UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

Programa de Pós-graduação em Ciência e Tecnologia de Materiais 
 

 

 

Fernanda Kelly Alves de Souza 

 
 

 
 
 

 

AUMENTO DA BIODISPONIBILIDADE DA CURCUMINA UTILIZANDO UM 

SISTEMA DE LIBERAÇÃO CONTROLADA DE FÁRMACO BASEADO EM 

QUITOSANA E NANOPARTÍCULAS VERDES DE ÓXIDO DE FERRO (Fe3O4) 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 
  

 

 

 

BAURU 

2025 



 

Fernanda Kelly Alves de Souza 

 

 

 

 

 

 

AUMENTO DA BIODISPONIBILIDADE DA CURCUMINA UTILIZANDO UM 

SISTEMA DE LIBERAÇÃO CONTROLADA DE FÁRMACO BASEADO EM 

QUITOSANA E NANOPARTÍCULAS VERDES DE ÓXIDO DE FERRO (Fe3O4) 

 

 

 

 

 

 
Dissertação apresentada como requisito à obtenção do título 
de Mestre à Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita 
Filho” - Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia 
de Materiais, área de concentração Química de Materiais, sob 
a orientação do Prof. Dr. Aroldo Geraldo Magdalena 
 
 
 
 
 
 
 

 

 
  

 

 

 

 

BAURU 

2025 
 



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

   

 

  

 

Souza, Fernanda Kelly Alves de. 

   Aumento da biodisponibilidade da curcumina utilizando um sistema de liberação 

controlada de fármaco baseado em quitosana e nanopartículas verdes de óxido de ferro 

(Fe3O4) / Fernanda Kelly Alves de Souza. – Bauru, 2025 

   104 f.  

 

 

   Dissertação (Mestrado) – Universidade Estadual 

Paulista (Unesp), Faculdade de Ciências, Bauru 

   Orientador: Aroldo Geraldo Magdalena 

   

 

1. Físico-Química. 2. Drug delivery systems. 3. Óxido de ferro. 4. Curcumina. 

5. Quitosana. I. Título.  
 

    

 

  

 

 

 



UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA

Câmpus de Bauru

ATA DA DEFESA PÚBLICA DA DISSERTAÇÃO DE MESTRADO DE FERNANDA KELLY ALVES
DE SOUZA, DISCENTE DO PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA E TECNOLOGIA
DE MATERIAIS, DA FACULDADE DE CIÊNCIAS - CÂMPUS DE BAURU.

Aos 07 dias do mês de fevereiro do ano de 2025, às 14h, por meio de Videoconferência,

realizou-se a defesa de DISSERTAÇÃO DE MESTRADO de FERNANDA KELLY ALVES DE

SOUZA, intitulada Aumento da biodisponibilidade da curcumina utilizando um

sistema  de  liberação  controlada  de  fármaco  baseado  em  quitosana

e nanopartículas verdes de óxido de ferro (Fe3O4). A Comissão Examinadora foi

constituída  pelos  seguintes  membros:  Prof.  Dr.  AROLDO  GERALDO  MAGDALENA

(Orientador(a) - Participação Virtual) do(a) Departamento de Química / Faculdade de

Ciências  -  Unesp/Câmpus  de  Bauru,  Prof.  Dr.  MARCO  ANTÔNIO  MORALES  TORRES

(Participação Virtual)  do(a) Departamento de Física Teórica e Experimental  (DFTE) /

Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN), Prof. Dr. VALDECIR FARIAS XIMENES

(Participação Virtual) do(a) Departamento de Química / Faculdade de Ciências do Campus

de Bauru da Unesp. Após a exposição pela mestranda e arguição pelos membros da

Comissão Examinadora que participaram do ato,  de forma presencial  e/ou virtual,  a

discente recebeu o conceito final:_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ . Nada mais havendo, foi lavrada a

presente ata, que após lida e aprovada, foi assinada pelo(a) Presidente(a) da Comissão

Examinadora.

Prof. Dr. AROLDO GERALDO MAGDALENA

Faculdade de Ciências - Câmpus de Bauru -
Eng. Luiz Edmundo Carrijo Coube, 14-01, 17033360, Bauru - São Paulo

http://www.fc.unesp.br/#!/posmatCNPJ: 48.031.918/0028-44.

Aprovada



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Dedico este trabalho a minha mãe,  

Maria Aparecida Alves
 



 

AGRADECIMENTOS 

 

Agradeço a Deus, por me conceder coragem, determinação, saúde e discernimento 

para realizar este trabalho.  

Agradeço infinitamente a minha mãe, Maria Aparecida Alves, por ter me ensinado os 

grandes valores da vida, por todo amor, cuidado e suporte. 

Agradeço ao meu namorado e melhor amigo, Guilherme Justiniano Mizumoto, por 

todo amor, por todos os conselhos, apoio e companheirismo.  

Agradeço aos meus familiares, por toda a compreensão.  

Agradeço ao meu orientador, professor Dr. Aroldo Geraldo Magdalena, pela 

oportunidade, pelo direcionamento e pelos ensinamentos.  

Agradeço a todos os integrantes do Laboratório de Química de Interface e Materiais 

Nanoestruturados (LQIMN) pela ajuda e apoio.  

Agradeço a minha banca examinadora titular, composta pelo professor Dr. Valdecir 

Farias Ximenes e pelo professor Dr. Marco Antônio Morales Torres, pela participação e 

avaliação. 

Agradeço ao professor Dr. Fenelon Martinho Lima Pontes, pelas análises de 

difratometria de raios-X, espectroscopia de ultravioleta/visível e pela centrífuga de 

Eppendorf. Agradeço ao professor Dr. Daniel Rinaldo, pelo liofilizador. Agradeço ao 

professor Dr. Flávio Júnior Caires pelas análises realizadas na UNESP de Araraquara-SP. 

Agradeço a Dra. Sônia Zanetti, pela análise de microscopia eletrônica de varredura. Agradeço 

ao Me. Guilherme Isquibola, pelas análises de termogravimetria/análise térmica diferencial. 

Agradeço ao Dr. Rodolfo Debone Piazza, pela análise de espalhamento dinâmico de luz. 

Agradeço ao professor Dr. Valdecir Farias Ximenes, pela análise de espectroscopia de 

fluorescência. Agradeço aos secretários Vagner de Souza Todescato e Ingrid Tiemy Taira pela 

disposição e suporte em questões burocráticas.       

Agradeço ao órgão de fomento, Fundação Coordenação de Aperfeiçoamento de 

Pessoal de Nível Superior (CAPES), pela bolsa concedida através do Programa de 

Pós-graduação em Ciência e Tecnologia de Materiais (POSMAT). 

  

 

 



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

“Não esquecer que por enquanto é tempo de morangos.” 

Clarice Lispector
 



 

SOUZA, Fernanda Kelly Alves de. Aumento da biodisponibilidade da curcumina 

utilizando um sistema de liberação controlada de fármaco baseado em quitosana e 

nanopartículas verdes de óxido de ferro (Fe3O4). 2025. 104f. Dissertação (Mestre em 

Ciência e Tecnologia de Materiais) - UNESP, Faculdade de Ciências, Bauru, 2025. 

 

RESUMO 

 

Problema: A curcumina, um composto bioativo extraído dos rizomas da cúrcuma (Curcuma 

longa), possui propriedades antiparasitárias e se destaca pelo baixo custo e ausência de efeitos 

colaterais, sendo uma candidata promissora para uso farmacêutico. Contudo, enfrenta desafios 

como instabilidade química e baixa solubilidade em água. Solução: As nanopartículas verdes 

de óxido de ferro (Fe3O4), um carreador biocompatível com capacidade de interação com 

campos magnéticos, associadas à quitosana, um biopolímero eficiente na encapsulação da 

curcumina, têm o potencial de aprimorar suas propriedades por meio de um sistema de 

liberação controlada. Objetivos: Este estudo visa desenvolver um sistema de liberação 

controlada de curcumina encapsulada em quitosana e carreada por NPs de Fe3O4-verde. 

Metodologia: As NPs de Fe3O4-verde foram sintetizadas pelos Princípios da Química Verde, 

utilizando íons Fe2+, casca de batata inglesa (Solanum tuberosum) e carbonato de sódio. O 

sistema foi produzido a partir de quitosana em ácido acético, NPs de Fe3O4-verde, curcumina 

em acetona, EDC e NHS. As técnicas de caracterização utilizadas foram: DRX, MEV, FTIR, 

TG, DLS, UV/Vis, fluorescência, AGREE e propriedades magnéticas qualitativas. A liberação 

controlada foi realizada ao longo de 500 h com 25 mg do sistema e 2 mL de PBS, com coletas 

de alíquotas de 1 mL a cada hora e reposição de 1 mL de PBS. A concentração de curcumina 

liberada foi determinada por UV/Vis. A farmacocinética foi analisada utilizando os modelos 

de ordem zero, primeira ordem, Higuchi, Korsmeyer-Peppas e Hixson-Crowell, e os 

parâmetros drug loading e eficiência de incorporação. Resultados e discussão: As NPs de 

Fe3O4-verde funcionalizadas proporcionaram uma liberação de curcumina controlada, lenta e 

gradual ao longo de 400 h, atingindo o equilíbrio em 370 mg L-1 e 0,75 mg, com 50% de 

curcumina liberada, drug loading de 6,25% e eficiência de incorporação de 100%. 

Korsmeyer-Peppas foi o modelo que melhor se ajustou, um modelo característico de sistemas 

poliméricos difusos; Conclusão: O sistema produzido melhorou as propriedades da 

curcumina, aumentando sua biodisponibilidade.  

Palavras-chave: Curcumina. Quitosana. Nanopartículas de óxido de ferro (Fe3O4). Química 

Verde. Drug Delivery. 
 



 

SOUZA, Fernanda Kelly Alves de. Enhancement of curcumin bioavailability using a 

controlled drug release system based on chitosan and green iron oxide nanoparticles 

(Fe3O4). 2025. 104p. Dissertation (Master in Materials Science and Technology) - UNESP, 

School of Sciences, Bauru, 2025. 

 

ABSTRACT 

 

Problem: Curcumin, a bioactive compound extracted from the rhizomes of turmeric 

(Curcuma longa), possesses antiparasitic properties and stands out for its low cost and 

absence of side effects, making it a promising candidate for pharmaceutical use. However, it 

faces challenges such as chemical instability and low water solubility. Solution: Green iron 

oxide nanoparticles (Fe3O4-green NPs), a biocompatible carrier capable of interacting with 

magnetic fields, combined with chitosan, a biopolymer effective in encapsulating curcumin, 

have the potential to enhance its properties through a controlled release system. Objectives: 

This study aims to develop a controlled release system for curcumin encapsulated in chitosan 

and carried by Fe3O4-green NPs. Methodology: Fe3O4-green NPs were synthesized following 

the principles of Green Chemistry, using Fe2+ ions, potato peel (Solanum tuberosum), and 

sodium carbonate. The system was produced using chitosan in acetic acid, Fe3O4-green NPs, 

curcumin in acetone, EDC, and NHS. Characterization techniques included XRD, SEM, 

FTIR, TGA, DLS, UV/Vis, fluorescence, AGREE, and qualitative magnetic properties. 

Controlled release was conducted over 500 h with 25 mg of the system and 2 mL of PBS, 

with 1 mL aliquots collected hourly and 1 mL PBS replenished. The concentration of released 

curcumin was determined via UV/Vis spectroscopy. Pharmacokinetics were analyzed using 

zero-order, first-order, Higuchi, Korsmeyer-Peppas, and Hixson-Crowell models, along with 

drug loading and encapsulation efficiency parameters. Results and Discussion: 

Functionalized Fe3O4-green NPs enabled a controlled, slow, and gradual release of curcumin 

over 400 h, reaching equilibrium at 370 mg L-1 and 0.75 mg, with 50% curcumin released, a 

drug loading of 6.25%, and 100% encapsulation efficiency. The Korsmeyer-Peppas model 

best fit the data, characteristic of diffusional polymeric systems. Conclusion: The produced 

system improved curcumin's properties, enhancing its bioavailability.   

Keywords: Curcumin. Chitosan. Iron oxide nanoparticles (Fe3O4). Green Chemistry. Drug 

Delivery. 

 

 



 

LISTA DE FIGURAS 

 

Figura 1 - Estrutura molecular da curcumina, tautomerismo ceto-enólico...............................17 
Figura 2 - Degradação química da curcumina sob diferentes condições ambientais (variação 
de pH, luz solar e autoxidação).................................................................................................18 
Figura 3 - Comportamento da curcumina no organismo humano.............................................19 
Figura 4 - Estrutura molecular da quitosana............................................................................. 23 
Figura 5 - n-desacetilação parcial da quitina em quitosana...................................................... 24 
Figura 6 - Método convencional para extração da quitosana....................................................25 
Figura 7 - Estrutura cristalina do óxido de ferro (Fe3O4)......................................................... 27 
Figura 8 - Difratogramas dos sistemas de liberação controlada, Quit-Cur-Fe3O4, 
Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur............................................................................................. 41 
Figura 9 - Micrografias com EDS dos sistemas de liberação controlada, Quit-Cur-Fe3O4, 
Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur............................................................................................. 43 
Figura 10 - Histogramas do tamanho das NPs de Fe3O4 e Fe3O4-verde....................................44 
Figura 11 - Espectros de infravermelho dos sistemas de liberação controlada, Quit-Cur-Fe3O4, 
Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur............................................................................................. 46 
Figura 12 - Estrutura molecular das substâncias que compõem os sistemas de liberação 
controlada, Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur................................................47 
Figura 13 -  Termogramas das NPs de Fe3O4 e Fe3O4-verde.....................................................50 
Figura 14 -  Potencial zeta em função do pH dos sistemas de liberação controlada, 
Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur...................................................................52 
Figura 15 - Histograma do tamanho do raio hidrodinâmico de partículas de NPs de Fe3O4.... 53 
Figura 16 - Histograma do tamanho do raio hidrodinâmico de partículas de NPs de 
Fe3O4-verde............................................................................................................................... 54 
Figura 17 - Espectro de ultravioleta/visível da curcumina....................................................... 55 
Figura 18 - Espectro de fluorescência da curcumina................................................................ 57 
Figura 19 - Análise da métrica analítica de sustentabilidade da síntese das NPs de Fe3O4 e 
Fe3O4-verde............................................................................................................................... 58 
Figura 20 - Propriedade magnética qualitativa dos sistemas de liberação controlada, 
Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur...................................................................60 
Figura 21 - Espectro de ultravioleta/visível da curcumina dissolvida em acetona e misturada 
nos reagentes da síntese e da liberação controlada (acetona, ácido acético, EDC, NHS e PBS)..
68 
Figura 22 - Curva de calibração da curcumina dissolvida nos reagentes da síntese e da 
liberação controlada (acetona, ácido acético, EDC, NHS e PBS)............................................ 69 
Figura 23 - Gráfico da concentração acumulativa de curcumina em função do tempo de 
liberação controlada dos sistemas de liberação controlada, Quit-Cur-Fe3O4, 
Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur............................................................................................. 72 
Figura 24 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina em função do tempo de liberação 
controlada dos sistemas de liberação controlada, Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e 
Quit-Cur.................................................................................................................................... 73 
Figura 25 - Gráfico da porcentagem de massa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada dos sistemas de liberação controlada, Quit-Cur-Fe3O4, 
 



 

Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur............................................................................................. 77 
Figura 26 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de ordem zero do sistema Quit-Cur-Fe3O4....
80 
Figura 27 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de ordem zero do sistema 
Quit-Cur-Fe3O4-verde............................................................................................................... 81 
Figura 28 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de ordem zero do sistema Quit-Cur........... 82 
Figura 29 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de primeira ordem  do sistema 
Quit-Cur-Fe3O4..........................................................................................................................83 
Figura 30 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de primeira ordem do sistema 
Quit-Cur-Fe3O4-verde............................................................................................................... 84 
Figura 31 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de primeira ordem do sistema Quit-Cur.... 85 
Figura 32 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de Higuchi do sistema Quit-Cur-Fe3O4......86 
Figura 33 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de Higuchi do sistema 
Quit-Cur-Fe3O4-verde............................................................................................................... 87 
Figura 34 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de Higuchi do sistema Quit-Cur................ 88 
Figura 35 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de Korsmeyer-Peppas do sistema 
Quit-Cur-Fe3O4..........................................................................................................................89 
Figura 36 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de Korsmeyer-Peppas do sistema 
Quit-Cur-Fe3O4-verde............................................................................................................... 90 
Figura 37 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de Korsmeyer-Peppas do sistema Quit-Cur...
91 
Figura 38 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de Hixson-Crowell do sistema 
Quit-Cur-Fe3O4..........................................................................................................................93 
Figura 39 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de Hixson-Crowell do sistema 
Quit-Cur-Fe3O4-verde............................................................................................................... 94 
Figura 40 - Gráfico da massa acumulativa de curcumina liberada em função do tempo de 
liberação controlada ajustado no modelo cinético de Hixson-Crowell do sistema Quit-Cur... 95 

 

 

 



 

LISTA DE TABELAS 

 

Tabela 1 - Principais números de onda de absorção do espectro de infravermelho..................46 
Tabela 2 - Interpretação do valor de n.......................................................................................67 

 

 



 

LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS 

 

Cur Curcumina 

Fe3O4 Óxido de ferro (II,III) 

NPs Nanopartículas 

Quit Quitosana 

Quit-Cur Sistema de liberação controlada de fármaco composto por 
curcumina encapsulada por quitosana sem nanopartículas de 
óxido de ferro (Fe3O4) 

Quit-Cur-Fe3O4 Sistema de liberação controlada de fármaco composto por 
curcumina encapsulada por quitosana e carreada por 
nanopartículas de óxido de ferro (Fe3O4) por coprecipitação 

Quit-Cur-Fe3O4-verde Sistema de liberação controlada de fármaco composto por 
curcumina encapsulada por quitosana e carreada por 
nanopartículas de óxido de ferro (Fe3O4) por química verde 

  

  

 

 

 



 

SUMÁRIO 

 

1 INTRODUÇÃO....................................................................................................................14 
1.1 Contextualização...........................................................................................................14 
1.2 Objetivos....................................................................................................................... 15 

1.2.1 Objetivo geral.......................................................................................................15 
1.2.2 Objetivos específicos........................................................................................... 15 

2 CAPÍTULO 1 - REVISÃO BIBLIOGRÁFICA................................................................ 16 
2.1 Curcumina.....................................................................................................................16 
2.2 Sistema de liberação controlada de fármacos............................................................... 21 
2.3 Quitosana...................................................................................................................... 22 
2.4 Óxido de ferro (Fe3O4).................................................................................................26 
2.5 Química Verde...............................................................................................................30 
2.6 Esquistossomose mansônica......................................................................................... 32 

3 CAPÍTULO 2 - SÍNTESE E CARACTERIZAÇÃO DO SISTEMA DE LIBERAÇÃO 
CONTROLADA COMPOSTO POR CURCUMINA ENCAPSULADA POR 
QUITOSANA E CARREADA POR NANOPARTÍCULAS VERDES DE ÓXIDO DE 
FERRO (Fe3O4)......................................................................................................................34 

3.1 Introdução..................................................................................................................... 34 
3.2 Materiais........................................................................................................................35 
3.3 Metodologia.................................................................................................................. 35 

3.3.1 Síntese de nanopartículas de óxido de ferro (Fe3O4) pelo método da 
coprecipitação............................................................................................................... 35 
3.3.2 Síntese de nanopartículas de óxido de ferro (Fe3O4) pelo método da química 
verde..............................................................................................................................36 
3.3.3 Síntese do sistema de liberação controlada composto por curcumina encapsulada 
em quitosana e carreada por nanopartículas verdes de óxido de ferro (Fe3O4)........... 38 
3.3.4 Técnicas de caracterização...................................................................................39 

3.3.4.1 Difratometria de raios-X............................................................................. 39 
3.3.4.2 Microscopia eletrônica de varredura...........................................................39 
3.3.4.3 Espectroscopia de infravermelho com transformada de Fourier................ 40 
3.3.4.4 Termogravimetria........................................................................................40 
3.3.4.5 Espalhamento dinâmico de luz................................................................... 40 
3.3.4.6 Espectroscopia de ultravioleta/visível.........................................................40 
3.3.4.7 Espectroscopia de fluorescência................................................................. 40 
3.3.4.8 Métrica analítica de sustentabilidade.......................................................... 40 
3.3.4.9 Propriedade magnética qualitativa.............................................................. 40 

3.4 Resultados e discussão.................................................................................................. 41 
3.4.1 Técnicas de caracterização...................................................................................41 

3.4.1.1 Difratometria de raios-X............................................................................. 41 
3.4.1.2 Microscopia eletrônica de varredura...........................................................43 
3.4.1.3 Espectroscopia de infravermelho com transformada de Fourier................ 45 

 



 

3.4.1.4 Termogravimetria........................................................................................50 
3.4.1.5 Espalhamento dinâmico de luz................................................................... 51 
3.4.1.6 Espectroscopia de ultravioleta/visível.........................................................55 
3.4.1.7 Espectroscopia de fluorescência................................................................. 56 
3.4.1.8 Métrica analítica de sustentabilidade.......................................................... 58 
3.4.1.9 Propriedade magnética qualitativa.............................................................. 60 

4 CAPÍTULO 3 - APLICAÇÃO DO SISTEMA DE LIBERAÇÃO CONTROLADA 
COMPOSTO POR CURCUMINA ENCAPSULADA POR QUITOSANA E 
CARREADA POR NANOPARTÍCULAS VERDES DE ÓXIDO DE FERRO (Fe3O4). 61 

4.1 Introdução..................................................................................................................... 61 
4.2 Materiais........................................................................................................................61 
4.3 Metodologia.................................................................................................................. 61 

4.3.1 Liberação controlada do sistema composto por curcumina encapsulada em 
quitosana e carreada por nanopartículas verdes de óxido de ferro (Fe3O4)................. 62 
4.3.2 Determinação da concentração de curcumina após a liberação controlada do 
sistema composto por curcumina encapsulada em quitosana e carreada por 
nanopartículas verdes de óxido de ferro (Fe3O4).........................................................62 
4.3.3 Determinação do drug loading e da eficiência de incorporação.......................... 63 
4.3.4 Modelos cinéticos de liberação controlada de fármacos......................................64 

4.3.4.1 Ordem Zero................................................................................................. 65 
4.3.4.2 Primeira Ordem...........................................................................................66 
4.3.4.3 Higuchi........................................................................................................66 
4.3.4.4 Korsmeyer-Peppas...................................................................................... 67 
4.3.4.5 Hixson-Crowell...........................................................................................68 

4.4 Resultados e discussão.................................................................................................. 68 
4.4.1 Determinação da concentração de curcumina após a liberação controlada do 
sistema de liberação composto por curcumina encapsulada em quitosana e carreada 
por nanopartículas verdes de óxido de ferro (Fe3O4)...................................................68 
4.4.2 Determinação do drug loading e da eficiência de incorporação.......................... 74 
4.4.3 Modelos cinéticos de liberação controlada de fármacos......................................79 

4.4.3.1 Ordem Zero................................................................................................. 79 
4.4.3.2 Primeira Ordem...........................................................................................83 
4.4.3.3 Higuchi........................................................................................................86 
4.4.3.4 Korsmeyer-Peppas...................................................................................... 89 
4.4.3.5 Hixson-Crowell...........................................................................................92 

5 CONCLUSÃO...................................................................................................................... 96 
6 PERSPECTIVAS FUTURAS..............................................................................................96 
REFERÊNCIAS...................................................................................................................... 97 
 

 



14 

1 INTRODUÇÃO 

1.1 Contextualização 

A curcumina (Cur) é um composto natural extraído dos rizomas da cúrcuma (Curcuma 

longa), possui capacidade antioxidante, anti-inflamatória, antitumoral, antimicrobiana e 

antiparasitária, apresenta baixo custo e ausência de efeitos colaterais, sendo adequada para ser 

aplicada como fármaco no tratamento e prevenção de doenças. Entretanto, a curcumina possui 

baixa solubilidade em água, instabilidade química e biodisponibilidade limitada (ZHENG; 

MCCLEMENTS, 2020). 

A liberação controlada de fármacos (drug delivery em inglês) é um método que visa 

melhorar a distribuição dos fármacos pelo organismo, aumentando a afinidade destes pelo 

sítio receptor, além de diminuir a dosagem e os efeitos colaterais. Para tanto, a liberação 

controlada de fármacos como a curcumina é realizada a partir da produção de sistemas que 

incorporam os fármacos em substâncias chamadas encapsulantes e carreadores (BHOWMIK 

et al., 2012). 

As nanopartículas (NPs) verdes de óxido de ferro (Fe3O4), NPs de Fe3O4-verde, são 

sintetizadas através dos Princípios de Química Verde e possuem propriedades químicas que 

resultam em características, como biocompatibilidade, baixa toxicidade, potencialidade de 

funcionalização de superfície e interação com campos magnéticos externos (ímãs). Em 

virtude das características citadas as NPs de Fe3O4-verde podem ser aplicadas como 

carreadores na liberação controlada de fármacos como a curcumina (MALIKA et al., 2022; 

OLIVEIRA; FABRIS; PEREIRA, 2013). 

A quitosana (Quit) é um biopolímero que contém grupos funcionais orgânicos que 

podem ser utilizados de forma multifuncional, pois melhoram as propriedades das NPs de 

Fe3O4-verde e encapsulam a curcumina para aprimorar sua ação como fármaco. Este 

biopolímero sintetizado através da quitina, substância presente no exoesqueleto de crustáceos, 

apresenta alta disponibilidade e versatilidade, além de propriedades químicas que influenciam 

na sua capacidade biodegradável, biocompatível e atóxica (ISLAM et al., 2020). 

Uma das aplicações da curcumina é no tratamento de doenças parasitárias, como a 

esquistossomose mansônica, causada pelo consumo de água contaminada, devido à falta de 

saneamento básico. Por essa razão é necessário buscar maneiras de melhorar as propriedades 

da curcumina através de sistemas de liberação controlada, tornando-a um fármaco de alta 

eficácia (FRANÇA et al., 2020). 

 



15 

Diante do exposto, este projeto tem como objetivo a síntese de um sistema de 

liberação controlada de fármaco composto por curcumina encapsulada por quitosana e 

carreada por nanopartículas verdes de óxido de ferro (Fe3O4), Quit-Cur-Fe3O4-verde.  

A proposta deste trabalho foi desenvolver um sistema capaz de aumentar a 

biodisponibilidade da curcumina. Para isso, serão empregadas técnicas de caracterização 

estrutural, permitindo avaliar a eficiência da encapsulação, a interação entre os componentes e 

o perfil de liberação do fármaco. Dessa forma, o estudo contribuirá para o avanço na área de 

drug delivery, explorando alternativas sustentáveis e inovadoras. 

 

1.2 Objetivos 

 

1.2.1 Objetivo geral 

Sintetizar e caracterizar o sistema de liberação controlada de fármaco composto por 

curcumina encapsulada por quitosana e carreada por nanopartículas verdes de óxido de ferro 

(Fe3O4), Quit-Cur-Fe3O4-verde para avaliar seu comportamento farmacocinético na liberação 

da curcumina. 

 

1.2.2 Objetivos específicos 

 Analisar o comportamento farmacocinético do sistema de liberação controlada de 

Quit-Cur-Fe3O4-verde será um processo dividido em duas etapas: 

 A primeira etapa consiste nos seguintes objetivos específicos: 

 a. Sintetizar as NPs de Fe3O4 pelo método de coprecipitação; 

 b. Sintetizar as NPs de Fe3O4-verde pelo método da Química Verde; 

 c. Sintetizar os sistemas de liberação controlada de Quit-Cur-Fe3O4 (coprecipitação), 

Quit-Cur-Fe3O4-verde (química verde) e Quit-Cur (sem NPs de Fe3O4); 

d. Caracterizar os materiais sintetizados a partir das seguintes técnicas: difratometria 

de raios-X, microscopia eletrônica de varredura, espectroscopia de infravermelho com 

transformada de Fourier, termogravimetria, espalhamento dinâmico de luz (potencial zeta e 

tamanho de partícula), espectroscopia de ultravioleta/visível, espectroscopia de fluorescência, 

métrica analítica de sustentabilidade, propriedade magnética qualitativa.  

 A segunda etapa consiste nos seguintes objetivos específicos: 

 a. Realizar experimentos de liberação controlada nos sistemas de Quit-Cur-Fe3O4, 

Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur; 

 



16 

 b. Determinar a concentração de curcumina após a liberação controlada de curcumina 

nos sistemas de Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur; 

c. Determinar o drug loading e a eficiência de incorporação dos sistemas de 

Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur; 

d. Aplicar nos dados experimentais de liberação controlada dos sistemas os modelos 

cinéticos de liberação controlada de fármacos: ordem zero, primeira ordem, Higuchi, 

Korsmeyer-Peppas, Hixson-Crowell; 

e. Determinar o modelo cinético que melhor se adequa aos dados experimentais de 

liberação controlada dos sistemas, visando propor um mecanismo de liberação dos sistemas 

sintetizados. 

 

2 CAPÍTULO 1 - REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 

 

2.1 Curcumina 

 A curcumina é uma substância química caracterizada por ser, em temperatura 

ambiente, um material cristalino, na forma de pó, com uma coloração amarelo-brilhante e 

sabor picante-terroso. É uma substância fitoquímica, pois é produzida nos rizomas da 

cúrcuma (Curcuma longa), uma planta perene da família das Zingiberaceae, cultivada há 

séculos em países asiáticos como Índia, Nepal, China e Indonésia. A curcumina é composta 

por 3% de bisdesmetoxicurcumina, 17% de desmetoxicurcumina e 77% de diferuloilmetano, 

sendo esta última forma de curcumina, o principal princípio ativo da cúrcuma e a forma mais 

biologicamente ativa (AGUIAR et al., 2016; AK; GÜLÇIN, 2008; ALLAM, 2009; AMANI; 

MOHAMADNIA; MAHDAVI, 2019; CHAKRABORTI et al., 2013; DAHAB et al., 2019; 

DALL’ACQUA et al., 2016; HADZI‐PETRUSHEV et al., 2018; HE et al., 2018; 

JURENKA, 2009; KARUNAGARAN; RASHMI; KUMAR, 2005; KAZEMI et al., 2021; 

MORAIS et al., 2013; NASERY et al., 2020; NOSRATI et al., 2018; PHAM et al., 2016; 

RAJAN; PANDIAN; PALANIAPPAN, 2016; RAZAK et al., 2017; SALEHIABAR et al., 

2018; SHAHGHOLIAN; RAJABZADEH, 2019; SOUKHAKLARI et al., 2018; VIGATO et 

al., 2019; YAMAKOSHI et al., 2010; YANG et al., 2018; ZHENG; MCCLEMENTS, 2020; 

ZHU et al., 2016). 

A fórmula molecular da curcumina é C21H20O6, com massa molecular de 368,38 g 

mol-1 e ponto de fusão de 183°C. Em soluções aquosas, a curcumina sofre tautomerismo 

ceto-enólico, com a forma ceto predominando em condições ácidas e neutras, e a forma 

enólica predominando em condições alcalinas. Nesse sentido, conforme mostra a Figura 1, 
 



17 

tanto na forma ceto, quanto na forma enólica, a estrutura molecular da curcumina é formada 

por dois anéis aromáticos, cada um contendo um grupo hidroxila (grupos fenólicos) e um 

grupo metoxi, ligados por uma cadeia carbônica de sete carbonos. No entanto, na forma ceto, 

a cadeia carbônica apresenta dois grupos cetonas. Enquanto que, na forma enólica a cadeia 

carbônica apresenta um grupo hidroxila e um grupo cetona (ZHENG; MCCLEMENTS, 

2020). 

Figura 1 - Estrutura molecular da curcumina, tautomerismo ceto-enólico. 

 

Fonte: Elaborado pela autora. 

 

A curcumina é hidrofóbica em condições aquosas ácidas e neutras, apresentando baixa 

solubilidade em água e alta solubilidade em solventes orgânicos como etanol e acetona. 

Porém, em condições aquosas alcalinas, a curcumina torna-se hidrofílica (ZHENG; 

MCCLEMENTS, 2020). 

Conforme mostra a Figura 2, a cor das soluções de curcumina varia com o pH devido 

ao estado de protonação dos grupos hidroxila. Entre pH 2 e 7, a curcumina apresenta uma cor 

amarelo-brilhante; entre pH 7,1 e 7,9, a cor muda para alaranjado-avermelhado com a 

desprotonação do grupo hidroxila enólico; e em pHs mais altos, os outros grupos hidroxila 

fenólicos se desprotonam, resultando em uma cor mais avermelhada, fazendo da curcumina 

um indicador de pH útil (ZHENG; MCCLEMENTS, 2020). 

 



18 

Figura 2 - Degradação química da curcumina sob diferentes condições ambientais (variação de pH, 
luz solar e autoxidação). 

 

Fonte: Adaptado de ZHENG; MCCLEMENTS, 2020. 

 

De acordo com a Figura 2, a solubilidade da curcumina em água aumenta em 

condições alcalinas, contribuindo para uma maior taxa de decomposição química. A 

curcumina sofre rápida degradação hidrolítica perto dos valores de pKa de seus grupos 

hidroxila, formando trans-6-(4-Hidroxi-3-metoxifenil)-2,4-dioxo-5-hexanal, que se cliva em 

ácido ferúlico, feruloilmetano e vanilina (ZHENG; MCCLEMENTS, 2020). 

Ainda na Figura 2 é possível observar que a curcumina sofre fotodegradação química 

quando exposta à luz, formando vários produtos de reação, como ácido vanílico, 

feruloilmetano, ácido ferúlico e aldeído ferúlico. A forma cristalina de curcumina é mais 

estável à fotodegradação do que a forma solubilizada. Alguns produtos de reação têm 

atividades antioxidantes e anticancerígenas, mas são menos potentes que a própria curcumina 

(ZHENG; MCCLEMENTS, 2020). 

A partir da Figura 2, é possível observar que a curcumina também pode sofrer 

degradação química por autoxidação em soluções aquosas, formando biciclopentadiona, que 

possui atividade anticancerígena menor que a curcumina (ZHENG; MCCLEMENTS, 2020). 

A cúrcuma é utilizada na alimentação como tempero, corante e suplemento; nos 

cosméticos como pomada e sabonete; e na indústria têxtil como pigmento. Estudos 

evidenciam que a curcumina presente na cúrcuma apresenta atividades biológicas como 

 



19 

anti-inflamatória, antioxidante, antiparasitária, antimicrobiana e anticancerígena (AGUIAR et 

al., 2016; AK; GÜLÇIN, 2008; ALLAM, 2009; AMANI; MOHAMADNIA; MAHDAVI, 

2019; CHAKRABORTI et al., 2013; DAHAB et al., 2019; DALL’ACQUA et al., 2016; 

HADZI‐PETRUSHEV et al., 2018; HE et al., 2018; JURENKA, 2009; KARUNAGARAN; 

RASHMI; KUMAR, 2005; KAZEMI et al., 2021; MORAIS et al., 2013; NASERY et al., 

2020; NOSRATI et al., 2018; PHAM et al., 2016; RAJAN; PANDIAN; PALANIAPPAN, 

2016; RAZAK et al., 2017; SALEHIABAR et al., 2018; SHAHGHOLIAN; RAJABZADEH, 

2019; SOUKHAKLARI et al., 2018; VIGATO et al., 2019; YAMAKOSHI et al., 2010; 

YANG et al., 2018; ZHENG; MCCLEMENTS, 2020; ZHU et al., 2016). 

Em relação a aplicação da curcumina na medicina como fármaco, a Figura 3 mostra 

uma proposta do comportamento da curcumina no organismo humano após sua administração 

(ZHENG; MCCLEMENTS, 2020). 

Figura 3 - Comportamento da curcumina no organismo humano. 

 

Fonte: Adaptado de ZHENG; MCCLEMENTS, 2020. 

 

A curcumina não se dissolve facilmente nos fluidos gastrointestinais aquosos, o que 

reduz sua capacidade de ser absorvida pelas células epiteliais. Sua biodisponibilidade também 

é limitada pela transformação química no trato gastrointestinal. A curcumina é estável no 

estômago ácido, mas instável no intestino delgado e cólon devido à degradação alcalina. 

Apesar de sua degradação potencial, estudos mostram que a curcumina ingerida permanece no 

 



20 

trato gastrointestinal por algum tempo, indicando uma degradação relativamente lenta 

(ZHENG; MCCLEMENTS, 2020). 

A curcumina é pouco absorvida no corpo humano e é rapidamente metabolizada no 

fígado e intestinos, resultando em metabólitos solúveis em água que são rapidamente 

excretados. Estudos farmacocinéticos mostram que apenas uma pequena fração da curcumina 

ingerida entra na circulação sistêmica, o que pode limitar sua atividade biológica (ZHENG; 

MCCLEMENTS, 2020). 

Apesar da degradação da curcumina, alguns metabólitos gerados, como a 

tetrahidrocurcumina, a hexahidrocurcumina e a octahidrocurcumina, têm atividades 

biológicas significativas, incluindo atividades anti-inflamatórias, antioxidantes, antidiabéticas 

e anticancerígenas. Em contraste, a glucumida de curcumina tem baixa absorção e atividade 

anticancerígena inferior, Figura 3 (ZHENG; MCCLEMENTS, 2020). 

Estudos de segurança mostram que a ingestão de até 8 g de curcumina por dia é 

geralmente segura, com efeitos colaterais leves como diarreia ou náusea. A Administração de 

Alimentos e Medicamentos dos Estados Unidos da América considera a curcumina 

geralmente segura, e organizações internacionais permitem uma ingestão diária relativamente 

alta (ZHENG; MCCLEMENTS, 2020). 

Devido à baixa biodisponibilidade da curcumina, muitos estudos buscam desenvolver 

formulações que melhoram suas propriedades, tornando-a um fármaco eficaz no tratamento e 

prevenção de doenças. Uma abordagem comum é incorporar a curcumina em sistemas de 

liberação controlada através da encapsulação em partículas coloidais com um interior 

hidrofóbico e superfície hidrofílica, como micelas, microemulsões, emulsões ou biopolímeros 

(AGUIAR et al., 2016; AK; GÜLÇIN, 2008; ALLAM, 2009; AMANI; MOHAMADNIA; 

MAHDAVI, 2019; CHAKRABORTI et al., 2013; DAHAB et al., 2019; DALL’ACQUA et 

al., 2016; HADZI‐PETRUSHEV et al., 2018; HE et al., 2018; JURENKA, 2009; 

KARUNAGARAN; RASHMI; KUMAR, 2005; KAZEMI et al., 2021; MORAIS et al., 2013; 

NASERY et al., 2020; NOSRATI et al., 2018; PHAM et al., 2016; RAJAN; PANDIAN; 

PALANIAPPAN, 2016; RAZAK et al., 2017; SALEHIABAR et al., 2018; SHAHGHOLIAN; 

RAJABZADEH, 2019; SOUKHAKLARI et al., 2018; VIGATO et al., 2019; YAMAKOSHI 

et al., 2010; YANG et al., 2018; ZHENG; MCCLEMENTS, 2020; ZHU et al., 2016). 

  

2.2 Sistema de liberação controlada de fármacos 

Um sistema de liberação controlada de fármacos (drug delivery, em inglês) é uma 

formulação capaz de inserir um fármaco em um organismo vivo de maneira controlada, assim, 
 



21 

o fármaco é introduzido pelo menos uma única vez no organismo para agir durante um 

intervalo de tempo, em um local específico e em uma quantidade bem definida, garantindo 

sua eficácia e segurança (BHOWMIK et al., 2012; BRONZE-UHLE et al., 2016; 

FONSECA-SANTOS; CHORILLI, 2017).  

Atualmente, cerca de sessenta milhões de pacientes são beneficiados com os sistemas 

de liberação controlada de fármacos, assim, estes pacientes são submetidos a terapias 

farmacológicas mais seguras e eficazes, combatendo doenças das mais diversas 

periculosidades (BHOWMIK et al., 2012). 

De maneira geral, um sistema de liberação controlada de fármacos deve ser inerte, 

biocompatível, confortável para o paciente, seguro contra a liberação acidental, simples de 

administrar e remover e fácil de ser fabricado e esterilizado. Além disso, é desejado que o 

sistema proporcione um nível constante de fármaco no sangue, durante um longo período de 

tempo, o oposto dos fármacos convencionais, em que o nível de fármaco no sangue aumenta 

após cada administração e diminui até a próxima administração, ou seja, são necessárias 

muitas administrações até que o efeito desejado seja alcançado (BHOWMIK et al., 2012). 

Os polímeros, naturais e sintéticos, estão cada vez mais sendo utilizados como matriz 

encapsulante dos fármacos nos sistemas de liberação controlada (BHOWMIK et al., 2012; 

BRONZE-UHLE et al., 2016; FONSECA-SANTOS; CHORILLI, 2017).  

Nesse sentido, o processo de liberação controlada do fármaco inicia com a 

administração do sistema polimérico e encerra com a ação do fármaco no local desejado, 

percorrendo um trajeto com diversas etapas em diferentes níveis de complexidade, como 

difusão de água no sistema; inchaço do polímero e dissolução do medicamento; dissolução ou 

degradação/erosão do polímero ou ambos; difusão das moléculas do fármaco dissolvido 

através de uma rede polimérica (FONSECA-SANTOS; CHORILLI, 2017). 

Assim, os sistemas de liberação controlada de fármacos constituídos por uma matriz 

polimérica são classificados de acordo com o tipo de transporte do fármaco, podendo ser por 

(BHOWMIK et al., 2012; FONSECA-SANTOS; CHORILLI, 2017): 

a. Difusão: o fármaco é liberado do sistema por permeação do seu interior para o meio 

circundante. Em alguns casos, a difusão do fármaco é a única etapa de liberação, porém em 

outros casos, a difusão é combinada com outros processos, como inchaço do polímero ou a 

degradação do polímero ou ambos, ou erosão do polímero; 

b. Inchaço: a matriz polimérica do sistema absorve água, aumentando o volume do 

sistema, dependendo da hidrofobicidade do polímero e da densidade das ligações cruzadas 

entre as cadeias poliméricas. Um processo semelhante à osmose, pois a água penetra 
 



22 

rapidamente no polímero, tendo muitas vezes como consequência a dissolução deste 

polímero, neste caso as cadeias poliméricas reticuladas precisam desreticular, processo 

consideravelmente lento; 

c. Erosão: durante a liberação do fármaco, o polímero perde massa gradualmente, 

devido a saída de monômeros e oligômeros da estrutura do polímero. Um processo 

característico de polímeros biodegradáveis, processo este extremamente complexo, uma vez 

que a perda de massa do polímero depende do inchaço, da dissolução e difusão de monômero 

e oligômeros, além de muitos outros fenômenos de transporte de massa e reações químicas. 

Os sistemas de liberação controlada são capazes de proteger o fármaco contra a 

degradação e melhorar sua função, pois facilita a absorção e a difusão através do epitélio, 

modifica a distribuição e o perfil farmacocinético do fármaco nos tecidos e melhora a 

introdução e a distribuição intracelular (BHOWMIK et al., 2012; BRONZE-UHLE et al., 

2016). 

Por essa razão, é extremamente importante estudos que visam otimizar os sistemas de 

liberação controlada, para, assim, compreender como controlar a liberação dos fármacos e 

entender a dependência do sistema com aspectos funcionais e biológicos (BHOWMIK et al., 

2012; BRONZE-UHLE et al., 2016; FONSECA-SANTOS; CHORILLI, 2017). 

  

2.3 Quitosana 

 A quitosana é uma substância química classificada como polímero natural, ou 

biopolímero, sendo o segundo maior polissacarídeo natural, depois da celulose. É 

caracterizada por apresentar abundância, baixo custo, versatilidade, biodegradabilidade, 

biocompatibilidade e atoxicidade. Suas propriedades incluem atividade antibacteriana e 

antifúngica, além de características mucoadesivas, analgésicas, hemostáticas e cicatrizantes. 

Essas propriedades fazem da quitosana uma candidata viável para uma ampla gama de 

aplicações biomédicas, como encapsulante de fármacos (AGUILAR et al., 2019; 

FONSECA-SANTOS; CHORILLI, 2017; HE; DAVIS; ILLUM, 1998; ISLAM et al., 2020; 

KANDILE; MOHAMED; NASR, 2020; KOU; PETERS; MUCALO, 2021; LI et al., 2017; 

PHAM et al., 2016; RAJAN; PANDIAN; PALANIAPPAN, 2016; SHUKLA et al., 2013; 

SILVEIRA; SILVA; MAGDALENA, 2021). 

A quitosana é um polissacarídeo linear, semicristalino e hidrofílico, composto por 

unidades de β-(1→4)-2-acetamido-2-deoxi-β-D-glucana (n-acetil-D-glucosamina) e 

β-(1→4)-2-amino-2-deoxi-β-D-glucana (D-glucosamina). A ligação entre essas unidades do 

tipo β-(1→4), significa que os monômeros (ou unidades estruturais) estão ligados por ligações 
 



23 

glicosídicas do tipo β na posição 1 e 4 de cada unidade de glicose. Essas unidades estruturais 

alternadas de n-acetil-D-glucosamina e D-glucosamina são o que caracteriza a quitosana 

como um copolímero específico, conferindo-lhe a capacidade de interação com outras 

substâncias, Figura 4 (AGUILAR et al., 2019; FONSECA-SANTOS; CHORILLI, 2017; 

GENTILE et al., 2016; HE; DAVIS; ILLUM, 1998; ISLAM et al., 2020; KANDILE; 

MOHAMED; NASR, 2020; KAZEMI et al., 2021; SHUKLA et al., 2013; YUAN et al., 

2008). 

Figura 4 - Estrutura molecular da quitosana. 

 

Fonte: SHUKLA et al., 2013. 

 

Os grupos amino dos resíduos de D-glucosamina da quitosana podem ser protonados, 

tornando-se solúveis em soluções aquosas ácidas diluidas, como ácido acético. Seus grupos 

amino primários apresentam um valor de pKa de 6,3. Em pH baixo, as aminas são protonadas, 

adquirindo carga positiva. A quitosana, sendo um polissacarídeo carregado positivamente, 

forma filmes em superfícies negativamente carregadas, como gorduras, colesterol e proteínas 

(AGUILAR et al., 2019; FONSECA-SANTOS; CHORILLI, 2017; GENTILE et al., 2016; 

HE; DAVIS; ILLUM, 1998; HE; DAVIS; ILLUM, 1998; ISLAM et al., 2020; SHUKLA et 

al., 2013; SILVEIRA; SILVA; MAGDALENA, 2021; YUAN et al., 2008). 

Além disso, a quitosana pode interagir com a parte negativa da membrana celular, 

melhorando a introdução de agentes ativos através da camada epitelial. Os grupos funcionais 

amino e hidroxila ao longo das cadeias de quitosana permitem a formação de ligações 

covalentes estáveis com outros grupos funcionais. Em grupos hidroxila, podem ocorrer 

reações como esterificação e eterificação. O grupo amino da D-glucosamina pode ser 

quaternizado ou reagir com aldeídos em condições suaves. Portanto, é possível funcionalizar a 

quitosana (AGUILAR et al., 2019; FONSECA-SANTOS; CHORILLI, 2017; GENTILE et 

al., 2016; HE; DAVIS; ILLUM, 1998; HE; DAVIS; ILLUM, 1998; ISLAM et al., 2020; 

SHUKLA et al., 2013; SILVEIRA; SILVA; MAGDALENA, 2021; YUAN et al., 2008). 

A quitosana é obtida por meio da n-desacetilação parcial da quitina, Figura 5, que por 

sua vez, é uma substância extraída do exoesqueleto de organismos vivos como caranguejos, 

lagostas, tartarugas, camarões, fungos e insetos (AGUILAR et al., 2019; 

 



24 

FONSECA-SANTOS; CHORILLI, 2017; GENTILE et al., 2016; HE; DAVIS; ILLUM, 1998; 

ISLAM et al., 2020; KANDILE; MOHAMED; NASR, 2020; KOU; PETERS; MUCALO, 

2021; LI et al., 2017; PHAM et al., 2016; RAJAN; PANDIAN; PALANIAPPAN, 2016; 

SHUKLA et al., 2013; SILVEIRA; SILVA; MAGDALENA, 2021; YUAN et al., 2008). 

Figura 5 - n-desacetilação parcial da quitina em quitosana. 

 

Fonte: Adaptado de AGUILAR et al., 2019. 

 

 O método convencional, Figura 6, utilizado para a síntese da quitosana, inicia-se com 

a extração da quitina, assim, é necessário a coleta do exoesqueleto de crustáceos. Este é 

lavado, seco, e moído, em seguida ocorre a desmineralização, na qual os exoesqueletos são 

tratados com uma solução diluída de um ácido mineral, como ácido clorídrico. Em seguida, a 

fração insolúvel em ácido é separada por centrifugação, seguida de lavagem com água 

destilada até pH neutro. O produto resultante é seco para obter a quitina, que possui uma 

coloração rosada (ISLAM et al., 2020; KOU; PETERS; MUCALO, 2021). 

Figura 6 - Método convencional para extração da quitosana. 

 

Fonte:Adaptado de ISLAM et al., 2020. 

 

O próximo passo é a desproteinização, Figura 6, na qual os exoesqueletos são tratados 

com uma solução alcalina, como hidróxido de sódio, para remover a proteína. Após isso, é 

realizada uma centrifugação para separar a fração insolúvel em meio alcalino, seguida de 

 



25 

lavagem com água destilada até pH neutro (ISLAM et al., 2020; KOU; PETERS; MUCALO, 

2021). 

Em seguida, ocorre a descoloração, Figura 6, na qual a quitina é tratada com um 

agente oxidante, como permanganato de potássio ou peróxido de hidrogênio, seguido de 

lavagem com ácido oxálico (ISLAM et al., 2020; KOU; PETERS; MUCALO, 2021). 

Depois, a quitina descolorida é submetida ao processo de desacetilação, Figura 6, na 

qual é tratada com uma solução alcalina concentrada por várias horas para convertê-la em 

quitosana. A fração alcalina da mistura é separada por centrifugação, e o excesso de álcali é 

removido com uma lavagem com água até pH neutro. A desacetilação da quitina é geralmente 

realizada em ambiente de nitrogênio ou pela adição de borohidreto de sódio à solução alcalina 

para evitar reações secundárias indesejáveis (ISLAM et al., 2020; KOU; PETERS; 

MUCALO, 2021). 

A quitosana obtida, Figura 6, um precipitado branco, é então seca e armazenada em 

temperatura ambiente. A purificação da quitosana pode ser feita com ácido acético, sendo 

neutralizada com hidróxido de sódio. A quitosana resultante existe na forma de flocos 

brancos-amarelados, que podem ser convertidos em esferas ou pó (ISLAM et al., 2020; KOU; 

PETERS; MUCALO, 2021).    

 Em geral, a quitina com um grau de desacetilação de 70% ou mais já é considerada 

quitosana. A maioria das quitosanas comercialmente disponíveis possui um grau de 

desacetilação entre 70% e 90%, mas graus superiores a 95% podem ser obtidos com etapas 

adicionais de desacetilação. No entanto, esses processos adicionais podem resultar em uma 

degradação parcial das cadeias poliméricas e aumentar a possibilidade de reacetilação 

(AGUILAR et al., 2019; ISLAM et al., 2020; KOU; PETERS; MUCALO, 2021). 

O peso molecular da quitosana depende do grau de desacetilação. Quanto menor a 

desacetilação, maior o peso molecular, o que proporciona maior estabilidade química e 

resistência mecânica, mas reduz a solubilidade em solventes tradicionais. O peso molecular 

médio da quitosana é aproximadamente 1,2x105 Da (AGUILAR et al., 2019; ISLAM et al., 

2020; KOU; PETERS; MUCALO, 2021).  

 Vale citar que a quitosana é biodegradada em resíduos não tóxicos pela ação da 

lisozima ou quitinase, que hidrolisam ligações de glucosamina-glucosamina, 

glucosamina-n-acetil-glucosamina e n-acetil-glucosamina-n-acetil-glucosamina (AGUILAR 

et al., 2019; ISLAM et al., 2020; KANDILE; MOHAMED; NASR, 2020; KAZEMI et al., 

2021; LI et al., 2017; PHAM et al., 2016; RAJAN; PANDIAN; PALANIAPPAN, 2016; 

SHUKLA et al., 2013; SILVEIRA; SILVA; MAGDALENA, 2021; YUAN et al., 2008). 
 



26 

 

2.4 Óxido de ferro (Fe3O4) 

 A maior parte do ferro encontrado na crosta terrestre está presente na forma de íons 

Fe+2, mas é rapidamente oxidada na superfície para íons Fe+3. Os principais minérios de ferro 

de ocorrência natural são hematita (α-Fe2O3), com 70% de ferro em massa, goethita 

(α-FeOOH), com 63% de ferro em massa, e magnetita (Fe3O4), com 72% de ferro em massa 

(OLIVEIRA; FABRIS; PEREIRA, 2013). 

O óxido de ferro de fórmula molecular Fe3O4, é um óxido misto formado por íons Fe+2 

e íons Fe+3, logo, trata-se do óxido de ferro (II,III). Pode ser extraído da natureza através da 

magnetita e também pode ser sintetizado em laboratório. Este óxido de ferro é isoestrutural ao 

espinélio (MgAl2O4), apresentando uma distribuição catiônica invertida, na qual os íons Fe+3 

coordenam o oxigênio em simetria tetraédrica, e os íons Fe+2 e Fe+3 ocupam proporções 

equivalentes em sítios octaédricos. Estruturalmente, é representado por [Fe+3]{Fe+2Fe+3}O4, 

em que [] denota os cátions nos sítios tetraédricos e {} nos octaédricos, Figura 7 (GUPTA; 

GUPTA, 2005; OLIVEIRA; FABRIS; PEREIRA, 2013; SANTANA; RAMOS; FABRIS, 

2008; SHAL; JAFARI, 2014). 

Figura 7 - Estrutura cristalina do óxido de ferro (Fe3O4). 

 

Fonte: OLIVEIRA; FABRIS; PEREIRA, 2013. 

 

Nanopartículas (NPs) são partículas com diâmetros que variam de 1-100 nm. As 

nanopartículas de óxido de ferro (Fe3O4), têm baixa toxicidade, biocompatibilidade e 

biodegradabilidade, tendo a possibilidade de apresentar diversas aplicações na área da 

medicina como administração direcionada de fármacos, capacidades de imagem e hipertermia 

 



27 

(BINI et al., 2012; GUPTA; GUPTA, 2005; HAO et al., 2014; HU et al., 2008; LU; 

SALABAS; SCHÜTH, 2007; NEVES et al., 2021; OLIVEIRA; FABRIS; PEREIRA, 2013; 

SANTANA; RAMOS; FABRIS, 2008; SILVEIRA; SILVA; MAGDALENA, 2021). 

 As NPs de Fe3O4 são conhecidas como ferrofluido, devido à sua estabilidade na forma 

coloidal, permitindo que se mantenham em suspensões coloidais estabilizadas e interajam 

com campos magnéticos externos como ímãs (BINI et al., 2012; GUPTA; GUPTA, 2005; 

NEVES et al., 2021; PATHAK et al., 2021; TANG; LO, 2013). 

O Fe3O4 em sua forma macroscópica é considerado um material ferrimagnético, 

porque esta forma de magnetismo ocorre em materiais na qual os momentos magnéticos de 

átomos ou íons vizinhos estão alinhados em direções opostas, mas com magnitudes diferentes, 

resultando em um magnetismo líquido. Nas NPs de Fe3O4, isso se deve à presença de íons de 

ferro em diferentes estados de oxidação (íons Fe+2 e Fe+3) que se organizam de tal forma que 

criam um momento magnético resultante (BINI et al., 2012; GUPTA; GUPTA, 2005; HE et 

al., 2006; LU; SALABAS; SCHÜTH, 2007; NEVES et al., 2021; PATHAK et al., 2021; 

PHAM et al., 2016; REDDY et al., 2012). 

No entanto, quando as partículas ferrimagnéticas são reduzidas em dimensões menores 

que um domínio específico, tamanho nanométrico, elas deixam de ser ferrimagnéticas e 

passam a exibir superparamagnetismo, ou seja, o Fe3O4 ferrimagnético torna-se 

superparamagnético quando assume sua forma de nanopartículas. A magnetização de 

saturação das NPs de Fe3O4 diminui com a redução do tamanho, aumentando a área 

superficial e impactando o caráter não cristalino das partículas e seu momento magnético 

(BINI et al., 2012; GUPTA; GUPTA, 2005; HE et al., 2006; LU; SALABAS; SCHÜTH, 

2007; NEVES et al., 2021; PATHAK et al., 2021; PHAM et al., 2016; REDDY et al., 2012). 

Para que as NPs de Fe3O4 tenham comportamento superparamagnético, elas devem ter 

um tamanho crítico entre 10-20 nm em temperatura ambiente, garantindo um único domínio 

magnético por nanopartícula. Além disso, a temperatura de bloqueio, abaixo da qual as 

flutuações térmicas são estabilizadas, é crucial. As nanopartículas exibem 

superparamagnetismo quando a temperatura está acima da temperatura de bloqueio e o 

tamanho crítico está dentro da faixa mencionada. Nessa condição, todas os momentos 

magnéticos atômicos estão alinhados na mesma direção (BINI et al., 2012; GUPTA; GUPTA, 

2005; HE et al., 2006; LU; SALABAS; SCHÜTH, 2007; NEVES et al., 2021; PATHAK et 

al., 2021; PHAM et al., 2016; REDDY et al., 2012). 

Nanopartículas superparamagnéticas não possuem paredes de domínio, e o momento 

magnético de cada partícula está orientado na mesma direção. Esse fenômeno é caracterizado 
 



28 

pela ausência de ciclos de histerese, com magnetização remanescente e campo coercitivo 

nulos. Devido a essa propriedade magnética, as NPs de Fe3O4 não interagem entre si, 

minimizando a agregação após a remoção do campo magnético. Em resumo, essas 

nanopartículas individuais têm um grande momento magnético constante e se comportam 

como átomos paramagnéticos gigantes, com resposta rápida a campos magnéticos aplicados, 

remanência e coercividade desprezíveis (BINI et al., 2012; GUPTA; GUPTA, 2005; HE et al., 

2006; LU; SALABAS; SCHÜTH, 2007; NEVES et al., 2021; PATHAK et al., 2021; PHAM 

et al., 2016; REDDY et al., 2012). 

Um problema inevitável associado a partículas nesse intervalo de tamanho é a sua 

instabilidade intrínseca ao longo de períodos mais longos. Partículas tão pequenas tendem a 

formar aglomerados para reduzir a energia associada à alta razão entre a área de superfície e o 

volume das partículas em nanoescala. Além disso, nanopartículas metálicas expostas são 

quimicamente ativas e são facilmente oxidadas ao contato com o ar, resultando geralmente em 

perda de magnetismo e dispersibilidade  (LU; SALABAS; SCHÜTH, 2007; NEVES et al., 

2021; SILVEIRA; SILVA; MAGDALENA, 2021). 

Para muitas aplicações, é crucial desenvolver estratégias de proteção para estabilizar 

quimicamente as NPs de Fe3O4 contra a degradação. Essas estratégias incluem revestimento 

com espécies orgânicas, como polímeros, ou o revestimento com uma camada inorgânica, 

como sílica ou carbono. Vale destacar que, em muitos casos, as camadas protetoras não só 

estabilizam as nanopartículas, mas também podem ser usadas para funcionalização adicional, 

por exemplo, com outras nanopartículas ou vários ligantes, dependendo da aplicação desejada 

(BINI et al., 2012; GUPTA; GUPTA, 2005; LU; SALABAS; SCHÜTH, 2007; NEVES et al., 

2021; PHAM et al., 2016; REDDY et al., 2012; SHAL; JAFARI, 2014; SILVEIRA; SILVA; 

MAGDALENA, 2021). 

O sistema de transporte de fármacos composto por NPs de Fe3O4 é um ferrofluido 

magnético que entra no corpo através do sistema circulatório. Quando as NPs de Fe3O4 entram 

nos vasos sanguíneos, um forte gradiente de campo magnético externo é utilizado para 

guiá-las até o local-alvo no corpo. Uma vez concentrado no local necessário, o fármaco é 

liberado por meio de atividade enzimática ou mudança nas propriedades fisiológicas das 

células adoecidas como variações de pH, difusão e temperatura (ALBALAWI et al., 2021; 

FONSECA-SANTOS; CHORILLI, 2017; HAO et al., 2014; HE et al., 2006; NEVES et al., 

2021; PHAM et al., 2016). 

 As NPs de Fe3O4 não apresentam efeitos negativos no corpo, como trombose e 

bloqueio sanguíneo, pois não tendem a se aglomerar por causa da propriedade 
 



29 

superparamagnética, oferecendo um perfil seguro dependendo da dose administrada. Essas 

características tornam esse material adequado para aplicações magnéticas biológicas 

(ALBALAWI et al., 2021; FONSECA-SANTOS; CHORILLI, 2017; HAO et al., 2014; HE et 

al., 2006; NEVES et al., 2021; PHAM et al., 2016). 

Após discutir as características do Fe3O4 (magnetita), é necessário abordar o γ-Fe2O3 

(maghemita), um óxido de ferro estreitamente relacionado, porém com diferenças estruturais e 

funcionais relevantes. A magnetita e a maghemita possuem estruturas cristalinas similares, 

mas apresentam distinções significativas em suas propriedades físicas e químicas. O 

parâmetro de rede da magnetita é ligeiramente maior do que o da maghemita, refletindo a 

diferença na composição química e na estrutura cristalina. Enquanto a magnetita possui uma 

estrutura espinélio invertida, a maghemita apresenta uma estrutura espinélio defeituosa, 

caracterizada pela presença de vacâncias nos sítios catiônicos, principalmente nos sítios 

octaédricos (SHOKROLLAHI, 2017). 

A formação da maghemita a partir da magnetita pode ocorrer durante a síntese na 

presença de oxigênio (O2). A magnetita, sendo sensível à oxidação, pode sofrer um processo 

de transformação em maghemita. Este processo envolve a oxidação parcial de íons Fe2+ para 

Fe3+, resultando na formação de vacâncias catiônicas para manter o balanço de carga na 

estrutura (SHOKROLLAHI, 2017).  

A transição de Verwey é outro ponto de diferenciação entre esses dois materiais. Na 

magnetita, essa transição ocorre aproximadamente a 120 K, na qual o material muda de 

condutor a semicondutor devido à ordenação eletrônica dos íons Fe2+ e Fe3+ nos sítios 

octaédricos. Essa transição está associada à troca de elétrons entre os íons de ferro. Na 

maghemita, no entanto, a transição de Verwey não é observada, pois não há íons Fe2+ 

suficientes para possibilitar a troca de elétrons na mesma intensidade que na magnetita, o que 

a caracteriza como um semicondutor em toda a faixa de temperatura (ÖZDEMIR; DUNLOP; 

MOSKOWITZ, 1993). 

A magnetização de saturação da magnetita é bastante próxima da maghemita, o que 

contribui para que ambos os materiais apresentem resposta magnética significativa. Essa 

similaridade ocorre devido à alta quantidade de íons Fe3+ em ambas as estruturas, garantindo 

momentos magnéticos alinhados. Apesar disso, a temperatura de bloqueio magnético difere 

entre os dois materiais. Na magnetita, a temperatura de bloqueio é tipicamente maior devido à 

sua estrutura mais ordenada e à ausência de vacâncias catiônicas, enquanto a maghemita 

apresenta uma temperatura de bloqueio mais baixa, o que influencia nas propriedades 

magnéticas em nanopartículas (SHOKROLLAHI, 2017). 
 



30 

Diante disso, torna-se essencial discutir a maghemita em estudos envolvendo a 

magnetita, especialmente devido à alta sensibilidade da síntese da magnetita à presença de 

oxigênio. Portanto, o controle rigoroso das condições de síntese e a caracterização detalhada 

são cruciais para garantir que a fase de óxido de ferro desejada seja realmente obtida 

(SHOKROLLAHI, 2017). 

 

2.5 Química Verde 

 A química verde tem o objetivo de desenvolver tecnologias que previnam a poluição 

causados por processos químicos, selecionando matérias-primas e etapas que excluam o uso 

de produtos químicos tóxicos e perigosos para minimizar os riscos ambientais (BECKER; 

MANSKE; RANDL, 2021; MARTÍNEZ; CORTÉS; MIRANDA, 2022; SOLTYS et al., 2021; 

VIJAYARAM et al., 2023). 

 Assim, a química verde é uma área de estudo que está de acordo com os Objetivos de 

Desenvolvimento Sustentável (ODS) implementados pela Organização das Nações Unidas 

(ONU) para serem alcançados até o ano de 2030. Em especial o décimo segundo objetivo que 

trata do consumo e produção responsável, reduzindo a geração de resíduos por meio da 

prevenção, redução, reciclagem e reuso (MARTÍNEZ; CORTÉS; MIRANDA, 2022). 

Paul Anastas e John Warner, formularam os doze Princípios de Química Verde. Estes 

princípios estão listados logo abaixo (ANASTAS; WARNER, 1998): 

 1. Prevenção: é preferível evitar a geração de resíduos a ter que tratá-los ou 

eliminá-los após sua produção; 

 2. Economia atômica: os métodos sintéticos devem ser planejados para utilizar ao 

máximo todos os materiais empregados, garantindo que eles sejam incorporados ao produto 

final; 

 3. Síntese química menos perigosa: sempre que viável, as metodologias de síntese 

devem priorizar o uso e a geração de substâncias com baixa ou nenhuma toxicidade para o 

meio ambiente e a saúde humana; 

 4. Desenvolvimento de produtos químicos mais seguros: os produtos químicos devem 

ser criados para manter sua funcionalidade enquanto minimizam riscos tóxicos;  

 5. Solventes e auxiliares mais seguros: substâncias auxiliares, como solventes e 

agentes de separação, devem ser evitadas sempre que possível. Quando indispensáveis, devem 

ser inofensivas;  

 



31 

 6. Projeto para eficiência energética: deve-se reduzir ao máximo a demanda energética 

em processos químicos, priorizando condições de temperatura e pressão ambientes para 

minimizar impactos econômicos e ambientais;  

 7. Uso de matérias-primas renováveis: sempre que tecnicamente e economicamente 

viável, as matérias-primas utilizadas devem ser de fontes renováveis, em vez de recursos 

finitos; 

 8. Redução de derivados: alterações desnecessárias, como o uso de grupos protetores 

ou modificações temporárias nos processos, devem ser evitadas; 

 9. Catálise: reagentes catalíticos seletivos são preferíveis aos reagentes que operam em 

proporções estequiométricas; 

 10. Desenvolvimento para degradação: os produtos químicos devem ser projetados 

para se decompor em substâncias inofensivas após cumprirem sua função, evitando a 

persistência no meio ambiente; 

 11. Análise em tempo real para prevenção da poluição: ferramentas de análise devem 

ser aprimoradas para permitir o acompanhamento e controle durante o processo, evitando a 

formação de substâncias perigosas;  

 12. Química intrinsecamente mais segura para prevenção de acidentes: os materiais e 

formas utilizados em processos químicos devem ser escolhidos para minimizar o risco de 

acidentes, como vazamentos, explosões e incêndios. 

As metodologias convencionais de síntese de NPs de Fe3O4 requerem reagentes 

químicos tóxicos, produzindo subprodutos ambientalmente perigosos. A síntese de química 

verde das NPs de Fe3O4 representa um procedimento alternativo, emergente e favorável, 

quando comparada aos métodos convencionais, pois está embasada em um conjunto de 

princípios que reduz ou elimina o uso e geração de substâncias perigosas na produção de NPs 

de Fe3O4, além de apresentar baixo custo (ASWATHI et al., 2022; BECKER; MANSKE; 

RANDL, 2021; LEÓN-FLORES et al., 2022; MALIKA et al., 2022; MARTÍNEZ; CORTÉS; 

MIRANDA, 2022; VIJAYARAM et al., 2023; YING et al., 2022). 

Nesse sentido, a abordagem da síntese verde inclui a adição de extratos vegetais no 

lugar de agentes redox altamente tóxicos. Extratos estes obtidos de diversos componentes 

orgânicos, como folhas, flores, raízes, caules, pétalas, sementes, cascas e bagaços, apoiando e 

evidenciando a funcionalidade das biomoléculas que compõem tais competentes no processo 

de síntese e ainda garantindo o uso de matéria-prima renovável, biodegradável e atóxica 

(ASWATHI et al., 2022; BECKER; MANSKE; RANDL, 2021; LEÓN-FLORES et al., 2022; 

 



32 

MALIKA et al., 2022; MARTÍNEZ; CORTÉS; MIRANDA, 2022; VIJAYARAM et al., 2023; 

YING et al., 2022). 

 Esses materiais orgânicos, são constituídos por compostos complexos à base de 

carbono como proteínas, polifenóis, aminoácidos, flavonoides, carboidratos, terpenoides e 

alcaloides, que atuam como agentes estabilizadores e mediadores de reações redox 

(ASWATHI et al., 2022; BECKER; MANSKE; RANDL, 2021; LEÓN-FLORES et al., 2022; 

VIJAYARAM et al., 2023). 

 

2.6 Esquistossomose mansônica 

Nas últimas décadas, a doença esquistossomose mansônica foi frequentemente 

diagnosticada na região nordeste do Brasil, em estados como Alagoas, Pernambuco e Sergipe, 

representando 10% das causas de internações hospitalares no Sistema Único de Saúde (SUS) 

(FRANÇA et al., 2020).  

Os estados da região nordeste do Brasil, apresentam um Índice de Desenvolvimento 

Humano (IDH) muito baixo, não sendo por acaso que esta localidade está associada com a 

ausência de políticas públicas como tratamento de água e saneamento básico e a falta de 

educação da população. Sendo, por essa razão, uma região que sofre com doenças 

classificadas pela Organização Mundial da Saúde (OMS) como Doenças Negligenciadas pelas 

Autoridades Legais, entre tais doenças estão: doença de Chagas, leishmaniose, tuberculose, 

dengue, malária, hanseníase e esquistossomose mansônica (FRANÇA et al., 2020). 

A esquistossomose mansônica, como dito, é o nome de uma doença causada por um 

trematódeo do tipo Schistosoma mansoni, um agente etiológico típico de regiões tropicais que 

se aloja como parasita na corrente sanguínea de hospedeiros definitivos como os seres 

humanos, que são contaminados quando consomem água contaminada por fezes humanas 

contendo os ovos do parasita que primeiramente se hospeda no interior do caramujo do 

gênero Biomphalaria, um hospedeiro intermediário (FRANÇA et al., 2020). 

 Assim, o Schistosoma mansoni quando adulto pode alcançar 12 mm de comprimento 

por 0,44 mm de diâmetro, vivendo em pequenas veias do intestino e do fígado infectado. Na 

maioria das pessoas a esquistossomose mansônica apresenta-se na forma assintomática. Já as 

pessoas que apresentam os sintomas, podem apresentar em duas fases (FRANÇA et al., 

2020):  

a. Fase aguda: só é percebida em pessoas de áreas não endêmicas e depende do 

número de cercárias infectantes. Os sintomas são caracterizados por coceira e vermelhidão no 

local de penetração da cercária, além de febre, suor frio, dor de cabeça, dores musculares, 
 



33 

cansaço, perda de apetite, emagrecimento, tosse, dores de barriga, enjoos, vômitos e inchaço 

no fígado; 

b. Fase crônica: pode se apresentar sob três formas, intestinal, hepatointestinal e 

hepatoesplênica. Na forma intestinal, a diarreia é o sintoma mais comum, podendo acontecer 

perda de apetite, cansaço e barriga dolorosa à palpação. Na forma hepatointestinal os sintomas 

são os mesmos anteriores, porém mais acentuados, na qual o fígado apresenta-se com volume 

maior. Na forma hepatoesplênica que tem este nome devido a lesões no fígado e baço, o 

indivíduo queixa-se de tumor na barriga, já que fígado e baço estão inchados. A 

hepatomegalia e esplenomegalia, com o tempo, leva ao aparecimento de varizes no esôfago, 

com sangue no vômito e nas fezes. Pode ocorrer aumento do tamanho da barriga, com 

presença de líquido (barriga d 'água), podendo levar ao óbito. Esta forma é mais observada 

nas regiões endêmicas da doença (FRANÇA et al., 2020). 

 O tratamento da doença é realizado com fármacos convencionais como contemplam, 

praziquantel e oxamniquina, que podem apresentar efeitos colaterais. Além disso, por não 

serem um sistema de drug delivery, sua distribuição no organismo não é direcionada no local 

de ação. Sendo, portanto, evidente a necessidade do desenvolvimento de um sistema de drug 

delivery eficaz no combate da esquistossomose mansônica (FRANÇA et al., 2020). 

  

3 CAPÍTULO 2 - SÍNTESE E CARACTERIZAÇÃO DO SISTEMA DE LIBERAÇÃO 

CONTROLADA COMPOSTO POR CURCUMINA ENCAPSULADA POR 

QUITOSANA E CARREADA POR NANOPARTÍCULAS VERDES DE ÓXIDO DE 

FERRO (Fe3O4) 

 

3.1 Introdução 

 Existem várias maneiras de se realizar a síntese de um sistema de liberação controlada, 

uma delas é através do método de reticulação. A reticulação de um biopolímero como a 

quitosana é uma reação química que gera uma ligação de cruzamento (cross-link, em inglês) 

que une cadeias poliméricas por meio da interação entre a quitosana e o agente de reticulação, 

resultando na formação de uma rede polimérica. Esta reação promove a modificação da 

estrutura química do biopolímero, tendo como consequência a adesão de novas funções neste 

composto, é o caso da capacidade de encapsulação de outras substâncias como a curcumina. 

Assim, o método de reticulação é utilizado para realizar a síntese do sistema de liberação 

controlada, Quit-Cur-Fe3O4-verde (GONSALVES et al., 2011). 

 



34 

O agente de reticulação utilizado é o n-(3-dimetilaminopropil)-n′-etilcarbodiimida 

cloridrato (EDC), pois este reagente é um agente de acoplamento usado para ativar grupos 

carboxílicos presentes na curcumina para que eles possam reagir com grupos amina livres da 

quitosana. Esse processo gera uma ligação amida, que é estável e resistente à hidrólise. Além 

disso, é adicionado outro reagente, o n-hidroxisuccinimida (NHS), que tem como função 

estabilizar o intermediário reativo formado pelo EDC, aumentando a eficiência da reação 

(KELEŞTEMUR  et al., 2017). 

 A síntese das NPs de Fe3O4 pode ser realizada por meio de diversos métodos, neste 

trabalho são destacados dois métodos: a coprecipitação e a química verde. Dessa forma é 

possível integrar a discussão relacionada com o uso de reagentes químicos tóxicos para o 

meio ambiente e para a saúde humana e soluções para este problema, tendo como base os 

Princípios da Química Verde (MALIKA et al., 2022; NICULESCU; CHIRCOV; 

GRUMEZESCU, 2021). 

Portanto, este terceiro capítulo da dissertação objetiva apresentar a síntese do sistema 

de liberação controlada, tendo sido sintetizados três materiais para serem comparados, isto é, 

(1) Quit-Cur-Fe3O4, (2) Quit-Cur-Fe3O4-verde e (3) Quit-Cur. 

Além disso, este capítulo tem o objetivo de apresentar a caracterização dos sistemas 

sintetizados, isto é, comprovar que os sistemas foram efetivamente produzidos, através das 

técnicas de difratometria de raios-X, microscopia eletrônica de varredura, espectroscopia de 

infravermelho com transformada de Fourier, termogravimetria, espalhamento dinâmico de luz 

(potencial zeta e tamanho de partícula), espectroscopia de ultravioleta/visível, espectroscopia 

de fluorescência, métrica analítica de sustentabilidade e propriedade magnética qualitativa.  

 

3.2 Materiais 

Cloreto de ferro (II) tetrahidratado (FeCl2.4H2O), cloreto de ferro (III) hexahidratado 

(FeCl3.6H2O), quitosana (baixo peso molecular), n-(3-dimetilaminopropil)-n′-etilcarbodiimida 

cloridrato (EDC) e n-hidroxisuccinimida (NHS) foram adquiridos pela Sigma-Aldrich (St. 

Louis, MO, USA). Gás nitrogênio (N2) foi adquirido pela White Martins (Bauru, SP, Brasil).  

Hidróxido de amônio (NH4OH) e carbonato de sódio (Na2CO3) foram adquiridos pela Synth 

(Diadema, SP, Brasil). Batatas do tipo cultivar inglesa (Solanum tuberosum L.) foram 

adquiridas em supermercado local. Ácido acético (CH3COOH) foi adquirido pela Hexis 

Científica (Indaiatuba, SP, Brasil). Curcumina foi doada pelo Laboratório de Análise Térmica 

e Química do Estado Sólido (LATQES). Acetona foi adquirida pela Dinâmica (Indaiatuba- SP, 

 



35 

Brasil). Todas as soluções aquosas foram preparadas com água destilada. Todos os produtos 

químicos utilizados eram de grau analítico e não passaram por nenhuma purificação adicional. 

 

3.3 Metodologia 

 

3.3.1 Síntese de nanopartículas de óxido de ferro (Fe3O4) pelo método da coprecipitação 

 As NPs de Fe3O4 sintetizadas pelo método da coprecipitação, foram preparadas 

iniciando-se com o preparo da solução aquosa de FeCl2.4H2O em 0,05 mol L-1 e 50 mL e da 

solução aquosa de FeCl3.6H2O em 0,1 mol L-1 e 50 mL, tendo como base a proporção molar 

1Fe2+:2Fe3+ (NICULESCU; CHIRCOV; GRUMEZESCU, 2021; SILVEIRA; SILVA; 

MAGDALENA, 2021).  

Em um béquer de 600 mL misturou-se as soluções preparadas, sob agitação magnética 

e atmosfera inerte de N2 para remover o gás oxigênio (O2) do meio reacional e, assim, 

proteger os sais de ferro contra a oxidação, durante 15 min e em temperatura ambiente, 

20(±2)°C, resultando em um líquido laranja intenso (SILVEIRA; SILVA; MAGDALENA, 

2021). 

Em seguida, adicionou-se no mesmo béquer 5 mL de NH4OH 28%, chamado de 

agente precipitante, assim, instantaneamente os sais de ferro precipitaram produzindo as NPs 

de Fe3O4, ocasionando a coloração preta do meio reacional e um pH igual a 10 (SILVEIRA; 

SILVA; MAGDALENA, 2021). 

A reação foi mantida durante 1 h para garantir máximo rendimento da reação. Ao final 

do tempo, as NPs de Fe3O4 foram separadas do restante do meio reacional pelo processo de 

separação magnética utilizando um ímã e, posteriormente, lavou-se as NPs de Fe3O4 com água 

destilada até o pH neutro, pH igual a 7. Secou-se as NPs de Fe3O4 em 75(±2)°C e durante 24 h 

(SILVEIRA; SILVA; MAGDALENA, 2021).  

Por fim, as NPs de Fe3O4 produzidas foram trituradas com pistilo e almofariz de 

porcelana, pesadas e armazenadas em 20(±2)°C em um dessecador para evitar a oxidação do 

material (SILVEIRA; SILVA; MAGDALENA, 2021).  

Conforme mostram as equações (1-8), a síntese das NPs de Fe3O4 por coprecipitação, 

inicia-se com a dissolução dos sais de ferro e a ionização do agente precipitante, formando 

íons hidroxila (OH-), estes reagem com os íons de ferro, formando os hidróxidos de ferro. Em 

seguida, os hidróxidos de ferros são desidratados, ocorrendo a formação dos reagentes que são 

precursores na formação das NPs de Fe3O4 por meio de uma reação de adição (SILVEIRA; 

SILVA; MAGDALENA, 2021). 
 



36 

 𝐹𝑒𝐶𝑙
2
(𝑠) → 𝐹𝑒2+(𝑎𝑞) + 2𝐶𝑙−(𝑎𝑞) (1)  𝐹𝑒𝐶𝑙

3
(𝑠) → 𝐹𝑒3+(𝑎𝑞) + 3𝐶𝑙−(𝑎𝑞) (2) 

 𝑁𝐻
4
𝑂𝐻(𝑙) ↔ 𝑁𝐻

4
+(𝑎𝑞) + 𝑂𝐻−(𝑎𝑞) (3)  𝐹𝑒2+(𝑎𝑞) + 2𝑂𝐻−(𝑎𝑞) → 𝐹𝑒(𝑂𝐻)

2
(4) 

 𝐹𝑒3+(𝑎𝑞) + 3𝑂𝐻−(𝑎𝑞) → 𝐹𝑒(𝑂𝐻)
3

(5)  𝐹𝑒(𝑂𝐻)
2
(𝑎𝑞) → 𝐹𝑒𝑂(𝑠) + 𝐻

2
𝑂(𝑙) (6) 

 𝐹𝑒(𝑂𝐻)
3
(𝑎𝑞) → 𝐹𝑒

2
𝑂

3
(𝑠) + 3𝐻

2
𝑂(𝑙) (7)  𝐹𝑒𝑂(𝑠) + 𝐹𝑒

2
𝑂

3
(𝑠) → 𝐹𝑒

3
𝑂

4
(𝑠) (8) 

 

3.3.2 Síntese de nanopartículas de óxido de ferro (Fe3O4) pelo método da química verde 

As NPs de Fe3O4 sintetizadas pelo método da química verde, foram preparadas 

iniciando-se com o preparo do extrato de casca de batata, assim, lavou-se seis batatas do tipo 

cultivar inglesa (Solanum tuberosum L.) em água corrente, descascou-se as batatas e 

adicionou-se 20 g de cascas de batata em um béquer de 600 mL, acrescentou-se 500 mL de 

água destilada, submetendo-se esta mistura a 100(±2)°C em uma chapa de aquecimento, 

durante 30 min após ebulição e agitação mecânica com um bastão de vidro (MALIKA et al., 

2022). 

Ao final do processo, as cascas de batata foram separadas do extrato com uma peneira 

e este foi armazenado em temperatura ambiente, 20(±2)°C (MALIKA et al., 2022).   

Em outro béquer de 600 mL, misturou-se 100 mL de extrato de casca de batata com 2 

g de FeCl2.4H2O, sob aquecimento em 75(±2)°C e agitação magnética, durante 30 min. Em 

seguida, acrescentou-se 5 g de Na2CO3, sob aquecimento em 75(±2)°C e agitação magnética, 

durante 30 min, ocasionando a coloração azul marinho do meio reacional e um pH igual a 9 

(MALIKA et al., 2022). 

Ao final do tempo, o precipitado foi separada do restante do meio reacional pelo 

processo de centrifugação e, posteriormente, lavou-se o precipitado por cinco vezes com água 

destilada até o pH neutro, pH 7. Secou-se o precipitado em 75(±2)°C e durante 24 h 

(MALIKA et al., 2022).  

Por fim, as NPs de Fe3O4-verde produzidas foram trituradas com pistilo e almofariz de 

porcelana, pesadas e armazenadas em 20(±2)°C em um dessecador para evitar a oxidação 

(MALIKA et al., 2022). 

A metodologia apresentada segue os Princípios de Química Verde porque substitui um 

reagente químico tóxico como o NH4OH por um reagente atóxico, acessível e renovável como 

o extrato da casca de batata, no entanto vale ressaltar que o processo químico reacional não se 

assemelha com a metodologia da coprecipitação, item 3.3.1 (MALIKA et al., 2022). 

 



37 

Conforme mostram as equações (9-13), a síntese das NPs de Fe3O4 por química verde, 

inicia-se com a hidrólise do sal de ferro a partir do meio aquoso do extrato de casca de batata. 

Neste processo, os grupos orgânicos presentes no extrato atuam como agente quelante e 

realizam ligações de quelação com os íons de ferro, formando assim um complexo estável, 

impedindo que os íons metálicos participem de reações paralelas e prevenindo sua oxidação. 

A adição do Na2CO3 provoca no meio reacional uma hidrólise salina básica, marcada pela 

reação de um sal de um ácido fraco e uma base forte em água, liberando íons hidroxila (OH-), 

tendo como consequência o aumento do pH do meio. Este aumento do pH é a condição 

necessária para a precipitação dos íons de ferro, formando o hidróxido de ferro. A partir de 

reações intermediárias e do tratamento térmico forma-se por fim as NPs de Fe3O4-verde 

(MALIKA et al., 2022).     

 𝐸𝑥𝑡𝑟𝑎𝑡𝑜 + 𝐹𝑒𝐶𝑙
2

+ 𝐻
2
𝑂 + 2𝑁𝑎

2
𝐶𝑂

3
→ 𝐹𝑒(𝑂𝐻)

2
+ 2𝑁𝑎𝐶𝑙 + 𝐶𝑂

2 (9) 

 𝐹𝑒(𝑂𝐻)
2

→ 𝐹𝑒(𝑂𝐻)+ + 𝑂𝐻−
(10) 

 2𝐹𝑒(𝑂𝐻)+ + 1
2 𝑂

2
+ 𝐻

2
𝑂 → [𝐹𝑒

2
(𝑂𝐻)

3
]3+ + 𝑂𝐻−

(11) 

 [𝐹𝑒
2
(𝑂𝐻)

3
]3+ + 𝐹𝑒(𝑂𝐻)+ + 2𝑂𝐻− → 𝐹𝑒

3
𝑂(𝑂𝐻)

4
2+ + 3𝐻

2
𝑂 (12) 

 𝐹𝑒
3
𝑂(𝑂𝐻)

4
2+ + 2𝑂𝐻− → 𝐹𝑒

3
𝑂

4
+ 3𝐻

2
𝑂 (13) 

 

3.3.3 Síntese do sistema de liberação controlada composto por curcumina encapsulada em 

quitosana e carreada por nanopartículas verdes de óxido de ferro (Fe3O4) 

O sistema de liberação controlada, Quit-Cur-Fe3O4-verde, foi sintetizado pelo método 

da reticulação, assim, em um béquer de 5 mL dissolveu-se 20 mg de quitosana em 500 μL de 

solução aquosa de ácido acético 2%(V/V), sob agitação mecânica suave, durante 10 min e em 

temperatura ambiente, 18(±2)°C, resultando em um gel incolor aderido na parede do béquer 

(BRONZE-UHLE et al., 2016; NEVES et al., 2021; NOSRATI et al., 2018; PHAM et al., 

2016). 

No béquer com quitosana dissolvida, pesou-se 10 mg de NPs de Fe3O4-verde 

sintetizadas previamente, sob agitação mecânica suave, durante 20 min e em 18(±2)°C, 

resultando em um gel marrom aderido na parede do béquer (BRONZE-UHLE et al., 2016; 

NEVES et al., 2021; NOSRATI et al., 2018; PHAM et al., 2016). 

No mesmo béquer, pesou-se 2 mg de curcumina, em seguida, acrescentou-se 400 μL 

de acetona para dissolver a curcumina, sob agitação mecânica suave, durante 5 min e em 

 



38 

18(±2)°C, resultando em um gel marrom amarelado desaderido da parede do béquer 

(BRONZE-UHLE et al., 2016; NEVES et al., 2021; NOSRATI et al., 2018; PHAM et al., 

2016). 

Posteriormente, realizou-se a reticulação da quitosana com curcumina encapsulada e 

carreada por NPs de Fe3O4, assim, adicionou-se no béquer, 60 mg de EDC, sob agitação 

mecânica suave, durante 5 min e em 18(±2)°C e, em seguida, acrescentou-se 30 mg de NHS, 

sob agitação mecânica suave, durante 1 h e em 18(±2)°C, resultando em um sólido gelatinoso 

marrom-amarelado (BRONZE-UHLE et al., 2016; NEVES et al., 2021; NOSRATI et al., 

2018; PHAM et al., 2016).  

O sólido produzido foi armazenado em um microtubo tipo Eppendorf e congelado em 

-25(±2)°C, durante 120 h. Passado o tempo, tampou-se o tubo com papel alumínio 

marcando-o com alguns furos. O sólido congelado foi liofilizado, em liofilizador, sob 0,37 

mbar, em modo de secagem primária e durante 72 h, resultando em um material granulado. 

Por fim, o sistema de liberação controlada produzido foi pesado e armazenado em um armário 

em 20(±2)°C (BRONZE-UHLE et al., 2016; NEVES et al., 2021; NOSRATI et al., 2018; 

PHAM et al., 2016).   

A partir desta metodologia foram sintetizados três materiais diferentes à título de 

comparação, Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur. 

Durante a condução do estudo, foram enfrentadas dificuldades relacionadas à escolha 

do agente reticulante. Inicialmente, foram testados hidróxido de sódio (NaOH) como utilizado 

por Silveira et al. (2021), trifosfato de sódio (TPP) como utilizado por Kandile et al. (2020) e 

glutaraldeído como utilizado por Neves et al. (2021), mas, em todas essas tentativas, a 

curcumina foi degradada, inviabilizando o uso desses reagentes na reticulação da quitosana.  

Além disso, foi necessário realizar sínteses-teste para ajustar as proporções ideais dos 

componentes da reação. Após uma série de ensaios, estabeleceu-se uma proporção fixa para 

os reagentes da síntese, variando individualmente a massa ou a concentração de cada 

componente em diferentes tentativas, até se atingir as condições ótimas para a formação do 

sistema de liberação controlada desejado. Esses ajustes foram fundamentais para a obtenção 

do material final, embora tenham exigido tempo, planejamento detalhado e modificações no 

protocolo experimental. Assim, para a metodologia adotada, foram mantidas as proporções 

dos componentes do sistema estabelecidas por Bronze-Uhle et al. (2016), sendo necessário, 

no entanto, determinar as massas e concentrações especificadas neste estudo. 

 

 



39 

3.3.4 Técnicas de caracterização 

 

3.3.4.1 Difratometria de raios-X 

Os difratogramas foram obtidos através de um difratômetro Rigaku, MiniFlex 600, 

pelo método do pó, com radiação Cu-Kα (λ = 1,54056 Å), em 40 kV, com 20 mA e na faixa 

10° ≤ 2θ ≤ 80° em 10° min-1. 

 

3.3.4.2 Microscopia eletrônica de varredura 

As micrografias foram obtidas através de um microscópio eletrônico de varredura FEI, 

Helios NanoLab 600i, com EDS acoplado, as amostras foram metalizadas por evaporação de 

carbono, com 3000 kV, 0,17 nA e em resoluções de 100-5000 vezes.  

  

3.3.4.3 Espectroscopia de infravermelho com transformada de Fourier 

Os espectros de infravermelho foram obtidos através de um espectrofotômetro Perkin 

Elmer, Spectrum IR, com ATR, na região de 4000-400 cm-1, com 32 scans e resolução de 4 

cm-1.  

 

3.3.4.4 Termogravimetria 

Os termogramas foram obtidos através de um aparelho termogravimétrico TA 

Instruments, modelo SDT 2960, em atmosfera de ar seco com fluxo de 50 mL min-1, com 

cadinho de Pt e na faixa de 30-800ºC, 10ºC min-1.  

 

3.3.4.5 Espalhamento dinâmico de luz 

Os gráficos de potencial zeta e tamanho de partícula foram obtidos através de um 

equipamento Malvern Panalytical, Zetasizer Nano, ZEN3500 Nano ZS, com 175°, laser 

vermelho (633 nm), fonte de luz (He-Ne) e 4 mW. 

 

3.3.4.6 Espectroscopia de ultravioleta/visível 

Os espectros de ultravioleta/visível foram obtidos através de um espectrofotômetro 

HP, Kayak XA, na faixa de 700-200 nm. 

 

3.3.4.7 Espectroscopia de fluorescência 

 Os espectros de fluorescência foram obtidos através de um espectrofluorímetro, 

Molecular Devices, Spectramax M2, na faixa de 700-420 nm.  
 



40 

 

3.3.4.8 Métrica analítica de sustentabilidade 

A análise da métrica analítica de sustentabilidade foi realizada através do software 

AGREE - Analytical Greenness Calculator que utiliza as pontuações de cada um dos doze 

Princípios de Química Verde para calcular uma pontuação final referente a metodologia em 

análise.  

 

3.3.4.9 Propriedade magnética qualitativa 

A propriedade magnética qualitativa foi avaliada com base no comportamento dos 

materiais em relação à presença de um ímã. 

 

3.4 Resultados e discussão 

 

3.4.1 Técnicas de caracterização 

 

3.4.1.1 Difratometria de raios-X 

 A Figura 8 apresenta os difratogramas dos sistemas de liberação controlada, 

Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur.  

 



41 

Figura 8 - Difratogramas dos sistemas de liberação controlada, Quit-Cur-Fe3O4, 
Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur. 

 
Fonte: Elaborado pela autora. 

 

Os difratogramas apresentados na Figura 8 evidenciam picos característicos das NPs 

de Fe3O4 em todas as amostras contendo este composto, com base na referência da estrutura 

cristalina Crystmet (ficha número 457691, Dot.Lib, 2024), conforme também relatado por 

Silveira et al. (2021) e Neves et al. (2021). Isso indica que as metodologias utilizadas para 

sintetizar as NPs de Fe3O4 foram bem-sucedidas. Adicionalmente, nas amostras contendo NPs 

de Fe3O4-verde, foram identificados picos característicos de α-Fe2O3 (ficha Crystmet número 

854228, Dot.Lib, 2024), um intermediário no processo de formação das NPs de Fe3O4. Esses 

resultados sugerem que a síntese das NPs de Fe3O4-verde pode não ter alcançado a proporção 

molar de 1Fe2+:2Fe3+ necessária para a formação completa das NPs de Fe3O4. Como discutido 

por Magdalena et al. (2018), em sínteses tradicionais por coprecipitação, essa proporção é 

geralmente controlada por meio de uma atmosfera inerte de N2. Além disso, observou-se que 

a intensidade dos picos característicos das NPs de Fe3O4 foi reduzida nos sistemas 

Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur, possivelmente devido à encapsulação pela 

 



42 

quitosana, um composto orgânico (DOT.LIB , 2024; MAGDALENA et al., 2018; NEVES et 

al., 2021; SILVEIRA; SILVA; MAGDALENA, 2021). 

Uma vez que, a síntese de Fe3O4 (magnetita) é extremamente sensível a condições de 

oxidação. A exposição ao oxigênio pode promover a oxidação da magnetita, resultando na 

formação de γ-Fe2O3 (maghemita). Por essa razão, é possível que, mesmo com o objetivo de 

produzir magnetita, a maghemita tenha sido formada como produto secundário ou principal 

(SHOKROLLAHI, 2017). 

Nesse sentido, é necessário destacar que os difratogramas apresentados na Figura 8, 

possuem certa limitação quando se trata da distinção entre magnetita e maghemita. Ambas as 

fases possuem estruturas cristalinas semelhantes, resultando em picos de difração bastante 

próximos no difratograma, o que torna difícil a identificação precisa de qual das duas foi 

realmente produzida. Essa similaridade nos padrões de difração implica que, sem técnicas 

complementares, o DRX não é suficiente para diferenciar essas duas fases magnéticas 

(SCHWAMINGER et al., 2016). 

Para resolver essa ambiguidade e confirmar se magnetita ou maghemita foi produzida, 

é necessário empregar métodos adicionais. O refinamento de Rietveld, por exemplo, pode ser 

utilizado para refinar os dados de DRX e melhorar a precisão na determinação das fases 

presentes. Além disso, a espectroscopia de Mössbauer é uma ferramenta poderosa para 

investigar o ambiente dos átomos de ferro nas amostras, permitindo uma diferenciação clara 

entre magnetita e maghemita com base em suas assinaturas espectroscópicas distintas 

(PEREIRA et al., 2018; SCHWAMINGER et al., 2016). 

Outro método crucial para essa análise é a medição das propriedades magnéticas das 

amostras, como a histerese magnética. A magnetita e a maghemita exibem comportamentos 

magnéticos diferentes, e a curva de histerese pode fornecer informações detalhadas sobre a 

estrutura magnética do material, ajudando a confirmar qual fase está presente 

(SCHWAMINGER et al., 2016). 

 

3.4.1.2 Microscopia eletrônica de varredura 

 A Figura 9 apresenta as micrografias com EDS dos sistemas de liberação controlada, 

Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur.  

 



43 

Figura 9 - Micrografias com EDS dos sistemas de liberação controlada, Quit-Cur-Fe3O4, 
Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur. 

 
Fonte: Elaborado pela autora. 

  

A Figura 10 apresenta os histogramas do tamanho das NPs de Fe3O4 e Fe3O4-verde, 

construído por meio do software ImageJ Ops, a partir da contagem de cem NPs de Fe3O4 e 

Fe3O4-verde mostradas nas micrografias (a) e (b) da Figura 9, respectivamente. Além disso, 

foi utilizado o teste estatístico Kruskal-Wallis por meio do software Stat3 da Abcam. 

 



44 

Figura 10 - Histogramas do tamanho das NPs de Fe3O4 e Fe3O4-verde. 

 

Fonte: Elaborado pela autora. 

  

Conforme mostra a Figura 10, os valores das médias dos tamanhos das NPs de Fe3O4 

apresentam diferença estatisticamente significativa, P ≤ 0,001. Isso significa que o controle de 

tamanho, bem como a homogeneidade do tamanho, foram alterados em função da 

metodologia sintética (coprecipitação e química verde).  

O resultado obtido é importante, pois a síntese por química verde apresentou o 

formato esférico característico das NPs de Fe3O4 e alcançou resultados na escala nanométrica, 

porém maiores do que as NPs de Fe3O4. Estes resultados sugerem uma alteração do 

mecanismo de reação para a formação das NPs de Fe3O4. Conforme dito por Magdalena et al. 

(2018), a formação das NPs de Fe3O4 depende da razão molar dos íons Fe+2 e Fe+3 no meio 

reacional, bem como a velocidade de reação. Desta forma, a adição do carbonato de sódio 

para o aumento do pH do meio reacional, pode ter influenciado o mecanismo de nucleação e 

crescimento das partículas (MAGDALENA et al., 2018). 

 Nestas micrografias, é possível observar que a quitosana apresenta uma morfologia 

composta por estruturas semelhantes a poros, além de áreas com rugosidade e interconexões 

evidentes. Uma vez que Fernandes et al. (2011) também identificou  estas características 

morfológicas, cabe dizer que estas são próprias da quitosana (FERNANDES et al., 2011). 

O sistema Quit-Cur mantém as características típicas da quitosana, porém com uma 

redução dos poros e da rugosidade, destacando-se a predominância das interconexões. 
 



45 

O sistema de liberação controlada Quit-Cur-Fe3O4 apresenta morfologia bastante 

similar àquela obtida para o sistema de liberação controlada Quit-Cur, porém, possui, entre as 

interconexões, pontos esféricos que podem ser considerados NPs de Fe3O4 dispersas. 

Já o sistema de liberação controlada Quit-Cur-Fe3O4-verde apresenta uma morfologia 

com maior rugosidade, não permitindo a visualização de NPs de Fe3O4 na superfície. Uma 

razão para NPs de Fe3O4 não terem sido identificadas, pode envolver a possível 

funcionalização destas por meio dos grupos funcionais presentes no extrato de casca de batata 

utilizado na síntese verde. A funcionalização das NPs de Fe3O4 pode ter aumentado a 

capacidade de dispersão e homogeneidade deste material na superfície da quitosana, matriz 

polimérica encapsulante.  

Os gráficos de EDS mostram que os sistemas de liberação controlada Quit-Cur-Fe3O4, 

Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur contêm os elementos químicos esperados a partir dos 

reagentes que o compõem. Em especial o ferro (Fe) e o cloro (Cl), derivados dos sais de ferro 

utilizados na síntese das NPs de Fe3O4 que compõem os sistemas com este composto. 

Notou-se a presença do elemento químico alumínio (Al) na Figura 9-(f). Este elemento 

não compõe a estrutura molecular dos reagentes que formam a amostra, quitosana, ácido 

acético, curcumina, acetona, NPs de Fe3O4-verde, cloreto de ferro (II) tetrahidratado, 

carbonato de sódio. No entanto, segundo Salman et al. (2023) o extrato de casca de batata 

utilizado como agente precipitante na síntese verde pode conter alumínio (SALMAN; 

RASHID, 2023).  

 

3.4.1.3 Espectroscopia de infravermelho com transformada de Fourier 

A Figura 11 apresenta os espectros de infravermelho dos sistemas de liberação 

controlada, Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur. 

 



46 

Figura 11 - Espectros de infravermelho dos sistemas de liberação controlada, Quit-Cur-Fe3O4, 
Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur. 

 
Fonte: Elaborado pela autora. 

 

A Tabela 1 apresenta as atribuições das ligações identificadas no espectro de 

infravermelho da Figura 11. 

Tabela 1 - Principais números de onda de absorção do espectro de infravermelho. 

Amostra (cm-1) 

Atribuição  

O-H 
Água 

C-H 
EDC/NHS 

C=O 
Cur 

N-H 
Amida 

C-O 
Quit 

Fe-O 
Fe3O4 

 



47 

(▲) (✱) (●) (#) (♠) (◆) 

Quit-Cur-Fe3O4 
após liberação 3270 - - 1542 1020 545 

Quit-Cur-Fe3O4 3314 - 1709 1561 1029 544 

Quit-Fe3O4 3289 - - 1546 1030 544 

Fe3O4  3275 - - - - 540 

Quit-Cur-Fe3O4-verde 
após liberação 3224 - - - 1023 532 

Quit-Cur-Fe3O4-verde 3324 - 1709 1554 1024 549 

Quit-Fe3O4-verde 3267 - - - 1013 537 

Fe3O4-verde 3273 - - - - 542 

Quit-Cur 
após liberação 3262 - - 1553 1021 - 

Quit-Cur 3305 - 1705 1560 1027 - 

Quit 3230 - - - 1032 - 

Cur  - - 1625 - - - 

NHS  - 3000 - - - - 

EDC  - 3000 - - - - 

Fonte: Elaborado pela autora. 

   

A Figura 12 apresenta a estrutura molecular das substâncias que compõem os sistemas 

de liberação controlada, Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur. 

Figura 12 - Estrutura molecular das substâncias que compõem os sistemas de liberação controlada, 
Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur. 

 
Fonte: (a) ASSIS; SILVA, 2003, (b) SUETH-SANTIAGO et al., 2015, (c) SIGMA-ALDRICH, 

2024b, (d) SIGMA-ALDRICH, 2024a e (e) CHEMICAL-STRUCTURE, 2024. 

  

 



48 

 Os espectros de infravermelho apresentados na Figura 11-(a,b), juntamente com as 

atribuições de ligações químicas listadas na Tabela 1, evidenciam aspectos relevantes da 

composição molecular dos sistemas Quit-Cur-Fe3O4, Quit-Cur-Fe3O4-verde e Quit-Cur. Na 

região de 3300 cm-1, observa-se uma banda larga com intensidade variável na maioria dos 

materiais. Conforme dito por Silverstein et al. (2019), essa banda é atribuída às vibrações de 

estiramento da ligação O-H, característica dos grupos hidroxila (OH) presentes em moléculas 

de água (H2O). Isso sugere que os materiais apresentam algum grau de hidratação decorrente 

do processo de síntese, que persiste mesmo após tratamentos térmicos (como nas NPs de 

Fe3O4 e Fe3O4-verde) e a liofilização (sistemas). Já nas amostras de EDC, NHS e curcumina, 

essa banda não foi identificada, o que era esperado, pois esses materiais foram analisados em 

sua forma purificada, sem passarem por processos de síntese e posterior secagem 

(LEANDRO-SILVA et al., 2024). 

Para as amostras contendo EDC e NHS, três bandas foram observadas na região de 

3000 cm-1, associadas às vibrações de estiramento das ligações C-H, típicas de 

hidrocarbonetos. Nos sistemas que contêm EDC e NHS em sua composição, essas bandas 

apareceram com menor intensidade, indicando que esses reagentes podem ter sido 

consumidos durante a síntese, formando novas ligações. Após o processo de liberação 

controlada, essas bandas não foram mais detectadas, sugerindo a liberação dos compostos 

formados por essas ligações.  

Na região de 1625 cm-1, uma banda característica foi identificada para a curcumina, 

conforme descrito por Nosrati et al. (2018), que a associou à vibração de estiramento da 

ligação C=O (carbonila). Nos sistemas contendo curcumina, essa banda foi d