UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO” CAMPUS DE ARAÇATUBA - FACULDADE DE ODONTOLOGIA Avaliação do processo de reparo periimplantar utilizando matriz óssea heterógena desmineralizada ou osso autógeno. Análise histológica e histométrica em tíbias de coelhos ARAÇATUBA 2009 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO” CAMPUS DE ARAÇATUBA - FACULDADE DE ODONTOLOGIA Avaliação do processo de reparo periimplantar utilizando matriz óssea heterógena desmineralizada ou osso autógeno. Análise histológica e histométrica em tíbias de coelhos Tese de doutorado apresentado à Faculdade de Odontologia do “Campus de Araçatuba – UNESP”, como parte do programa para obtenção do grau de Doutor em Odontologia (Área de Concentração em Cirurgia e Traumatologia Buco Maxilo Facial) Orientada: Martha Alayde Alcantara Salim Orientador: Prof. Dr. Idelmo Rangel Garcia Júnior. Araçatuba – SP 2009 Ficha Catalográfica elaborada pela Biblioteca da FOA / UNESP Salim, Martha Alayde Alcantara S165a Avaliação do processo de reparo periimplantar utilizando matriz óssea heterógena desmineralizada ou osso autógeno. Análise histológica e histométrica em tíbias de coelhos / Martha Alayde Alcantara Salim. – Araçatuba : [s.n.], 2009 115 f. : il. ; tab. + 1 CD-ROM Tese (Doutorado) – Universidade Estadual Paulista, Faculdade de Odontologia, Araçatuba, 2009 Orientador: Prof. Idelmo Rangel Garcia Júnior 1. Implante dentário endósseo 2. Transplante ósseo 3. Matriz óssea Black D7 CDD 617.64 DADOS CURRICULARES MARTHA ALAYDE ALCANTARA SALIM Nascimento: 15/10/72 - Vitória – ES Filiação: Alayde Alcantara Salim e João Salim Thomaz Graduação(1990/1994): Curso de Odontologia da Universidade do Federal do Espírito Santo- UFES- ES Pós-graduação (1996/1998): Especialização em Cirurgia e Traumatologia Buco Maxilo Facial- Universidade do Estado do Rio de Janeiro- UERJ-RJ. Pós-graduação (1999/2000): Mestrado em Odontologia- Área de Concentração Patologia Buco Dental – Universidade Federal Fluminense – UFF - RJ Pós-graduação (2008/2009): Doutorado em Odontologia- Área de Concentração em Cirurgia e Traumatologia Buco Maxilo Facial – Faculdade de Odontologia de Araçatuba – Unesp/SP. DEDICATÓRIA A MINHA QUERIDA FAMÍLIA, ALAYDE, MARIA ALAYDE E BRUNO PELO AMOR DEDICADO SEMPRE. AO MEU PAI JOÃO SALIM (IN MEMORIAN), SEI QUE ESTÁ MUITO FELIZ COM MAIS ESSA CONQUISTA. AGRADECIMENTO PRINCIPAL A Deus, por todas as bênçãos recebidas durante a minha vida, com presença marcante em todos os momentos, permitindo que mais uma etapa da minha caminhada fosse cumprida. AGRADECIMENTOS ESPECIAIS A minha querida família, minha mãe ALAYDE, minha irmã MARIA ALAYDE e meu sobrinho BRUNO por me apoiarem em todos os momentos, mesmo tendo que estar distante por tantas vezes. Aos queridos e amados tios, tias, primos da minha grande e amada família que tenho muito orgulho em fazer parte. Agradeço pela convivência, paciência e por servirem de exemplo de união. A uma nova família que Deus me presenteou, VIVIANE, GAMALIEL, ESTEVÃO e IVONE. Vocês foram mais que grandes amigos, foram anjos que Deus enviou para conseguir suportar as dificuldades da minha caminhada. Vocês são meus exemplos de solidariedade e amor gratuito Ao meu grande amigo e eterno mestre Dr. ROBERTO PRADO. Você é o meu grande exemplo de vida, caráter, profissionalismo e amizade. Seria impossível expressar em poucas linhas toda a minha gratidão a você. A sua presença em minha vida foi uma grande benção de Deus. Quero poder estar sempre ao seu lado! Obrigada! Ao meu namorado RAFAEL VENANCIO, meu sincero e profundo agradecimento pelo amor, paciência e apoio em todos os momentos. Aos professores da disciplina de Cirurgia e Traumatologia Buco Maxilo Facial da FAESA, ANTÔNIO MELO CABRAL e RENATA PITTELLA CANÇADO pelo apoio e contribuição durante todo o período dessa pós-graduação. Vocês foram muito mais que profissionais e sim verdadeiros amigos. Sem a ajuda de vocês seria impossível essa conquista! AGRADECIMENTOS Ao meu orientador Dr. IDELMO RANGEL GARCIA JUNIOR, pelo exemplo de profissionalismo e dedicação, que me possibilitaram adquirir novos conhecimentos. O meu sincero e eterno agradecimento. À Professora Dra. ROBERTA OKAMOTO, pela disponibilidade nos momentos necessários. Ao Prof. Dr. OSVALDO MAGRO FILHO pelos ensinamentos e dedicação permitindo sempre um convívio agradável nas atividades do curso, estreitando os laços de proximidade com os alunos da pós-graduação. À secretária do departamento de cirurgia e amiga CLEIDE LEMES DA SILVA pela amizade e carinho demonstrados. À Faculdade de Odontologia de Araçatuba – UNESP, sob direção do Prof. Dr. PEDRO FELÍCIO ESTRADA BERNABÉ E PROFª. ADJ. Dra. ANA MARIA PIRES SOUBHIA, e à Comissão de Ética na Experimentação Animal (CEEA) da UNESP, pela oportunidade de realizar o curso de pós-graduação. À Disciplina de Cirurgia e Traumatologia Buco Maxilo Facial, professores TETUO OKAMOTO, MICHEL SAAD NETO, IDELMO RANGEL GARCIA JÚNIOR, OSVALDO MAGRO FILHO, ALESSANDRA MARCONDES ARANEGA. Aos funcionários do Laboratório de Cirurgia UNESP, BERNADETE, DIRCE E GILMAR pela colaboração e amizade. Aos funcionários da pós-graduação: DIOGO E VALÉRIA, por toda a ajuda e paciência. À ASSOCIAÇÃO EDUCACIONAL DE VITÓRIA (AVE/ FAESA-ES) pela compreensão e confiança durante os períodos de minha ausência, pela cordialidade e respeito demonstrados pelos diretores, coordenadores, professores e funcionários. Em especial ao presidente ALEXANDRE NUNES THEODORO por sempre apoiar o desenvolvimento e a pesquisa, a diretora acadêmica BENEDITA MATHIAS DE ALMEIDA, ao superintendente GUILHERME NUNES THEODORO, aos coordenadores ALEXANDRE CARDOSO CUNHA e CRISTIANE DE MOURA LEITE TAKEMOTO. Agradecimento especial aos saudosos Dr. ANTÁRIO THEODORO e APRIGÍO FREIRE. Tenho orgulho em fazer parte desta instituição! Aos colegas de profissão Dr. CARLOS TIMÓTEO, Dr. ANDRÉ ALBERTO CÂMARA PUPPIN, Dr. ARTHURO, Dra. THAIZ CARRARA, Dr. SERGIO BORLOT, MAXIMILIANO FRANÇA, minha gratidão pelo respeito e profissionalismo. A colaboração de todos foi muito importante para esta conquista. Aos amigos e profissionais exemplares do curso de especialização e mestrado em Cirurgia e Traumatologia Buco Maxilo Facial da UNIGRANRIO/ HGB, Dr. VITOR MONTEIRO NOVAES, Dr. ROBERTO PRADO, Dr. SERGIO LUIZ MELO GONÇALVES, Dr. ANTÔNIO ESTEFANO, Dr. EDUARDO PINTO, Dr. JÚLIO LEITE, Dra. BIANCA BRAVIM e FUNCIONÁRIAS MIRIAN, LENICIA. Vocês são exemplos que podemos associar o ambiente de trabalho a amizades sinceras. Meu muito obrigado! A grande amiga LILIANE SCHEIDEGGER DA SILVA ZANETTI pela amizade sincera em todas as circunstâncias e pelos momentos alegres vividos. Você foi fundamental para esta conquista! Aos meus queridos amigos, KARLA BARCELOS, PATRÍCIA BIANCHI, MONICA LEAL ALCURE, ALINE BERNARDINA, GABRIELA DUARTE, CAROLINA CARVALHO, BEYLE NADEGE, SILVANA RIBEIRO, agradeço o convívio agradável, amizade e tempo dedicados, tendo sido fundamentais no cumprimento de mais essa etapa profissional. Minha secretária, JULIANA ALMEIDA, muito mais que profissonal exemplar, você é uma grande amiga e uma pessoa de caráter admirável. Obrigada por estar ao meu lado nesta jornada. Aos meus convidados de banca examinadora, Dr. ROBERTO PRADO, Dr. SERGIO LUIZ MELO GONÇALVES, Dr. JOSÉ RENATO COSTA E Dr. PAULO SÉRGIO PERRI DE CARVALHO por compartilharem neste momento os seus conhecimentos e muito acrescentarem nesta pesquisa. Ao Prof. Dr. JOSÉ RENATO COSTA, por me acompanhar desde o início da minha jornada profissional. Obrigada pelos ensinamentos e incentivo. Aos colegas de turma do doutorado: NICOLAS HOMSI, MARCOS HEIDY e ALBANIR GABRIEL, pela amizade e companheirismo. Aos colegas de pós-graduação BRUNO MACHADO, JÉSSICA LEMOS GULINELLI, THALLITA PEREIRA QUEIROZ, ABRAHÃO CAVALCANTI, FRANCISLEY AVILA, RODOLPHO VALENTINI, HELOÍSA MARÃO, CASSIANO PEREIRA, PEDRO IVO SANTOS, PAMELA LETÍCIA, JÔNATAS ESTEVES, FERNANDO GUASTALDI, WALTER GEALH, ELLEN GAETTI, ELISA SATORI e PAULO FARIA, pelos momentos compartilhados, carinho e amizade. A ajuda de vocês foi inestimável. A amizade de vocês foi minha maior conquista! Ao grande amigo que conquistei Dr. NICOLAS HOMSI pela lealdade, companheirismo e disposição em ajudar. Minha sincera amizade será o meu maior agradecimento. Agradecimento especial aos meus amigos BRUNO MACHADO, PAMELA LETÍCIA, RODOLPHO VALENTINI E THALITA PEREIRA QUEIROZ, dedico o sucesso da pesquisa a vocês que tanto me ajudaram Ao Prof. Dr. ÉLCIO MARCANTÔNIO JÚNIOR agradeço a disponibilidade em permitir a utilização do Laboratório e equipamento EXAKT® da Faculdade de Odontologia de Araraquara/UNESP. À funcionária CLAÚDIA e ao colega RAFAEL FAEDA pelo tempo dispensado. Aos professores de Cirurgia Buco Maxilo Facial da UFES, Dr. JOSÉ RENATO COSTA, Dr. ROBSON REZENDE, Dr. ANDRÉ PUPPIN, Dra. IVETE BECALLI, Dr. RICARDO GOTTARDI e Dra. FÁTIMA, pela minha formação profissional. Aos Professores da Área de Cirurgia e Traumatologia Buco Maxilo Facial da UERJ, em especial prof. Dr. PAULO JOSÉ MEDEIROS; e mestrado em patologia Buco Dental da UFF, profª Dra. Eliane Pedra Dias, responsáveis pela minha formação na Especialização e Mestrado. Meus sinceros agradecimentos pelos ensinamentos que fundamentaram minha formação clínica e docente. À IMPLALIFE BIOTECNOLOGIA, pela disponibilidade em colaborar com este trabalho cedendo os implantes e chaves utilizadas na fase experimental, contribuindo na formação de profissionais e para o avanço nas pesquisas nacionais. A todas as pessoas que de alguma maneira contribuíram para que mais este passo fosse concluído em minha formação. EPÍGRAFE Cada um que passa em nossa vida, passa sozinho, porque cada pessoa é única e para nós, nenhuma substitui a outra. Cada um que passa em nossa vida, passa sozinho, mas não vai sozinho, nem nos deixa a sós... Leva um pouco de nós e deixa um pouco de si mesmo. Há os que levam muito, mas não há os que levam nada. Há os que deixam muito, mas não há os que deixam nada. Esta é a mais bela responsabilidade de nossa vida: a prova tremenda de que cada um de nós é importante e de que ninguém se aproxima do outro ao acaso. (Anônimo) SALIM, M A A. Avaliação do processo de reparo periimplantar utilizando matriz óssea heterógena desmineralizada ou osso autógeno. Análise histológica e histométrica em tíbias de coelhos. 115f. Tese (Doutorado) – Faculdade de Odontologia, Universidade Estadual Paulista, Araçatuba, 2009. Resumo Este estudo teve como objetivo avaliar o reparo ósseo em defeitos periimplatares experimentais utilizando enxerto autógeno e implante de matriz óssea bovina desmineralizada em tíbias de coelhos. Foram instalados 30 implantes de titânio diâmetro de 3,75 mm plataforma regular (4,1 mm) e altura de 10 mm, no qual cada animal recebeu dois implantes na face lateral da porção mediana da tíbia. Ao redor dos implantes foi confeccionado defeito ósseo de 6,0 mm de diâmetro através da trefina e enxertado no local osso autógeno ou matriz óssea heterógena desmineralizada. As lâminas obtidas foram submetidas à análise histológica e histométrica com contagem das áreas de osso neoformado, matriz óssea bovina, medula e enxerto de osso autógeno. Como resultado observou-se diferença significativa entre a formação de novo osso no período de 15 dias quando comparado o grupo de implante de matriz óssea bovina desmineralizada e enxerto autógeno, demonstrando maior formação óssea neste último; e diferença significativa entre a permanência do tecido implantado em relação ao enxerto autógeno, demonstrado pela permanência da matriz no período de 60 dias. Avaliando os dados obtidos nesta pesquisa concluímos que o processo de reparo periimplantar ocorreu com maior neoformação óssea no grupo tratado por enxerto de osso autógeno e a matriz óssea bovina desmineralizada se comportou como um condutor ósseo de lenta absorção sem demonstrar reação inflamatória aguda ou crônica. SALIM, M A A. Evaluation of periimplantar repair using demineralized heterogenous bone matrix or autogenous bone. Histological and histometric. 115f. Thesis (Ph.D.) - School of Dentistry, Universidade Estadual Paulista, Araçatuba, 2009. Abstract This study aimed to evaluate the bone healing in experimental periimplatar defects using autogenous graft and implantation of bovine demineralized bone matrix in the tibia of rabbits. Were installed 30 titanium implants of 3.75 mm diameter regular platform (4.1 mm) and height of 10 mm, in which each animal received two implants in the median portion of the tibial. Around the implants was made bone defect of 6.0 mm in diameter through the trephine and grafted in place autogenous bone or demineralized bone matrix heterogenous. The slides obtained were subjected to histological and histometric count with areas of newly formed bone, bovine bone matrix, bone marrow and bone graft. Results revealed a significant difference between the formation of new bone within 15 days when compared to the group of implant bovine demineralized bone matrix and autogenous graft, showing a higher bone formation in the latter, and a significant difference between the permanence of the implanted tissue in compared to autograft, demonstrated by the permanence of the matrix within 60 days. Evaluating the data obtained in this study concluded that the repair process was better in periimplant bone formation than in the group treated with autogenous bone graft and demineralized bovine bone matrix acted as a conductor low absorption without showing acute inflammatory reaction or chronic. LISTA DE GRÁFICOS Gráfico 1 - Comparação percentual da média dos tecidos ao longo do tempo. Grupo01 enxerto autógeno .................................................................... 72 Gráfico 2 - Comparação percentual da média dos tecidos ao longo do tempo. Grupo02 matriz óssea bovina ................................................................ 73 Gráfico 3 - Comparação percentual da média dos tecidos entre os grupos matriz óssea bovina e enxerto autógeno aos 15 dias ...................................... 74 Gráfico 4 - Comparação percentual da média dos tecidos entre os grupos matriz óssea bovina e enxerto autógeno aos 60 dias ...................................... 75 Gráfico 5 - Comparação percentual da média da extensão linear osso implante (ELCOI) entre os grupos matriz óssea bovina e enxerto autógeno aos 60 dias ....................................................................................................... 76 LISTA DE FIGURAS Figura 1 - Área cervical do implante. Aos 15 dias pós-operatórios. Observar a presença de fragmento ósseo enxertado e intensa formação óssea junto a superfície do implante e defeito ósseo periimplantar .............................. 49 Figura 2 - Defeito ósseo periimplantar. Aos 15 dias pós-operatórios Fragmento de osso autógeno envolto por tecido ósseo neoformado rico em trabéculas ósseas exibindo intensa celurização osteoblástica ................................. 51 Figura 3 - Área cervical do implante. Aos 30 dias pós-operatórios. Trabeculado ósseo neoformado envolvendo fragmentos de tecido ósseo autógeno e intimamente aderido à superfície do implante mostrando histologicamente o processo de osseointegração ............................................................... 53 Figura 4 - Área cervical do defeito ósseo periimplantar experimental. Aos 30 dias pós-operatórios. Fragmento de tecido ósseo enxertado próximo a parede do defeito experimental incorporado por tecido ósseo neoformado ........ 54 Figura 5 - Área cervical do implante. Aos 60 dias pós-operatórios. Trabeculado ósseo neoformado maturo e intimamente aderido à superfície do implante mostrando histologicamente o processo de osseointegração. Observa-se preenchimento da área do defeito periimplantar experimental ................ 55 Figura 6 - Área cervical do implante. Aos 60 dias pós-operatórios. Observar osso neoformado preenchendo a área do defeito periimplantar experimental 56 Figura 7 - Área cervical do implante. Aos 15 dias pós-operatórios. Observar a presença da matriz óssea em contato com a superfície do implante na área do defeito ósseo experimental. Observam-se poucas áreas de tecido ósseo neoformado na periferia do defeito ósseo ............................................... 57 Figura 8 - Área cervical do implante. Aos 15 dias pós-operatórios. Observar a matriz óssea bovina desmineralizada preenchendo área do defeito ósseo experimental e em contato com a área cervical do implante. Observar a matriz óssea bovina desmineralizada sendo incorporada por tecido ósseo neoformado ............................................................................................. 59 Figura 9 - Área cervical do implante. Aos 15 dias pós-operatórios. Área mostrando fragmento de matriz junto ao defeito ósseo periimplantar com poucas e delgadas trabéculas ósseas neoformadas e em contato com a superfície do implante .............................................................................................. 60 Figura 10 - Área cervical do implante. Aos 30 dias pós-operatórios. Observar áreas de osso neoformado preenchendo defeito ósseo experimental e em contato com a área cervical do implante. Amplos espaços medulares .... 61 Figura 11 - Área cervical do implante. Aos 60 dias pós-operatórios. Observar a matriz óssea bovina desmineralizada e osso neoformado preenchendo área do defeito ósseo experimental e em contato com a área cervical do implante ................................................................................................................. 63 Figura 12 - Área cervical do implante. Aos 60 dias pós-operatórios. Presença de trabéculas ósseas circundando as áreas de matriz óssea bovina desmineralizada, mostrando ainda processo de substituição da mesma por novo osso ................................................................................................ 64 Figura 13 - Visão panorâmica da matriz óssea desmineralizada implantada no subcutâneo. Aos 30 dias pós-operatórios ............................................... 65 Figura 14 - Matriz óssea desmineralizada implantada no subcutâneo. Aos 15 dias pós-operatórios ....................................................................................... 67 Figura 15 - Matriz óssea desmineralizada implantada no subcutâneo. Aos 15 dias pós-operatórios ....................................................................................... 67 Figura 16 - Matriz óssea implantada no subcutâneo. Aos 30 dias pós-operatórios . 68 Figura 17 - Matriz óssea implantada no subcutâneo. Aos 60 dias pós-operatórios . 70 Figura 18 - Matriz óssea implantada no subcutâneo. Aos 60 dias pós-operatórios . 71 LISTA DE TABELAS Tabela 1 - Estatística descritiva de extensão entre tecido ósseo neoformado, enxerto de matriz e medula do grupo 02 matriz óssea bovina nos tempos de 15 e 60 dias ..................................................................................................... 92 Tabela 2 - Estatística descritiva de extensão entre tecido ósseo neoformado, medula e enxerto de osso autógeno do grupo 01 enxerto autógeno nos tempos de 15 e 60 dias ............................................................................................. 93 Tabela 3 - Estatística descritiva (em percentual) de extensão entre os tempos do grupo 02 matriz óssea bovina nos tempos de 15 e 60 dias .................... 94 Tabela 4 - Estatística descritiva (em percentual) de extensão do grupo enxerto autógeno nos tempos de 15 e 60 dias ..................................................... 95 LISTA DE ABREVIATURAS µm = micrômetro AON = Área de osso neoformado AT= artefato de técnica BMP´s= proteínas morfogenéticas C= fibras colágenas cm = centímetros CM= canal medular E= enxerto EDTA= etilenodiaminotetracético ELCOI = Extensão linear de contato entro osso e implante EM= espaço medular et al = colaboradores g= grama HA = hidroxiapatita HCL= ácido clorídrico I= implante mg = miligrama mg/kg = miligramas por quilo ml = mililitros MOB= matriz óssea bovina mol = molar N = Newton OM= osso maturo ON= osso neoformado PMMAL = polimetilmetacrilato lento RPM = rotações por minutos SPSS= social package statistical science TC = tecido conjuntivo subcutâneo V = vaso sanguíneo SUMÁRIO 1 INTRODUÇÃO ....................................................................................................... 24 2 REVISÃO DA LITERATURA .................................................................................. 30 3 PROPOSIÇÃO ....................................................................................................... 39 4 MATERIAL E MÉTODO ........................................................................................ 40 5 RESULTADO ......................................................................................................... 48 5.1 Avaliação clínica ............................................................................................ 48 5.2 Análise Qualitativa ......................................................................................... 48 5.3 Análise Quantitativa ....................................................................................... 72 5 DISCUSSÃO .......................................................................................................... 77 6 CONCLUSÃO ......................................................................................................... 83 7 REFERÊNCIAS ...................................................................................................... 84 TABELAS .................................................................................................................. 92 ESTATÍSTICA ........................................................................................................... 96 ANEXOS ................................................................................................................... 99 ANEXO A – CERTIFICADO DA COMISSÃO DE ÉTICA.......................................... 99 ANEXO B– NORMAS DA REVISTA CLINICAL ORAL IMPLANTS RESEARCH ... 100 ANEXO C – FIGURAS COMPLEMENTARES ........................................................ 101 24 1 INTRODUÇÃO A previsibilidade dos resultados encontrados nos estudos relacionados à osseointegração, desde as pesquisas iniciadas na década de 60, tem permitido o desenvolvimento de novas técnicas que visam o aperfeiçoamento da reabilitação com implantes osseointegrados (BRANEMARK PI et al, 1969). Resultados positivos em relação a esses estudos, com índices de sucesso superiores a 90%, sendo utilizados na reabilitação com implantes, levaram a obtenção do conceito definido de osseintegração como a conexão direta estrutural e funcional entre o tecido ósseo normal viável e o implante em função (ADELL R, LEKHOLM U, ROC KLER B, BRANEMARK, 1981). Microscopicamente, a osseointegração representa o contato direto entre o tecido ósseo e a superfície do implante, sem interposição de tecido mole. Achados de microscopia eletrônica revelaram que existe uma fina camada de fibras colágenas organizadas entre o tecido ósseo e a superfície de titânio (ALBREKTSSON T, LEKHOLM U, 1989; ALBREKTSSON T, ZARB G, 1993). Os conceitos atuais revelam que a osseointegração vai existir quando ocorrer fixação do implante de forma que ele permaneça imóvel e assintomático clinicamente após a incidência de carga mastigatória. Segundo os autores que iniciaram os estudos na implantodontia, os fatores que determinam a osseointegração podem ser a biocompatibilidade do material, o desenho do implante, 25 o tipo de superfície do implante, a qualidade do leito ósseo receptor, a realização de uma técnica cirúrgica criteriosa e a ausência da incidência de forças durante o período pós-operatório (BRANEMARK PI et al, 1969; ADELL R, LEKHOLM U, ROCKLER B, BRANEMARK PI, 1981; ALBREKTSSON T, ZARB G, 1993; BRANEMARK PI et al,1977). Outro conceito determinante da osseointegração é a estabilidade primária. A mesma ocorre no momento da instalação do implante e está relacionada ao nível de contato ósseo primário, que é influenciado principalmente pela qualidade do trabeculado, além do comprimento, geometria e superfície do implante (COCHRAN DL et al, 1998; MEREDITH N,1998). A estabilidade primária após o procedimento da instalação de implantes é um dos fatores responsáveis pela osseointegração dos mesmos. Altos índices de fracasso e perda de implantes têm sido atribuídos a achados associados a implantes em osso de qualidade ruim e conseqüentemente estabilidade primária diminuída (ALBREKTSSON T, et al,1986; BUSER D, WEBER HP, BRAGGER U, BALSIGER C,1991; DEPORTER D A et al, 1996). Com o nítido estabelecimento da implantodontia, houve a necessidade de avanços no campo das reconstruções, no sentido de preparar ou otimizar o leito receptor. Os métodos existentes para aumentos ósseos dos rebordos alveolares antes ou durante a instalação de implantes dentários podem ser variados: os enxertos ósseos autógenos, alógenos, xenógenos ou aloplásticos/biomateriais; a 26 aplicação de fatores de crescimento; a regeneração óssea guiada; a distração osteogênica; e as combinações entre essas técnicas. (ALBREKTSSON T, et al,1986) Os três diferentes tipos de processos associados ao sucesso dos enxertos ósseos são: a osteogênese, a osteoindução e a osteocondução (BUSER et al, 1996), sendo que: 1 Osteogênese é definida como células ósseas vivas transplantadas e com capacidade de formar novo tecido ósseo no leito hospedeiro, ex:Osso autógeno. (ALBREKTSSON T et al 1986); 2 Osteoindução é a habilidade em induzir o osso do hospedeiro a produzir novo tecido ósseo. Ex: Osso autógeno e fatores de crescimento; 3 Osteocondução envolve o uso de materiais substitutos ósseos inertes ou autógenos não viáveis, além de enxertos alogênicos de banco de ossos, que oferecem pouco ou nenhum estímulo às células pluripotenciais do osso nativo. Estes consistem em uma matriz física ou arcabouço, aumentando a base sólida para a deposição de novo osso. Os enxertos osteocondutores guiam e conduzem o desenvolvimento de novo tecido ósseo através de sua matriz de suporte. Ex: Osso banco de ossos e materiais aloplásticos/biomateriais (ALBREKTSSON T et al 1986). As células osteoprecursoras são encontradas nos tecidos próximos ao osso, assim como as células do estroma da medula óssea, células do periósteo, endósteo e dos canais intracorticais, reagindo à indução com proliferação e diferenciação diretamente nos osteoblastos. As células osteoprecursoras induzidas 27 são encontradas distantes do osso, sendo semelhantes aos fibroblastos abundantes no tecido conjuntivo subcutâneo, músculo-esquelético, baço e cápsula renal. Suas reações para estimular a formação óssea imitam a formação endocondral (BUSER et al 1996). Enxerto autógeno é o retirado do próprio paciente. É altamente osteogênico, osseoindutor e osseocondutor. As regiões de obtenção podem ser sítios intra-orais ou extra-orais. As áreas doadoras intra-orais mais comuns são a região retro-molar, tuberosidade da maxila, ramo da mandíbula, sínfise mandibular, processo coronóide e tórus. Os enxertos extra-orais podem ser retirados da crista ilíaca, calota craniana, tíbia entre outras regiões (GARG AK,1998). Os enxertos alógenos são obtidos de cadáveres e armazenados em bancos de ossos. Formam osso por osseoindução ou osseocondução e podem ser mineralizados ou desmineralizados. A desmineralização remove a fase mineral e expõe o colágeno e os fatores de crescimento do osso (PETRUNGARO PS, AMAR S, 2005; PIATTELLI A, SCARANO A, PIATTELLI M, 1998). O enxerto xenógeno é obtido de outra espécie animal, geralmente bovina, e têm sido largamente utilizado em implantodontia. A sua preparação envolve procedimentos de desmineralização, congelamento e secagem. Pode ser utilizado puro ou associado aos enxertos ósseos autógenos (YOUNG C, SANDSTEDT P, SKOGLUND A, 1999). Os enxertos aloplásticos/biomateriais são feitos de material sintético ou natural, sendo apenas osseocondutores, funcionando como um material de 28 preenchimento. Um exemplo são as cerâmicas, como a hidroxiapatita (HA). São seguras e bem toleradas, mas tem pouco potencial para formar novas inserções, diminuindo as chances de incorporação óssea. Podem ser sintéticas, como o fosfato de cálcio, ou naturais, como o coral. (YOUNG C, SANDSTEDT P, SKOGLUND A, 1999). No princípio da década de 60 foram realizadas inúmeras pesquisas relacionadas ao processo de ossificação. URIST (1965) observou que em amostras- controle de osso descalcificado não-tratadas, implantadas em músculo de coelho e ratos, resultaram em formação de cartilagem e osso. Isto permitiu a formulação da hipótese de formação óssea por auto-indução, na qual as células indutoras induzem outras células a se diferenciarem em osteoprogenitoras. Após a implantação de matriz óssea ou BMP’s, observam-se três fases da osteoindução: a quimiotaxia, a mitogênese e a diferenciação (URIST M R, STRATES B S. 1971). Os fatores de crescimento ósseo são substâncias osseopromotoras utilizadas para estimular a formação óssea e acelerar o processo de integração entre osso e implante. As proteínas morfogenéticas (BMP’s), por exemplo, têm sido utilizadas para estimular a proliferação e especialização de células-tronco na reconstituição do tecido ósseo bucal. As BMP’s são uma família de proteínas que regulam os processos celulares como a diferenciação, proliferação e morfogênese celulares. Têm sido identificadas em diferentes espécies, regulando e determinando o desenvolvimento de muitos tecidos e órgãos durante a embriogênese. Atualmente, podem ser sintetizadas pelo processo de engenharia genética desde BMP-1 até BMP-15. As BMP’s são consideradas verdadeiros morfogenes, sendo também 29 detectadas no desenvolvimento embrionário e na vida pós-natal. O alvo das BMP’s são as células indiferenciadas perivasculares do tecido conjuntivo (URIST M R, STRATES B S,1971). A presença de células progenitoras ósseas no processo de regeneração não são necessárias quando os morfogens são utilizados; entretanto, a quantidade de osso neoformado é ilimitada. Elas ativam a seleção de genes para o desenvolvimento ósseo, induzindo nova formação óssea na regeneração das fraturas, na incorporação de enxertos ósseos e na ossificação heterotópica (JOYCE M E, 1990). No processo de remodelação e reparo, a liberação de BMP’s pode ser responsável pela iniciação da cascata osteogênica (URIST et al, 1967). Várias moléculas de BMP’s, incluindo as BMP-2, BMP-4, BMP-5 e BMP-7, são osseoindutoras e todas aparentemente induzem a formação óssea por um processo similar, apresentando qualidade de osso semelhante na implantação ectópica em ratos. (JOYCE , 1990). 30 2 REVISÃO DA LITERATURA O esqueleto ósseo, assim como todo outro tecido do corpo, é passível de perdas estruturais por causas diversas, ocasionando assim a necessidade de reconstruções (AGHALOO T L, MOY P R, 2007). Os implantes dentários osseointegráveis representam uma excelente alternativa na reabilitação bucal e nas reconstruções buco-maxilo-faciais, entretanto, o sucesso a longo prazo depende de um íntimo contato do tecido ósseo com o implante, pela osseointegração (OLSEN et al, 2005). Uma nova fase da implantodontia se estabeleceu quando (BRÅNEMARK, 1985) definida osseointegração como uma conexão estrutural e funcional direta entre osso vivo ordenado e a superfície de um implante submetido à carga funcional. No entanto, a presença de alterações ósseas como fenestrações, defeitos residuais, alvéolos pós-exodônticos, diástases entre osso/implante por sobrefresagem e de tecido ósseo de baixa qualidade podem afetar o prognóstico desta modalidade de tratamento (GOTFREDSEN et al, 1991; PIATTELLI et al, 1997). A estabilidade do implante resulta do contato direto entre o osso ao redor do implante e a sua superfície, podendo ser dividida em primária e secundária, sendo a primeira determinada pelo modelo do implante, técnica cirúrgica, qualidade óssea e por defeitos anatômicos do leito receptor. Já a estabilidade secundária é dependente da resposta tecidual ao implante e à cirurgia e do reparo ósseo. Experimentalmente 31 tem sido mostrado que o crescimento ósseo pode ocorrer na presença de uma micromovimentação relativa entre o implante e o osso hospedeiro, entretanto em casos onde ela é excessiva, pode ocorrer a formação de uma camada fibrosa ao redor do implante (SOBALLE et al, 1992). A interface implante/enxerto ósseo constitui uma situação de reparo complexa, pois envolve a revascularização, a incorporação do enxerto e a integração dos implantes (SJÖSTRÖM et al, 2005). O uso de enxertos autógenos frescos busca restabelecer as características morfofuncionais das áreas comprometidas. O osso autógeno é considerado o padrão ouro dos materiais para enxertia utilizados para defeitos ósseos, por causa de sua biocompatibilidade e propriedades biológicas como o potencial osteogênico e osseocondutivo, a baixa resposta imunogênica e sua rápida absorção por células osteoclásticas. Os enxertos autógenos são considerados os mais indicados para o preenchimento de defeitos ósseos (LEKHOLM et al, 1999), no entanto, sua utilização nem sempre é viável devido à necessidade de segunda cirurgia para sua remoção, à morbidade do sítio doador e à limitada disponibilidade em casos de grandes reconstruções (BECKER et al, 1994; TREJO et al, 2000; RAGHOEBAR et al, 2001). Os enxertos podem ser em blocos ou particulados, utilizados isolados ou em associação com alógenos ou aloplásticos. Os leitos doadores descritos na coleta do tecido ósseo podem ser: região mentoniana, área retromolar, tuberosidade da maxila, osso ilíaco, costela, calota craniana, tíbia e fíbula (CORADAZZI et al, 2007). 32 Buscando evitar ou minimizar os inconvenientes dos enxertos autógenos, perspectivas favoráveis têm sido descritas quanto à associação dos enxertos autógenos com os biomateriais (MELLONIG & BOWERS, 1990) ou somente com o uso de substitutos ósseos (RUTHERFORD et al, 1992). A opção para o enxerto homógeno ou heterógeno eliminaria o trauma cirúrgico da área doadora, entretanto, são passíveis de reações imunogênicas que acarretam, em alguns casos, a perda dos mesmos (HABAL & REDI, 1987). A Odontologia está inserida em um grande contexto e progresso tecnológico nos quais surgiram as mais diferentes aplicações na área dos biomateriais, que vão desde o uso de alvéolos de dentes extraídos até a complementação de cirurgias de implantes osseointegrados, ou em defeitos periodontais e deformidades faciais. Sendo assim, a maior parte dos estudos na área de biomateriais que possam ser substitutos ósseos está voltada para a descoberta de um material que apresente um bom potencial osseoindutor ou osseocondutor e que sofra bioabsorção em um curto período de tempo. As deficiências intra-ósseas, como as deixadas por periimplantites, alvéolos recém extraídos ou as relacionadas ao procedimento de instalação de implantes, algumas vezes vão requerer tratamento utilizando um substituto ósseo (RISSOLO A R, BENNET J, 1998). O desenvolvimento de substitutos ósseos sintéticos, como os biomateriais, é de considerável importância, pois os mesmos evitam potenciais complicações imunogênicas relacionadas aos derivados de fontes biológicas (QUATTLEBAUM et al,1998). 33 Dentro deste contexto, a utilização de biomateriais em implantodontia, principalmente em casos em que o leito receptor do implante apresenta quantidade e qualidade óssea inadequadas, se torna particularmente importante. Vários fatores interferem na formação tecidual periimplantar e subseqüente mineralização, destacando-se o envolvimento mecânico local na interface entre o osso e o implante. A necessidade de reconstrução desses defeitos levou ao desenvolvimento de diferentes técnicas de obtenção e a diversos tipos de substitutos ósseos, dentre eles os enxertos autógenos, alógenos, xenógenos e aloplásticos (OLSEN et al, 2005). Existem duas grandes classes de biomateriais: os osseoindutores e os osseocondutores. Os materiais osseoindutores participam da reparação de uma ferida óssea induzindo a formação de novo tecido ósseo, enquanto os materiais osseocondutores preenchem a cavidade, orientando o tecido ósseo em sua formação (TAGA, 1996). Desde o primeiro trabalho, URIST (1965) em diversos estudos tem se concentrado para o uso de osso desmineralizado com propriedades osseoindutivas como substituo ósseo. Dentre os enxertos, os autógenos e homógenos oferecem melhores resultados. Assim, bancos de enxertos são criados na tentativa de viabilizar meios de conservação que venham facilitar o uso de tecidos em condições de serem utilizados como implantes (OKAMOTO et al, 2001). Métodos de processamento como a desmineralização do tecido ósseo e a utilização apenas de sua matriz, são procedimentos que vêm sendo estudados. Após o processo de desmineralização, a matriz obtida é constituída de proteínas 34 morfogenéticas, que induziriam a diferenciação de células mesenquimais em condroblastos e formação de tecido osteóide. REDI A H, HUGGINS C,1972, descreveram a seqüência histológica de neoformação óssea a partir de osso desmineralizado e demonstraram que as proteínas morfogenéticas que têm sido extraídas de osso podem induzir a diferenciação de células do tipo mesenquimatosas em cartilagem ou osso. Os implantes de banco de ossos são criados na tentativa de viabilizar meios de conservação que venham facilitar o uso de tecidos em condições de utilização como implante. O processo de conservação, através de nitrogênio líquido, congelamento, liofilização ou meios químicos, como o álcool a 70%, tiomersal, soro fisiológico ou glicerina são comumente utilizados na conservação de tecidos (OKAMOTO et al, 2001). Meios químicos de conservação, como a glicerina, têm oferecido bons resultados, preservando a integridade celular mesmo após provocar desidratação tecidual. Desta forma, tecidos como dura-máter, córneas e cartilagens foram mantidos em glicerina para posterior utilização como implante. Estudos têm mostrado que, além de bactericida de largo espectro, a glicerina reduz as propriedades imunogênicas dos tecidos implantados (OKAMOTO et al, 1990). Após o processo de desmineralização, a matriz óssea obtida é constituída de proteínas morfogenéticas que teriam a propriedade de induzir a diferenciação de células mesenquimais em condroblastos e formar tecido osteóide (HOPP et al, 1989). Por outro lado, o processo pelo qual é realizada a desmineralização do tecido ósseo poderá alterar a qualidade da matriz óssea obtida (OKAMOTO et al, 2001). OKAMOTO et al, em 2001, estudaram os resultados de implantes de matriz óssea 35 obtidos através de dois processos de desmineralização, mostrando que ocorrem reações teciduais diferentes nos materiais desmineralizados através de ácido fórmico-citrato de sódio ou ácido clorídrico. A matriz óssea obtida através da desmineralização rápida com ácido clorídrico sofre, no leito receptor, absorção mais precoce e neoformacão óssea mais intensa junto às margens do material, quando comparado ao grupo de descalcificação lenta com o ácido fórmico-citrato de sódio. Este estudo se assemelha aos resultados observados por GARCIA JÚNIOR, 1997 e OKAMOTO, 1996 verificaram absorção e remodelação mais precoce e substituição e incorporação mais rápida pelo tecido ósseo neoformado no implante conservado em glicerina. Estes autores observaram também que a absorção da matriz ocorreu pelas bordas das mesmas (OKAMOTO et al 2001). GARCIA JÚNIOR, 1997 analisou histologicamente o comportamento da matriz óssea homógena desmineralizada após implantação no espaço subcutâneo dorsal e no alvéolo dental de ratos. O autor conclui que o material implantado induziu neoformação óssea tanto no espaço subcutâneo quanto no alvéolo, e que o material remanescente no interior do alvéolo não trouxe prejuízo na cronologia do reparo alveolar. Considerando algumas destas características, por vezes nos deparamos com a necessidade de coleta de grande quantidade de osso livre para implantação, o que, em alguns casos, não é permitido pelos leitos doadores de osso autógeno, limitando assim a quantidade de osso para enxerto. Diante disto, a expectativa com o uso das matrizes ósseas desmineralizadas superam o fato apenas de preenchimento de defeitos ósseos e possibilitam estimular e interagir com o organismo, levando a neoformação óssea local. Na verdade, o tratamento dos defeitos ósseos não está 36 apenas na simples reposição do tecido perdido ou lesado, mas sim no restabelecimento das funções morfofisiológicas das áreas lesadas. O preparo de tecidos naturais homógenos e heterógenos resguarda o princípio de interação biológica com o corpo humano, no intuito de substituir, remodelar e interagir com o organismo receptor e busca atender todos os requisitos de controle de infecção cruzada. Esta seria a alternativa ideal no tratamento dessas áreas (GARCIA JÚNIOR, 1997). SENN (1989) utilizou-se de osso homógeno preparado através de processo de desmineralização para correção de defeitos ósseos deixados por quadros de osteomielite. Os bons resultados clínicos encontrados chamaram a atenção dos autores pela resposta de neoformação óssea sem perda de volume local. Esta experiência clínica levou à possibilidade deste implante, composto de osso desmineralizado, substituir enxertos autógenos. Em seguida, uma série de relatos clínicos com resultados variados foi apresentada utilizando-se osso desmineralizado, no entanto não havia estudos experimentais mostrando o comportamento histológico do implante, a padronização do procedimento de desmineralização e a conservação da matriz óssea (GARCIA JÚNIOR, 1997). Em 1966, Van PUTTIE realizou um estudo em animais experimentais e determinou que o processo de desmineralização óssea mais indicado para obtenção de matriz óssea com poder de osseoindução deveria ser através de HCl (ácido clorídrico). Além disso, este autor sugeriu que, para a constatação do potencial de osseoindução de qualquer implante, deveria ser realizada a sua implantação em locais diferentes do esqueleto ósseo. 37 Atualmente, formulações de matrizes ósseas desmineralizadas de origem humana ou bovina em partículas, blocos, pó, gel e outros, são comercializados em diferentes condições de preparo e conservação (FEIGHAN et al, 1996). A grande maioria dos componentes existentes nas matrizes ósseas desmineralizadas já foi determinada. Estes componentes são responsáveis pelos eventos celulares que, após implantações, na maioria das vezes, levam à osseoindução. Tais componentes, conhecidos como proteínas morfogenéticas do osso (bone morphegenetic proteins – BMP), participam juntamente com os elementos celulares do tecido ósseo, as citoquinas e os componentes extracelulares da formação, manutenção e regeneração do tecido ósseo. A presença de proteínas morfogenéticas do osso após a implantação, exerce uma forte ação quimiotática sobre elementos celulares indiferenciados, que assim, diferenciam-se em células osteoprogenitoras (URIST MR, STRATES BS, 1971). Além disto, o processo de obtenção da matriz óssea através de ciclos de desmineralização não apenas assegura a conservação do conteúdo protéico como, ao mesmo tempo, evita a sobrevivência de microorganismos patógenos, uma vez que a esterilização através de calor seco, úmido, soluções químicas ou radiações interferem na qualidade do tecido a ser implantado (URIST et al, 1975). Objetivando o tratamento clínico, as matrizes ósseas desmineralizadas são utilizadas em procedimentos periodontais, defeitos ósseos congênitos, correções de rebordos alveolares atróficos, nas áreas de cirurgia plástica, em cirurgia e traumatologia crânio e buco-maxilo-facial (GARCIA JÚNIOR, 1997). 38 As implantações em espaço subcutâneo visam os seguintes aspectos (URIST et al, 1975): 1 Comprovar alguma atividade osseoindutora do enxerto em estudo, sendo os locais mais indicados aqueles distantes do esqueleto ósseo, como tecido muscular, espaço subcutâneo e câmara anterior do olho; 2 Avaliar a resposta inflamatória desencadeada durante a permanência do enxerto. A análise histológica qualitativa do tecido inflamatório existente na periferia do enxerto nos permite avaliar o seu grau de biocompatibilidade. A obtenção, preparação e conservação dos enxertos são fatores importantes que interferem na qualidade estrutural da matriz e no seu comportamento junto ao tecido receptor (MOORE et al, 1990). 39 3 PROPOSIÇÃO Avaliar o processo de reparo ósseo periimplantar utilizando implante de matriz óssea heterógena (bovina) desmineralizada e osso autógeno através de análise histológica e histométrica em tíbias de coelhos. 40 4 MATERIAL E MÉTODOS Foram utilizados 15 coelhos (Nova Zelândia) machos, adultos, com idade de 5 meses, peso corpóreo de 3 a 4 Kg, variação Albinus, mantido em gaiolas individuais, alimentados com ração sólida e água libitum no biotério UNESP- Araçatuba. 4.1 PROCEDIMENTO CIRÚRGICO Os animais foram mantidos em jejum durante oito horas prévias ao procedimento cirúrgico e foram anestesiados (anestesia geral) pela combinação de 3mg/kg de Ketamina intramuscular (Vetaset – Fort Dodge Saúde Animal Ltda, Campinas, São Paulo,Brasil) e 0,22 ml/Kg de cloridrato de xilazina (Dopaser – Laboratório Calier do Brasil Ltda – Osasco, São Paulo, Brasil) e receberam cloridrato de mepivacaína (0.3 ml/Kg, Scandicaine 2% com adrenalina 1:100.000, Septodont, França) como anestesia local e para hemostasia do campo operatório. Após a anestesia geral dos animais foi realizada tricotomia na porção medial da tíbia direita e anti-sepsia da região a ser incisada com Polivinil Pirrolidona Iodo Degermante (PVPI 10%, Riodeine Degermante, Rioquímica, São José do Rio Preto) associado à PVPI tópico. Com uma lâmina número 15 (Feather Industries Ltda, Tokyo, Japão) foi realizada uma incisão de aproximadamente 3 cm de comprimento na porção mediana da tíbia direita e a seguir, o tecido mole foi divulsionado em espessura total 41 e afastado com o auxílio de descoladores de periósteo do tipo Molt, expondo o osso para receber os implantes. Foi utilizado um motor elétrico para implantes DRILLER SMART 350® com velocidade final de 1600 r.p.m. para confecção dos defeitos ósseos e um contra- ângulo redutor de 16:1 (Kavo, Santa Catarina, Brasil), O preparo dos leitos receptores foi iniciado com uma fresa lança para delimitar a localização dos implantes e romper a cortical óssea superior. Em seguida foi utilizada a fresa helicoidal de 2,0mm, a piloto de 2,0mm/3,0mm e finalmente a fresa para implantes cônicos de 10 mm de comprimento (IMPLALIFE, São Paulo, Brasil), seqüencialmente, com irrigação por meio de solução de cloreto de sódio a 0,9% (Darrow, Rio de Janeiro, Brasil) durante toda a preparação. Após a instalação dos implantes foi confeccionado defeitos ósseos através de trefina com 5,0 mm de diâmetro, que proporciona um defeito ósseo de 6,0 mm de diâmetro. Os defeitos confeccionados envolveram somente a cortical óssea superior (monocortical). O defeito ósseo produzido foi preenchido por enxerto de osso autógeno (grupo 01) e implante de matriz óssea bovina desmineralizada (grupo 02). Foram instalados 30 implantes de titânio superfície diâmetro de 3,75 mm plataforma regular (4,1 mm) e altura de 10 mm, (IMPLALIFE, São Paulo, Brasil), esterilizados por raios gama. Estes implantes apresentam o módulo de rebordo quadrado para encaixe da chave de adaptação do torquímetro (IMPLALIFE 42 BIOTECNOLOGIA, São Paulo, Brasil). Os implantes apresentavam o processo de tratamento a partir de terceira rosca cervical do implante. Cada animal recebeu dois implantes na face lateral da porção medial da tíbia direita, respeitando-se uma distância de aproximadamente 5 mm entre os mesmo, havendo ancoragem primária na cortical inferior da tíbia, proporcionando estabilidade local dos mesmos. Ao redor dos implantes foi confeccionado defeito ósseo através da trefina e enxertada com osso autógeno obtido e matriz óssea heterógena desmineralizada alternadamente. O enxerto de osso autógeno foi obtido através de coletor ósseo descartável marca NEODENT® por raspagem da região tibila adjacente as defeitos ósseos. Os implantes de matriz óssea desmineralizada foram obtidos de bancos de ossos através de processamento que será descrito a seguir. Em todos os animais, foram realizados após tricotomia e antissepsia, uma incisão na região femural lado direito de aproximadamente 2cm de comprimento e inserido um fragmento de matriz óssea heterógena desmineralizada com aproximadamente 0,5 cm x 0,5 cm de tamanho no espaço subcutâneo para avaliar a biocompatibilidade da matriz óssea bovina desmineralizada. Após a instalação dos implantes e materiais de enxerto, os tecidos foram suturados em planos empregando-se fio absorvível (Poligalactina 910 – Vycril 4.0, Ethicon, Johnson Prod., São José dos Campos, Brasil) com pontos contínuos no plano profundo e com fio monofilamentar (Nylon 5.0, Ethicon, Johnson, São José dos Campos, Brasil) com pontos interrompidos no plano mais externo. 43 No pós-operatório os animais receberam administração intramuscular de Pentabiótico (0,1mL/Kg, Fort Dodge Saúde Animal Ltda, Campinas, São Paulo, Brasil) com uma dose no pós-operatório imediato e de Dipirona Sódica (1mg/kg/dia, Ariston Indústrias Químicas e Farmacêuticas Ltda, São Paulo, Brasil) totalizando 3 doses. A eutanásia dos animais foi realizada por sobredose do anestésico geral (3 vezes a dose terapêutica) nos períodos de 15, 30 e 60 dias pós-operatórios, com 5 animais em cada período de correspondente e as peças obidas fixadas em formaldeído tamponado a 10% por 48 horas. 4.2 OBTENÇÃO DA MATRIZ ÓSSEA Foi obtido tecido ósseo de mandíbula bovina em frigorífico de alto padrão com inspeção federal pelo Ministério da Agricultura. Imediatamente após o sacrifício do animal, removeu-se a porção do ramo mandibular, armazenando-a em solução gelada de cloreto de sódio 0,9% a uma temperatura variando entre 0 e 4 graus centígrados, por um período de 60 minutos (BRAILE et al., 1982). Em seguida, o ramo mandibular foi imerso em solução descalcificadora de HCl (ácido clorídrico) a 4 mol com temperatura variando entre 6 e 8 graus centígrados permanecendo por um período de 14 dias com trocas diárias da solução (Van de PUTIE & URIST, 1966; GARCIA JÚNIOR, 1997). Neste momento, através de cortes com de osteótomo, foram obtidos fragmentos retangulares medindo aproximadamente 1 cm2 0,4 cm de espessura, que sofreram novas trocas diárias durante mais 07 dias e 44 após, levados para banhos em solução fisiológica gelada por um período ininterrupto de 24 horas. Após o processo de lavagem e remoção total do ácido descalcificador, os fragmentos ósseos para implantação foram armazenados em glicerina a 98% e mantidos sob uma temperatura em torno de 8 graus centígrados por um período de 20 dias. (OKAMOTO et al, 1990; GARCIA JUNIOR, 1997). Noventa minutos antes do procedimento cirúrgico de implantação, os fragmentos de matrizes ósseas foram retirados da solução de glicerina a 98%, lavados em solução fisiológica 0,9% gelada (em torno de 8 graus centígrados) por um período de 30 minutos, imersos em glutaraldeído a 2% por um período de 30 minutos e novamente lavados e mantidos em solução fisiológica até o momento de sua implantação (BRAILE et al, 1982). 4.3 AVALIAÇÃO CLÍNICA DA ESTABILIDADE Os animais utilizados no experimento foram sacrificados nos períodos de 15, 30 e 60 dias por meio de sobredose anestésica. Nos períodos correspondentes de 30 e 60 dias da eutanásia foi avaliada clinicamente a estabilidade dos implantes através de torque reverso através da adaptação da chave intermediária e torquímetro analógico (ATG24CN, Tohnichi, Tokyo, Japan/www.tohnichi.co.jp) com escala graduada de 30N. 45 4.4 PROCESSAMENTO LABORATORIAL As peças obtidas da tíbia direita desses animais foram reduzidas e fixadas em solução de formaldeído tamponado a 10% (Reagentes Analíticos®, Dinâmica Odonto-Hospitalar Ltda, Catanduva, SP, Brasil) durante 48 horas e banhadas em água corrente por 24 horas. Após a fixação, as peças passaram pela etapa de desidratação a partir da seqüência crescente de álcoois 70, 90, 95 e 100, gradativamente. Ao término da desidratação, as peças foram imersas em acetona (Labsynth Produtos para Laboratórios Ltda, Diadema, SP, Brasil) por 24 horas, a seguir em solução de acetona e polimetil metacrilato lento (PMMAL) (Classico®, Artigos Odontológicos Clássico, São Paulo, SP, Brasil) na proporção de 1:1. Na seqüência, recebeu 3 banhos de PMMAL, sendo que no último banho, foi acrescentado o catalisador peróxido de benzoíla a 1% (Riedel® – De Haën AG, Seelze – Hannover, Germany). O último banho (PMMAL e catalizador) foi realizado com as peças colocadas em frascos de vidro com tampa, mantidos à temperatura ambiente por aproximadamente 01 semana, para que a resina polimerizasse. O corte e o desgaste das peças foram realizados no plano mésio-distal utilizando um sistema de corte (Exakt Cutting System, Apparatebau, Gmbh, Hamburgo, Alemanha) até a obtenção de secção de aproximadamente 70 µm de espessura. As peças obtidas do tecido subcutâneo foram reduzidas, processadas e armazenadas em solução de formaldeido a 10%. As peças passaram por processo de desmineralização e desidratação em solução de EDTA a 18% (50 g de EDTA, 6 g de hidróxido de sódio diluídos em 250 ml de água destilada) por 60 dias e embebidas em parafina para realização de cortes seriados longitudinais com 6 µm de espessura. 46 As peças foram coradas em hematoxilina e eosina e visualizadas através de análise microscópica qualitativa. 4.5 ANÁLISE HISTOLÓGICA E HISTOMÉTRICA Os corantes utilizados foram vermelho de alizarina e o azul de Stevenel. As amostras teciduais seccionadas para análise histomorfométrica foram realizadas por um único examinador. Para a realização das mensurações, foi utilizado um microscópio óptico (Axiolab, ZEISS) e câmera de vídeo (JVC, RGB color vídeo – TK1270) acoplada a esse microscópio e conectada a um microcomputador com um software analisador de imagens digitalizadas (ImageLab 2000). As imagens obtidas foram capturadas pelo mesmo sistema destacado anteriormente e submetidas à análise histométrica e análise histológica com contagem das áreas de osso neoformado, matriz óssea bovina, medula e enxerto de osso autógeno utilizando como ferramenta a grade de Merz. Os valores obtidos para nos grupos estudados foram convertidos em valores percentuais e comparados, sendo os valores percentuais tabulados para análise estatística. 47 4.6 ANÁLISE ESTATÍSTICA Foi realizada análise descritiva dos dados, através de dados médios, desvio padrão, mediana, mínimo e máximo dos tecidos. Para comparar as diferenças percentuais entre grupos e tempos foi utilizado o teste não paramétrico de Mann Whitney. O nível de significância adotado foi α=0,05 e o Pacote estatístico SPSS 15 – Social Package Statistical Science – foi utilizado nesta análise. Para comparar diferenças percentuais entre grupos e tempos foi utilizado o teste não paramétrico de Mann Whitney e Kruskal-Wallis. Soares, JF; Siqueira, A.L, 1999. 48 5 RESULTADOS 5.1 AVALIAÇÃO CLÍNICA Os animais tiveram boa recuperação clínica pós-operatória e nenhuma alteração nas condições de saúde fora percebida durante todos os períodos avaliados neste estudo. Após a reabertura das tíbias para a realização do torque-reverso, observou-se aos 30 e 60 dias que os implantes apresentaram-se estáveis, com osso neoformado em sua periferia e numa posição tridimensional semelhante a da posição de instalação e suportarem o torque reverso de 30 N. 5.2 ANÁLISE QUALITATIVA: GRUPO 01 (IMPLANTE ASSOCIADO A OSSO AUTÓGENO): AOS 15 DIAS DE PÓS-OPERATÓRIOS: O grupo tratado com osso autógeno apresenta-se com intensa neoformação óssea no defeito ósseo experimental periimplantar, preenchendo toda a área estudada. Todo o espaço correspondente ao defeito periimplantar foi preenchido por tecido ósseo neoformado e osso autógeno enxertado (FIGURA 01). 49 Observa-se a presença de enxerto ósseo autógeno envolto por osso neoformado (FIGURA 01). Figura 01: Área cervical do Implante. 15 dias pós-operatório. Presença de fragmento ósseo enxertado junto a superfície do implante, envolvida por osso neoformado na área do defeito ósseo experimental periimplantar. Aumento de 40X I= implante; ON= osso neo formado; E= enxerto ósseo autógeno Notamos a presença dos fragmentos de osso enxertado junto à região do defeito ósseo cervical do periimplantar envolvidos por tecido ósseo neoformado ricos em amplos espaços medulares exibindo ainda neste período trabéculas ósseas delgadas em fase de osteogênese. Observa-se a borda do feito ósseo experimental, I E ON 50 sem a presença de tecido conjuntivo fibroso e ou áreas de inflamação crônica ou aguda (FIGURA 02). Em todos os campos analisados, o tecido conjuntivo presente era compatível com medula óssea hígida. Tecido ósseo neoformado apresenta características de osso esponjoso e não observamos áreas de absorção óssea. Prevalece a presença de trabéculas ósseas neoformadas preenchendo a área do defeito ósseo periimplantar na região cervical. As trabéculas estavam preenchidas por tecido conjuntivo celularizado, com células semelhantes a osteoblastos (FIGURA 02). Em várias áreas do terço cervical do implante observamos formação de uma superfície de contato entre o osso neoformado e a superfície do implante (FIGURA 02). 51 Figura 02: Defeito ósseo periimplantar. 15 dias pós-operatório. Fragmento de osso autógeno envolto por tecido ósseo neoformado rico em trabéculas ósseas exibindo intensa celurização osteoblástica. Aumento de 100x. I= implante; ON= osso neo formado; E= enxerto ósseo autógeno; B= borda do defeito periimplantar; EM= espaços medulares E T ON B EM I I 52 AOS 30 DIAS DE PÓS-OPERATÓRIOS: Observa-se neoformação óssea ao redor do implante, preenchendo a área do defeito ósseo periimplantar com características de osso em fase intermediária e final de remodelação, com trabéculas mistas alternando entre delgadas e espessas, porém já demonstrando baixa atividade osteoblástica (FIGURA 04). Observamos a formação de uma interface de contato entre o osso neoformado e a superfície do implante com aspectos teciduais e celulares que nos leva a definir como áreas de osseointegração com tecido ósseo neoformado e medula óssea em íntimo contato com o titânio da superfície do implante (FIGURA 03). 53 Figura 03: Área cervical do implante. 30 dias pós-operatório Trabeculado ósseo neoformado envolvendo fragmentos de enxerto autógeno e intimamente aderido à superfície do implante mostrando histologicamente o processo de osseointegração. Aumento de 100x. I= implante; ON= osso neo formado; E= enxerto ósseo autógeno; EM= espaço medular Neste tempo pós-operatório é possível observar o inicio de incorporação enxerto autógeno por tecido ósseo neoformado com características de osso maturo e em processo de substituição e remodelação. Alguns dos fragmentos de enxerto ósseo autógeno estão totalmente envolvidos por trabéculas espessas e com E ON I EM 54 formação harvesiana bem definida, com difícil identificação dos fragmentos implantados (FIGURA 04). Figura 04: Área cervical do defeito ósseo perimplantar experimental. 30 dias pós-operatório Fragmento de tecido ósseo enxertado próximo a parede do defeito experimental incorporado por tecido ósseo neoformado. Aumento de 100x. ON= osso neo formado; E= enxerto ósseo autógeno; EM= espaço medular AOS 60 DIAS DE PÓS-OPERATÓRIOS: Todos os implantes apresentavam-se histologicamente osseointegrados. A integridade da cortical superior da tíbia dos coelhos foi restaurada nas áreas de defeito ósseo confeccionados. Observou-se neoformação óssea na região do defeito E ON EM 55 ósseo periimplantar a nos vales das roscas dos implantes. Presença de trabéculas ósseas circundada por tecido conjuntivo celularizado com espaços de remodelação óssea com a superfície do implante. Em muitas áreas não se pode diferenciar o tecido ósseo neoformado do osso preexistente. Não se identifica a presença dos fragmentos de enxerto ósseo (FIGURA 05), e sim a presença de osso cortical com poucos espaços medulares ao redor do implante. Observam-se amplos espaços medulares nas áreas abaixo da cortical superior da tíbia, correspondente ao terço médio do implante (FIGURA 06). Figura 05: Área cervical do implante. 60 dias pós-operatório. Trabeculado ósseo neoformado maturo e intimamente aderido à superfície do implante mostrando histologicamente o processo de osseointegração. Observa-se preenchimento da área do defeito periimplantar experimental. Aumento de 100x. I= implante; OM= osso maturo; EM= espaços medulares OM I EM 56 Figura 06: Área cervical do implante. 60 dias pós-operatório Observar osso neoformado preenchendo a área do defeito periimplantar experimental, Aumento de 100x. I= implante; ON= osso neoformado; EM= espaço medular I OM EM 57 GRUPO 02 (IMPLANTE ASSOCIADO MATRIZ ÓSSEA BOVINA DESMINERALIZADA): AOS 15 DIAS DE PÓS-OPERATÓRIOS: Observam-se poucas áreas de neoformação óssea ao redor do defeito ósseo periimplantar e a presença da matriz óssea bovina desmineralizada na área do defeito ósseo, sem evidencias de absorção e ou degeneração (FIGURA 07). Figura 07: Área cervical do implante. Aos 15 dias pós-operatórios Observar a presença da matriz óssea em contato com a superfície do implante na área do defeito ósseo experimental. Observam-se poucas áreas de tecido ósseo neoformado na periferia do defeito ósseo. Aumento de 40x. I= implante; ON= osso neoformado; MOB= matriz óssea bovina; C= cortical óssea superior ON MOB I C 58 A matriz ocupa grande parte do defeito periimplantar juntamente com tecido conjuntivo medular. Ocorre a presença de tecido ósseo neoformado a partir das paredes ósseas do defeito em direção ao corpo da matriz. Este tecido ósseo neoformado apresenta trabéculas imaturas e delgadas como no grupo de enxerto ósseo autógeno, porém em menor quantidade. Não foi observadas áreas de absorção intensa da matriz e ou do leito tratado, assim como ausência de infiltrado inflamatório local. Notamos que o processo de incorporação e ou substituição da matriz é lento e grande parte de sua estrutura permanece preservada (FIGURA 08). 59 Figura 08: Área cervical do implante. Aos 15 dias pós-operatórios. Observar a matriz óssea bovina desmineralizada preenchendo área do defeito ósseo experimental e em contato com a área cervical do implante. Observar a matriz óssea bovina desmineralizada sendo incorporada por tecido ósseo neoformado. Aumento de 100x. I= implante; ON= osso neoformado; MOB= matriz óssea bovina Comparando-se ao grupo de enxerto ósseo autógeno notamos uma menor quantidade de trabéculas neforrmadas preenchendo a área do defeito ósseo periimplantar isto, possivelmente pela ocupação desta área pela matriz óssea bovina desmineralizada (FIGURA 09). MOB ON I 60 Figura 09: Área cervical do implante. 15 dias pós-operatório Área mostrando fragmento de matriz junto ao defeito ósseo periimplantar com poucas e delgadas trabéculas ósseas neoformadas e em contato com a superfície do implante. Aumento de 40x. I= implante; ON= osso neoformado; MOB= matriz óssea bovina; B= borda do defeito periimplantar. EM MOB B I ON 61 AOS 30 DIAS DE PÓS-OPERATÓRIOS: Todos os implantes apresentavam-se histologicamente osseointegrados neste período e com neoformação óssea ao redor do implante, preenchendo parcialmente as áreas do defeito ósseo periimplantar. Observa-se a presença de fragmentos de matriz óssea bovina desmineralizada, sem evidencias de reabsorção local. Presença de espaços medulares entremeando as áreas ósseas neoformadas com características de osso esponjoso (FIGURA 10). Figura 10: Área cervical do implante. Aos 30 dias pós-operatórios. Observar a matriz óssea bovina desmineralizada e osso neoformado preenchendo área do defeito ósseo experimental e em contato com a área cervical do implante. Aumento de 100x. I= implante; ON= osso neoformado; MOB= matriz óssea bovina; EM= espaço medular; B= borda do defeito periimplantar. EM I ON MOB B 62 AOS 60 DIAS DE PÓS-OPERATÓRIOS: Todos os implantes apresentavam-se osseointegrados. A integridade da cortical superior da tíbia dos coelhos foi parcialmente restaurada nas áreas de defeito ósseo confeccionados. Observa-se a presença de osso cortical com poucos espaços medulares ao redor do defeito ósseo. Observam-se amplos espaços medulares nas áreas abaixo da cortical superior da tíbia. Observa-se em todas as lâminas a presença da matriz óssea bovina desmineralizada. (FIGURA 11), circundada por trabéculas ósseas mostrando ainda processo de substituição da mesma por novo osso (FIGURA 12). Observou-se menor área de neoformação óssea na região do defeito ósseo periimplantar a nos vales das roscas cervicais dos implantes quando comparado ao grupo de enxerto com osso autógeno. Mesmo assim é possível notar a interface de osseointegração na área onde o tecido ósseo neoformado entrou em contato com a superfície do implante (FIGURA 12). 63 Figura 11: Área cervical do implante. Aos 60 dias pós operatórios. Observar a matriz óssea bovina desmineralizada e osso neoformado preenchendo área do defeito ósseo experimental e em contato com a área cervical do implante. Aumento de 100x. I= implante; ON= osso neoformado; MOB= matriz óssea bovina; AT= artefato de técnica MOB I AT ON ON 64 Figura 12: Aos 60 dias pós-operatórios. Presença de trabéculas ósseas circundando as áreas de matriz óssea bovina desmineralizada, mostrando ainda processo de substituição da mesma por novo osso. Aumento de 160x. ON= osso neoformado; MOB= matriz óssea bovina; EM= espaço medular MOB ON EM 65 MATRIZ ÓSSEA BOVINA DESMINERALIZADA IMPLANTADA NO SUBCUTÂNEO Figura 13: Visão panorâmica da matriz óssea desmineralizada implantada no subcutâneo. Aumento de 40x. MOB= matriz óssea bovina TC= tecido conjuntivo subcutâneo O implante de matriz óssea permanece no local de implantação sem apresentar áreas de absorção ou degeneração (FIGURA 13). Junto à periferia da matriz desmineralizada nota-se a presença de tecido conjuntivo vascularizado e MOB TC TC TC 66 intensa proliferação fibroblástica. Pode-se notar a organização na disposição de fibras colágenas longitudinalmente em relação a matriz óssea. AOS 15 DIAS DE PÓS-OPERATÓRIOS: A íntima relação entre a matriz óssea desmineralizada e a proliferação celular em sua superfície mostrando fina área de encapsulamento sem processo inflamatório significativo (FIGURA 14). É possível notar a inserção de fibras colágenas e a união com a matriz óssea bovina desmineralizada como se fosse uma continuação do próprio tecido conjuntivo (FIGURA 15). 67 Figura 14. Aos 15 dias pós-operatórios. Matriz óssea desmineralizada implantada no subcutâneo. Aumento de 100x. MOB= matriz óssea bovina; C= fibras colágenas Figura 15. Aos 15 dias pós-operatórios. Matriz óssea desmineralizada implantada no subcutâneo. Aumento de 100x. MOB= matriz óssea bovina; C= fibras colágenas; V=vaso sanguíneo MOB C MOB C V 68 AOS 30 DIAS DE PÓS-OPERATÓRIO: Da mesma forma que no período anterior, são raras as áreas de absorção da matriz óssea desmineralizada, preservando-se praticamente todo o seu volume. O tecido apresenta células fibroblasticas longitudinalmente dispostas a periferia da matriz óssea formando estreita faixa de tecido conjuntivo denso, acompanhada de zona de proliferação celular na periferia da matriz, Não nota-se a presença de infiltrado inflamatório junto a superfície da matriz e sim uma interação de inerticidade do implante (FIGURA 16). Figura 16. Aos 30 dias pós-operatórios. Matriz óssea implantada no subcutâneo. Aumento de 100x. MOB= matriz óssea bovina; C= fibras colágenas C MOB 69 AOS 60 DIAS DE PÓS-OPERATÓRIOS: Observa-se alteração da superfície e interior da matriz óssea mostrando áreas de substituição por tecido conjuntivo com intensa neovascularização povoando o interior da matriz óssea e seus espaços medulares preenchidos por inúmeras células gigantes multinucleadas com atividade de absorção e remodelação (FIGURA 17). Observa-se encapsulamento da matriz por fina camada de tecido conjuntivo denso, mostrando características bioinertes da mesma. Muito embora isso não seja uma constante, pois em muitos locais os espaços medulares pré-existentes são povoados por tecido conjuntivo que se assemelha a tecido medular. (FIGURA 18). 70 Figura 17. Aos 60 dias pós-operatórios. Matriz óssea implantada no subcutâneo. Observar área de absorção periférica. Aumento de 100x. MOB= matriz óssea bovina; V= intensa área de vascularização; CGM= célula gigante multinucleada MOB V CGM 71 Figura 18. Aos 60 dias pós-operatórios. Matriz óssea implantada no subcutâneo. Aumento de 100x. MOB= matriz óssea bovina; CM= canal medular MOB CM 72 5. 3 ANÁLISE QUANTITATIVA Gráfico 1. Comparação percentual da média dos tecidos ao longo do tempo. Grupo 01 enxerto autógeno. Foi observado no grupo do enxerto autógeno nos tempos de 15 e 60 dias que a percentagem de área ocupada por medula e a formação de novo osso aumentou, porém essas diferenças não foram estatisticamente significativas. O resultado em relação ao formação de novo osso pode ser explicado devida a grande capacidade osteogênica do enxerto de osso autógeno que mostra já no período de 15 dias intensa formação de novo osso (49,8%). 73 Foi observada diferença significativa entre a quantidade de enxerto de osso autógeno entre os períodos de 15 e 60 dias dentro do grupo de osso autógeno. Isto demonstra a rápida absorção do enxerto pelo organismo e substituição por novo osso. Gráfico 2. Comparação percentual da média dos tecidos ao longo do tempo. Grupo 02 matriz óssea bovina. Foi observado no grupo da matriz óssea bovina desmineralizada nos tempos de 15 e 60 dias que a percentagem de área ocupada por medula manteve-se estável; a porcentagem da área de matriz óssea desmineralizada diminuiu aos 60 74 dias e a formação de novo osso aumentou, porém essas diferenças não foram estatisticamente significativas. Gráfico 3. Comparação percentual da média dos tecidos entre os grupos matriz óssea bovina e enxerto autógeno aos 15 dias. Foi observada diferença significativa entre a formação de novo osso no período de 15 dias quando comparado o grupo matriz e osso autógeno, demonstrando maior formação óssea neste último. 75 Gráfico 4. Comparação percentual da média dos tecidos entre os grupos matriz óssea bovina e enxerto autógeno aos 60 dias. Foi observada diferença significativa entre a permanência do tecido implantado (matriz óssea bovina) e enxerto autógeno, demonstrado pela permanência do primeiro no período de 60 dias. Este fato deve-se a lenta reabsorção da matriz óssea bovina, como observado na análise qualitativa. 76 Gráfico 5: Comparação percentual da média da extensão linear osso implante (ELCOI) entre os grupos matriz e autógeno aos 60 dias. Não foi observada diferença significativa entre a área de extensão linear osso implante, (representa a área de contato entre osso e implante) nos grupos tratados por matriz óssea bovina desmineralizada e enxerto ósseo autógeno. 77 6 DISCUSSÃO A instalação de implantes no interior de defeitos ósseos muitas vezes resulta em defeitos entre o implante e as paredes do osso. Na tentativa de aperfeiçoar a osteointegração, substitutos ósseos sintéticos, membranas, enxerto ósseos, e várias combinações destes biomateriais, tem sido utilizada para aumentar a formação óssea destes defeitos. (KNOX, 1991). A necessidade de reconstrução levou ao desenvolvimento de diferentes técnicas de obtenção e a diversos tipos de substitutos ósseos, dentre eles os enxertos autógenos, alógenos, xenógenos e aloplásticos (OLSEN et al. 2005). No início de 1990 MELLONING et al, propuseram o uso de enxerto alógeno desmineralizado para a regeneração óssea ao redor de implantes dentais. A matriz óssea desmineralizada é caracterizada por apresentar potencial osteocondutivo e osteoindutivo, como demonstrado pela formação óssea quando implantado no espaço intramuscular ou subcutâneo de animais (URIST, 1965; ZANG et al 1997; GARCIA JÚNIOR, I R,1997; KIM et al 2009). Entretanto, há controvérsias sobre as propriedades de osteoindução da matriz óssea desmineralizada, uma vez que outros estudos mostram resultados muito variados (FONTANA et al, 2008). GARCIA JÚNIOR (1997) analisou histologicamente a utilização de implantes homógenos de matriz óssea desmineralizada no espaço subcutâneo dorsal e alvéolo dental em ratos e concluiu que sua presença não atrasou o processo de reparo alveolar e no espaço subcutâneo estimulou osteoindução assim como proliferação conjuntiva. Em nosso estudo a matriz óssea bovina desmineralizada 78 implantada no tecido subcutâneo dorsal dos coelhos apresentou características de biocompatibilidade e não induziu reação inflamatória intensa, entretanto, não estimulou a neoformação óssea local. O resultado obtido no presente estudo pode sugerir que a variação da quantidade e qualidade dos fatores osseoindutores, através da proteínas morfogenéticas, dos enxertos de matriz óssea bovina processado assim como a sua fonte heterógena, podem alterar a capacidade de osseoindução local. A utilização da tíbia de coelhos para avaliar o reparo ao redor de implantes de diferentes tipos tem sido recorrente na literatura, com variações quanto à área receptora. O implante pode ser instalado na articulação do joelho e metáfise tibial (SENNERBY et al.1992), na porção medial-proximal da tíbia (CORDIOLLI et al, 2000), dentre outros sítios descritos em vários trabalhos que avaliaram a osseointegração de diferentes tipos de implantes. Neste estudo, foi definida a utilização da região medial direita da tíbia do coelho como área receptora, considerando o fato desta área estar distante do centro de crescimento localizada na metáfise tibial. Observou-se que em algumas amostras o material, seja ele o implante de matriz óssea bovina ou o enxerto autógeno, quando inserido no defeito ósseo periimplantar parte se deslocou apicalmente. Este fato pode ser explicado pela morfologia e pela falta de sustentabilidade da região medular da tíbia dos coelhos, que são formados por quase 95% de gordura. Observou-se, ainda que o restabelecimento da cortical superior difere na formação de osso maduro na região medular de ambos os grupos estudados em nossa pesquisa, mesmo aos 60 dias 79 pós-operatórios. Como este fato era esperado, a proposta deste estudo foi avaliar apenas a área cortical do defeito periimplantar experimental. Em relação ao processo de neoformação óssea periimplantar observa-se diferença quando comparado o grupo de osso autógeno com matriz bovina desmineralizada no período de 15 e 60 dias, e no período de 15 dias houve diferença estatisticamente significativa entre a formação de novo osso quando comparado o grupo de osso autógeno ao grupo matriz, porém esta diferença não progrediu no fim do período de 60 dias. Este fato provavelmente ocorre devido a propriedade osteogênica do osso autógeno. Este dado é compatível com o relato da literatura que mostra o osso autógeno como padrão ouro para neoformação óssea (ALBREKTSSON T et al, 1986; BUSER D, WEBER HP, BRAGGER U, BALSIGER C, 1991; DEPORTER DA et al, 1996). Em relação a absorção do material enxertado, houve diferença significativa entre os grupos no período de 60 dias, ocorrendo absorção e/ou substituição total do osso autógeno colocado ao redor dos implantes, enquanto no grupo matriz, a permanência foi em média de 19,20%. Nossos resultados estão de acordo com outros estudos (PIATELLI et al, 1998) que avaliaram áreas enxertadas com matriz óssea bovina desmineralizada em defeitos de rebordo alveolar em humanos, identificando índice de 30% de osso neoformado; 30% de matriz óssea residual e 40% de espaços medulares após 06 meses de enxertia. Em dois estudos distintos de YILDIRIM et al (2000 e 2001), comparando-se os resultados histomorfométricos após 6-7 meses de enxertia com matriz óssea bovina desmineralizada, os autores identificaram 14,7% e 18,9% de novo osso formado; enquanto 29,7% e 29,6% de enxerto residual e 55,6% e 51,5% de medula. 80 NORTON et al, em 2003, identificaram em um estudo em humanos uma taxa de 80% de enxerto residual, pobre formação de osso novo (10%) que, segundo os autores, pode esta relacionado ao processo inflamatório periimplantar desenvolvido. Estes resultados indicam que, devido às propriedades não absortivas da matriz óssea bovina desmineralizada, este substituto ósseo parece se comportar como um implante permanente, sendo que o volume de uma mesma área enxertada por osso autógeno diminuiu ao longo dos períodos de observação. PRIPATNATMONT et al (2009) relataram que a utilização de matriz óssea bovina tem sido amplamente utilizada como preenchimento de defeitos, porém mostram baixa taxa de absorção, sendo a completa formação óssea retardada. A presença de implantes com essa natureza pode apresentar benefícios comportando- se como um “carreador” de tecido ósseo em defeitos críticos e com a qualidade de absorção e substituição presentes, fato que observado em nosso estudo. Devido à morfologia do alvéolo dental pós-extração, freqüentemente verifica-se dimensões maiores que o diâmetro de um implante, formando um espaço entre a região cervical do implante e o tecido ósseo. Neste estudo, confeccionou-se defeitos cujo diâmetro cervical era no mínimo de 1,9 mm maior que o diâmetro do implante, simulando a situação encontrada na clínica. Vários tipos de substitutos ósseos têm sido utilizados para o tratamento desses defeitos periimplantares. O material ideal deveria apresentar propriedades de osteoindução, osteocondução e osteogênese, além de produzir um suporte para condições ideais de crescimento de vasos, células com potencial osteogênicos e não induzir rejeição imunológica. Estas características são preenchidas pelos enxetos autógenos. 81 ABUSHAHBA et al (2008) demonstraram um estudo no qual osso autógeno e osso bovino desmineralizado, utilizados para preencher defeitos em defeitos de 1,35 de largura e 5 mm de profundidade desempenharam um papel importante de preenchimento do defeito ósseo e na osteointegração local, mostrando melhor resultado que nos casos onde os implantes foram colocados convencionalmente, sem defeito ósseo de diâmetro maior que a plataforma, ou nos sítios onde havia perda óssea e enxertos não foram utilizados. Este resultado estão de acordo com AKIMOTO et al, 1999. CARLSSON et al (1998) em estudo de defeitos experimentais de tíbias de coelhos, com 0,35 mm de largura, com uso de matriz óssea bovina desmineralizada como material de enxerto ósseo, produziu resultado clínico similar ao osso autógeno. Este resultado esta de acordo com McMILLIAN et al(2000), porém em desacordo com KOLONIDIS (2003). Em nosso estudo, observamos que ao fim de 60 dias, ambos os grupos estudados se apresentavam clinicamente osseointegrados, porém houve diferença significativa na quantidade de osso neoformado entre os grupos. Se considerarmos que o enxerto de matriz óssea bovina desmineralizado foi realizado em leito receptor com osteogênese ativa, não podemos concluir neste estudo que a matriz tenha estimulado a neoformação óssea local, até mesmo por que o seu comportamento no subcutâneo não demonstrou atividade osteogênica. Quando realizamos implantes de biomateriais ou tecidos preparados, espera-se que ocorra aceitação e incorporação fisiológica destes implantes, no intuito de restabelecer a forma e a função destas áreas. Observamos no presente estudo que houve uma boa aceitação pelo leito receptor sem processos inflamatórios intensos, assim como os 82 resultados obtidos por OKAMOTO et al em 2001, porém a matriz óssea bovina desmineralizada atuou como uma barreira para a neoformação óssea local, apresentando processo de substituição lenta porém desempenhou o papel de proteção e preenchimento periimplantar. Recentemente, BOTTICELLI et al (2005) e CADAROPOLI (2005), observaram que tanto a utilização de matriz óssea desmineralizada como de osso autógeno proporcionou melhor contato osso implante em defeitos de 1,35 mm adjacentes aos implantes, sendo que diferença significativa foi observada quando utilizado material para enxertia e comparado aos defeitos sem enxerto local. Em nosso estudo, observamos que o percentual da média de extensão linear de contato osso/implante não demonstrou diferença significativa entre os grupos estudados. Clinicamente, aos 60 dias, houve a osseointegração clínica dos implantes em ambos os grupos, comprovada pela avaliação da estabilidade, mesmo com taxas diferentes de neoformação óssea na região cervical. 83 7 CONCLUSÕES Avaliando os dados obtidos nesta pesquisa concluímos que: O processo de reparo periimplantar se deu com maior neoformação óssea no grupo representado pelo enxerto de osso autógeno. A matriz óssea bovina desmineralizada se comportou como um condutor ósseo de lenta absorção e sem produzir reação inflamatória aguda ou crônica. 84 8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS Abushahba, F., Renvert, S., Polyzois, I., Claffey, N. (2008) Effect Of Grafting Materials On Osseointegration Of Dental Implants Surrounded By Circumferential Bone Defects: An Experimental Study In The Dog. Clin Oral Implan Res 19: 329-334. Adell, R., Lekholm, U., RocKler, B., Branemark, P.I. (1981) A 15-Year Study Of Osseointegrated Implants In The Treatment Of The Edentulous Jaw. 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Padrão 12,6 28,4 35,1 51,6 0,0 38,8 Mediana 80,0 50,0 128,0 179,0 0,0 222,0 Mínimo 65,0 14,0 86,0 111,0 0,0 185,0 Máximo 100,0 88,0 181,0 237,0 0,0 269,0 94 Tabela 3. Estatística descritiva (em percentual) de extensão entre os tempos do grupo Matriz nos tempos de 15 e 60 dias. Estatística 15 dias 60 dias Medula Matriz Osso novo Medula Matriz