. J) Somatória da porcentagem de expressão da molécula de CCR7 de 3 experimentos individuais quando AC-Sp foram incubadas com macrófagos M0 na presença ou não dos inibidores. 55 Avaliando a produção de citocinas de macrófagos M0 co-cultivados com AC ou AC-Sp, na presença de indometacina ou ibuprofeno, observa-se uma drástica mudança no perfil de citocinas liberadas. Macrófagos M0 incubados com AC na presença dos inibidores liberam altas quantidades de TGF-β e baixas quantidades de IL-6, quando comparados com macrófagos M0 co-cultivados com AC, sem tratamento. Em ambos os casos, os efeitos foram mais pronunciados quando utilizamos o inibidor ibuprofeno. Além disso, nessas condições não detectamos IL- 12, TNF-α, IL-1 β e IL-10 (dados não mostrados) (Figura 20). Um cenário semelhante ocorre com macrófagos M0 co-cultivados na presença de AC-Sp e os inibidores. Essas células produzem níveis elevados de TGF-β e menores quantidades de IL-6 quando comparados com macrófagos incubados na presença de apenas AC-Sp. Da mesma forma, essas células deixam de produzir IL-10, IL-12, IL-1 β e TNF-α (dados não mostrados). 56 Figura 20. Influência de inibidores de COX na produção de citocinas. Quantificação de citocinas no sobrenadante de cultura celular de macrófagos M0 na presença de AC ou AC-Sp e dos inibidores de COX. Resultados expresso em pg/mL. A) TGF- β. B) IL-6. Diferença estatisticamente significativa, p < 0.05, * vs M0,# vs M1 e & vs M2. Média da quantificação de 4 experimentos realizados individualmente. 57 A dosagem de nitrito liberado por macrófagos M0 cultivados com AC ou AC- Sp na presença dos diferentes inibidores também foi avaliada. Macrófagos M0 co- cultivados com AC e os inibidores apresentam uma brusca queda na produção de NO, aproximando-se de valores próximos a zero e assemelhando-se a liberação promovida por macrófagos M2. Um fenômeno semelhante, porém menos pronunciado, ocorre com macrófagos M0 incubados com AC-Sp e os inibidores de COX. Há uma diminuição na liberação de NO na presença tanto de indometacina quanto de ibuprofeno (Figura 21). Assim, nossos resultados sugerem que a inibição da PGE2 liberada durante a fagocitose de AC promoveu um perfil M2 e a inibição deste mediador lipídico durante a fagocitose de AC-Sp não foi capaz de alterar bruscamente a liberação de NO por essas células, promovendo ainda um perfil M1. A quantificação de PGE2 em macrófagos M0 cultivados com AC ou AC-Sp na presença dos inibidores não seletivos de COX também foi avaliada. Os resultados demonstram que a presença de ambos os inibidores, indometacina ou ibuprofeno, é capaz de inibir a produção desse mediador em níveis inferiores aos liberados por macrófagos M0, demonstrando assim a eficiência do tratamento na inibição da liberação de PGE2 em todas as condições experimentais avaliadas. 58 Figura 21. Quantificação de óxido nítrico produzido macrófagos M0 na presença de inibidores não seletivos de COX. Quantificação de NO a partir do sobrenadante de cultura celular das diferentes condições experimentais de macrófagos M0 incubados por 48h na presença de AC, AC-Sp e inibidores de COX. Estatística p < 0.05, * vs M0, # vs M1. Média da quantificação de 4 experimentos realizados individualmente. 0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 10 20 30 40 M0 + AC M0 + AC + Indo M0 + AC + Ibup M0 + AC-Sp M0 + AC-Sp+ Indo M0 + AC-Sp + IbupN itr ito [u M ] 59 Figura 22. Quantificação de PGE2 produzida por macrófagos M0 na presença de inibidores não seletivos de COX. Quantificação de PGE2 a partir do sobrenadante de cultura celular das diferentes condições experimentais de macrófagos M0 incubados por 48h na presença de AC, AC-Sp e inibidores de COX. Estatística p < 0.05, £ vs AC-Sp. Média da quantificação de 4 experimentos realizados individualmente. 0 50 100 150 600 800 1000 1200 M0 + AC M0 + AC + Indo M0 + AC + Ibup M0 + AC-Sp M0 + AC-Sp + Indo M0 + AC-Sp + Ibup ££PG E 2 [p g/ m L] 60 5.6. Envolvimento dos mediadores solúveis produzidos durante a fagocitose de diferentes fontes de células apoptóticas por macrófagos M0 na polarização em macrófagos M1/M2. Sabendo que a fagocitose de células apoptóticas, infectadas ou estéreis, promove um microambiente rico em citocinas, mediadores lipídicos e fatores de crescimento (Fadok, Bratton et al. 1998; Kim, Chung et al. 2005; Chung, Kim et al. 2006; Medeiros, AI., al. 2009, Torchinsky, Garaude et al. 2010) nos questionamos se o microambiente