RESSALVA 

 

 

 

 
Atendendo solicitação da  

autora, o texto completo desta dissertação  

será disponibilizado somente a partir  

de 25/01/2021. 



 

 

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 
FACULDADE DE ENGENHARIA 
CAMPUS DE ILHA SOLTEIRA 

 
 
 
 
 
 
 
 
 

LARISSA APARECIDA GONÇALVES 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

PRODUÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE AMILASE SECRETADA POR 

Rhizoctonia solani AG-1 IA 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

 
Ilha Solteira 

2019



Campus de Ilha Solteira  
 

 
 

 

 
 

LARISSA APARECIDA GONÇALVES 
 

 
 
 
 
 
 
 
 
 

PRODUÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE AMILASE SECRETADA POR 

Rhizoctonia solani AG-1 IA 

 
 
 
 
 
 

Dissertação apresentada à Faculdade de 
Engenharia, Campus de Ilha Solteira – 
UNESP como parte dos requisitos para 
obtenção do título de Mestre em Agronomia. 
Especialidade: Sistemas de Produção. 
 
Prof. Dr. Paulo Cezar Ceresini 
Orientador 
 
Profª. Drª. Heloiza Ferreira Alves do Prado 
Co-orientadora 
 
 
 
 
 
 
 
 

 
Ilha Solteira 

2019



Gonçalves Produção e caracterização de amilase secretada por Rhizoctonia solani AG-1 IAIlha Solteira2019 51 Sim Dissertação (mestrado)Engenharia AgronômicaSistemas de ProduçãoNão

.

.

FICHA CATALOGRÁFICA

Desenvolvido pelo Serviço Técnico de Biblioteca e Documentação

Gonçalves, Larissa Aparecida. 
      Produção e caracterização de amilase secretada por Rhizoctonia solani 
AG-1 IA  / Larissa Aparecida Gonçalves. -- Ilha Solteira: [s.n.], 2019 

  51 f. : il. 

      Dissertação (mestrado) - Universidade Estadual Paulista. Faculdade de 
Engenharia. Área de conhecimento: Sistemas de Produção, 2019 

  Orientador: Paulo Cezar Ceresini 
  Co-orientador: Heloiza Ferreira Alves do Prado 
  Inclui bibliografia 

1. Amilases. 2. Rhizoctonia solani. 3. Cultivo em estado sólido.
4. Resíduos agroindustriais. 5. Composição bromatológica.

G635p 



UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA

Clmpua de IIha Soltelra

CERTIFICADO DE APROVAC;;Ao

Titulo:
Produ~ao e caracterizacao de amilase secretada por Rhizoctonia solani AG-lIA

AUTORA: LARISSA APARECIDA GONCALVES

ORIENTADOR : PAULO CEZAR CERESINI

COORIENTADORA: HELOIZA FERREIRA ALVE S DO PRADO

Aprovada como parte das exi qencias para obtencao do Titulo de Mestra em AGRONOM IA,

area : Sistemas de Producao pela Comissao Examinadora :

If" l . . J .
I v' LA).5-.... 0C J....\..\.M...\"\.e-

Profa. Dra, HELOIZA FERREIRA ALVES DO PRADO
Departamento de Fitotecnia, Tecnologia de Alimentos e socio Economia I Faculdade de Engenharia de IIha
Solteira

n2~~ ~- e
Prof. Dr. RENATO GRIL
Departamento de Hsica Quimica I Faculdade de Engenharia de IIha Solteira

eJ-u.~~~~
Prof. Dr ~ ~DRIGO SIMOES RIBEIRO LEITE
Faculdade de Clencias Biol6gicas e Ambientais I Universidade Federal da Grande Dourados

IIha Solteira, 25 de janeiro de 2019.

Faculdade de Engenharia · Cempus de Ilha Sotteira ­
Av. Brasil Centro, 56. 15385000 . llha scneee • SAo Paulo

www.leis .unes p.brl#!/ppga CNPJ . 48.03 1.91810015-20



AGRADECIMENTOS 

 

 A Deus, por todos os dias me envolver em sua presença, renovar as minhas 

forças e tornar possíveis os sonhos que são inatingíveis por mim. 

 Aos meus pais, Maria Aldeniz e José Antônio, que me criaram com todo amor, 

se empenharam em cada uma das minhas conquistas e intercederam por mim em 

orações para que tudo desse certo. Vocês são os meus melhores amigos! Sem a 

ajuda de vocês, certamente eu não teria chegado até aqui. 

Aos meus queridos irmãos Josmar (in memorian) e Dimas, minha cunhada 

Tatiana, minha sobrinha Yasmin e minha tia Maria José, que sempre demonstraram 

preocupação e amor por mim, me incentivaram e vibraram com cada conquista.  

 A Profª. Drª. Heloiza Ferreira Alves do Prado, com quem tive o privilégio de 

conviver. Obrigada pela contribuição em todos os momentos, pela amizade e 

confiança, e principalmente, pela sua paciência e disposição em ajudar-me. 

 Ao Prof. Dr. Paulo Cezar Ceresini, por colocar-se à disposição para auxiliar-me 

no que fosse necessário, pelo esclarecimento de dúvidas e apoio ao desenvolvimento 

deste trabalho. 

Aos professores do Programa de Pós-Graduação em Agronomia da UNESP, 

Campus de Ilha Solteira, pela amizade, dedicação e contribuição à minha formação 

acadêmica. 

 Aos funcionários da UNESP, Campus de Ilha Solteira, pela dedicação, 

paciência, e suporte dado nas diferentes etapas do desenvolvimento deste trabalho.  

Aos amigos da faculdade, colegas do laboratório e da vida, pelos agradáveis 

momentos de convivência, incentivos, conselhos, e por toda ajuda e solidariedade. 

 Aos professores membro das bancas de Qualificação, Prof. Dr. Marco 

Eustáquio de Sá e Profª. Drª. Ana Maria Rodrigues Cassiolato, e de Defesa do 

mestrado, que disponibilizaram parte do seu tempo para fazer sugestões e críticas, 

contribuindo para melhoria deste trabalho. 

 O presente trabalho foi realizado com apoio da Coordenação de 

Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior - Brasil (CAPES) - Código de 

Financiamento 001, a qual agradeço. 

Muito obrigada! 



 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

“Aqueles que saíram chorando, levando a semente 

para semear, voltarão cantando, cheios de alegria, 

trazendo nos braços os feixes da colheita.”  

Salmo 126,6 



 

RESUMO 

 

Rhizoctonia solani AG-1 IA é um patógeno habitante do solo que causa doenças em 

pastagens e plantas cultivadas, em vários estados brasileiros. Para penetrar e 

colonizar os tecidos do hospedeiro, o microrganismo utiliza enzimas que podem ser 

de interesse biotecnológico e industrial. O objetivo do presente trabalho foi produzir e 

caracterizar a α-amilase secretada por R. solani AG-1 IA utilizando produtos e 

resíduos agroindustriais como substratos para fermentação. Para todos os ensaios foi 

adotado o processo de cultivo em estado sólio (CES) à temperatura de 25 °C e 

umidade inicial de 60%. Inicialmente, nove isolados de R. solani provenientes de 

diferentes hospedeiros (arroz, braquiária e soja) foram comparados quanto à 

produção amilolítica. As maiores atividades enzimáticas foram proporcionadas pelos 

isolados TO_022 e MT_SO85, procedentes da cultura da soja. Na etapa seguinte, foi 

avaliado o efeito do substrato sobre a produção enzimática. Farelo de trigo 

(12,98 U mL-1; TO_022), farelo de soja (3,97 U mL-1; MT_SO85) e braquiária lavada 

(4,95 U mL-1; TO_022) induziram eficientemente a produção amilolítica. O perfil de 

produção enzimática no farelo de trigo, melhor substrato avaliado no cultivo, indicou o 

tempo de 216 h como o mais apropriado para a obtenção de α-amilases pelo isolado 

TO_022 (22,14 U mL-1), e 240 h para o isolado MT_SO85 (22,84 U mL-1). Para 

caracterização físico-química da enzima foi utilizado o extrato enzimático bruto do 

isolado TO_022. A α-amilase de R. solani TO_022 exibiu máxima atividade a 55 °C e 

pH 5,5, e manteve atividade (em torno de 80%) quando incubada à 25 °C, pelo 

período de 24 h, em pH  4,5 a 7,0. A enzima também é estável quando incubada pelo 

período de 1 h, em temperaturas de até 45 °C.  

 

Palavras-chave: Amilases. Rhizoctonia solani. Cultivo em estado sólido. Resíduos 

agroindustriais. Composição bromatológica. 

 

 

 

 

 

 

 



 

ABSTRACT 

 

Rhizoctonia solani AG-1 IA is a soil-borne pathogen that causes diseases in pastures 

and cultivated plants in several Brazilian states. To penetrate and colonize host 

tissues, the microorganism uses enzymes that may be of biotechnological and 

industrial interest. The aim of the present work was to produce and characterize the 

α-amylase secreted by R. solani AG-1 IA using agroindustrial products and residues 

as substrates for fermentation. For all the tests, the solid state cultivation process 

(SSC) at 25 °C and initial humidity of 60% was adopted. Initially, nine isolates of 

R. solani from different hosts (rice, Brachiaria grass and soybean) were compared for 

amylolytic production. The major enzymatic activities were provided by the isolates 

TO_022 and MT_SO85, from the soybean crop. In the next step, the effect of the 

substrate on the enzymatic production was evaluated. Wheat bran (12.98 U mL-1; 

TO_022), soybean meal (3.97 U mL-1, MT_SO85) and washed ruzigrass (4.95 U mL-1; 

TO_022) efficiently induced amylolytic production. The enzymatic production profile in 

wheat bran, the best substrate evaluated in the culture, indicated the time of 216 h as 

the most appropriate to obtain α-amylases by the TO_022 isolate (22.14 U mL-1), and 

240 h for the isolated MT_SO85 (22.84 U mL-1). For the physicochemical 

characterization of the enzyme, the crude enzymatic extract of the TO_022 isolate was 

used. The α-amylase of R. solani TO_022 exhibited maximum activity at 55 °C and 

pH 5.5, and maintained activity (around 80%) when incubated at 25 °C for 24 h at pH 

4.5 to 7.0. The enzyme is also stable when incubated for 1 h at temperatures up to 

45 °C. 

 

Keywords: Amylases. Rhizoctonia solani. Solid state cultivation. Agroindustrial waste. 

Bromatological composition. 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 



 

LISTA DE FIGURAS 

 

Figura 1 - Desenho estrutural das (a) unidades de glicose, (b) amilose e (c) 
amilopectina ................................................................................  14 

Figura 2 - Representação esquemática da ação das enzimas envolvidas 
na degradação do amido. (●) molécula glicose com extremidade 
redutora; (○) molécula de glicose sem extremidade redutora; (→) 
indicam o ponto de clivagem preferido na molécula de amido ....  17 

Figura 3 - Aspecto dos substratos utilizados na fermentação ......................  25 

Figura 4 - Perfil de produção enzimática dos isolados RRA37, RRA30 e 
RRA33 de Rhizoctonia solani AG-1 IA, provenientes da cultura 
do arroz, e cultivados em farelo de trigo lavado, a 25 °C. (a) 
atividade amilolítica, (b) atividade específica, (c) açúcar redutor 
e (d) proteína total .......................................................................  30 

Figura 5 - Perfil de produção enzimática dos isolados PAB1B6, ROB2E1 e 
ROD2D5 de Rhizoctonia solani AG-1 IA, provenientes da cultura 
da braquiária, e cultivados em farelo de trigo lavado, a 25 °C. (a) 
atividade amilolítica, (b) atividade específica, (c) açúcar redutor 
e (d) proteína total .......................................................................   31 

Figura 6 - Perfil de produção enzimática dos isolados TO_022, TO_064 e 
MT_SO85 de Rhizoctonia solani AG-1 IA, provenientes da 
cultura da soja, e cultivados em farelo de trigo lavado, a 25 °C. 
(a) atividade amilolítica, (b) atividade específica, (c) açúcar 
redutor e (d) proteína total ...........................................................  32 

Figura 7 - Colonização dos substratos pelo isolado TO_022, após 96 h de 
cultivo em estado sólido ..............................................................  34 

Figura 8 - Colonização dos substratos pelo isolado MT_SO85, após 96 h 
de cultivo em estado sólido .........................................................  35 

Figura 9 - Atividade amilolítica e açúcar redutor total para Rhizoctonia 
solani AG-1 IA TO_022 e MT_SO85, após 96 h de cultivo em 
estado sólido, a 25 °C, em diferentes substratos ........................  38 

Figura 10 - Perfil de produção enzimática, atividade específica, açúcar 
redutor e proteína total dos isolados TO_022 e MT_SO85 de 
Rhizoctonia solani AG-1 IA, cultivados em farelo de trigo e 
braquiária lavada, a 25 °C ...........................................................  40 

Figura 11 - (a) pH ótimo e (b) temperatura ótima da α-amilase de 
Rhizoctonia solani AG-1 IA, isolado TO_022 ...............................  

41 

 



 

Figura 12 - Efeito do pH sobre a estabilidade da α-amilase de Rhizoctonia 
solani AG-1 IA TO_022. Tampão McIlvaine pH 3,0 a 8,0 e 
tampão glicina-NaOH pH 8,5 a 10,0 ............................................  42 

Figura 13 - Efeito da temperatura sobre a estabilidade da α-amilase de 
Rhizoctonia solani AG-1 IA TO_022 ............................................  43 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



 

LISTA DE TABELAS 

 

Tabela 1 - Dados de georreferenciamento dos isolados de Rhizoctonia 
solani AG-1 IA ...........................................................................  24 

Tabela 2 - Proteína, atividade específica e atividade de α-amilase dos 
isolados TO_022 e MT_SO85 de Rhizoctonia solani AG-1 IA, 
provenientes do hospedeiro soja, e cultivados sob fermentação 
sólida por 96 h a 25 °C ..............................................................  33 

Tabela 3 - Caracterização bromatológica dos substratos ...........................  36 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



 

SUMÁRIO 

 

1 INTRODUÇÃO ...................................................................................  12 

   

2 REVISÃO DE LITERATURA .............................................................  14 

2.1 AMIDO: ESTRUTURA E APLICAÇÃO...............................................  14 

2.2 ENZIMAS DEGRADADORAS DO AMIDO .........................................  16 

2.3 APLICAÇÃO DAS ENZIMAS AMILOLÍTICAS ....................................  17 

2.4 PROCESSOS FERMENTATIVOS PARA OBTENÇÃO DE 
AMILASES MICROBIANAS ...............................................................  19 

2.5 POTENCIAL BIOTECNOLÓGICO DE FUNGOS 
FITOPATOGÊNICOS.........................................................................  20 

2.6 RHIZOCTONIA SOLANI AG-1 IA ......................................................  21 

   

3 OBJETIVOS ......................................................................................  23 

3.1 OBJETIVO GERAL ............................................................................  23 

3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ..............................................................  23 

   

4 MATERIAL E MÉTODOS ..................................................................  24 

4.1 MICRORGANISMOS E PREPARO DO INÓCULO ............................  24 

4.2 PREPARO DOS SUBSTRATOS .......................................................  25 

4.3 ANÁLISE BROMATOLÓGICA DOS SUBSTRATOS .........................  26 

4.4 CULTIVO EM ESTADO SÓLIDO (CES) ............................................  26 

4.5 EXTRAÇÃO ENZIMÁTICA .................................................................  26 

4.6 DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE AMILOLÍTICA E ESPECÍFICA ...  26 

4.7 DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES TOTAIS ..............  27 

4.8 DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS ..................................................  27 

4.9 PERFIL DE PRODUÇÃO ENZIMÁTICA E EFEITO DO 
SUBSTRATO .....................................................................................  28 

4.10 CARACTERIZAÇÃO DA ENZIMA .....................................................  28 

4.10.1 Temperatura ótima e de estabilidade .............................................  28 

4.10.2 pH ótimo e de estabilidade ..............................................................  29 

4.11 ANÁLISE ESTATÍSTICA ....................................................................  29 

   

5 RESULTADOS E DISCUSSÃO .........................................................  30 

5.1 PERFIL DE PRODUÇÃO ENZIMÁTICA NO FARELO DE TRIGO 
LAVADO ............................................................................................  30 

5.2 EFEITO DO SUBSTRATO SOBRE A PRODUÇÃO DE AMILASE ....  32 

5.2.1 Composição bromatológica do substrato x atividade amilolítica
 ...........................................................................................................  36 



 

5.2.2 Inibidores do crescimento microbiano e repressão catabólica 
do carbono .......................................................................................  37 

5.3 PERFIL DE PRODUÇÃO ENZIMÁTICA NO FARELO DE TRIGO E 
BRAQUIÁRIA LAVADA ......................................................................  39 

5.4 CARACTERIZAÇÃO DA ENZIMA .....................................................  41 

5.4.1 Temperatura e pH ótimos ................................................................  41 

5.4.2 Estabilidade ao pH ...........................................................................  42 

5.4.3 Estabilidade térmica ........................................................................  42 

   

6 CONCLUSÕES ..................................................................................  44 

   

 REFERÊNCIAS .................................................................................  45 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



12 
 

1 INTRODUÇÃO 

 

 O amido, principal carboidrato de reserva das plantas, é constituído por uma 

mistura de polímeros de α-glicose unidos por ligações glicosídicas, a amilose e a 

amilopectina. Milho, trigo, arroz, batata e mandioca são exemplos de matérias-primas 

amiláceas, plantas que encerram o amido como principal componente, e servem de 

alimento para seres humanos e outros animais, além de serem utilizadas para a 

extração econômica desse carboidrato (DAMODARAN et al., 2010; LIMA, 2010) 

A obtenção de hidrolisados do amido por conversão enzimática amplia seu 

leque de aplicações na indústria. Enzimas capazes de quebrar as ligações α-1,4 e 

α-1,6 da amilose e amilopectina, permitem a formação de compostos de baixa massa 

molecular, como glicose, maltose e dextrinas, utilizados em indústrias de alimentos 

(bebidas, panificação, confeitaria, sorvetes, etc) e de álcool combustível 

(DAMODARAN et al., 2010; POLIZELI; SILVA, 2016).  

As amilases também têm ampla aplicação em setores não relacionados a 

indústria alimentícia, como no acabamento de papéis e tecidos, atuando no processo 

de desengomagem que sucede a aplicação de pastas de amido, e na fabricação de 

detergentes (POLIZELI; SILVA, 2016). As enzimas amilolíticas estão entre as mais 

importantes comercialmente produzidas e perfazem 25 a 33% do mercado 

internacional de enzimas (OLIVEIRA et al., 2015).  

As enzimas utilizadas na indústria, não só para a despolimerização do amido, 

como também de outros carboidratos complexos como a celulose e xilana, 

usualmente são obtidas a partir de microrganismos como fungos e bactérias (BON et 

al., 2008; LEE et al., 2015). Para produção dessas enzimas, em geral, emprega-se os 

métodos de cultivo submerso (CSm) e cultivo em estado sólido (CES), este último, 

mais utilizado para o cultivo de fungos filamentosos graças às semelhanças com seu 

ambiente natural (ONOFRE et al., 2016).  

A produção industrial de enzimas é frequentemente limitada pelos custos dos 

meios para cultivo, cerca de 40% do investimento requerido corresponde a fonte de 

carbono (OLIVEIRA et al., 2015). Assim, a utilização de produtos, subprodutos e 

resíduos agrícolas, de baixo custo e fácil obtenção, tem sido sugerida como uma 

alternativa para reduzir os custos da produção enzimática (MAHMOOD et al., 2018; 

PEREIRA et al., 2017). Farelo de trigo, resíduos da mandioca e da banana, são alguns 



13 
 

exemplos de substratos empregados para a produção de α-amilases (MAHMOOD et 

al., 2018; RAVINDRAN et al., 2018).  

As características do material vegetal empregado no cultivo microbiano, como 

o teor de amido, celulose, lignina, lipídeos e proteínas, influenciam tanto o tipo de 

enzima secretada quanto a quantidade (ALMALKI, 2018; COLOGNA et al., 2018; 

SCHIMIDELL et al., 2001). Também vão influenciar a produção enzimática a cepa do 

microrganismo utilizado, e até mesmo, o local (fonte ou hospedeiro) de isolamento 

(GOPINATH et al., 2017). 

Fungos filamentosos, saprofíticos ou fitopatogênicos, secretam enzimas e 

outras proteínas com potencial de aplicação biotecnológica, e apesar da grande 

diversidade desses microrganismos, os trabalhos com enzimas amilolíticas, em geral, 

se concentram nos gêneros Aspergillus e Penicillium (RAMOS et al., 2016; SOUZA; 

MAGALHÃES, 2010). 

Diante do exposto, o presente trabalho teve como objetivo produzir e 

caracterizar a α-amilase do fungo Rhizoctonia solani AG-1 IA, um grupo 

economicamente importante e geneticamente diverso de patógenos do solo que 

afetam o cultivo de braquiária, arroz e soja, entre outras culturas, em vários estados 

brasileiros (CAMPOS; CERESINI, 2006; POLONI et al., 2016; SOUZA et al., 2007).  

A seleção de isolados de R. solani AG-1 IA com potencial amilolítico 

provenientes dos hospedeiros arroz, braquiária e soja, iniciada por Bistratini (2016), 

foi continuada e ampliada. Novos produtos e resíduos agroindustriais foram 

empregados na produção da enzima como braquiária lavada, farelo de soja, palha de 

café, casca de banana e de mandioca. A α-amilase foi caracterizada usando 

parâmetros bioquímicos, e os substratos utilizados na sua produção, avaliados quanto 

a constituição bromatológica. A caracterização bromatológica dos substratos permitiu 

elucidar os parâmetros (teor de açúcares, proteínas, fibras, etc) inerentes aos 

produtos e resíduos agroindustriais, que favoreceram ou não, sua utilização para 

obtenção econômica de α-amilases por Rhizoctonia solani AG-1 IA.  

 

 

 

 

 

 



44 
 

6 CONCLUSÕES 

 

Dentre os isolados de Rhizoctonia solani AG-1 IA, avaliados sob cultivo em 

estado sólido (CES), TO_022 e MT_SO85, provenientes do hospedeiro soja, são os 

que mais produzem enzimas amilolíticas.  

Farelo de trigo, farelo de soja e braquiária lavada induzem eficientemente a 

produção de α-amilases pelo fungo R. solani AG-1 TO_022 e MT_SO85. Farelo de 

trigo é o substrato que proporciona os melhores resultados para produção de amilase, 

comparado a todos os substratos testados. 

Parâmetros como alto teor de amido e nitrogênio favorecem a produção de 

α-amilases por R. solani. Em contrapartida, alto teor de carboidratos solúveis, 

presença de substâncias com atividade antimicrobiana (taninos e cafeína) e 

constituição predominantemente lignocelulósica, influenciam negativamente a 

produção da enzima. 

O tempo necessário para máxima obtenção de α-amilases pelo isolado TO_022 

sob cultivo (CES) em farelo de trigo a 25 °C, é de 216 h. A máxima atividade amilolítica 

para o isolado MT_SO85, nas mesmas condições de cultivo, só é atingida 24 h depois 

(às 240 h). 

A α-amilase secretada pelo isolado TO_022 tem máxima atividade em pH ácido 

(pH 5,5) e temperatura de 55 °C, mantém atividade em pH ácido a neutro (pH 4,5 a 

7,0) e não desnatura quando incubada pelo período de 1 h em temperaturas de até 

45 °C. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



45 
 

REFERÊNCIAS 

ABDULAAL, W. H. Purification and characterization of α-amylase from Trichoderma 
pseudokoningii. BMC Biochemistry, London, v. 19, n. 1, p. 4, 2018. 

AGRIOS, G. N. Plant pathology. 5th ed. Burlington: Elsevier Academic, 2005. 
952 p. 

ALCÁZAR-ALAY, S. C.; MEIRELES, M. A. A. Physicochemical properties, 
modifications and applications of starches from different botanical sources. Food 
Science and Technology, Campinas, v. 35, n. 2, p. 215-236, 2015.  

ALMALKI, M. A. Solid state fermentation of agro-residues for the production of 
amylase from Bacillus subtilis for industrial applications. International Journal of 
Current Microbiology and Applied Sciences, Kancheepuram, v. 7, n. 3, p. 1341-
1348, 2018. 

ALVES-PRADO, H. F. Purificação e caracterização de ciclodextrina 
glicosiltransferase (CGTase) produzida por Paenibacillus campinasensis H69-3 
e Bacillus clausii E16: caracterização das ciclodextrinas, clonagem e 
sequenciamento do gene da CGTase de Bacillus clausii E16. 2005. 166 f. Tese 
(Doutorado em Ciências Biológicas)– Instituto de Biociências, Universidade Estadual 
Paulista “Júlio de Mesquita Filho”-  UNESP, Rio Claro,  2005. 

ANTONIÊTO, A. C. C.; CASTRO, L. S.; SILVA-ROCHA, R.; PERSINOTI, G. F.; 
SILVA, R. N. Defining the genome-wide role of CRE1 during carbon catabolite 
repression in Trichoderma reesei using RNA-Seq analysis. Fungal Genetics and 
Biology, Maryland Heights, v. 73, p. 93-103, 2014. 

ASRAT, B.; GIRMA, A. Isolation, production and characterization of amylase enzyme 
using the isolate Aspergillus niger FAB-211. International Journal of 
Biotechnology and Molecular Biology Research, Lagos, v. 9, n. 2, p. 7-14, 2018. 

AVWIOROKO, O. J.; TONUKARI, N. J.; ASAGBA, S. O. Biochemical characterization 
of crude α-amylase of Aspergillus spp. associated with the spoilage of cassava 
(Manihot esculenta) tubers and processed products in Nigeria. Advances in 
Biochemistry, New York, v. 3, n. 1, p. 15-23, 2015. 

BERTOLDO, C.; ANTRANIKIAN, G. Starch-hydrolyzing enzymes from thermophilic 
archaea and bactéria. Current Opinion in Chemical Biology, Oxford, v. 6, n. 2, p. 
151-160, 2002. 

BISTRATINI, E. Enzimas degradadoras de parede celular de plantas produzida 
por Rhizoctonia solani AG-1 IA: estudo da produção extracelular, purificação e 
caracterização. 2016. 213 f. Tese (Doutorado em Microbiologia)– Instituto de 
Biociências, Letras e Ciências Exatas, Universidade Estadual Paulista “Júlio de 
Mesquita Filho”- UNESP, São José do Rio Preto,  2016. 



46 
 

BŁASZCZAK, W.; SADOWSKA, J.; ROSELL, C. M.; FORNAL, J. Structural changes 
in the wheat dough and bread with the addition of alpha-amylases. European Food 
Research and Technology, Heidelberg, v. 219, n. 4, p. 348-354, 2004. 

BON, E. P. S.; FERRARA, M. A.; CORVO, M. L.; VERMELHO, A. B.; PAIVA, C. L. 
A.; ALENCASTRO, R. B.; COELHO, R. R. R. Enzimas em biotecnologia: produção, 
aplicações e mercado.  Rio de Janeiro: Interciência, 2008. 506 p.  

CAMPOS A. P. S.; CERESINI P. C. Somatic incompatibility in Rhizoctonia solani 
AG-1 IA of soybean. Summa Phytopathologica, Botucatu, v. 32, n. 3, p. 247-254, 
2006. 

CARRILLO-SANCEN, G.; CARRASCO-NAVARRO, U.; TOMASINI-CAMPOCOSIO, 
A.; CORZO, G.; PEDRAZA-ESCALONA, M. M.; FAVELA-TORRES, E. Effect of 
glucose as a carbon repressor on the extracellular proteome of Aspergillus niger 
during the production of amylases by solid state cultivation. Process Biochemistry, 
London, v. 51, n. 12, p. 2001-2010, 2016. 

CASTRO, C. V. B. Caracterização morfológica e molecular de isolados de 
Rhizoctonia solani Kuhn. 2007. 67 f. Dissertação (Mestrado em Agronomia)– 
Universidade Federal Rural da Amazônia, Belém, 2007. 

CASTRO, R. J. S.; SATO, H. H. Synergistic effects of agroindustrial wastes on 
simultaneous production of protease and α-amylase under solid state fermentation 
using a simplex centroid mixture design. Industrial Crops and Products, 
Amsterdam, v. 49, p. 813-821, 2013. 

CHEO, P. C. Effects of tannic acid on rhizomorph production by Armillaria 
mellea. Phytopathology, Saint Paul, v. 72, n. 6, p. 676-679, 1982. 

COLOGNA, N. M.; GÓMEZ-MENDONZA, D. P.; ZANOELO, F. F.; GIANNESI, G. C.; 
GUIMARÃES, C. A; MOREIRA, L. R. S; FERREIRA FILHO, E. X. F.; RICART, 
C. A. O. Exploring Trichoderma and Aspergillus secretomes: proteomics approaches 
for the identification of enzymes of biotechnological interest. Enzyme and Microbial 
Technology, Philadelphia, v. 109, p. 1-10, 2018.  

CORRADINI, E.; LOTTI, C.; MEDEIROS, E. S.; CARVALHO, A. J. F.; CURVELO, A. 
A. S.; MATTOSO, L. H. C. Estudo comparativo de amidos termoplásticos derivados 
do milho com diferentes teores de amilose. Polímeros Ciência e Tecnologia, São 
Carlos, v. 15, n. 4, p. 268-273, 2005.   

COUTURIER, M.; MATHIEU, Y.; NAVARRO, D.; DRULA, E.; HAON, M.; GRISEL, S.; 
LUDWIG, R.; BERRIN, J. Characterization of a new aryl-alcohol oxidase secreted by 
the phytopathogenic fungus Ustilago maydis. Applied Microbiology and 
Biotechnology, Heidelberg, v. 100, n. 2, p. 697-706, 2016. 

CURVELO-SANTANA, J. C.; EHRHARDT, D. D.; TAMBOURGI, E. B. Otimização da 
produção de álcool de mandioca. Ciência e Tecnologia de Alimentos, Campinas, 
v. 30, n. 3, p. 613-617, 2010. 



47 
 

DAMODARAN, S.; PARKIN, K. L.; FENNEMA, O. R. Química de alimentos de 
fennema. 4. ed. Porto Alegre: Artmed, 2010. 900 p. 

DEY, T. B.; BANERJEE, R. Purification, biochemical characterization and application 
of α-amylase produced by Aspergillus oryzae IFO-30103. Biocatalysis and 
Agricultural Biotechnology, Heidelberg, v. 4, n. 1, p. 83-90, 2015. 

DEY, T. B.; KUMAR, A.; BANERJEE, R.; CHANDNA, P.; KUHAD, R. C. Improvement 
of microbial α-amylase stability: strategic approaches. Process Biochemistry, 
London, v. 51, n. 10, p. 1380-1390, 2016. 

ESCARAMBONI, B.; NÚÑEZ, E. G. F; CARVALHO, A. F. A; OLIVA NETO, P. 
Ethanol biosynthesis by fast hydrolysis of cassava bagasse using fungal amylases 
produced in optimized conditions. Industrial Crops and Products, Amsterdam, v. 
112, p. 368-377, 2018. 

FAN, L.; SOCCOL, A. T.; PANDEY, A.; VANDENBERGHE, L. P. S.; SOCCOL, C. R. 
Effect of caffeine and tannins on cultivation and fructification of Pleurotus on coffee 
husks. Brazilian Journal of Microbiology, Rio de Janeiro, v. 37, n. 4, p. 420-424, 
2006. 

FREITAS, L. S.; MARTINS, E. S.; FERREIRA, O. E. Produção e caracterização 
parcial de α-amilase de Syncephalastrum racemosum. Revista Brasileira de 
Biociencias, Porto Alegre, v. 12, n. 4, p. 226-232, 2014. 

GAWADE, D. B.; PERANE, R. R.; SURYAWANSHI, A. P.; DEOKAR, C. D.  
Extracellular enzymes activity determining the virulence of Rhizoctonia bataticola, 
causing root rot in soybean. Physiological and Molecular Plant Pathology, 
London, v. 100, p. 49-56, 2017. 

GOPINATH, S. C. B.; ANBU, P.; MD ARSHAD, M. K.; LAKSHMIPRIYA, T.; VOON, 
C. H.; HASHIM, U.; CHINNI, S. V. Biotechnological processes in microbial amylase 
production. BioMed Research International, New York, v. 2017, 2017. 

GUPTA, R.; GIGRAS, P.; MOHAPATRA, H.; GOSWAMI, V. K.; CHAUHAN, B. 
Microbial α-amylases: a biotechnological perspective. Process Biochemistry, 
London, v. 38, n. 11, p. 1599-1616, 2003. 

HANSEN, G. H.; LÜBECK, M.; FRISVAD, J. C.; LÜBECK, P. S.; ANDERSEN, B. 
Production of cellulolytic enzymes from ascomycetes: comparison of solid state and 
submerged fermentation. Process Biochemistry, London, v. 50, n. 9, p. 1327-1341, 
2015. 

HARTREE, E. F. Determination of protein: a modification of the Lowry method that 
gives a linear photometric response. Analytical Biochemistry, Philadelphia, v. 48, 
n. 2, p. 422-427, 1972.  

JOHNSON, R. R.; BALWANI, T. L.; JOHNSON, L. J. Corn plant maturity. II. Effect on 
in vitro cellulose digestibility and soluble carbohydrate content. Journal of Animal 
Science, Champaign, v. 25, n. 3, p. 617-623, 1966. 



48 
 

KAUR, H.; ARORA, M.; BHATIA, S.; ALAM, M. S. Optimization of α-amylase and 
glucoamylase production in solid state fermentation of deoiled rice bran (DRB) by 
Rhizopus oryzae. International Journal of Pure & Applied Bioscience, v. 3, n. 6, 
p. 249-256, 2015. 

KAUR, S.; DHILLON, G. S.; BRAR, S. K.; CHAUHAN, V. B. Carbohydrate degrading 
enzyme production by plant pathogenic mycelia and microsclerotia isolates of 
Macrophomina phaseolina through koji fermentation. Industrial Crops and 
Products, Amsterdam, v. 36, n. 1, p. 140-148, 2012. 

LEE, Y.; OH, C.; HEO, S.; KANG, D.; SHIM, W. Highly potent saccharification of 
Arthrospira maxima glycogen by fungal amylolytic enzyme from Trichoderma species 
J113. BioEnergy Research, New York, v. 8, n. 4, p. 1868-1876, 2015. 

LIMA, U. A. Matérias-primas dos alimentos.  São Paulo: Blucher, 2010. 402 p. 

MAHMOOD, S.; SHAHID, M. G.; IRFAN, M.; NADEEM, M.; SYED, Q. Partial 
characterization of α-amylase produced from Aspergillus niger using potato peel as 
substrate. Punjab University Journal of Zoology, Lahore, v. 33, n. 1, p. 22-27, 
2018. 

MILLER, G. L. Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing 
sugar. Analytical Chemistry, Washington, v. 31, n. 3, p. 426-428, 1959. 

MOHAMMED, H. S.; AL-ZUBAIDY, M. M. I.; AL-ASWAD, M. B. Inhibitory effect of 
tannic acid extracted from grape seeds and pomegranate peels on some 
microorganisms. Mesopotamia Journal of Agriculture, v. 36, n. 1, p. 12-18, 2008. 

NIYONZIMA, F. N.; MORE, S. S. Detergent-compatible bacterial amylases. Applied 
Biochemistry and Biotechnology, Totowa, v. 174, n. 4, p. 1215-1232, 2014. 

OLIVEIRA, A. P. A.; SILVESTRE, M. A.; ALVES-PRADO, H. F.; RODRIGUES, A.; 
PAZ, M. F.; FONSECA, G. G.; LEITE, R. S. R. Bioprospecting of yeasts for amylase 
production in solid state fermentation and evaluation of the catalytic properties of 
enzymatic extracts. African Journal of Biotechnology, Lagos, v. 14, n. 14, p. 1215-
1223, 2015. 

OLIVEIRA, A. P. A.; SILVESTRE, M. A.; GARCIA, N. F. L.; ALVES-PRADO, H. F.; 
RODRIGUES, A.; PAZ, M. F.; FONSECA, G. G.; LEITE, R. S. R. Production and 
catalytic properties of amylases from Lichtheimia ramosa and Thermoascus 
aurantiacus by solid-state fermentation. The Scientific World Journal, New York, 
v. 2016, 2016.  

ONOFRE, S. B.; ABATTI, D.; REFOSCO, D.; TESSARO, A. A.; ONOFRE, J. A. B.; 
TESSARO, A. B. Characterization of α-amylase produced by the endophytic strain of 
Penicillium digitatum in solid state fermentation (SSF) and submerged fermentation 
(SMF). African Journal of Biotechnology, Lagos, v. 15, n. 28, p. 1511-1519, 2016. 

http://lattes.cnpq.br/8538509657578022
http://lattes.cnpq.br/8538509657578022
http://lattes.cnpq.br/9929269532617448
http://lattes.cnpq.br/9929269532617448
http://lattes.cnpq.br/5762548246076451
http://lattes.cnpq.br/5762548246076451
http://lattes.cnpq.br/7887148115540704
http://lattes.cnpq.br/7887148115540704


49 
 

PAN, S.; DING, N.; REN, J.; GU, Z.; LI, C.; HONG, Y.; CHENG, L.; HOLLER, T. P.; 
LI, Z. Maltooligosaccharide-forming amylase: characteristics, preparation, and 
application. Biotechnology Advances, New York, v. 35, n. 5, p. 619-632, 2017. 

PEREIRA, C. R.; RESENDE, J. T. V.; GUERRA, E. P.; LIMA, V. A.; MARTINS, M. D.; 
KNOB, A. Enzymatic conversion of sweet potato granular starch into fermentable 
sugars: feasibility of sweet potato peel as alternative substrate for α-amylase 
production. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, Amsterdam, v. 11, p. 
231-238, 2017. 

POLIZELI, M. L. T. M.; SILVA, T. M. Amilases microbianas.  São Paulo: Editora da 
Universidade de São Paulo, 2016. 268 p. 

POLONI, N. M.; MOLINA, L. M. R.; MESA, E. C.; GARCIA, I. L.; CERESINI, P. C. 
Evidence that the fungus Rhizoctonia solani AG-1 IA adapted to Urochloa in 
Colombia keeps a broad host range including maize. Summa Phytopathologica, 
Botucatu, v. 42, n. 3, p. 228-232, 2016.  

RAMOS, A. M.; GALLY, M.; SZAPIRO, G.; ITZCOVICH, T.; CARABAJAL, M.; 
LEVIN, L. In vitro growth and cell wall degrading enzyme production by Argentinean 
isolates of Macrophomina phaseolina, the causative agent of charcoal rot in 
corn. Revista Argentina de Microbiología, v. 48, n. 4, p. 267-273, 2016. 

RAVINDRAN, R.; HASSAN, S. S.; WILLIAMS, G. A.; JAISWAL, A. K. A review on 
bioconversion of agro-industrial wastes to industrially important 
enzymes. Bioengineering, Basel, v. 5, n. 4, p. 93, 2018. 

SAHNI, T. K.; GOEL, A. Microbial enzymes with special reference to 
α-amylase. BioEvolution, v. 2, n. 1, p. 19-25, 2015. 

SAINI, R.; SAINI, H. S.; DAHIYA, A. Amylases: characteristics and industrial 
applications. Journal of Pharmacognosy and Phytochemistry, Lugar de 
Publicação, v. 6, n. 4, p. 1865-1871, 2017 

SAMANTA, S.; JANA, S.; KAR, S.; MOHAPATRA, P. K.; PATI, B. R.; MONDAL, K. 
C. Induction and catabolite repression of alpha-amylase synthesis in Bacillus 
licheniformis SKB4. Journal of Microbiology and Biotechnology Research, New 
Delhi, v. 7, n. 6, p. 8-16, 2017. 

SARANRAJ, P.; STELLA, D. Fungal amylase - a review. International Journal of 
Microbiological Research, Dubai, v. 4, n. 2, p. 203-211, 2013. 

SCHMIDELL, W.; LIMA, U. A.; AQUARONE, E.; BORZANI, W. Biotecnologia 
industrial: engenharia bioquímica. São Paulo: Blucher,  2001. v. 2, 541 p. 

SHIMMA, Y.; UNO, I.; HASHIBA, T.; ISHIKAWA, T. Characterization of a Rhizoctonia 
solani strain carrying plasmids. The Journal of General and Applied Microbiology, 
Tokyo, v. 34, n. 2, p. 111-117, 1988. 



50 
 

SILVA, D. J.; QUEIROZ, A. C. Análise de alimentos: métodos químicos e 
biológicos. 3. ed. Viçosa: Editora UFV, 2002. 235 p. 

SILVA, R. N.; QUINTINO, F. P.; MONTEIRO, V. N.; ASQUIERI, E. R. Production of 
glucose and fructose syrups from cassava (Manihot esculenta Crantz) starch using 
enzymes produced by microorganisms isolated from Brazilian Cerrado soil. Food 
Science and Technology, Campinas, v. 30, n. 1, p. 213-217, 2010. 

SINGH, S.; GUPTA, A. Comparative fermentation studies on amylase production by 
Aspergillus flavus TF-8 using Sal (Shorea robusta) deoiled cake as natural substrate: 
characterization for potential application in detergency. Industrial Crops and 
Products, Amsterdam, v. 57, p. 158-165, 2014. 

SINGH, S.; SINGH, S.; BALI, V.; SHARMA, L.; MANGLA, J. Production of fungal 
amylases using cheap, readily available agriresidues, for potential application in 
textile industry. BioMed Research International, New York, v. 2014, 2014. 

SOUZA, D. F.; PERALTA, R. M. Production of amylases by Aspergillus tamarii in 
solid state fermentation at high initial glucose concentrations. Acta Scientiarum, 
Maringá, v. 23, n. 2, p. 599-602, 2001. 

SOUZA, E. C.; KURAMAE, E. E.; NAKATANI, A. K.; BASSETO, M. A.; PRABHU, A. 
S.; CERESINI, P. C. Caracterização citomorfológica, cultural, molecular e patogênica 
de Rhizoctonia solani Kühn associado ao arroz em Tocantins, Brasil. Summa 
Phytopathologica, Botucatu, v. 33, n. 2, p. 129-136, 2007.  

SOUZA, P. M.; MAGALHÃES, P. O. Application of microbial α-amylase in industry - a 
review. Brazilian Journal of Microbiology, São Paulo, v. 41, n. 4, p. 850-861, 2010. 

SUNDARRAM, A.; MURTHY, T. P. K. α-Amylase production and applications: a 
review. Journal of Applied & Environmental Microbiology, Newark, v. 2, n. 4, p. 
166-175, 2014. 

TAIZ, L.; ZEIGER, E. Fisiologia vegetal. 5. ed. Porto Alegre: Artmed, 2013. 918 p.  

TALLAPRAGADA, P.; DIKSHIT, R.; JADHAV, A.; SARAH, U. Partial purification and 
characterization of amylase enzyme under solid state fermentation from Monascus 
sanguineus. Journal of Genetic Engineering and Biotechnology, Amsterdam, v. 
15, n. 1, p. 95-101, 2017. 

UZUN, U.; DEMIRCI, E.; AKATIN, M. Y. Purification and characterization of 
Rhizoctonia solani AG-4 strain ZB-34 α-amylase produced by solid-state 
fermentation using corn bran. Turkish Journal of Biochemistry, v. 43, n. 3, p. 257-
267, 2017. 

VAN DER MAAREL, M. J. E. C.; VAN DER VEEN, B.; UITDEHAAG, J. C. M.; 
LEEMHUIS, H.; DIJKHUIZEN, L. Properties and applications of starch-converting 
enzymes of the α-amylase family. Journal of Biotechnology, Amsterdam, v. 94, 
n. 2, p. 137-155, 2002. 



51 
 

VAN DER VEEN, B. A.; UITDEHAAG, J. C. M.; DIJKSTRA, B. W.; DIJKHUIZEN, L. 
Engineering of cyclodextrin glycosyltransferase reaction and product specifity. 
Biochimica et Biophysica Acta, Amsterdam, v. 1543, n. 2, p. 336-360, 2000. 

VIJAYENDRA, S. V. N.; KASHIWAGI, Y. Characterization of a new acid stable 
exo-β-1,3-glucanase of Rhizoctonia solani and its action on microbial 
polysaccharides. International Journal of Biological Macromolecules, 
Amsterdam, v. 44, n. 1, p. 92-97, 2009. 

VILLELA, G. G.; BACILA, M.; TASTALDI, H. Técnicas e experimentos de 
bioquímica. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1972.  269 p. 

WANG, C.; PI, L.; JIANG, S.; YANG, M.; SHU, C.; ZHOU, E. ROS and trehalose 
regulate sclerotial development in Rhizoctonia solani AG-1 IA. Fungal Biology, 
London, v. 122, n. 5, p. 322-332, 2018. 

WEINHOLD, A. R.; BOWMAN, T. Repression of virulence in Rhizoctonia solani by 
glucose and 3-O-methyl glucose. Phytopathology, Saint Paul, v. 64, p. 985-990, 
1974. 

WOODHALL, J. W.; LEES, A. K.; EDWARDS, S. G.; JENKINSON, P. 
Characterization of Rhizoctonia solani from potato in Great Britain. Plant Pathology, 
Chichester, v. 56, n. 2, p. 286-295, 2007. 

ZAMBARE, V. Solid state fermentation of Aspergillus oryzae for glucoamylase 
production on agro residues. International Journal of Life Sciences, Kathmandu, 
v. 4, p. 16-25, 2010. 

ZEOULA, L. M.; MARTINS, A. S.; PRADO, I. N.; ALCADE, C. R.; BRANCO, A. F.; 
SANTOS, G. T. Solubilidade e degradabilidade ruminal do amido de diferentes 
alimentos. Revista Brasileira de Zootecnia, Viçosa, v. 28, n. 5, p. 898-905, 1999.