UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO” FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRONÔMICAS CARACTERIZAÇÃO FISIOLÓGICA E BIOQUÍMICA DA DOMINÂNCIA APICAL EM BANANEIRA (Musa acuminata Colla) CLAYTON DEBIASI Tese apresentada à Faculdade de Ciências Agronômicas da UNESP – Campus de Botucatu, para obtenção do título de DOUTOR EM AGRONOMIA, Área de Concentração em Horticultura. BOTUCATU – SP MARÇO - 2007 UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO” FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRONÔMICAS CAMPUS DE BOTUCATU CARACTERIZAÇÃO FISIOLÓGICA E BIOQUÍMICA DA DOMINÂNCIA APICAL EM BANANEIRA (Musa acuminata Colla) CLAYTON DEBIASI Orientadora: profa Dra Giuseppina Pace Pereira Lima Tese apresentada à Faculdade de Ciências Agronômicas da UNESP – Campus de Botucatu, para obtenção do título de DOUTOR EM AGRONOMIA, Área de Concentração em Horticultura. BOTUCATU – SP MARÇO – 2007 Debiasi, Clayton , 1973- D286c Caracterização fisiológica e bioquímica da dominância apical em bananeira (Musa acuminata Colla) / Clayton Debi- asi . - Botucatu [s.n.],2007. xxvii, 154 f. : il., gráfs., tabs. Tese (Doutorado)-Universidade Estadual Paulista, Facul- dade de Ciências Agronômicas, Botucatu, 2007 Orientador: Giuseppina Pace Pereira Lima Inclui bibliografia. 1. Bioquímica. 2. Fisiologia vegetal. 3. Banana. 4. Domi- nância apical. I. Lima, Giuseppina Pace Pereira . II. Uni- versidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”(Cam- pus de Botucatu). Faculdade de Ciências Agronômicas. III. Título. Ofereço este trabalho a Natureza, a Mãe Terra e ao Pai Céu, ao Avô Sol e Avó Lua, ao Povo-em-pé (árvores), ao Povo de Pedra, aos seres de asas, de barbatanas, de quatro patas e aos rastejantes, à Grande Nação das Estrelas, às Quatro Direções (norte, sul, leste e oeste), aos irmãos e Irmãos do Céu, aos Povos Subterrâneos, aos seres do Trovão, aos Quatro Espíritos Principais (Ar, Terra, Água e Fogo) e a todos os seres de Duas Pernas da grande família humana. Dedico este trabalho aos meus pais, Willian Debiasi e Zuleide Salvalágio Debiasi, por terem aberto o caminho, servindo-me sempre como exemplos de dignidade e honestidade. Ao meu irmão, James Willian Debiasi, pela força e garra que sempre teve e que sempre me transmitiu. Amo vocês! Agradecimentos Profa Dra Giuseppina Pace Pereira Lima, a qual justifica o apelido que tem (“Fina”, de “gente fina”). Minha orientadora querida, a quem agradeço todo conhecimento compartilhado, confiança depositada, força e encorajamento para realização deste trabalho. Sou grato pelo exemplo de alegria, aliado a responsabilidade. Admiro a liberdade que deu para que eu colocasse em prática idéias e pensamentos que buscavam esclarecimentos de inquietações próprias e, assim, assumindo junto às responsabilidades deste trabalho. Faculdade de Ciências Agronômicas da UNESP-Botucatu/SP, especialmente ao Departamento de Produção Vegetal, onde está o Curso de Pós Graduação em Agronomia-Horticultura. Agradeço a oportunidade de aperfeiçoar meus conhecimentos, qualificando-me ainda mais e, assim, ampliando os horizontes. Sou grato por abrirem as portas e me permitirem, com todo apoio, realizar tranquilamente este trabalho. Cristiane Porto Viegas Guerreiro (“Criscris”), companheira, amiga, pessoa linda e amável, excelente profissional, com quem compartilhei momentos incríveis durante o curso e que também me fez crescer como ser humano, dando-me força constante para que realizasse este trabalho de maneira segura e serena. Agradeço por mostrar que a vida pode ser melhor a cada dia e que a opção que tomamos, em qualquer aspecto de nossas vidas, deve ter como princípio básico a satisfação pessoal acima de qualquer outra. Dr. Gilmar Roberto Zaffari, exemplo profissional. Cultivo nossa amizade dentro e fora do mundo acadêmico e profissional, admirando seu equilíbrio e sobriedade, tomando-o como exemplo. Agradeço a colaboração constante neste trabalho, os momentos de discussão e prontidão com que sempre se dispôs a ouvir-me. Prof. Dr. Miguel Pedro Guerra, profissional brilhante, admirável e amigo. Agradeço por despertar o senso racional e de seriedade frente ao universo científico. Tomo-o como exemplo de postura profissional e agradeço todo o ensinamento compartilhado. Prof. Dr. João Domingos Rodrigues (“Prof. Mingo”), fisiologista respeitado, professor magistral que, com muito humor, faz com que rotas metabólicas, muitas vezes complexas ao extremo, transformam-se em caminhos visíveis e entendíveis. Agradeço pelas conversas, relacionadas ou não a esta tese, que sempre vieram a contribuir e esclarecer dúvidas e inquietações. Também não poderia esquecer de agradecer os materiais enviados via e-mail que me serviram, e muito, para inspirar-me na realização deste trabalho. Prof. Dr. Paulo (“Paulão”), responsável pelo Laboratório de Biologia Molecular do Departamento de Biofísica, no Instituto de Biociência da UNESP-Botucatu. Com sua tranqüilidade e equilíbrio, agradeço por ter disponibilizado equipamentos necessários para realização de parte das dosagens de poliaminas no material de estudo. Profa Dra Eny Iocheyet Segal Floh, responsável pelo Laboratório de Morfogênese Vegetal do Instituto de Biociências, Departamento de Botânica da USP-São Paulo. Agradeço por disponibilizar o espaço físico e equipamentos para a realização das análises de dosagens hormonais no material de estudo. Admiro a prontidão em colaborar para que refinasse meu trabalho. Profa Dra Rosete Pescador, querida amiga, profissional séria que emana satisfação naquilo que faz, contagiando a todos. Sou grato pela oportunidade que me proporcionou, abrindo espaço para que eu desse os primeiros passos na vida acadêmica como professor e pesquisador, crescendo como profissional o que contribuiu para que eu realizasse com firmeza e segurança este trabalho. Camila e Cláudio, laboratoristas que me auxiliaram em boa parte das análises bioquímicas realizadas nos laboratórios do Departamento de Química e Bioquímica do Instituto de Biociência da UNESP-Botucatu. Agradeço os ensinamentos repassados, a disponibilidade de tempo e a paciência despendida para realizarem comigo o trabalho. Edvaldo, técnico laboratorista, extremamente profissional e competente, do Laboratório de Análises Químicas do Departamento de Produção Vegetal, Fazenda Experimental Lageado da UNESP-Botucatu. Agradeço pelo companheirismo, seriedade e disposição para auxiliar na realização de parte das análises de dosagens nutricionais no material de estudo. Admiro e o tomarei como exemplo da forma como um funcionário público deve se portar no trabalho, o respeito à oportunidade de exercer uma profissão de forma digna. Claudete Santa Catarina, doutoranda no curso de Botânica do Instituto de Biociências, Departamento de Botânica da USP-São Paulo. Agradeço por auxiliar na realização das análises de dosagens hormonais junto ao Laboratório de Morfogênese Vegetal daquela instituição. Funcionários e técnicos do pomar da Fazenda Experimental Lageado do Departamento de Produção Vegetal da UNESP-Botucatu. Agradeço pela força despendida para coleta dos rizomas de bananeira. Trabalho este, nada fácil, pelo qual admiro a disponibilidade para auxiliarem os pós-graduandos em suas dissertações e teses. Dra Chrystiane Fraguas e Suraya Abdala, colegas de curso, orientadas também da Profa Fina, companheiras que sempre estiveram prontas para auxiliar-me. Agradeço a colaboração, não só na mão de obra braçal, mas também na interpretação dos resultados obtidos em algumas análises bioquímicas. Rosa de Belem e Lilyan Perla Diniz, colegas de doutorado e com as quais divido uma amizade maravilhosa, de respeito, admiração e colaboração mútua. Agradeço os vários momentos que passamos juntos durante o período em que estivemos em Botucatu e que contribuíram para que eu crescesse ainda mais como ser humano do bem. Adoro vocês. Agradeço ainda a colaboração intensa e efetiva na realização da fase inicial deste trabalho. Christian Yezid (“Amarelo”), amigo, colega de república, irmão mais novo e agora doutorando, com quem compartilhei momentos agradáveis. Agradeço o apoio na realização das análises estatísticas e interpretações de dados deste trabalho. Raquel de Souza Matanna, colega e agora doutoranda, com quem dividi república junto com Cris. Admiro seu espírito de seriedade e companheirismo e agradeço pelas conversas que tivemos em busca de entendimentos diversos. Jomar Barbosa (“Mano Quietinho”), Adriano Luiz Pulz (Pardal), Leonardo (Léo) e Érick, companheiros de república e com os quais compartilhei momentos felizes. Agradeço toda a vivência e experiência que tivemos juntos. Milena (Mimi), Juliana (Juju), Gláucia (Soró), Santino, Maira, Maria Izabel (Bel), Fábio (Bigorna), Lívia e Lenita, representando todos os demais pós-graduandos em Agronomia da UNESP-Botucatu/SP. Agradeço o convívio, em todos os sentidos da palavra, que de alguma forma contribuíram e participaram da realização deste trabalho. Professores, Doutores, Paron, Chico, Elizabete, Carmem, Rumy e, em especial, ao Prof. Lin e Profa Sarita, estes representando todo o quadro de professores da pós- graduação em Agronomia da UNESP-Botucatu/SP. Agradeço toda experiência e conhecimento transmitido e compartilhado. Funcionários da UNESP-Botucatu, secretariados (especial para Elizabete e Maria), técnicos, faxineiras, cozinheiras, mantenedores, entre tantos outros, tanto da Faculdade de Ciências Agronômicas, quanto do Rubião Júnior, que de alguma forma me auxiliaram durante o período de realização deste trabalho. Agradeço os serviços prestados que muito me foram importantes e indispensáveis. CNPq. Agradeço pela concessão de bolsa, esta, importantíssima para cobrir necessidades básicas e, ainda, auxiliar na realização direta de etapas importantes deste trabalho, bem como na divulgação de parte dos resultados, quando participando de eventos científicos. Todos aqueles que, mesmo não tendo sido citados acima, mas que de alguma forma participaram deste período em que estive me doutorando na UNESP- Botucatu/SP, sintam-se agradecidos. Lista de abreviaturas ADA – alta dominância apical ART’s – açúcares redutores totais AST’s – açúcares solúveis totais AX’s – auxina(s) BDA – baixa dominância apical B – boro Ca – cálcio CK’s – citocinina(s) Cu – cobre Fe – ferro GA’s – giberelinas IAA – ácido indol-3-acético IBA – ácido indol-butírico K – potássio mf – massa fresca Mg – magnésio Mn – manganês ms – massa seca N – nitrogênio VI NPA – ácido nafitil fitalâmico P – fósforo PA’s – poliaminas PCIB – ácido 2-(clorofenoxi)-2-metil propiônico pH – potencial hidrogeniônico POD’s – peroxidases PPO – polifenoloxidase PTN’s – proteínas totais PTNS’s – proteínas solúveis totais PUT – putrescina SPD – espermidina SPM – espermina TIBA – ácido triiodo benzóico Zn – zinco VII Sumário Lista de figuras............................................................................................................ XII Lista de tabelas........................................................................................................... XVIII Resumo....................................................................................................................... XXIV Summary..................................................................................................................... XXVI 1 Introdução.......................................................................................................... 1 1.1 A cultura da bananeira........................................................................................ 1 1.2 Morfogênese vegetal: divisão, diferenciação e crescimento celular.................... 2 1.3 A dominância apical............................................................................................ 3 1.4 Os hormônios vegetais......................................................................................... 5 1.5 As poliaminas (PA’s)........................................................................................... 9 1.6 Os nutrientes minerais......................................................................................... 10 1.7 Os carboidratos................................................................................................... 12 1.8 As enzimas.......................................................................................................... 13 1.9 Os compostos fenólicos...................................................................................... 16 1.10 Outros fatores possivelmente envolvidos na dominância apical........................ 18 2 Objetivos............................................................................................................. 22 3 Material e métodos.............................................................................................. 23 3.1 Análises bioquímicas.......................................................................................... 26 3.1.1 Determinação do conteúdo endógeno de ácido indol-3-acético (IAA).............. 26 VIII 3.1.2 Determinação do conteúdo endógeno de fenóis totais........................................ 28 3.1.3 Determinação do conteúdo endógeno de flavonóides totais............................... 28 3.1.4 Determinação da atividade da polifenoloxidase (PPO)...................................... 29 3.1.5 Determinação da atividade do IAA-oxidase....................................................... 29 3.1.6 Determinação da atividade das peroxidases (POD’s)......................................... 30 3.1.7 Determinação do conteúdo endógeno de açúcares redutores totais (ART’s)..... 31 3.1.8 Determinação do conteúdo endógeno de açúcares solúveis totais (AST’s)....... 31 3.1.9 Determinação do conteúdo endógeno de glicose e amido.................................. 32 3.1.10 Determinação do conteúdo endógeno de proteínas totais (PTN’s)..................... 32 3.1.11 Determinação do conteúdo endógeno de proteínas solúveis totais (PTNS’s).... 32 3.1.12 Determinação do conteúdo endógeno da poliamina putrescina (PUT).............. 33 3.1.13 Determinação do conteúdo endógeno de nutrientes minerais............................. 33 3.1.14 Determinação do potencial hidrogeniônico (pH) ............................................... 34 3.2 Delineamento experimental e análise estatística................................................. 34 4 Resultados........................................................................................................... 35 4.1 Dominância apical e o ácido indol-3-acético (IAA)........................................... 36 4.2 Dominância apical e os compostos fenólicos..................................................... 37 4.2.1 Fenóis totais........................................................................................................ 37 4.2.2 Flavonóides totais............................................................................................... 39 4.3 Dominância apical e atividades enzimáticas....................................................... 40 4.3.1 Polifenoloxidase (PPO) ...................................................................................... 40 4.3.2 IAA-Oxidase....................................................................................................... 42 4.3.4 Peroxidases (POD’s) .......................................................................................... 43 4.4 Dominância apical e os carboidratos.................................................................. 45 4.4.1 Açúcares redutores totais (ART’s) ..................................................................... 45 4.4.2 Açúcares solúveis totais (AST’s) ....................................................................... 46 4.4.3 Glicose................................................................................................................ 48 4.4.4 Amido................................................................................................................. 49 4.5 Dominância apical e as proteínas........................................................................ 51 4.5.1 Proteínas totais (PTN’s) ..................................................................................... 51 4.5.2 Proteínas solúveis totais (PTNS’s) ..................................................................... 52 IX 4.6 Dominância apical e a poliamina putrescina (PUT) .......................................... 54 4.7 Dominância apical e os nutrientes minerais........................................................ 55 4.7.1 Nitrogênio (N) .................................................................................................... 55 4.7.2 Fósforo (P) ......................................................................................................... 57 4.7.3 Potássio (K) ........................................................................................................ 58 4.7.4 Cálcio (Ca) ......................................................................................................... 60 4.7.5 Magnésio (Mg) ................................................................................................... 61 4.7.6 Cobre (Cu) ......................................................................................................... 63 4.7.7 Zinco (Zn) .......................................................................................................... 64 4.7.8 Manganês (Mn) .................................................................................................. 66 4.7.9 Ferro (Fe) ........................................................................................................... 67 4.7.10 Boro (B) ............................................................................................................. 69 4.8 Dominância apical e o potencial hidrogeniônico (pH) ...................................... 70 5 Discussão dos resultados..................................................................................... 72 5.1 Dominância apical e o ácido indol-3-acético (IAA) .......................................... 74 5.2 Dominância apical e os compostos fenólicos..................................................... 77 5.2.1 Fenóis totais........................................................................................................ 77 5.2.2 Flavonóides totais............................................................................................... 78 5.3 Dominância apical e atividade enzimática.......................................................... 80 5.3.1 Polifenoloxidase (PPO) ...................................................................................... 80 5.3.2 IAA-oxidase........................................................................................................ 81 5.3.3 Peroxidases (POD’s) .......................................................................................... 84 5.4 Dominância apical e os carboidratos.................................................................. 88 5.4.1 Açúcares redutores totais (ART’s) ..................................................................... 89 5.4.2 Açúcares solúveis totais (AST’s) ....................................................................... 89 5.4.3 Glicose................................................................................................................ 89 5.4.4 Amido................................................................................................................. 91 5.5 Dominância apical e as proteínas........................................................................ 92 5.6 Dominância apical e a poliamina putrescina (PUT) .......................................... 93 5.7 Dominância apical e os nutrientes minerais........................................................ 97 5.7.1 Nitrogênio (N) .................................................................................................... 98 X 5.7.2 Fósforo (P) ......................................................................................................... 99 5.7.3 Potássio (K) ...................................................................................................... 100 5.7.4 Cálcio (Ca) ........................................................................................................ 102 5.7.5 Magnésio (Mg) .................................................................................................. 103 5.7.6 Cobre (Cu) ........................................................................................................ 104 5.7.7 Zinco (Zn) ......................................................................................................... 105 5.7.8 Manganês (Mn) ................................................................................................. 108 5.7.9 Ferro (Fe) .......................................................................................................... 109 5.7.10 Boro (B) ............................................................................................................ 110 5.8 Dominância apical e o potencial hidrogeniônico (pH) ..................................... 112 5.9 Dominância apical e a partição e alocação de recursos..................................... 113 6 Resumo dos resultados........................................................................................ 117 7 Considerações finais.......................................................................................... 120 8 Conclusões......................................................................................................... 122 9 Referências bibliográficas.................................................................................. 123 XI Lista de figuras Figura Página 01. Aspecto morfo-anatômico do rizoma de bananeira, extraído e adaptado de Simmonds (1973). ....................................................................................................................................................4 02. Vias de síntese de PA’s (putrescina, espermidina e espermina) e de etileno (MEHTA et al., 2002).........................................................................................................................................10 03. A-Vista parcial da área de cultivo com bananeira (Musa acuminata Colla), cultivar Nanicão, com um ano e meio de idade, no pomar da Fazenda Experimental Lageado, da Faculdade de Ciências Agrárias da Unesp de Botucatu-SP. B-Detalhe do arranque do rizoma. C-Detalhe dos rizomas coletados, já reduzidos e lavados. Fotos: Clayton Debiasi (2005).......................................................................................................................................24 04. Estágios diferenciais de dominância apical em bananeira (cultivar Nanicão) com 18 meses de idade. A- Alta Dominância Apical (ADA), rizomas contendo no máximo duas brotações laterais emitidas; B- Baixa Dominância Apical (BDA), rizomas contendo seis ou mais brotações laterais emitidas. Foto: Clayton Debiasi (2005).......................................................25 05. Rizoma de bananeira adaptado de Simmonds (1973) representando as partes anatômicas e as regiões de coleta de amostras para análises bioquímicas. A- Região apical do cilindro central; XII B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais......................................................................................................................................26 06. Teores endógenos de IAA (ng g-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais).....................................................................................................37 07. Teores endógenos de fenóis totais (g 100 g-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)....................................................................................38 08. Teores endógenos de flavonóides totais (µg quercetina g-1 ms) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)............................................................................40 09. Atividade da polifenoloxidase (∆A395 min-1 g-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)....................................................................................41 10. Atividade do IAA-oxidase (µmol de IAA g-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)....................................................................................43 XIII 11. Atividade das peroxidases (µmol de H2O2 decomposto/min-1 g-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)............................................................44 12. Teores endógenos de açúcares redutores totais (mg g-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)............................................................................46 13. Teores endógenos de açúcares solúveis totais (mg g-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)............................................................................47 14. Teores endógenos de glicose (mg g-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais).....................................................................................................49 15. Teores endógenos de amido (mg g-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais).....................................................................................................50 16. Teores endógenos de proteínas totais (mµ g-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro XIV central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)....................................................................................52 17. Teores endógenos de proteínas solúveis totais (mµ g-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)............................................................................53 18. Teores endógenos de putrescina (µg g-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais).....................................................................................................55 19. Teores endógenos de nitrogênio (g de N kg-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)....................................................................................56 20. Teores endógenos de fósforo (g de P kg-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais).....................................................................................................58 21. Teores endógenos de potássio (g de K kg-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)....................................................................................59 XV 22. Teores endógenos de cálcio (g de Ca kg-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais).....................................................................................................61 23. Teores endógenos de magnésio (g de Mg kg-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)....................................................................................62 24. Teores endógenos de cobre (g de Cu kg-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais).....................................................................................................64 25. Teores endógenos de zinco (g de Zn kg-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais).....................................................................................................65 26. Teores endógenos de manganês (g de Mn kg-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais)....................................................................................67 27. Teores endógenos de ferro (g de Fe kg-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; XVI C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais).....................................................................................................68 28. Teores endógenos de boro (g de B kg-1 mf) em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais).....................................................................................................70 29. Valores médios do pH em rizomas de bananeira em diferentes estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) e pontos de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais).....................................................................................................................................71 XVII Lista de tabelas Tabela Página 01. Valores médios de IAA endógeno (ng g-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .....................................................................................36 02. Valores médios de fenóis totais (g 100 g-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .....................................................................................38 03. Valores médios de flavonóides totais (µg quercetina g-1 ms) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região XVIII de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .............................................39 04. Valores médios da atividade da polifenoloxidase (∆A395 min-1 g-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .............................................41 05. Valores médios da atividade do IAA-oxidase (µmol de IAA g-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .............................................42 06. Valores médios da atividade das peroxidases (µmol de H2O2 decomposto/min-1 g-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. ......................................................................................................................................44 07. Valores médios de açúcares redutores totais (mg g-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical...............................................45 08. Valores médios de açúcares solúveis totais (mg g-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa XIX Dominância Apical-BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .............................................47 09. Valores médios de glicose (mg g-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .....................................................................................48 10. Valores médios de amido (mg g-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .....................................................................................50 11. Valores médios de proteínas totais (mµ g-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .........................................................................51 12. Valores médios de proteínas solúveis totais (mµ g-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .............................................53 XX 13. Valores médios de putrescina (µg g-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .....................................................................................54 14. Valores médios de nitrogênio (g de N kg-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .........................................................................56 15. Valores médios de fósforo (g de P kg-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .....................................................................................57 16. Valores médios de potássio (g de K kg-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .....................................................................................59 17. Valores médios de cálcio (g de Ca kg-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .....................................................................................60 XXI 18. Valores médios de magnésio (g de Mg kg-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .........................................................................62 19. Valores médios de cobre (g de Cu kg-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .....................................................................................63 20. Valores médios de zinco (g de Zn kg-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .....................................................................................65 21. Valores médios de manganês (g de Mn kg-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .........................................................................66 22. Valores médios de ferro (g de Fé kg-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de XXII raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .....................................................................................68 23. Valores médios de boro (g de B kg-1 mf) referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical- BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical. .....................................................................................69 24. Valores médios de pH referentes a testes de separação de médias entre os estágios de dominância apical (Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA) dentro de cada ponto de coleta (A- Região apical do cilindro central; B- Região central do cilindro central; C- Região basal do cilindro central; D- Região de formação inicial de raízes e E- Região de formação de brotos laterais) e também entre os pontos de coleta, dentro de cada estágio de dominância apical....................................................................................................71 25. Resumo de resultados: Diferenças médias entre Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA.......................................................................................................116 26. Resumo de resultados. Diferenças médias entre Alta Dominância Apical-ADA e Baixa Dominância Apical-BDA, dentro de cada ponto de coleta. (A- Região apical; B- Região central; C- Região basal; D- Região de formação de raízes e; E- Região de formação de brotos laterais)........................................................................................................................117 XXIII CARACTERIZAÇÃO FISIOLÓGICA E BIOQUÍMICA DA DOMINÂNCIA APICAL EM BANANEIRA (Musa acuminata Colla) Doutorando: Clayton Debiasi Orientadora: Profa Dra Giuseppina Pace Pereira Lima Resumo - A dominância apical, conceituada como o controle exercido pelo ápice da parte aérea sobre o crescimento das gemas laterais, ramos e folhas, é influenciada em diferentes graus, por fatores ambientais, genéticos e fisiológicos. Vários aspectos relacionados ao controle do desenvolvimento de gemas laterais vêm sendo amplamente estudados e relatados nos últimos anos, tratando-se de um tema fundamental da fisiologia vegetal, sobre os quais se devem disponibilizar pesquisas constantes para um total entendimento do processo. Dentre as atribuições, no que diz respeito aos mecanismos envolvidos neste controle, pode-se citar os efeitos dos hormônios vegetais, incluindo as poliaminas, dos nutrientes minerais, dos carboidratos, da atividade de enzimas, dos compostos fenólicos, das proteínas, da luz, da vascularização dos tecidos e da expressão de genes específicos. O presente trabalho parte do interesse sobre questões pouco compreendidas a respeito dos possíveis fatores e mecanismos fisiológicos envolvidos no processo de desenvolvimento de gemas laterais e raízes de bananeiras (Musa acuminata Colla) em seu rizoma complexo. Tem-se como objetivo caracterizar a dominância apical, em plantas de bananeira, através de análises bioquímicas que comparem as condições de alto e baixo domínio e com isso, contribuir para melhor entender este importante evento fisiológico nos vegetais. Para tanto, utilizou-se rizomas de bananeira, cultivar Nanicão, em duas condições de dominância apical (Alta dominância-ADA: rizomas contendo no máximo duas brotações laterais emitidas. Baixa dominância apical-BDA: rizomas contendo seis ou mais brotações laterais emitidas), coletando-se amostras em 5 pontos distintos do rizoma (região apical do cilindro central, região central do cilindro central, região basal do cilindro central, região de formação de raízes e região de formação de brotos laterais). A partir das análises, descreveu-se e discutiram-se as diferenças e variações nos teores endógenos da auxina ácido indol-3-acético (IAA), dos fenóis: fenóis totais e flavonóides totais, dos carboidratos: açúcares solúveis totais (AST’s), açúcares redutores totais (ART’s), glicose e amido, das proteínas: proteínas totais (PTN’S) e proteínas solúveis totais (PTNS’s), XXIV da poliamina: putrescina (PUT), dos nutrientes minerais (N, P, K, Ca, Mg, Cu, Zn, Mn, Fe e B), além das variações na atividade das enzimas: polifenoloxidase (PPO), IAA-oxidase e peroxidases (POD’s) e do pH dos tecidos. O controle da dominância apical em bananeira parece estar relacionado primeiramente com o nível endógeno de auxina, mediado pela biossíntese e catabolismo do IAA. Paralelamente, as condições fisiológicas impostas pelo metabolismo dos tecidos (níveis de fenóis, carboidratos, proteínas, nutrientes minerais e atividade de enzimas), nas diferentes regiões do rizoma, contribuem para o controle exercido pela gema apical sobre o crescimento das gemas laterais. O metabolismo fisiológico da dominância apical em plantas de bananeira apresenta-se significativamente alterado conforme o grau de influência apical. Os teores endógenos do IAA, dos compostos fenólicos (fenóis totais e flavonóides totais), dos carboidratos (ART’s, AST’s, glicose e amido), das proteínas (PTN’s, PTNS’s), da poliamina PUT, dos nutrientes minerais (N, P, K, Ca, Mg, Cu, Zn, Mn, Fe e B) e também a atividade das enzimas PPO, IAA-oxidase e POD’s, além do pH dos tecidos, variam significativamente conforme a condição de dominância apical nos rizomas. Rizomas em ADA acumulam, em geral, mais glicose, amido, PTN’s, PUT, N, Ca, Mg, Cu, Mn, Fe e B e apresentam maior atividade das POD’s enquanto que os rizomas em BDA acumulam, em geral, mais IAA, fenóis totais, flavonóides totais, ART’s, AST’s, PTNS’s, P, K e Zn e apresentam maior atividade do IAA-oxidase. Gradientes decrescentes de concentração, do ápice para a base, região centralizada do cilindro central dos rizomas, ocorrem para fenóis totais, ART’s, AST’s, PTN’s, PTNS’s, PUT, N, P, K, Ca, Zn, Mn, Fe e B, além de maior atividade da PPO e POD’s quando em ADA e para IAA, ART’s, glicose, amido, PUT, P, K, Zn, e Fe, além de maior atividade da PPO e POD’s quando em BDA. Na região lateral superior do cilindro central (ponto de coleta D), em rizoma de plantas de bananeira (Musa acuminata Colla), acumulam-se mais PTN’s, PTNS’s, N, P, Ca, Mg, Zn e Mn quando está em ADA e mais IAA, PTNS’s, PUT, K, Ca, Mn e B, além de maior atividade do IAA-oxidase quando esta em BDA. Já na região lateral inferior do cilindro central (ponto de coleta E), em rizoma de plantas de bananeira, acumulam-se mais IAA, glicose, amido, PUT e Cu, além de maior atividade do IAA-oxidase quando está em ADA e mais Mg, Cu e Zn quando está em BDA. A utilização de análises bioquímicas pode servir como marcador de eventos morfogenéticos, apontando, no caso da dominância apical em bananeira, controle/acompanhamento sobre a formação de brotos laterais e raízes. XXV CHARACTERIZATION PHYSIOLOGICAL AND BIOCHEMISTRY OF THE APICAL DOMINANCE IN BANANA TREE PLANTS (Musa acuminata Colla) Author: Clayton Debiasi Adviser: Profa Dra Giuseppina Pace Pereira Lima Summary - The apical dominance, regarded as the control made by the apex of the breaks air about the growth of the lateral buds, branches and leaves, is influenced in different ranks, by physiological, genetical, and environmental factors. Several aspects related to the control of the development of lateral buds are have been broadly studied and reported in the last years, leading into a fundamental subject of the physiology vegetable from which itself constant researches for a total understanding should dispose of the trial. Among the rights, what concerns the mechanisms involved in this control, ARE able to be described the effects of the hormones vegetables, including the polyamines, of mineral nutrients, of carbohydrates, of the activity of enzymes, of phenolic compounds, of the proteins, of the light, of vascularization of the tissues and of the expression of specific genes. The present work breaks the interest about questions which were concerned as possible factors and physiological mechanisms involved in the trial of formation, development and distribution of lateral buds and banana tree roots (Musa acuminata Colla) in its rhizome complex. They are aimed at characterizing the apical dominance, in plants of banana tree, through biochemical analyses that compare the standards of ups and downs dominance, which also contribute for a better understanding to this important physiological event in the vegetables. Therefore, it utilized itself rhizomes of banana tree, cultivated Nanicão, in two periods of training of apical dominance (High dominance- ADA: rhizomes containing in the maximum two lateral buds emitted. It lows apical dominance-BDA: rhizomes containing six or more lateral buds emitted), collecting samples in 5 distinct points of the rhizome (apical region of the central cylinder, central region of the central cylinder, basic region of the central cylinder, region of roots formation and lateral sprouts formation region). From the analyses, one described and one discussed the differences and variations in endogenous texts of the auxin indol 3 acetic acid (IAA), of phenols: total phenols and flavonoids, of the carbohydrates: total soluble sugars (AST's), total reducing sugars (ART's), glucose and starch, of proteins: total proteins (PTN'S) and total soluble XXVI proteins (PTST's), of the polyamine: putrescine (PUT), of the mineral nutrients (N,P,K, Ca, Mg, Cu, Zn, Mn, Fe e B) beyond the variations in the activity of enzymes: poly phenol oxidase (PPO), IAA-oxidase and peroxidases (POD's) and of pH of tissues. The Physiological metabolism of the apical dominance in banana tree plants presents-itself significantly alterations in agreement the rank of domain apical. The endogenous contents of the IAA, of the phenolic compounds (total phenols and total flavonoids), of the carbohydrates (ART's, AST's, glucose and starch), of the proteins (PTN's, PTNS's), of the polyamine PUT, of the mineral nutrients (N,P,K, Ca, Mg, Cu, Zn, Mn, Fe and B) and also the activity of the enzymes PPO, IAA-oxidase and POD's, beyond pH of the tissues, significantly vary according to the apical domain in rhizomes. Rhizomes in ADA accumulates, in general, more glucose, starch, PTN's, PUT, N, Ca, Mg, Cu, Mn, Fe and B and presents greater activity of the POD's whereas rhizomes in BDA accumulates, in general, more IAA, total phenols, total flavonoids, ART's, AST's, PTNS's, P, K and Zn and presents greater activity of the IAA-oxidase. Decreasing levels of concentration, of the apex for the base, centralized region of the central cylinder of rhizomes, occur for total phenols, PPO, ART's, AST's, PTN's, PTNS's, POD's, PUT, N, P, K, Ca, Zn, Mn, Fe and B when in ADA and for IAA, PPO, ART's, glucose, starch, POD's, PUT, P, K, Zn, and Fe when in BDA. In the superior lateral region of the central cylinder (point of collection D), where if differentiates roots in rhizome of banana tree plants, accumulate itself more PTN's, PTNS's, N, P, Ca, Mg, Zn and Mn when this in ADA and more IAA, IAA- oxidase, PTNS's, PUT, K, Ca, Mn and Bo when this in BDA. Already in the lower lateral region of the central cylinder (point of collection E), where if differentiate lateral sprouts in rhizome of banana tree plants, accumulate itself more IAA, IAA-oxidase, glucose, starch, PUT and Cu when this in attaching and more Mg, Cu and Zn when this in BDA. The utilization of biochemical analyses can be like marker of morphogenetic events, aiming AT, in case of the apical dominance in banana tree, control/accompaniment about the formation of lateral buds and roots. XXVII 1 Introdução Dado a importância que a bananeira representa na sociedade brasileira, nos mais variados aspectos econômicos, políticos e sociais, não se pode esquecer da responsabilidade que a comunidade científica tem para com esta espécie. No Brasil devem ser cada vez maiores os esforços que visam o aprimoramento e entendimento global sobre os mais variados mecanismos que cercam esta cultura. 1.1 A cultura da bananeira De acordo com Cordeiro & Moreira (2006) a bananeira foi descrita no século 18, pelo botânico sueco Lineu, como sendo Musa sapientum (“o fruto do homem inteligente”) e provavelmente originária do Sudeste da Ásia. Descreve ainda que possivelmente tenha sido a primeira fruteira a ser cultivada pelo homem e que é uma fruta rica em vitamina B6, necessária para o perfeito funcionamento do cérebro, confirmando a relação do nome escolhido por Lineu no século 18. Hoje, de acordo com a FAO (2006), ocupa cerca de 9 milhões de hectares, em mais de 120 países e destaca-se por ser a fruta mais consumida no mundo. O Brasil, com 6.702.760 t, é o segundo produtor mundial de banana, sendo superado apenas pela Índia, com 18.820.000 t produzidas. No Brasil são cerca de 600.000 propriedades agrícolas 1 envolvidas com a cultura da banana, sendo que mais de 60% se encontram na faixa de dois a cinqüenta hectares (IBGE, 2006). Estas propriedades estão distribuídas nas 27 unidades da Federação, incluindo o Distrito Federal, onde se destacam os Estados de São Paulo, Bahia, Pará, Santa Catarina, Minas Gerais, Pernambuco e Ceará (IBGE 2006). O IBGE (2006), referente ao ano de 2004, indica área plantada de 493.456 ha, produção de 6.593.664 t e produtividade média de 12,82 t ha-1. Em 2005, o agronegócio da banana no Brasil exportou 212.175,99 t, resultando em um montante de US$ 33,028 milhões, atingindo dezenove países de diferentes continentes (MDIC, 2006). 1.2 Morfogênese vegetal: divisão, diferenciação e crescimento celular Sabe-se que os processos de divisão, diferenciação celular e crescimento são precisamente controlados, sendo iniciados por uma sinalização específica que desencadeia as primeiras divisões na diferenciação de um órgão, garantindo o desenvolvimento (SOUZA, 2006). O mesmo autor diz ainda que o processo de estruturação e formação da planta envolve divisão, diferenciação e crescimento celular. A divisão celular é primariamente responsável por gerar o crescimento do vegetal, resultando em órgãos com tamanhos e formas específicas, ou seja, com uma diferenciação celular específica. Para tanto, há a necessidade de um controle integrado entre a progressão do ciclo celular e os sinais que desencadeiam o desenvolvimento (HEMERLY et al., 1999). A divisão celular nas plantas adultas ocorre em um grupo pequeno de células, nos chamados meristemas, cujo processo de formação sofre a influência de fatores endógenos (BOER & MURRAY, 2000), Os vegetais respondem de forma diferenciada aos fatores (sinais) exógenos e endógenos, apresentando desta forma, uma alta plasticidade nos mecanismos que percebem, traduzem e integram estes sinais para obtenção de uma resposta fisiológica (RANJEVA & VIDAL, 2003). Neste sentido, pode-se dizer que o evento da dominância apical nas plantas é resultado do efeito de diferentes fatores de influência, associados à sensibilidade das células em responderem aos estímulos. Trewavas (2000) descreve que são vias de sinalização que integram os diferentes sinais, desencadeando adaptações/alterações no metabolismo celular, existindo conexões entre as vias de transmissão de sinais. 2 Fleming (2006), discutindo a relação entre a coordenação da divisão celular, diferenciação e morfogênese no meristema apical caulinar, descreve que a proliferação e o crescimento celular estão intimamente relacionados com a diferenciação celular à medida que as células se distanciam do meristema para a formação de primórdios de órgãos. Novas células são geradas constantemente a partir de divisões no meristema e estas se tornam comprometidas, ou com a manutenção do crescimento e do corpo da planta ou com diferentes vias de diferenciação. 1.3 A dominância apical Os eventos fisiológicos de crescimento e desenvolvimento que ocorrem nas plantas representam processos integrados, complexos e pouco conhecidos. A interdependência dos eventos metabólicos reflete-se no desenvolvimento da planta como um todo. No caso da dominância apical, o controle exercido pelo ápice da parte aérea sobre o crescimento das gemas laterais, ramos e folhas é influenciado, em diferentes graus, por fatores ambientais, genéticos e fisiológicos (MA & SMITH, 1992, CLINE, 1994, DAVIS & SIMMONS, 1994, TAMAS, 1995, MANTEDIOCA, 1996, TAIZ & ZEIGER, 2004, SOUZA, 2006). A gema apical do rizoma da bananeira, a exemplo do que ocorre com todas as demais plantas superiores, é responsável pela síntese de auxinas (AX’s), tendo como principal o ácido indol-3-acético (IAA) e pelo controle da formação e desenvolvimento das gemas laterais (SACHS, 1991). Esta situação, demonstrada na figura 1, parece resultar na formação de raízes e na ausência de gemas na região superior deste tipo caulinar, sugerindo haver um gradiente decrescente de IAA a partir da gema apical para a base do rizoma (ZAFFARI, 1998, MORRIS, 1977; BROWN et al., 1979; BROWN & PHILLIPS, 1982). Isto estimularia a rizogênese na metade superior do rizoma e simultaneamente inibiria as gemas laterais nesta porção. As raízes, uma vez desenvolvidas, produziriam citocininas (CK’s) que translocadas para a região basal do rizoma estabeleceriam um balanço AX’s/CK’s favorável ao desenvolvimento das gemas laterais e/ou adventícias (ZAFFARI, 1998). 3 Figura 01. Aspecto morfo-anatômico do rizoma de bananeira, extraído e adaptado de Simmonds (1973). Vários aspectos relacionados ao controle do desenvolvimento de gemas laterais vêm sendo amplamente estudados e relatados nos últimos anos, tratando-se de um tema fundamental da fisiologia vegetal, sobre os quais se devem disponibilizar pesquisas constantes para um total entendimento do processo. Dentre as atribuições, no que diz respeito aos mecanismos envolvidos neste controle, pode-se citar os efeitos dos hormônios vegetais, das PA’s, dos nutrientes minerais, dos carboidratos, da atividade de enzimas, dos compostos fenólicos, das proteínas, da luz, da vascularização dos tecidos e da expressão de genes específicos. 4 1.4 Os hormônios vegetais Os hormônios vegetais desempenham papel crucial no controle do crescimento e desenvolvimento das plantas (DAVIES, 1995) e estes estão diretamente relacionados com a dominância apical, na qual a hipótese hormonal do controle do desenvolvimento de gemas laterais sempre esteve entre as mais aceitas e entre as mais estudadas. Muitos acreditam e relatam que a dominância apical seja um evento fisiológico controlado pelos fitohormônios AX’s e CK’s (CLINE, 1991, CLINE et al., 1997, SHIMIZU- SATO & MORI, 2002, LEYSER, 2003). As AX’s, em especial o IAA, foram descritas em diversos trabalhos como sendo a principal classe de hormônios vegetais envolvido nos processos de controle da dominância apical (SOROKIN et al., 1962; SOROKIN & THIMANN, 1965, SACHS & THIMANN, 1964; JEWISS, 1972; LANGER et al., 1973; CLIFFORD, 1977; HARRISON & KAUFFMAN, 1984; BRENNER et al., 1987; WOODWARD & MARSHALL, 1987; WOODWARD & MARSHALL, 1989; MOES & STOBBE, 1991; FOSTER et al., 1991; LAUER, 1991; MA & SMITH, 1992; MANTEDIOCA, 1996; BEVERIDGE et al., 1996). Taiz & Zeiger (2004) reportam que o entendimento da ação inibitória da AX’s do ápice caulinar sobre o crescimento de gemas laterais facilitaria a compreensão do metabolismo bioquímico-hormonal envolvido na dominância apical. Assim, foram levantadas quatro hipóteses: 1ª- concentrações ótimas de IAA seriam necessárias para indução de brotações laterais, concentrações estas necessariamente mais baixas que as encontradas no caule principal (THIMANN & SKOOG, 1933); 2ª- meristemas apicais e folhas jovens em desenvolvimento possuem elevados níveis de IAA, podendo assim atuar como drenos de nutrientes e outros hormônios, as CK’s por exemplo; 3ª- um estímulo do crescimento de gemas laterais poderia ser obtido com a remoção do ápice caulinar, o que aumentaria as concentrações de CK’s, de nutrientes ou de ambos; 4ª- uma redução da dominância apical poderia ser obtida com a remoção do ápice caulinar, o que diminuiria as concentrações de IAA no caule e de ácido abscísico (ABA) na gema lateral. Para Thimann (1977) e Weiss & Shillo (1988), as folhas jovens modulam intensamente os processos de dominância apical, podendo estas, segundo Hosokawa et al. (1990) favorecer esta dominância apical, já que são capazes de sintetizar AX’s ou gerar 5 gradientes nutritivos devido ao seu crescimento. A primeira hipótese formulada de que a AX’s sintetizada no ápice era transportada até a base de forma basípeta (MORRIS & THOMAS, 1978; BROWN et al., 1979; BROWN & PHILLIPS, 1982; TAMAS, 1995) e acumulada nos brotos laterais, inibindo o desenvolvimento das gemas laterais (Foster et al., 1991; LAUER, 1991; MA & SMITH, 1992; MANTEDIOCA, 1996), explicando a dominância apical, foi contestada por Salisbury & Ross (1992) ao observarem que gemas laterais inibidas possuíam concentrações menores de AX’s do que aquelas não inibidas. O transporte basípeto das AX’s já é conhecido e bastante estudado, porém ainda é desconhecido o processo de transporte acrópeto do IAA para as gemas laterais, promovendo sua inibição (MORRIS, 1977; BANGERTH, 1989). Outra contestação foi relatada por Beveridge et al. (1996), contrário ao padrão até então postulado, os quais verificaram níveis altos desta substância no ápice e nos nós de mutantes de ervilha em relação a uma cultivar normal, mesmo liberando gemas laterais nos genótipos mutantes e inibindo no genótipo normal. Ainda não se tem estabelecido claramente a efetividade da ação de inibidores na dominância apical, nem tão pouco a sua efetividade mecânica na ação molecular e na expressão gênica (ABEL & THEOLOGIS, 1996). Supõe-se que as AX’s atuem indiretamente por intermédio da indução da formação de mensageiros secundários, como por exemplo o etileno (BURG & BURG, 1968) ou o ABA (TUCKER, 1975), inibindo assim o crescimento das gemas laterais. Pesquisas sobre os efeitos de substâncias inibidoras do transporte e da ação das AX’s na liberação e/ou diminuição da dominância apical (GEORGE, 1996) permitem um esclarecimento maior do papel da AX’s no controle do crescimento de gemas laterais (PRASAD et al., 1989; TAMAS et al., 1989). Neste sentido alguns trabalhos tentaram esclarecer questões relacionadas aos mecanismos de inibição (REYES et al., 1995; FUGITA & SYÕNO, 1996; STRABALA et al., 1996; TOLDI et al., 1996; ISHIKAWA et al., 1997; JENSEN et al., 1997; JENSEN & ESTELLE, 1998; LU et al., 1998; HADFI et al., 1998; SANIEWSKI & OKUBO, 1998; SANIEWSKI & OKUBO, 1998). O transporte basípeto da AX’s (TAMAS, 1995) é bloqueado por substâncias inibidoras como o ácido triiodo benzóico (TIBA) (NIERDEGANG-KAMIEN & LEOPOLD, 1957; MORRIS et al., 1973; REYES et al.,1995; SANIEWSKI & OKUBO, 1998) e o ácido nafitil fitalâmico (NPA) (DEPTA et al., 1983; REYES et al., 1995; SANIEWSKI & 6 OKUBO, 1998) em diferentes órgãos de várias espécies. Porém, os mecanismos reais deste efeito ainda não estão totalmente elucidados. Segundo Ferri (1985), estas substâncias seriam fortes competidoras no transporte polar, sendo que estas se combinariam com os transportadores, bloqueando o acesso e o subseqüente transporte do IAA. Havendo o transporte, a AX’s pode ainda ser inibida por interferência de substâncias inibidoras da sua ação. Um exemplo destas substâncias é o ácido 2-(clorofenoxi)-2-metil propiônico (PCIB), que apresenta um antagonismo competitivo com a ação das AX’s. Ainda relacionando questões hormonais, as CK’s também atuam nos processos da dominância apical (SHARIF & DALE, 1980; WANG & BELLOW, 1996; MANTEDIOCA, 1996). Estas, quando aplicadas exogenamente, promovem, em certos casos, a inibição do desenvolvimento de gemas laterais (CROXDALE, 1976) e/ou o decréscimo total ou parcial da dominância apical (BOSWELL et al., 1981). Estudos relacionando o processo de dominância apical com os níveis endógenos de CK’s e AX’s demonstraram resultados contraditórios. Foram encontrados níveis elevados de CK’s em gemas inibidas de ervilha, níveis baixos em gemas um pouco menos inibidas de batata e níveis também baixos em gemas já liberadas de roseira (JABLANOVIC & NESKOVIC, 1977; VAN STADEN & DIMALLA, 1981; VAN STADEN et al., 1994). Porém, Mapelli & Lombardi (1982) trabalhando com mutantes de tomateiro que não ramificavam lateralmente, encontraram níveis relativamente baixos de CK’s quando comparados com os níveis encontrados em plantas normais ramificadas. Propostas têm surgido para a participação secundária das CK’s na liberação e/ou diminuição da dominância apical. A síntese das CK’s nas gemas laterais e o seu posterior transporte acrópeto seriam influenciados pelas AX’s (SACHS & THIMANN, 1967), já que a remoção da fonte de AX’s (decapitação da parte aérea) permite a liberação e desenvolvimento das gemas laterais (MORRIS, 1977 e 1981; WAREING & PHILLIPS, 1981). Alguns autores ainda reportam a possibilidade de síntese de CK’s não só nas raízes mas também na parte aérea (WANG & WAREING, 1979; VAN STANDEN & DIMALLA, 1981; VAN STANDEN, 1982; CARMI & VAN STANDEN, 1983) e a possibilidade das gemas laterais possuírem quantidades necessárias de CK’s para o seu desenvolvimento (RUBINSTEIN & NAGAO, 1976; PROCHÁZKA, 1981; PROCHÁZKA & JACOBS, 1984). 7 Além dessas, existe ainda a possibilidade das gemas laterais produzirem CK’s (LEE et al., 1974; TUCKER, 1977). A complexidade do controle hormonal em plantas é evidenciada pela existência de interações entre diferentes classes hormonais durante a regulação de processos do desenvolvimento vegetal (SOUZA, 2006). A interação IAA-CK’s é considerada a mais importante no controle do desenvolvimento vegetal, como nos processos de dominância apical e no desenvolvimento de raízes e gemas, bem como na regulação da divisão e diferenciação celular (KAMÍNEK et al., 1997). Skoog & Miller (1957) já haviam descrito a importância conjunta de AX’s e CK’s nos processos organogenéticos in vitro ao observarem relação inversa entre a concentração destes hormônios na formação de raízes e gemas caulinares. Estando o conteúdo total favorável às AX’s, formaram-se raízes, ao passo que estando favorável às CK’s, formaram-se gemas adventícias caulinares. Os fatores envolvidos no controle do balanço endógeno de CK’s/IAA sobre a dominância apical têm sido os mais variados. No caso do desenvolvimento de gemas laterais, tem sido proposto que a relação CK’s/IAA seja mantida, provavelmente, através de uma regulação recíproca entre ambos (BEVERIDGE et al., 1994; CLINE et al., 1997). Sachs & Thimann (1967) sugeriram que o desenvolvimento de brotos laterais em plantas intactas estava diretamente relacionado com o balanço hormonal entre a AX’s provinda do ápice e de uma CK’s atuando localmente. Alguns estudos relatam que as CK’s podem estar desempenhando um papel de interação secundária com as AX’s. O decréscimo de AX’s na gema apical, via liberação e/ou diminuição da dominância apical por dano físico, pode induzir acréscimo na concentração de CK’s na parte aérea, decorrente do aumento da translocação a partir das raízes (MORRIS, 1977; WEREING & PHILLIPS, 1981) ou ainda, por um aumento da síntese nas gemas laterais (SACHS & THIMANN, 1967). Segundo Gaspar et al. (1982), algumas isoperoxidases básicas, classificadas enzimaticamente como IAA-Oxidases, poderiam regular por catabolismo, os níveis endógenos de AX’s na planta, influenciando diretamente a dominância apical. Assim, pode-se definir uma relação amplamente interligada entre os fatores relacionados ao balanço endógeno dos níveis de IAA e CK’s com as respostas expressas na dominância apical. As giberelinas (GA’s), por sua vez, vêm sendo apontadas como inibidoras do desenvolvimento de gemas laterais (JEWISS, 1972; MA & SMITH, 1992; 8 FOSTER et al., 1991; TAMAS, 1995). Porém, Martin (1987) contestou este apontamento por discordar metodologicamente dos testes e também por ter verificado resultados contraditórios. Assim, o real efeito das GA’s, bem como do IBA e do etileno, sobre o controle da dominância apical ainda necessita de estudos mais refinados para assim esclarecer as contradições existentes, ajudando a elucidar o real efeito destes e de outros hormônios neste processo. 1.5 As poliaminas (PA’s) Outra classe de substâncias que vem sendo amplamente estudadas, no que diz respeito à participação em processos de divisão celular, diferenciação e promoção do crescimento, dentre outras, são as PA’s, tendo como principais a putrescina (PUT), a espermidina (SPD) e a espermina (SPM). Segundo Kumar et al. (1997), as PA’s formam uma classe de aminas alifáticas que estão presentes em todos os organismos vivos e, provavelmente, envolvidos num grande número de processos biológicos, incluindo crescimento e desenvolvimento vegetal. A SPD e SPM são sintetizadas pela diamina PUT pela consecutiva adição de grupos aminopropil derivados da descarboxilação da S- adenosilmetionina (WALLACE et al., 2003). Existem dois caminhos para a produção da PUT, ambos envolvendo a descarboxilação de aminoácidos (ornitina e arginina) (figura 02). No primeiro caso, a descarboxilação é catalisada pela ornitina-descarboxilase (ODC) e produz PUT diretamente. No segundo caso, a arginina é descarboxilada à agmatina pela arginina-descarboxilase (ADC) e, subseqüentemente, a agmatina é convertida em PUT pela agmatina-iminohidrolase e N- carbamoil-PUT-amidohidrolase. Na maioria das plantas ambos os caminhos são operacionais (MEHTA et al., 2002). O mecanismo preciso das PA’s nas plantas ainda permanece desconhecido (GROPPA et al., 2001). O entendimento do papel das PA’s sobre a biologia das plantas é dificultada pela falta de conhecimento sobre sua distribuição subcelular e em nível de tecido, além das enzimas envolvidas em seu metabolismo (KUMAR et al., 1997). 9 Figura 02. Vias de síntese de PA’s (putrescina, espermidina e espermina) e de etileno (MEHTA et al., 2002) Vários são os relatos de participação delas nos processos fisiológicos vegetais. Dentre eles destaca-se o efeito sobre o crescimento e divisão celular, embriogênese e calogênese, germinação e emergência de plantas, enraizamento e crescimento de plantas, morfogênese, síntese de proteínas, florescimento, senescência, maturação e armazenamento de frutos, além de atuar em situações de estresse (KUMAR et al., 1997; VIU, 2000; PASCHALIDIS & ROUBELAKIS-ANGELAKIS, 2005). 1.6 Os nutrientes minerais Os nutrientes minerais parecem ter efeitos indiretos na morfogênese vegetal (RAMAGE & WILLIAMS, 2002), porém sabe-se da essencialidade de um determinado grupo de elementos minerais, sem os quais, mesmo que faltando individualmente, a planta não completa seu ciclo de vida, afetando diretamente seu crescimento e desenvolvimento (TAIZ & ZEIGER, 2004; KERBAUY, 2004) 10 No que se refere à participação dos nutrientes minerais na dominância apical, segundo Aspinall (1962), parece ser do nitrogênio o principal papel no controle deste evento. Porém, este elemento, assim como os demais considerados essenciais, provavelmente comporte-se apenas como percursores de metabólitos direcionados a biossíntese de moléculas ou ativadores enzimáticos, que diretamente estariam regulando o desenvolvimento de gemas laterais. Wang & Bellow (1996) demonstraram que a aplicação de nitrato e amônio misturados aumentou a proliferação lateral de plantas, devido ao fato de ter ocorrido aumento na síntese de citocinina, induzida pelo nitrogênio presente. Sabe-se, que o nitrogênio é o nutriente mineral que mais freqüentemente limita o crescimento vegetal, não somente devido a sua disponibilidade limitada em condições naturais, mas também devido ao seu papel essencial para a síntese protéica (MCINTYRE, 2001), sendo que concentrações adequadas de nitrogênio são essenciais, tanto para a morfogênese, quanto para o crescimento das plantas (RAMAGE & WILLIAMS, 2002). A importância do potássio para as plantas está próxima a do nitrogênio, sendo essencial na atividade de muitas enzimas, na síntese protéica, fotossíntese, movimento estomático, extensão celular, osmorregulação, dentre outras (KERBAUY, 2004, MARSCHNER, 1997). Quando o fornecimento de potássio é reduzido há um retardo no crescimento do vegetal, que tenta contrabalançá-lo pelo aumento no transporte deste nutriente das folhas maduras e do caule para os órgãos em crescimento (MARSCHNER & CAKMAK, 1989). Outro elemento, tratado como um dos mais importantes no que diz respeito ao envolvimento na dominância apical é o boro. Segundo Taiz & Zeiger (2004) o boro desempenha, dentre outras, funções de alongamento celular e respostas hormonais. Neste último caso, o boro participa na síntese do IAA, principal AX’s responsável pela manutenção da dominância apical em plantas. Também o zinco pode ter participação bastante estreita com a dominância apical, uma vez que, segundo Kerbauy (2004), este elemento atua na ativação de uma série de enzimas envolvidas no metabolismo de carboidratos, proteínas e AX’s. Poucos são os relatos de participação dos nutrientes minerais na dominância apical, porém, dada a importância destes em vários processos metabólicos e 11 fisiológicos que envolvem desde ativação de enzimas à formação estrutural de tecidos, cabe uma discussão que os envolva neste mecanismo regulatório. 1.7 Os carboidratos Nos vegetais o papel dos açúcares como nutrientes essenciais e substratos para síntese de componentes celulares não é restrito, pois os mesmos atuam também como moléculas sinalizadoras na regulação da expressão de vários genes (JANG & SHEEN, 1994; SMEEKENS, 2000). Assim, os carboidratos, além de atuarem como substratos para o crescimento, podem também regular a morfogênese e a diferenciação celular nos vegetais, podendo ser associado à dominância apical. Segundo Yun et al.(2002), o crescimento dos órgãos vegetais necessita de um fornecimento contínuo de nutrientes e a partição de assimilados de carbono entre os órgãos fornecedores (fonte) e consumidores (dreno) é regulada por vários fatores internos e externos como os fitormônios e a luz, por exemplo. A sacarose representa a maior parte dos produtos do CO2 fixado pela fotossíntese, sendo estocada principalmente no vacúolo (WINTER et al., 1994). No tecido em crescimento esse açúcar é utilizado como fonte de carbono e energia para a síntese de matéria celular. Parte da sacarose é estocada nos tecidos fotossintetizantes, enquanto outra flui até os órgãos/tecidos drenos, fornecendo substratos para a formação de outras substâncias de reserva, principalmente amido e frutano (AVIGAD & DEY, 1997). A glicose, assim como a sacarose, possui papel importante no controle da expressão de várias e importantes enzimas e outras proteínas (JANG & SHEEN, 1994). O amido é o principal carbono de reserva em numerosas espécies de plantas. A maioria das células vegetais sintetiza e degrada amido em alguma fase de seu desenvolvimento, tanto nas partes que darão origem a órgãos de reserva, como tubérculos e raízes tuberosas, quanto nas células de órgãos fornecedores como folhas fotossintetizantes no início do desenvolvimento (SMITH et al., 2005). A degradação de amido fornece carbono diretamente para a síntese de sacarose e para o crescimento e manutenção das células, sendo que em células adjacentes ao meristema, o amido pode atuar potencialmente como um 12 “tampão” de carbono, balanceando a demanda por esqueletos carbônicos e energia para as células e a importação de carbonos na forma de sacarose (SMITH et al., 2003). Em relação à alocação diferenciada de nutrientes minerais e fotoassimilados nas plantas, poucos são os relatos que relacionam tal evento ao processo de dominância apical. Peterson et al. (1982) levantaram a hipótese de que os fotoassimilados e outras reservas poderiam estar associados com o processo de dominância apical. Assim eles verificaram maior desenvolvimento de afilhos em coleóptilo quando da maior presença de carboidratos disponíveis. No entanto, Skinner & Nelson (1994) não observaram tal dependência dos carboidratos para outras plantas. Além disso, a importância hormonal no controle da partição de fotoassimilados nos órgãos e tecidos vegetais também vem sendo investigada, uma vez que, todas as respostas das CKs estão associadas com o crescimento ativo ou ativação de processos biológicos, têm-se sugerido freqüentemente uma possível ligação entre esse fitormônios e o fornecimento de carboidratos (KUIPER, 1993). Em geral, as CK’s são mostradas como possuidoras de um importante papel na regulação de muitos processos associados com o fornecimento de nutrientes para os tecidos em crescimento (ROISTCH & EHNEB, 2000). O aumento na atividade do dreno está associado com o aumento no conteúdo de CK’s, o qual estimula a formação de órgãos de armazenamento (PALMER & SMITH, 1970) e acelera a exportação de assimilados do floema (CLIFFORD et al., 1986). O IAA também estimula o influxo de assimilados para o órgão, pois esse hormônio vegetal aumentaria, em ação conjunta com as CK’s, as divisões celulares e o tamanho das células (MELIS & VAN STADEN, 1984). 1.8 As enzimas As enzimas também apresentam importância significativa na vida das plantas, uma vez que são partes integrantes de uma série de eventos fisiológicos e bioquímicos. Dentre elas destacamos as peroxidases (POD’s), polifenoloxidase (PPO) e o complexo enzimático do IAA-oxidase. 13 As POD’s são enzimas que utilizam o peróxido de hidrogênio para oxidar uma gama de doadores de hidrogênio, assim como substâncias fenólicas, ácido ascórbico, citocromo c, indóis, nitrito, aminas e alguns íons inorgânicos (SAUNDERS et al., 1964). As POD’s (EC 1.11.1.7) são compostas por uma única cadeia peptídica contendo um grupo heme (protoporfirina IX), sendo a enzima vegetal (distinta das POD’s de animais superiores) composta de aproximadamente 25% de carboidratos e encontrada em praticamente todas as plantas (VIU, 2000). Assim, são enzimas que servem para indicar processos fisiológicos, dentre eles oxidação de compostos fenólicos, biossíntese de etileno e lignina (ASADA, 1992) e morfológicos nos vegetais (SOUZA, 2002). Ainda segundo Da Costa et al. (1979), está relacionada com a regulação do nível endógeno do IAA, com mecanismos de resistência a doenças, regulação de permeabilidade de membranas, formação de parede celular, dentre outros. O peróxido de hidrogênio, além da participação na defesa da planta, também atua na indução da expressão gênica e na síntese protéica (BURDON et al., 1995). De acordo com Kay & Basile (1987), a atividade meristemática, em órgãos iniciais de desenvolvimento das plantas, tem sido relacionada com a atividade das POD’s. Ainda Van Fleet (1947) descreve que as POD’s estão presentes em todos os meristemas organizados, locais de iniciação de órgãos ou que possuam atividades metabólicas, fazendo ainda uma relação entre estes pontos com o aumento na atividade peroxidásica. A atividade das POD’s podem ser alteradas por fatores externos, tais como luz e outras radiações, hipo e hiper gravidade, distúrbios ecológicos, infecção, aplicação de pesticidas e vários tipos de estresse (SIEGEL, 1993). Em estudos realizados, Da Costa et al. (1979) relatam que as POD’s são amplamente distribuídas no reino vegetal e estão, dentre outras, relacionadas com a regulação do nível endógeno do IAA, mecanismos de resistências a doenças, regulação da permeabilidade da membrana, formação da parede celular e dormência das sementes. Ainda, segundo Van Huystee (1987), as POD’s estão envolvidas na oxidação do regulador vegetal IAA, uma vez que, catalisam a degradação de peróxidos formados pelo sistema IAA-Oxidase, podendo em alguns momentos reprimirem o IAA. Alguns autores citam ainda o envolvimento das POD’s em processos de diferenciação celular, uma vez que alterações na atividade destas, marcaram eventos 14 rizogênicos (JOERSBO et al., 1989) e embriogênicos (EL HADRAMI & DÁUZAC, 1992). Estas enzimas vem sendo utilizadas como indicadores bioquímicos para diferentes eventos: diferenciação celular (RAWAL & MEHTA, 1982), crescimento da planta (EPSTEIN & LAPORT, 1984), mudanças morfogenéticas em respostas a agentes físicos, químicos e ao estresse biótico (GASPAR et al., 1985) ou abiótico (LIMA et al., 1999). Outro exemplo do envolvimento de enzimas nos processos bioquímico-fisiológicos nos vegetais diz respeito ao IAA-Oxidase. Trata-se de um sistema oxidativo enzimático que ocorre nas plantas, responsável por reações de oxidação catalítica que controlam o conteúdo hormonal endógeno do IAA (SALISBURY & ROSS, 1992; TAIZ & ZEIGER, 2004). Além do controle oxidativo enzimático, exercido pelo IAA-Oxidase sobre o IAA endógeno, ocorre ainda o processo de foto-oxidação e também a ligação com outras moléculas na planta, produzindo conjugados que podem reter ou perder a atividade auxínica (SALISBURY & ROSS, 1992). O envolvimento do complexo enzimático IAA-Oxidase e também de seu metabolismo bioquímico-fisiológico relacionado aos processos morfogenéticos ainda é pouco conhecido e poucos são os trabalhos divulgados. Estudando a atividade destas enzimas, Debiasi (2000) sugere que os níveis endógenos de IAA podem ser correlacionados com o processo de dominância apical das plantas, entretanto, não está claro como o IAA livre na célula é preferencialmente metabolizado, uma vez que existem outras rotas de inativação do IAA além da oxidação pelo IAA-Oxidase. Além disto, o mesmo autor diz que boa parte das AX’s presentes nos tecidos vegetais encontram-se ligadas covalentemente a outros compostos, principalmente com açúcares no caso das monocotiledôneas. Já Lee (1971), verificou diminuição na oxidação do IAA à medida em que incrementava a concentração de cinetina em culturas de calos de fumo e Jain et al. (1969), uma relação direta do aumento do nível de IAA e a diminuição da destruição de IAA com a aplicação de cinetina em folhas de feijão. O aumento na atividade das POD’s e IAA-Oxidase indica o envolvimento destas enzimas na organogênese. Vicent et al. (1992) observaram elevada atividade destas enzimas antes da formação de brotos em cultura de calos de Kaempferia galanga. Kay & Basile (1987) relatam que a isoperoxidase não específica tem sido identificada, isolada e caracterizada para indicação do início da formação de órgãos, 15 desenvolvimento ou maturação, apontados como marcadores rápidos de diferenciação de tecidos. Nos tecidos vegetais, a enzima PPO está localizada nos cloroplastos e sua concentração (atividade) no tecido vegetal depende de local do plantio, período da colheita, espécie e do estado de amadurecimento do tecido (Dawson & Magee, 1955). A PPO provavelmente está presente em todas as plantas (WHITAKER, 1972) e segundo Yilmaz et al (2003), na presença de oxigênio, catalizam a oxidação de compostos fenólicos para formar quininas intermediadas por polimerase, para formar pigmentos indesejáveis. Esta enzima cataliza dois tipos de reações oxidativas: a hidroxilação de monofenóis para o-difenóis e a oxidação de o-difenóis para o-quinina (YILMAZ et al., 2003). Foi relatado que a PPO tem papel importante na divisão celular, diferenciação e desenvolvimento primário nos vegetais (HUYSTEE & CAIRNS, 1982). Muitos fatores podem influenciar na diferenciação de tecidos e órgãos. Durante a formação de raízes, por exemplo, ocorrem alterações nas atividades de várias enzimas (GONZALES et al., 1991). Segundo Hahlbrock & Grisebach (1979), a PPO pode regular indiretamente a síntese de compostos fenólicos e ainda, participar da organização e desenvolvimento das raízes primárias. 1.9 Os compostos fenólicos Os compostos fenólicos também apresentam indícios que os levam a serem estudados no processo de dominância apical. São produtos secundários que contém um grupo fenol e que são biossintetizados, em plantas superiores, a partir de derivados da fenilalanina (TAIZ & ZEIGER, 2004). Devido a sua diversidade química, os compostos fenólicos apresentam uma vasta variedade de funções e efeitos nos vegetais. No início, a principal atribuição dada aos compostos fenólicos era de ser inibidor do crescimento vegetal, porém atualmente, já se sabe que existem aqueles que promovem, são inertes ou mesmo participam de outros processos como fotossíntese e respiração (KEFELI & KADYROV, 1971). Segundo Taiz & Zeiger (2004), os compostos 16 fenólicos, dentre outras funções, atuam na biossíntese de ligninas, na germinação e crescimento de plantas, na alelopatia e promovem mecanismos de defesa. No que diz respeito à ação inibitória dos fenóis, a associação principal que se tem relato é de que estes inibiriam atividades enzimáticas e processos de fosforilação oxidativa (KEFELI, 1987; TAIZ & ZEIGER, 2004). Já em relação ao efeito promotor, principalmente sobre o crescimento das plantas, atribui-se aos compostos fenólicos a modulação da biossíntese e degradação do IAA (KEFELI, 1987, TAIZ & ZEIGER, 2004), podendo sinalizar para sua participação no processo de dominância apical. A promoção do efeito do IAA, pelos ácidos ferúlico, caféico e clorogênico, está relacionada com a prevenção da destruição enzimática do IAA via IAA- oxidase, enquanto que o ácido ρ-cumárico está relacionado com a ação inibitória na rizogênese induzida pelo IAA. Assim, baixas concentrações de monofenóis ativam o sistema IAA- oxidase, enquanto que os polifenóis inibem o IAA-oxidase (KEFELI, 1987). O mesmo autor diz ainda que, os compostos fenólicos não atuam somente na ação das AX’s, mas também, nas GA’s e CK’s, não apresentando ação anti-hormonal específica. Dentre os compostos fenólicos existentes nas plantas os flavonóides são os que representam a maior classe de metabólitos secundários produzidos por várias espécies vegetais, sendo comumente encontrados nas raízes, sementes e diversos outros órgãos das plantas (TAIZ & ZEIGER, 2004). Os flavonóides atraem interesse em estudos de fisiologia e bioquímica vegetal por atuarem como antioxidantes, inibidores enzimáticos precursores de substâncias tóxicas, componentes de pigmentos, etc., além de estarem relacionado à fotossíntese, na transferência de energia, aos hormônios vegetais e reguladores vegetais, morfogênese, reprodução sexual e defesa contra infecções (antimicrobianos) (DIXON, 2001). Sendo assim, visto sua relação, principalmente com os hormônios vegetais, pode-se atribuir uma possível participação dos flavonóides na dominância apical, cabendo estudos que comprovem esses efeitos. 17 1.10 Outros fatores possivelmente envolvidos na dominância apical A luz tem uma influência profunda em praticamente todos os aspectos do crescimento e desenvolvimento vegetal, incluindo a germinação de sementes, o desenvolvimento da plântula, a morfologia e fisiologia do estágio vegetativo, o controle de ritmos circadianos e a floração (KIM et al., 2002; NEMHAUSER & CHORY, 2002). A luz é um dos mais importantes fatores ambientais que controlam o desenvolvimento vegetal. Enquanto muitos aspectos da fotopercepção celular e vias de transdução celular são extensivamente estudados e caracterizados, os mecanismos envolvidos no controle integrado do crescimento e desenvolvimento em resposta aos sinais luminosos são pouco compreendidos (KRAEPIEL et al., 2001). Almeida & Mundstock (2001) estudaram a influência da luz disponível para a cultura do milho e verificaram forte influência desta sobre a dominância apical, assim como Almeida et al. (2000) com a cultura do trigo. Em relação à participação no controle do desenvolvimento das gemas laterais, basicamente os estudos se baseiam na tendência de maior crescimento destas na luz vermelha e menor na luz vermelho extremo. Segundo Salisbury & Ross (1992) a luz vermelho extremo reduz a relação entre as formas químicas do fitocromo vermelho e o fitocromo total presente nas plantas. Alguns autores confirmaram este padrão com a aplicação de diferentes comprimentos de onda sobre as plantas (SKINNER & SIMMONS, 1993, DAVIS & SIMMONS, 1994). Segundo Spalding & Folta (2005), a percepção do sinal luminoso requer que a luz seja absorvida e se torne fotoquimicamente ativa, o que é efetuado através de pigmentos especializados ou fotorreceptores (criptocromos e fitocromos). Ao tornar-se fotoquimicamente ativo, o fotorreceptor desencadeia uma cascata de eventos bioquímicos, denominada de via de transm