UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 
“JÚLIO DE MESQUITA FILHO” 

INSTITUTO DE BIOCIÊNCIAS - RIO CLARO 

 

 
 
 
 
 
 
 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

VIVIANE DE CASSIA PEREIRA 

ESTUDOS DE FOTO TERMO E 
BIODEGRADAÇÃO DE BLENDAS DE 
PEBD/PHB EM COLUNAS DE SOLO 

Rio Claro 
2010 

ECOLOGIA 



VIVIANE DE CASSIA PEREIRA 

ESTUDOS DE FOTO TERMO E BIODEGRADAÇÃO DE BLENDAS DE 
PEBD/PHB EM COLUNAS DE SOLO  

                                            Orientador: Prof. Dr. José Carlos Marconato

                                         Co-orientadora: Dra. Suely Patrícia Costa Gonçalves

Trabalho de Conclusão de Curso apresentado 
ao Instituto de Biociências da Universidade 
Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” - 
Câmpus de Rio Claro, para obtenção do grau de 
Ecólogo 

Rio Claro-SP 
2010 



   



AGRADECIMENTOS 
Em primeiro lugar agradeço a Deus pela minha família, meus amigos, meus estudos, 

por ter me dado o dom de lidar e gostar de tudo que possui vida e por me mostrar que devo 

continuar pra sempre neste caminho, por ter me dado a vida e ter me feito respeitar tudo 

que nasce e por ter me mostrado nesse fim de ano que escolhi o curso certo. 

Ao meu orientador Marconato por ter me dado a oportunidade de realizar este 

trabalho, por ser amigo, por ter me ensinado os primeiros passos de um trabalho científico, 

por me dar liberdade para conduzir a pesquisa, por me ensinar a questionar, por me corrigir, 

por ser paciente e entender minhas dificuldades e é claro pela convivência harmoniosa e 

tranqüila que tivemos.  

À Suely, minha co-orientadora, com quem aprendi, além de muitas outras coisas, a 

ter segurança no dia a dia do laboratório, por ter sempre estado presente, me ensinando, 

me corrigindo, e por ser um grande exemplo a ser seguido, além da boa convivência no 

laboratório, das risadas e por ter me mostrado o real sentido da vida acadêmica, além de me 

ensinar que nunca devo jogar coisas na pia, que nada explode ao acaso e que o laboratório 

é um lugar muito mais legal do que parece, enfim, por ter me guiado e por tudo de bom que 

passamos juntas, sentirei muita saudades. 

À Lu, uma linda pessoa de quem sentirei muita saudade e sempre me lembrarei toda 

vez que entrar em qualquer laboratório, agradeço por ter me ensinado a rotina do 

laboratório, e é claro por sempre ter me recepcionado com um sorriso no rosto. À todo o 

pessoal do Lab IV, Viviane Lopes, Viviane Vivi e Mateus pela convivência. Agradeço 

também os técnicos Inês, Beto e Carmen pela amizade e disposição para ajudar. 

Ao Adriano por estar sempre disposto a me ajudar e esclarecer dúvidas, pelo 

exemplo de pesquisador e por ser sempre muito solícito.  

À Profa. Sandra por ter acompanhado o trabalho e por se mostrar disposta a ajudar 

quando preciso.  

Ao Profº Guilhermino Fechini, pela colaboração com o fototratamento. 

Ao Profº Ervino (Depto de Física) por tornar possível a Microscopia de Luz 

Polarizada. 

 À Maíra, sem a qual talvez a ideia e a possibilidade de fazer este TCC não teriam 

existido, sou muito grata por ter me deixado participar do seu trabalho, por ser companheira 

e amiga, sinto saudades das nossas sextas-feiras no lab. 

 Meus mais que sinceros agradecimentos à minha mãe Lourdes por tudo que fez, faz 

e sempre fará por mim, agradeço por todo tipo de apoio que tive, agradeço pelas 

incansáveis broncas, preocupações e telefonemas que nunca acabarão, por ter sempre me 

levado até a porta do ônibus quando ia embora, se despedindo e sempre perguntando 

“quando você volta?” e é claro a famosa frase “juízo e cuidado” além do “come direito, você 



não está comendo fruta? Ta tomando leite?” enfim, por ter me educado e me ensinado a ter 

respeito pelas pessoas. Ao Rambo, por sempre me recepcionar tão bem quando volto pra 

casa, vindo todo contente e latindo sempre com algum presente na boca. Aos meus irmãos 

Fernando, que sempre está muito longe mas sempre se interessa pelos meus estudos, 

Reinaldo que sempre está na casa da mãe e quer saber como vão as coisas e ao Daniel, 

com quem mais tive convívio, sempre me apoiando e sem a ajuda dele talvez eu nunca 

estivesse na faculdade, acho que foi ele quem me fez gostar de ciência. Agradeço também 

à minha cunhada Marissol (Sol) por ser sempre tão legal comigo, me feito rir muito, e 

também a Eleci (Lê) minha outra cunhada, pelos papos cabeça e conselhos. Aos meus 

sobrinhos Rafael, Samara e Mayara. E também a todas as outras pessoas da minha família. 

Ao meu namorado Gabriel pela meia década de convivência, por tudo que vivemos e 

viveremos, por servir de espelho através de seus atos, por ter me ensinado a ser mais 

responsável, pela paciência, por estar sempre presente e por ser companheiro, amigo, além 

da compatibilidade de humor.   

À tia Bernadete (Bete) e ao tio Abdalla, por terem me aceitado na familia adotado 

como nora e me ajudado tanto, nunca me esquecerei dos papos e compatibilidade de ideias,  

risadas, identificação pessoal e dos sempre maravilhosos lanches e almoços da tia Bete e 

dos conselhos e piadas  do tio Abdalla, e é claro pelas inúmeras caronas até a rodoviária 

nos domingos à noite, gosto muitão de vocês.  À Valéria por sempre se interessar em saber 

como anda a faculdade. 

À tia Izaura, por sempre ter feito muita coisa por mim, sempre levando bolo em casa 

nos finais de semana, pelas inúmeras xícaras de café nas férias, e por sempre estar 

presente . 

 À todos os professores do curso de Ecologia, principalmente a Zezé, Kayna, Massa, 

Jairo, Luziane, Fernanda e Schilittler e à Leila por me deixar participar de suas aulas. 

 Às bibliotecárias pelas ajudas e apoio.

À todo pessoal da minha sala, pela convivência, dificuldades, desesperos pré-prova, 

pelas ajudas em campo, e sonhos dos quais sempre compartilharemos, espero que nos 

encontremos muitas vezes na vida. Em especial as meninas do eterno grupo 1, Ana, Bia, 

Larissa e Joana, por terem me ajudado antes das provas, trabalhos, no campo ou em 

qualquer outra situação, valeu por tudo girls!!! e também à Mariana (Braqui) com que 

deveria ter feito amizade antes. 

À Joana por ter participado da minha vida nos últimos quatro anos, por ter me 

compreendido, me ajudado, me ter feito acreditar nos poderes da nossa meia da sorte, por 

ter me tirado uma vez (literalmente) do buraco, por ter quebrado muitos galhos, por me fazer 

enxergar que não sou muito normal, pelos inúmeros passeios de bicicleta, idas e vindas ao 

supermercado, e é claro, compatibilidade de humor, enfim, por ter sempre me acompanhado 



e estar sempre por perto e é claro por ter me apresentado ao Vivaldi, Bach e ao Zeca 

Baleiro.  

À Larissa por ter sido amiga, tolerante, e por ter estado sempre junto comigo e com a 

Joana nas mais diversas situações, na maior parte das vezes engraçadas, pelas 

inesquecíveis receitas de omelete, broa, bolo e tudo mais, pela conviência boa que trará 

saudade. 

À Dona Helena, por ter me proporcionado bem-estar durante os quatro anos. 

À meninas que foram e sempre serão minha família de Rio Claro, pois é assim que 

nos tratamos, a  Priscila sempre cantando, Raquel  sempre muito calma e zen, Larissa (eco) 

sempre muito fofa, mas reclamando de alguma coisa, Joana sempre rindo comigo,quando 

não ria sem motivo ria de alguma piada interna,  Larissa com sua meiguice infinita, Flávia, 

ah essa é muito fofa e é minha bixete favorita, e Camila sempre muito doida, bem humorada 

e falante, sou grata pela convivência sempre tranqüila com todas, pela amizade, por ouvirem 

minhas reclamações, agüentarem minhas chatices e manias, aturarem meu stress, pelos 

papos na cozinha algumas vezes papos cabeça e  outras vezes cabeça oca, e por terem 

feito da nossa casa um lugar muito especial.  

 Gostaria que todos soubessem que cada página deste trabalho foi escrita com muita 

dedicação e carinho. 

31º Turma de alunos do curso de Ecologia - UNESP Rio Claro 



“Siga a sua alegria e o universo abrirá portas para você onde 
antes só havia paredes” 

Joseph Campbell  

(1904- 1987) 



Lista de abreviaturas e siglas 

ASTM - American Society for Testing and Materials 

FTIR – Infravermelho com transformada de Fourier 

MLP- Microscopia de Luz Polarizada 

PCA- Plate Count Ágar 

PDA- Potato Dextrose Ágar 

PE – Polietileno 

PEAD- Polietileno de alta densidade 

PEBD - Polietileno de baixa densidade 

PEBDL- Polietileno linear de baixa densidade 

PHA- Polihidroxialcanoatos 

PHB - Poli (3-hidroxibutirato) 

PHBV- Poli(3-hidroxibutirato-co-valerato) 

PP- Polipropileno 

Tg - Temperatura de transição vítrea 

Tf- Temperatura de fusão 

u.a- Unidade arbitrária 

U.F.C- Unidades formadoras de colônia 

UV- Ultravioleta 

Lista de símbolos 
CO2 - Gás carbônico 

C=O - Carbonila 

CH4 - Metano 

O-H- Hidroxila 

pH - Potencial hidrogeniônico 

T - Temperatura 

O2 - Oxigênio



RESUMO 

A grande quantidade de resíduos plásticos sintéticos descartada diariamente no 
meio ambiente tem preocupado governantes do mundo todo. No sentido de 
minimizar este problema várias soluções estão sendo propostas. Uma delas é a 
busca de materiais potencialmente biodegradáveis no solo. Neste trabalho 
desenvolveu-se blendas de poli(3-hidroxibutirato) PHB, um polímero biodegradável, 
com polietileno de baixa densidade PEBD, um polímero convencional e avaliou-se 
os efeitos do termotratamento em estufa e do fototratamento em câmara de 
envelhecimento acelerado sobre a biodegradação destes filmes em coluna de solo. 
As blendas de PEBD/PHB foram preparadas em composições de 90/10, 80/20 e 
70/30, utilizando prensa sob aquecimento e os filmes foram analisados por 
Espectroscopia de Absorção no Infravermelho (FTIR), Microscopia de Luz 
Polarizada (MLP), perda de massa e ângulo de contato. 

Palavras-chave: Polímeros, meio ambiente, solo, resíduos plásticos 



SUMÁRIO 
                                                                                                                           Página                   

1. INTRODUÇÃO ....................................................................................................... 11
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ................................................................................... 13
2.1. Plásticos e Meio Ambiente .................................................................................. 13
2.2 .Polietileno de baixa densidade (PEBD) ............................................................... 13
2.3 .Polihidroxibutirato (PHB) ..................................................................................... 14
2.4. Blendas poliméricas  ........................................................................................... 15
2.5. Degradação ......................................................................................................... 16
2.5.1. Foto e Termodegradação ................................................................................. 16
2.5.2. Biodegradação ................................................................................................. 17
2.6. Degradação do Polietileno .................................................................................. 18
2.7. Degradação do PHB ........................................................................................... 18
3. OBJETIVOS ........................................................................................................... 19
4. MATERIAL E MÉTODOS ....................................................................................... 20
4.1. Material ................................................................................................................ 20
4.2. Métodos ............................................................................................................... 20
4.2.1. Preparo das blendas ........................................................................................ 20
4.2.2. Foto e termotratamento .................................................................................... 21
4.2.3. Biotratamento ................................................................................................... 21
4.2.4. Análises do solo ............................................................................................... 22
4.2.4.1.Teor de Matéria Orgânica  .............................................................................. 22
4.2.4.2. pH  ................................................................................................................. 22
4.2.4.3.Temperatura ................................................................................................... 22
4.2.4.4.Umidade   ....................................................................................................... 22
4.2.4.5. Quantificação Microbiana .............................................................................. 23
4.3. Técnicas .............................................................................................................. 23
4.3.1. Medida de massa ............................................................................................. 23
4.3.2. Espectroscopia de Absorção no Infravermelho (FTIR) ..................................... 23
4.3.3. Medida de ângulo de contato ........................................................................... 23
4.3.4. Microscopia de Luz Polarizada ......................................................................... 24
5. RESULTADOS E DISCUSSÕES ........................................................................... 25
5.1. Caracterização do solo ........................................................................................ 25
5.1.1. Umidade e temperatura .................................................................................... 25
5.1.2. Matéria orgânica e pH ...................................................................................... 26
5.1.3. Quantificação microbiana ................................................................................. 28
5.2. Analise visual ...................................................................................................... 28
5.2.1.Filmes originais ................................................................................................. 28
5.2.2.Filmes fototratados ............................................................................................ 29
5.2.3.Filmes biotratados ............................................................................................. 30
5.2.4.Filmes foto e biotratados ................................................................................... 30
5.3. Perda de massa  ................................................................................................. 32
5.4. Ângulo de contato ............................................................................................... 32
5.5. Espectroscopia de Absorção no Infravermelho (FTIR) ........................................ 33
5.5.1.Fototratamento .................................................................................................. 33 
5.5.2.Biotratamento......................................................................................................37 
5.5.3.Foto e biotratamento.......................................................................................... 40 
5.6. Microscopia de Luz Polarizada (MLP)................................................................. 43 
5.6.1. Filmes originais..................................................................................................43 



5.6.2. Filmes fototratados............................................................................................44 
5.6.3. Filmes biotratados.............................................................................................46 
5.6.4. Filmes foto e biotratados...................................................................................47 
6. CONCLUSÃO......................................................................................................... 50 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................................51 
APÊNDICE..................................................................................................................58  
   

                                                                   



11

1. INTRODUÇÃO 

Nos últimos trinta anos o volume de lixo produzido no mundo aumentou três 

vezes mais que a população (MENEZES et al., 2005). No Brasil o valor médio é da 

ordem de 180 kg/hab/ano, sendo a maior parte de origem orgânica, contudo o uso 

de produtos descartáveis intensificou-se nos últimos anos (FADINI et al.,  2001). 

Muitos problemas ambientais e de saúde pública são gerados a partir do manejo 

incorreto de resíduos sólidos (SANCHES et al., 2006). Nas grandes cidades 

brasileiras 7% do lixo produzido corresponde a produtos de plástico em filme, 

geralmente usado em aplicações de curta duração, como o polietileno (PE) (IBGE, 

2008).  

 O polietileno (PE) representa uma família de polímeros, incluindo, por 

exemplo: polietileno de baixa densidade (PEBD), polietileno linear de baixa 

densidade (PELBD) e polietileno de alta densidade (PEAD), amplamente utilizados 

na indústria de embalagens. Estes PE diferem principalmente em suas densidades 

que está relacionada com o grau de cristalinidade e por conseqüência nas suas 

faixas de fusão.  

Embora o PE tenha sido produzido pela primeira vez a mais de cinqüenta 

anos, o desenvolvimento de processos utilizados na sua produção continua a 

melhorar suas propriedades e desempenho para diferentes aplicações (TICE, 2003). 

Contudo trata-se de um polímero não biodegradável, tornando-se um grave 

problema ambiental, social e econômico. Umas das possíveis soluções para 

amenizar tais problemas são além da reciclagem e reutilização, a preparação de 

blendas de PE com polímeros biodegradáveis (ZHENG et al., 2005). Atualmente 

muitos campos de pesquisa e desenvolvimento tecnológico tem demonstrado 

interesse em estudos com plásticos sintéticos, como PET, PE, PP, PVC, dentre 

outros resíduos sólidos não degradáveis (FRANCHETTI ; MARCONATO, 2006) 

Polímeros biodegradáveis são materiais cuja degradação resulta 

primariamente da ação de microrganismos, tais como fungos, bactérias e algas de 

ocorrência natural, gerando CO2 quando em condição aeróbia e CH4 quando em 

condições anaeróbias, componentes celulares e outros produtos, segundo 

estabelecido pela ASTM-D-833. 



12

O poli (3-hidróxibutirato) (PHB) é um poliéster alifático biodegradável, membro 

da família dos polihidróxialcanoatos (PHA), produzido diretamente através de fontes 

renováveis por fermentação de um açúcar como matéria prima (ABOU-ZEID et al., 

2004). Desde a sua descoberta na década de vinte, por Maurice Lemoigne, o PHB 

tem sido muito estudado, além disso é degradável em vários ambientes, incluindo 

água do mar, solo e lodo de esgoto (ABOU-ZEID et al., 2004; ELDSATER et al., 

1999). O PHB tem um elevado ponto de fusão, em torno de 180ºC cristaliza-se 

lentamente em um sólido altamente cristalino, com a formação de estruturas 

esferulíticas e tornando-o frágil (GUNARATNE et al., 2005; WITHEY et al., 1999). 

Uma conseqüência deste alto ponto de fusão é a suscetibilidade à degradação 

térmica durante o processamento por fusão (GRASSIE et al., 1984). O PHB tem 

propriedades mecânicas comparáveis as do polipropileno (PP), contudo, devido ao 

seu elevado custo e fragilidade, ele é menos atrativo para o mercado de embalagens 

(FALCONE et al., 2007). 

A biodegradação é um processo que consiste na modificação física ou 

química causada pela ação de microrganismos, sob certas condições de calor, 

umidade, luz, oxigênio e nutrientes orgânicos e minerais adequados (AMASS et al., 

1998). Segundo FLEMING (1998), a biodeterioração de materiais poliméricos é 

causada por microrganismos que colonizam sua superfície formando biofilmes, que 

em contato com os polímeros devido a substâncias excretadas por eles causam 

mudanças estruturais e/ou morfológicas.  

A combinação das características do PE com as do PHB através da 

preparação de blendas podem resultar em um material mais biodegradável, para 

utilização na indústria de embalagens mais ecológicas. A literatura para este tipo de 

blenda é muito modesta, permanecendo um campo a ser explorado. 



13

2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 

2.1 PLÁSTICOS E MEIO AMBIENTE 
Os plásticos têm sido cada vez mais utilizados para produzir tanto materiais 

duráveis quanto não duráveis devido as suas propriedades, possibilidades de uso e 

baixo custo (HUANG apud FRANCHETTI e MARCONATO, 2006), porém a 

quantidade de resíduos plásticos descartado no ambiente passou a ser muito grande 

nos últimos tempos (REDDY, 2003). O mercado de produção de plásticos domina 

uma parcela muito expressiva da economia e cresce cada vez mais, o que 

consequentemente aumenta seu descarte no ambiente (INNOCENTINI-MEI, 2005). 

Além do mais sabe-se que os plásticos demoram mais de 100 anos para se 

decompor no ambiente, pois apresentam alta massa molar e baixa hidrofobicidade, 

características presentes que dificultam o ataque dos microrganismos ao polímero 

(LEE, 1998; ROSA, 2003). A maior parte dos resíduos sólidos descartados é 

composta por plásticos, papéis, vidros e muitas outras embalagens que depositados 

em ambiente inadequado tornam-se propícios para mosquitos e roedores 

(TOMMASI, 1976). Podem ser empregadas diferentes medidas para redução do lixo, 

sendo que cada uma apresenta vantagens e desvantagens (FADINI; FADINI, 2001; 

FRANCHETTI ; MARCONATO, 2006). 

2.2 POLIETILENO DE BAIXA DENSIDADE (PEBD) 
  O polietileno de baixa densidade (PEBD) é um polímero sintético pertencente 

à família das poliolefinas e provém de monômeros de hidrocarboneto alifático 

contendo uma dupla ligação carbono-carbono (C=C) (CANEVAROLLO, 2004), como 

pode ser visto na figura 1. O polietileno é produzido a partir do etileno (CH2=CH2) a 

altas temperaturas (entre 100 e 300ºC) e altas pressões (1000 a 3000 atm), a 

densidade fica entre 0, 912-0, 925 g/cm3 (COUTINHO, 2003). O PEBD possui 

ramificações que às vezes podem representar o tamanho da cadeia do polímero, 

contendo dezenas ou centenas de átomos de carbono, essa ramificação é 

responsável pelo seu grau de cristalização (BILLMEYER, 1984). O polietileno (PE) e 

demais polímeros sintéticos são degradados naturalmente em escala de tempo 

inviável à recuperação do ambiente pela sociedade humana. A resistência do PE à 



14

degradação ambiental está relacionada à sua hidrofobicidade, alta massa molar e 

ausência de grupos funcionais reconhecíveis por sistemas enzimáticos (CHIELLINI 

et al., 2003) 

Figura 1. Estrutura química do PE 

 As aplicações do PEBD vão desde filmes para embalagens industriais e 

agrícolas, embalagens de alimentos líquidos e sólidos, embalagens para produtos 

farmacêuticos e hospitalares, brinquedos e utilidades domésticas, revestimento de 

fios e cabos até tubos e mangueiras (COUTINHO et al., 2003).  

 2.3 POLI (3-HIDROXIBUTIRATO) – PHB 
O PHB é um dos polímeros do grupo dos PHAs (Polihidroxialcanoatos) cuja 

estrutura pode ser observada na figura 2. Os PHAs são muito importantes do ponto 

de vista ambiental pois apresentam alta biodegradabilidade e do ponto de vista 

econômico por possuírem características termoplásticas (DOI, 1990 apud ROCHA, 

2007). O PHB é estocado em células bacterianas e pode chegar a representar cerca 

de 80% do peso seco da bactéria (ANDERSON; DAWES, 1990; GOMEZ et al., 

1993; STEINBÜCHEL, 1995; SUDESH et al., 2004), são conhecidos  

aproximadamente  75 gêneros de bactérias capazes de realizar a síntese do PHB 

(ANDERSON, 1990). O processo de produção do PHB envolve duas etapas, sendo 

a primeira etapa fermentativa, na qual o açúcar é metabolizado pelo microrganismo 

e posteriormente acumulado no interior da célula bacteriana como fonte de reserva 

de energia, o produto da fermentação é acumulado na forma de grânulos que podem 

medir de 0,2-0,5 micrometros. Na segunda etapa o polímero acumulado no interior 

da bactéria é extraído e purificado para a obtenção do produto sólido e seco 

(REDDY et al., 2003). Algumas plantas como a batata (Solanum tuberosum) e o 

tabaco (Nicotiana tabacum) quando modificadas geneticamente podem servir como 

meio para produção do PHB (COUTINHO, et al 2004). A produção de PHB no Brasil 

encontrou condições muito boas para se estabelecer, uma vez que trata-se de um 

país com grandes indústrias de açúcar e álcool a preços favoráveis, estes produtos 



15

servem como substrato para o crescimento de bactérias que sintetizam o PHB 

(QUENTAL et al.,  2010) 

CH

CH3

CH2 C O

O

n
Figura 2. Estrutura química do PHB 

 As aplicações estão mais concentradas em pesquisas industriais, mas vão 

desde barbeadores, embalagens para cosméticos até talheres e copos, também 

plásticos (ROSA et al., 2002). 

  

2.4 BLENDAS POLIMÉRICAS 
 Blendas são misturas de diferentes polímeros que resultam em novas 

propriedades para um produto, as blendas podem ser miscíveis ou imiscíveis. 

Blendas miscíveis apresentam uma única transição vítrea (Tg) pois apresenta uma 

única fase entre seus componente, o que remete a interações intermoleculares entre 

os mesmos (AMASS et al., 1998), em blendas imiscíveis é formado um sistema 

heterogêneo, onde as propriedades dos dois polímeros estão presentes, porém as 

propriedades de um dos componentes pode ser camuflada pelas propriedades do 

outro componente (QUENTAL et al., 2010).  Estudos realizados com blendas 

compostas de P(3-HB) /poli (propiolactona), P(3-HB) /poli (adipato de etileno) e P(3-

HB) /poli (3-hidroxibutirato-co-3-hidroxivalerato) (PHBV) mostraram que estes 

materiais quando combinados apresentam alta tendência à biodegradação 

(KUMAGAI et al., 1992), já filmes de PHB são mais facilmente degradados por 

microrganismos do que quando combinados com PP (1:1), em blendas (FARIA, 

2009) 

Quental, et al (2010) prepararam blendas de P(HB-co-HV) e PEBD e 

constataram que quando 30% de PEBD foi adicionado a taxa de biodegradação do 

P(HB-co-HV) foi aumentada, segundo os autores esta melhora se deu devido à 

morfologia da blenda, uma vez que o sistema é incompatível e os polímeros tiveram 

pobre interação interfacial e baixa adesão entre si.  



16

2.5 DEGRADAÇÃO 
 Mudanças nas propriedades físicas, químicas, mecânicas caracterizam a 

degradação de um material (POSPISIL et al., 1998).  
A degradação de plásticos na natureza é um processo lento que inclui 

diversos fatores ambientais, como temperatura, umidade, pH e luz ultra violeta 

(ALBERTSSON et al., 1987; LEE et al., 1991; EARLANDSSON et al., 1997; 

CHIELLINI et al., 2003). Uma grande variedade de resíduos plásticos é capaz de 

absorver luz UV e realizar reações de termo-oxidação e foto-oxidação, facilitando e 

catalisando a degradação (GUGUMUS, 1993; ANDRADY, 1994). 

 Segundo Chandra e Rustgi (1998), a degradação pode ser percebida quando 

a cristalinidade do polímero é aumentada, fato percebido pelo desaparecimento das 

porções amorfas. O processo de degradação de um polímero é iniciado na fase 

amorfa, as lamelas cristalinas apresentam baixa permeabilidade ao oxigênio, o que 

dificulta a foto e termo-oxidação. A oxidação do polímero se restringe, então, à fase 

amorfa interlamelar do mesmo (WEILAND et al., 1995). 

 Desde que a degradação não é desejável durante a vida útil de um material, o 

período de indução para a degradação é uma propriedade crucial na medida em que 

garante que o material tenha uma vida útil determinada. A vida útil de um polímero é 

dependente não somente das características intrínsecas do material, mas também 

de fatores ambientais (calor, luz e poluentes) (POSPISIL et al., 2006). 

 Mesmo antes de sua utilização, logo após a polimerização as poliolefinas são 

objetos de várias etapas de processamento envolvendo extrusão. Estes ciclos de 

processamento que utilizam temperatura e cisalhamento que promovem reações 

químicas na matriz polimérica.  Assim, a degradação pode ser iniciada pelo oxigênio, 

cisalhamento, calor, resíduos de catalisadores, ou qualquer combinação destes 

fatores (HINSKEN et al., 1991). Além disso, uma variedade de fatores ambientais 

podem afetar o polímero: oxigênio, temperatura, luz do sol, água, stress, organismos 

vivos e poluentes. As combinações destes fatores podem ser cumulativa, sinergética 

ou antagônica (ALBERTSSON ; KARLSSON, 1993). 

 2.5.1 FOTO E TERMODEGRADAÇÃO 
 A fotodegradação é a degradação causada pela ação da luz, grande parte 

dos polímeros sintéticos são suscetíveis à degradação pela luz, principalmente a luz 

solar, que determina dentre outras coisas o tempo de vida de um polímero (RANBY, 



17

1989; SHELDRICK, 2004). A foto-oxidação causa quebras de ligações, aumentando 

a porção de baixa massa molar do polímero, além de aumentar sua hidrofilicidade, 

por introduzir grupos carbonila na matriz polimérica. Os grupos carbonila surgem a 

partir da absorção de luz ultravioleta pelo polímero, formandos radicais livres. 

Eventualmente, oxigênio é absorvido e hidroperóxidos são formados, sendo os 

produtos finais destas reações os grupos carbonila (ALBERTSSON ; KARLSSON, 

1987). Assim, o material é mais facilmente atacado pelos microrganismos, uma vez 

que os átomos de carbono destes grupos estão disponíveis e acessíveis ao ataque 

enzimático, devido ao surgimento de regiões polares na cadeia polimérica e às 

mudanças ocorridas na superfície originalmente hidrofóbica do polímero.   

  Por meio da oxidação abiótica ocorre fragmentação da macromolécula em 

pedaços de menor massa molar. Uma vez oxidado e fragmentado em produtos de 

menor massa molar, o polímero começa a ser bioassimilado (JAKUBOWICZ, 2003).  

 2.5.2 BIODEGRADAÇÃO 
Biodegradação é a reação que ocorre quando microrganismos degradam 

física e quimicamente um material através de suas enzimas (ALBERTSSON et al., 

1987; LEE et al., 1991; EARLANDSSON et al., 1997; CHIELLINI et al., 2003). A 

suscetibilidade de um polímero a biodegradação depende mais de sua composição 

molecular e sua arquitetura do que de sua origem (ALBERTSSON, 1993). No início 

do processo de biodegradação a superfície do polímero é colonizada por 

microrganismos que formam biofilmes, ou seja, células aderidas a uma matriz de 

polissacarídeos e proteínas produzida pelas próprias células (FLEMMING, 1998). 

Algumas condições ambientais tornam a biodegradação mais eficiente, como por 

exemplo, ambientes com mais oxigênio e disponibilidade de água (HAKKARAINEN, 

2003). Os microrganismos, em especial os fungos e as bactérias são eficientes na 

decomposição de materiais de origem animal e vegetal, alguns fungos degradam 

principalmente celulose e lignina, mas também atuam na decomposição de 

moléculas orgânicas, borracha natural e cutícula de insetos (BENNET ; FAISON, 

1997).  



18

2.6 DEGRADAÇÃO DO POLIETILENO 
O primeiro passo na degradação natural do PE envolve a foto-oxidação, com 

a formação de grupos carbonila na superfície do PE, os quais diminuem com o 

tempo em meio biótico (ALBERTSSON et al., 1987). Desta forma, os 

microrganismos assimilam os produtos de degradação do PE ao mesmo tempo em 

que as cadeias poliméricas vão gradualmente biodegradando (KARLSSON e 

ALBERTSSON, 1998). Os microrganismos envolvidos na biodegradação do 

polietileno incluem os fungos (Aspergillus niger, Aspergillus flavus, Aspergillus 

oryzae, Chaetomium globusum, Penicillium funiculosum, Phanerochaete 

crysosporium,  Pullularia pullulan) e as bactérias (Pseudomonas aeruginosa, Bacillus 

cereus, Coryneformes bacterium, Bacillus sp, Micobacterium, Nocardia, 

Corynebacterium, Cândida e Pseudomonas) e Corynebacterium ( 

Streptomycetaceae ).  (BYUNTAE  et al., 1991; WEILAND et al., 1995; YAMADA et 

al., 2001; ORHAN ; BUYUKGUNGOR, 2004; PINCHUK et al., 2004). 

2.7 DEGRADAÇÃO DO PHB 
 A biodegradabilidade do PHB tem sido amplamente estudada atualmente em 

diversos ambientes, como o solo e a água (GABOARDI, 2007), os resultados obtidos 

com tais estudos demonstram que a biodegradação é acelerada com fatores como 

temperatura, umidade, pH e a luz solar (MARGAERT, 1993). 

 Os microrganismos descritos como capazes de biodegradar o PHB no solo 

são: o Acidovorax facilis, Aspergillus fumigatus e a Pseudomonas lemoigne 

(MERGAERT et al., 2000), embora outros microrganismos como  Bacillus sp e 

Alcaligenes sp, tenham sido isolados (AKMAL et al., 2003).  



19

3. OBJETIVOS 
Avaliar e comparar o efeito do termo e fototratamento com luz UV sobre a 

biodegradabilidade de filmes dos homopolímeros com as blendas de PEBD/PHB 

(70/30, 80/20 e 90/10) mediante a utilização de medidas de perda de massa, ângulo 

de contato, FTIR e Microscopia de Luz Polarizada (MLP).  



20

4. MATERIAL E MÉTODOS 

4.1 MATERIAL  
          Os polímeros utilizados para o preparo das blendas foram o poli (3-

hidroxibutirato) (PHB), massa molar 603.810 g/mol e polietileno de baixa 

densidade (PEBD), densidade 0, 912 a 0, 925 g/cm2, doação do DEMA-UFSCar, 

São Carlos –SP.  

          O solo utilizado nos ensaios de biodegradação foi coletado no campus da 

UNESP de Rio Claro. 

          Prensa com aquecimento e controle de temperatura, modelo SL-099, 

marca SOLAB Equipamentos para Laboratórios. 

Câmara de Envelhecimento acelerado marca Q-Lab que utiliza lâmpadas 

fluorescentes UVA. 

Espectroscópio de Absorção no Infravermelho (FTIR)- SHIMADZU – 8300, na 

faixa de 4000-400 cm-1, com resolução de 4 cm-1  . 

Microscópio de Luz Polarizada (MLP) – LEICA DM 2500M 

    Peagâmetro digital da Digimed com eletrodo combinado e sonda de  

temperatura. 

  Mufla marca Marconi, modelo Marc 500. 

  Balança analítica marca SOLAB, modelo SL- 099. 

           Estufa de cultura modelo 002 FANEM LTDA.

4.2 MÉTODOS 
4.2.1 PREPARO DAS BLENDAS 
      As blendas de PEBD/PHB foram preparadas utilizando-se uma massa total de 

0,2 g em diferentes proporções 70/30, 80/20 e 90/10 respectivamente. Também 

foram preparados filmes de PEBD e PHB, ambos com 0,2 g. Os homopolímeros 

foram pesados em balança analítica, misturados e transferidos para um suporte de 

papel alumínio, onde foram prensados em prensa com aquecimento hidráulico, 

como mostra a figura 3, sob uma pressão de 80,19 kgf/cm2 durante três minutos a 



21

170ºC. Os filmes das blendas e homopolímeros apresentaram espessura entre 40 – 

50 m.  

Figura 3. Prensa hidráulica utilizada no preparo das blendas e dos filmes de homopolímero 

4.2.2 FOTO E TERMOTRATAMENTO 
          A exposição artificial dos filmes e das blendas foi feita em câmara de 

envelhecimento que utiliza lâmpadas fluorescentes UVA, com controle de radiação, 

temperatura e ambiente de condensação. O ciclo definido da câmara foi de: 8 horas 

sob luz UV em 60°C e 4h sem luz em condensação a 50 °C. As amostras 

permaneceram por 11 dias na câmara totalizando 176 horas de lâmpada ligada a 

60°C e 88 horas de lâmpada desligada, com condensaç ão a 50°C, de acordo com 

norma ASTM G-154. O termotratamento foi realizado em estufa a fim de  simular o 

efeito da temperatura em que as amostras foram expostas, quando permaneceram 

em câmara de envelhecimento. 

4.2.3 BIOTRATAMENTO 
O biotratamento das blendas e dos homopolímeros foram realizados em 

colunas de solo (duplicata), preparados com solo retirado do campus da UNESP de 

Rio Claro (Fig. 4). As amostras permaneceram enterradas por 120 dias, sendo o solo 

umedecido diariamente com 4ml de água.  

   



22

Figura 4. Amostras preparadas para o biotratamento 
OBSERVAÇÃO: Uma camada de solo foi posta sobre as amostras.

4.2.4 ANÁLISES DO SOLO 
4.2.4.1 Teor de Matéria Orgânica  
Determinado por calcinação em mufla a 600° C por 4 horas. Foram pesados 

2,0g de solo e submetidos a 600°C durante 4 horas. Após este período a amostra de 

solo foi resfriada em dessecador. A matéria orgânica foi queimada, restando apenas 

a inorgânica. Através da expressão abaixo, determina-se o teor de matéria orgânica 

na amostra de solo: 

                                  % MO = 100 (ms-mq) /ms 

onde: % MO = porcentagem de matéria orgânica do solo, ms = massa inicial, mq = 

massa do solo após ser submetido à combustão (EMBRAPA, 1997).  

4.2.4.2  pH 
Em 10,0 g de solo foram adicionados 25 mL de solução de CaCl2  0,01 mol/L, 

com agitação magnética por 30 minutos e, em seguida repouso de 30 minutos. Após 

este período foram feitas as medidas de  pH da suspensão (EMBRAPA, 1997). 

4.2.4.3 Temperatura 
A temperatura do solo foi medida semanalmente com termômetro de espeto. 

4.2.4.4 Umidade 
Para determinar a umidade 5,0g de solo eram retirados do sistema, colocados 

em cadinhos e levados à estufa a 105º C por 24 horas, para secagem. Após 

esfriamento em dessecador, pesava-se a amostra a fim de determinar a umidade do 

solo, por diferença de massa. As medidas foram feitas em duplicatas.  
   



23

4.2.4.5 Quantificação microbiana
Para a quantificação dos microrganismos do solo foi utilizada a técnica do 

número mais provável (NMP) em plaqueamento Pour Plate.Para tanto foram 

pesados 10g de solo, colocados em um erlenmeyer com 90 mL de solução salina 

(NaCl 0,85%), posteriormente foram agitados em agitador magnético por 10 minutos. 

Alíquotas de 1ml foram retiradas e postas em tubos de ensaio contendo 9,0mL de 

solução salina estéril, seguindo dessa forma a série de diluições. 

 As diluições adequadas para a contagem de Unidades Formadoras de 

Colônia (UFC) de bactéria serão 10-3 e 10-4 e para fungos 10-2 e 10-3. O meio 

utilizado para inoculação de bactérias foi o meio Plate Count Agar (PCA) e para a 

inoculação de fungos o meio Potato Dextrose Agar (PDA). As placas foram 

incubadas por 48 horas a 30ºC, sendo 24 horas o tempo necessário para a 

examinação e quantificação das placas contendo bactérias e 48 horas para 

quantificação de fungos. A quantificação foi feita em duplicata. 

4.3 TÉCNICAS 

4.3.1 MEDIDA DE MASSA 
 As massas dos filmes das blendas, antes e após os diferentes tratamentos 

foram medidas em balança analítica. 

4.3.2 ESPECTROSCOPIA DE ABSORÇÃO NO INFRAVERMELHO (FTIR) 
       Os filmes originais, termo, foto e biotratados, foram analisados por FTIR de 

forma comparativa com objetivo de investigar possíveis alterações na estrutura das 

matrizes poliméricas. FTIR (SHIMADZU – 8300, na faixa de 4000-400 cm-1, com 

resolução de 4 cm-1   

4.3.3 MEDIDA DE ÂNGULO DE CONTATO
    Esta análise foi realizada para avaliar o aumento ou diminuição da 

hidrofobicidade das amostras submetidas aos diferentes tratamentos, utilizando-se 

para isso uma gota de água sobre o filme polimérico, a figura 5 sintetiza o cálculo da 

medida. 



24

Figura 5. Esquema da medida do ângulo de contato da água com o polímero (DESHMUKH, 2003) 

4.3.4 MICROSCOPIA DE LUZ POLARIZADA 

 O microscópio de luz polarizada (LEICA DM 2500M) do Departamento de 

Física da UNESP- campus Rio Claro foi utilizado para observar e fotografar a 

superfície das amostras, tendo como objetivo observar possíveis alterações 

morfológicas após cada tratamento.  



25

5. RESULTADOS E DISCUSSÕES 

5.1  CARACTERIZAÇÃO DO SOLO
  O solo utilizado durante o biotratamento foi analisado mensalmente sendo as 

seguintes variáveis medidas: umidade, matéria orgânica e pH, a  temperatura foi 

avaliada semanalmente. Também foi realizada a quantificação de microrganismos 

presentes no solo, que é um fator importante para a degradação de materiais 

poliméricos.  

5.1.1 Umidade e temperatura 
A umidade do solo apresentou variações ao longo do período de 

biodegradação, como pode ser observado na Figura 6. É possível observar que o 

valor médio da umidade do solo foi de 41%, durante os 120 dias do experimento. 

0

10

20

30

40

50

60

Março Abril Maio Junho

Mês

Te
or

 d
e 

um
id

ad
e 

(%
)

Figura 6: Variação de umidade do solo durante experimento de biodegradação. 

A variação de temperatura do solo durante o período do experimento está 

apresentada na Figura 7. Observa-se que a variação durante o período de 

biotratamento não foi muito grande, sendo a média mensal de 21ºC. 



26

0

5

10

15

20

25

30

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14

Semana

Te
m

pe
ra

tu
ra

 (º
C

)

Figura 7: Variação de temperatura no decorrer do experimento 

Segundo Margaert (1995) fatores como temperatura, umidade, luz solar e pH 

são responsáveis por acelerar processos de biodegradação de polímeros. A água do 

solo é em grande parte responsável pelo controle da aeração e da temperatura. Em 

solo compostado a umidade considerada ideal varia de 50 – 60% e níveis abaixo de 

30% inibem a atividade microbiana e em meio muito úmido (acima de 65%) resulta 

em decomposição lenta e anaerobiose (FIALHO et al., 2005). A água é essencial 

para os microrganismos do solo, pois afeta o metabolismo intracelular, o movimento 

dos nutrientes, de produtos tóxicos e a aderência às partículas de argila. 

O efeito da temperatura de incubação em espécies microbianas isoladas do 

solo é um fator importante, pois existe uma diferença entre as temperaturas ótima de 

crescimento e da atividade enzimática do microrganismo (SANYAL et al. 2006). Uma 

variação de temperatura pode estar associada a um aumento da população 

microbiana e de sua atividade, e conseqüentemente a um aumento de degradação 

(GONÇALVES, 2009). 

5.1.2  Teor de matéria orgânica e pH 
 Estas análises estão representadas nas figuras 8 e 9. A maior quantidade de 

matéria orgânica no inicio do experimento pode ser explicada pelo fato do solo ter 

sido retirado das camadas superficiais, ou horizontes superficiais, onde é 

encontrado o maior depósito de matéria orgânica (FREIRE, 2006). 



27

0

10

20

30

40

50

60

Março Abril Maio Junho

Mês

M
at

ér
ia

 o
rg

ân
ic

a 
g/

Kg

Figura 8:Variação do conteúdo de matéria orgânica 

As medidas de pH do solo também foi monitorado mensalmente (figura 9), 

apresentaram um valor médio de 5,5.  

5,44

5,46

5,48

5,5

5,52

5,54

5,56

5,58

5,6

5,62

Março Abril Maio Junho

Mês

pH

Figura 9 : Variação do pH 

Segundo Mandigan et al (2004) a maioria dos microrganismos possui uma 

faixa ótima de pH onde o crescimento é possível, variando o pH de 5 a 9. Os 

efeitos da acidez ou neutralidade do solo podem ser diretos sobre o metabolismo, 

permeabilidade das membranas e adsorção, ou indiretos sobre a fisiologia dos 

diferentes microrganismos presentes no solo, e também na solubilização de 

elementos tóxicos.  



28

5.1.3 Quantificação de microrganismos  
Na tabela 1 estão apresentados os valores relativos à contagem microbiana 

em unidades formadoras de colônias (UFC). As diluições adotadas para contagem 

de fungos foram de 10-2 e 10-3 e para bactérias 10-3 e 10-4.  

Tabela 1- Contagem microbiana em unidades formadoras de colônias por g de solo 

MÊS FUNGOS (UFC/g solo) BACTÉRIAS (UFC/g solo)

1 0,35 x 105 0,68 x 107

2 0,45 x 105 0,28 x 107

3 0,38 x 105 0,29 x 107

4 0,68 x 105 0,57 x 107

É possível notar que a comunidade fúngica apresentou aumento significativo 

durante os 120 dias de experimento, já a comunidade bacteriana apresentou uma 

diminuição até 90 dias de experimento, após este período é observado aumento 

das UFC. Gonçalves (2009) concluiu que a atividade microbiota é influenciada por 

fatores como pH e temperatura. 

5.2  ANÁLISE VISUAL DOS FILMES 
5.2.1 Filmes Originais 

 Os filmes de homopolímero de PEBD mostraram-se opacos e flexíveis, já os 

filmes de PHB apresentaram coloração amarelada, além de maior opacidade, como 

pode ser visto na figura 9. As amostras de blendas de todas as proporções 

apresentaram as mesmas características, como: opacidade e irregularidades tanto 

nas bordas quanto no meio, como apresentado na figura 10.  A espessura média 

dos filmes foi de 45 micrometros. 

  
                 (a)                                       (b) 

Figura 9. Filmes de homopolímero de PEBD (a) e PHB (b) 



29

  

       (c)               (d)                                 (e) 
Figura 10. Blendas 90/10 (c) 80/20 (d) 70/30 (e) 

5.2.2 Filmes fototratados 
 Na figura 11 observa-se que após o fototratamento tanto os filmes de PEBD 

como as blendas 90/10, 80/20 e 70/30 apresentaram maior rugosidade superficial. 

Os filmes de PHB tornaram-se mais opacos e pouco flexíveis após o fototratamento 

(Fig. 12) que pode ser atribuído ao aumento da cristalinidade. 

(a)                                      (b)                                      (c) 

                                                                (d) 
Figura11. Blendas após fototratamento. 90/10 (a), 80/20 (b), 70/30 (c) e filme de PEBD (d) 

Figura 12. Filme de PHB após o fototratamento 



30

Após o termotratamento não houve nenhuma modificação visual nos filmes 

dos homopolímeros e blendas, apresentando as mesmas características dos filmes 

originais. 

5.2.3 Filmes biotratados 
Na figura 13 é possível observar os filmes e blendas que foram apenas 

biotratados, ou seja, não passaram pelo fototratamento. É possível notar que não 

apresentaram grandes mudanças  visíveis quando comparados aos não biotratados. 

(a)                                     (b)                                     (c) 

  
(d) (e) 

Figura 13. Controles biotratados de 70/30 (a), 80/20 (b), PHB (c), PEBD (d) e 90/10 (e) 

5.2.4 Filmes foto e biotratados 
As amostras submetidas ao duplo tratamento (fototratamento e biotratamento) 

sofreram mudanças visuais, como pode ser observado na figura 14. Os filmes de 

PEBD não sofreram modificações físicas. Polímeros sintéticos, como o PEBD são 

materiais extremamente resistentes a biodegradação devido sua natureza 

hidrofóbica, a alta massa molar e a ausência de grupos funcionais reconhecíveis por 

sistemas enzimáticos (CHIELLINI et al., 2003). Amostras de filmes de PEBD 

contendo aditivo pro-oxidante (TDPATM) foram submetidos a testes de 

biodegradação (teste respirométrico) em solo compostado por um período de 18 



31

meses, os autores observaram após o final do experimento 60% de mineralização 

do material (CHIELLINI et al., 2003). 

Os filmes de PHB fototratados tornaram-se fisicamente frágeis e altamente 

quebradiços, após os tratamentos com luz UV e biodegradação (figura 14- a). ROSA 

et al (2002) irradiaram amostras de PHB com luz ultravioleta-B (UV-B), e 

demonstraram que após o pré-envelhecimento com luz as amostras apresentaram 

uma significativa perda de massa, contudo, a irradiação não aumentou a 

biodegradabilidade das amostras em solo compostado. Os autores verificaram que a 

taxa de biodegradação em solo compostado foi influenciada pela alcalinidade do 

solo.  

As blendas pré irradiadas com luz UV, apresentaram modificações após o 

biotratamento, apresentando aspecto frágil e quebradiço, como pode ser visualizado 

na figura 15 (a), (b) e (c). Nota-se que as blendas 70/30 e 80/20 foram as que mais 

apresentaram danos após os dois tratamentos. 

       (a)                                              (b) 
Figura 14. Filme de PHB (a) e filme de PEBD (b) após biotratamento 

  

.                (a)                                              (b)                                     (c) 
Figura 15. Blenda 70/30 (c) 80/20 (d) e 90/10 (e) após o biotratamento 



32

 5.3 PERDA DE MASSA 
Os valores de porcentagem de perda de massa dos filmes dos 

homopolímeros e das blendas após biotratamento e foto + biotratamento estão 

apresentados na tabela 2. As perdas de massa para os filmes dos homopolímeros e 

das blendas não foram significativas.  

Tabela 2- % de perda de massa dos filmes após diferentes tratamentos 

Amostra Fototramento Biotratamento
Foto + 

biotratamento

PEBD 0 0 0 

PHB 0 5 65 

90/10 0 50 70 

80/20 0 65 60 

70/30 0 80 75 

  Foi possível notar que as perdas de massa foram maiores nos filmes/blendas 

previamente fototratados, pois a amostra foi previamente degradada pela luz UV, a 

massa perdida provavelmente corresponde à fragmentação das amostras no solo. 

  

 5.4 ÂNGULO DE CONTATO  
O ângulo de contato é uma medida que permite avaliar a hidrofobicidade da 

amostra após cada tratamento. A tabela 3 apresenta os valores dos ângulos de 

contato após cada tratamento. 

Tabela 3- Ângulo de contato das amostras após cada tratamento

Amostra Inicial 
Após 
fototramento 

Após
biotratamento 

Após foto e 
biotratamento 

90/10 71,0º 25,0º 22,0 º 13,5º 

80/20 68,4º 53,0º 18,9º 13º 

70/30 82,5º 65,3º 16,2º 7,5º 

PEBD 73,0º 66,2º 12,0º 12,5º 

PHB 50,9º 62,6º 6,0º 12 

  



33

É possível observar que a associação dos tratamentos com luz UV e 

biotratamento, apresentam as maiores alterações como diminuição significativa dos 

valores de ângulo de contato. A ação da luz induz uma diminuição significativa na 

hidrofobicidade dos diferentes materiais poliméricos. Esta alteração permite uma 

maior interação dos microrganismos existes no solo, facilitando a adesão dos 

mesmos à superfície.  

5.5 ESPECTROSCOPIA DE ABSORÇÃO NO INFRAVERMELHO (FTIR) 
A análise de FTIR permite além da caracterização dos materiais poliméricos 

a determinação da estrutura e composição de cada polímero. Também é uma 

técnica que auxilia na identificação dos produtos gerados após os diferentes 

tratamentos (GABOARDI, 2007). Os valores de absorção das ligações em cada 

frequência tiveram como base os trabalhos de Gaboardi, 2007 e Rodrigues, 2004. 

Os espectros foram normalizados em relação à banda de padrão interno, sendo 

para as blendas e filme de PEBD utilizada a banda em 2870 cm-1 (por não sofrer 

alteração após os diferentes tratamentos) e para o filme de PHB a banda em 1380 

cm-1 ( FARIA; FRANCHETTI, 2010) 

5.5.1 Fototratamento 
 Os espectros de FTIR dos filmes de PEBD estão apresentados na figura 16. 

Após o fototratamento, observa-se o aparecimento da banda em 1721 cm-1, 

referente ao grupo C=O (carbonila), sendo também possível notar um aumento de 

intensidade devido ao estiramento dos grupos O-C-O (1180 cm-1) e O-H (3400 cm-1).  

 O índice de carbonila calculado (equação 1) para os filmes de PEBD expostos 

ao fototratamento foi de 0,51. 

Índice carbonila = Abs. 1721 cm-1 / Abs. 2870 cm-1     (eq. 1) 



34

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

���

�
�
��

��
�
�
�	


��

�

�

� ����������	
�
�
�

��������������

�����������������

Figura 16 . Espectro de FTIR do filme de PEBD 

Os resultados sugerem que houve oxidação das cadeias de PEBD após a 

exposição à luz UV. Sabe-se que a fotodegradação oxidativa é um processo de 

decomposição do material pela ação da luz, iniciado por uma série de reações 

químicas foto-oxidativas, que geram grupos químicos como carbonila e 

hidroperóxidos e provocam reações de cisão de cadeia e/ou de reticulação, como 

pode ser observado pelo esquema da figura 17 (FECHINE et al., 2006). 

Figura 17. Reações de radicais alquila durante fotodegradação do PEBD (FECHINE et al., 2006)



35

Abd El-Rehim et al (2004) demonstraram que a foto-oxidação do PEBD, 

assim como a de blendas desse material com amido é responsável pela formação 

de produtos como hidroperóxidos, peróxidos e alcoóis quando ocorre a entrada de 

oxigênio na cadeia carbônica.

Na figura 18 estão apresentados os espectros de FTIR para os filmes de PHB 

antes e após o fototratamento. Os filmes de PHB não apresentaram alterações 

significativas em sua composição após a exposição à luz UV. 

Figura 18 . Espectro de FTIR do filme de PHB 

 Existem poucos trabalhos referentes aos processos da fotodegradação de 

PHB. Rosa et al (2001) estudaram o efeito da exposição da luz UV-B e a posterior 

biodegradação de filmes de PHB e PCL, e atribuíram a diminuição da taxa de 

cristalinidade a ação da radiação UV, o que também causou um aumento na 

biodegradação após o fototratamento.  

 Os espectros de FTIR para as blendas PEBD/PHB 90/10, 80/20 e 70/30, 

estão apresentadas na figura 18 (a, b, c), respectivamente.Observa-se que para as 

blendas PEBD/PHB 90/10 e 80/20, as mesmas alterações ocorridas para o filme 

PEBD, após fototratamento. De modo semelhante, há um aumento nas intensidades 

das bandas em 1721 cm-1 (C=O) e 1280 cm-1 (estiramento O-C-O, referente a fase 

de PHB).  

 O aumento da intensidade da banda em 1721 cm-1 pode ser observado na 

tabela 4 onde estão os índices de carbonila calculados para as diferentes blendas 

PEBD/PHB.  

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� ����������	
�
�
�

�������������

����������������



36

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� ����������	
�
�
�

����
����������

����
�������������

Figura 18-a Espectro de FTIR da blenda 90/10 

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� ����������	
�
�
�

���������������

������������������

Figura 18-b. Espectro de FTIR da blenda 80/20 

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� �����������	

��


���������������

������������������

Figura 18-c. Espectro de FTIR da blenda 70/30 

Tabela 4- Índice de carbonila das amostras depois da radiação UV 

Amostra IC 

PEBD 0,29 

PHB 0,98 

90/10 0,41 

80/20 1,12 

70/30 0,6 



37

5.5.2 Biotratamento 
Na figura 19, estão representados os espectros dos filmes de PEBD após o 

biotratamento em coluna de solo. Não observa-se mudanças significativas nas 

amostras após serem submetidas ao ensaio de biodegradação. Mumtaz et al (2010) 

estudaram a biodegradação de sacolas de PE em solo sob condições naturais, e 

observaram que as amostras após 17-22 meses de exposição ao solo apresentavam 

alguma alteração morfológica.  

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� ����������	
�
�
�

��������������

����������������

Figura 19. Espectro de FTIR do filme de PEBD 

 Para os filmes de PHB também não foram observadas alterações 

significativas após o biotratamento em coluna de solo, figura 20. Alguns estudos 

evidenciam que a degradação de filmes de PHB pode ocorrer tanto nas diferentes 

fases (cristalinas e amorfas) do material, dependendo do tipo de enzima, 

microrganismo e do tempo de biotratamento (SPYROS et al.,1997; TIMMINS et 

al.,1996). Estudos de biodegradação em água do mar de filmes de PHB e PCL 

(TSUJI & SUZURYOSHI, 2002), verificaram que as Tf (temperatura de fusão) e Tg

(temperatura de transição vítrea) permaneceram inalteradas após 5 semanas de 

testes, não detectaram mudanças de biodegradação através de medidas de DSC, e 

concluíram que os processos de degradação ocorreram via mecanismos de erosão 

superficial. Assim, a degradação ocorre em toda a superfície polimérica, e não 

sendo possível a detecção de mudanças nos espectros de FTIR. 



38

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� ����������	
�
�
�

�������������

���������������

Figura 20. Espectro de FTIR do filme de PHB 

 Nas figuras 21, 22 e 23 são apresentados os espectros dos filmes das 

blendas de PEBD/PHB nas diferentes proporções após o biotratamento. Para a 

blenda PEBD/PHB (90/10) houve um aumento da intensidade em 1720 cm-1 (ligação 

C=O), e o índice de carbonila calculado foi de 0,38.  

Para a blenda PEBD/PHB (80/20) não foram observadas mudanças após o 

biotratamento, já para a blenda de PEBD/PHB (70/30) nota-se uma diminuição das 

intensidades das bandas em 1720 – 1000 cm-1.  

Gaboardi (2007) evidencia em seu estudo de blendas de PHB e PEBD nas 

proporções de 100/0, 75/25, 50/50, 25/75 e 0/100, que ocorre uma maior 

cristalinidade para o PEBD nas blendas com 25% e 50% de PHB. Para as demais 

blendas a incorporação do PHB reduz a cristalinidade do PEBD independentemente 

da formulação analisada, e conclui que a presença dos grupos polares e da rigidez 

da cadeia do PHB dificulta o processo de cristalização. Assim o aumento da 

concentração de PHB causa uma desorganização das cadeias de PEBD diminuindo 

a cristalinidade, facilitando o ataque microbiano. 



39

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� �����������	

��


���������������

�����������������

Figura 21. Espectro de FTIR da blenda 90/10 

   

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� ����������	
�
�
�

���������������

�����������������

Figura 22. Espectro de FTIR da blenda 80/20 

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� �����������	

��


���������������

�����������������

Figura 23. Espectro de FTIR da blenda 70/30 



40

5.5.3 Foto e Biotratamento 
Na figura 24 apresentam-se os espectros de FTIR dos filmes de PEBD após 

os diferentes tratamentos. Na tabela 5 estão os índices de carbonila calculados 

após cada tratamento. 

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

���
�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� �����������	

��


������������������

������������

�����������

Figura 24. Espectro de FTIR do filme de PEBD 

Tabela 5.  Índice de carbonila das amostras de PEBD

Tratamento IC 

Fotodegradação 0,29 

Biodegradação 0,0 

Foto + biodegradação 0,12 

 Os resultados observados mostram que os filmes de PEBD previamente 

fototratados são suscetíveis à colonização da superfície polimérica, devido a 

presença de grupos carbonilicos, que são prontamente utilizados na biodegradação, 

evidenciado pela diminuição do IC após o tratamento. Segundo Abd El-Rehim et al 

(2004), blendas de PEBD e amido previamente expostas a radiação UV seguida de 

biotratamento em solo são mais biodegradados devido ao efeito sinergístico da ação 

da luz UV e reações bióticas, pois a fotodegradação induz as reações de oxidação e 

aceleram a taxa de biodegradação. 

  Os filmes de PHB não apresentaram mudanças na estrutura polimérica após 

os diferentes tratamentos, figura 25.  



41

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� �����������	

��


������������������

������������

�����������

Figura 25. Espectro de FTIR do filme de PHB 

Como dito anteriormente, o ataque microbiano pode ocorrer nas diferentes 

fases (cristalina e amorfa) dos filmes de PHB, não sendo evidenciadas pela 

técnica de FTIR alterações estruturais.  

Na figura 26 estão apresentados os espectros de FTIR após os tratamentos 

foto e biodegradação das diferentes blendas de PEBD/PHB. Também foram 

calculados os índices de carbonila, apresentados na tabela 6. 

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� ����������	
�
�
�

������������������

������������

�����������

Figura 26. Espectro de FTIR da blenda 90/10



42

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� �����������	

��


������������������

������������

�����������

Figura 27. Espectro de FTIR da blenda 80/20 

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� �����������	

��


������������������

������������

�����������

Figura 28. Espectro de FTIR da blenda 70/30 

Tabela 6- Índice de carbonila das amostras das blendas de PEBD/PHB  

Amostra Fotodegradação Biodegradação Foto + 
Biodegradação

90/10 0,41 0,38 0,40 

80/20 1,12 0,52 0,50 

70/30 0,60 0,40 0,40 

Para a blenda PEBD/PHB 90/10 não foram observadas alterações após os 

diferentes tratamentos, porém é possível notar que houve  diminuição do índice de 

carbonila (C=O), segerindo a ação dos microrganismos. 

Na blenda 70/30 o efeito da luz UV sobre o biotratamento também diminuiu a 

intensidade da banda em 1720 cm-1. Provavelmente a morfologia da blenda 



43

PEBB/PHB (70/30) pode ter sido o fator determinante na sua biodegradabilidade 

em solo após o fototratamento, pois como observado anteriormente a 

imiscibilidade entre os polímeros PHB e PEBD, tenha facilitado os processos de 

oxidação pela ação da luz UV, e posterior hidrólise, devido a adesão dos 

microrganismos aumentando a taxa de biodegradação. 

5.6  MICROSCOPIA DE LUZ POLARIZADA (MLP) 
As análises de MLP foram feitas com o objetivo de investigar possíveis 

alterações morfológicas na superfície das amostras após os diferentes 

tratamentos. 

 5.6.1 Filmes originais 
Nas figuras 29 e 30 estão representadas as análises de MLP dos filmes de 

PEBD e PHB. Nestas figuras observa-se a presença de rugosidade superficial, 

característica desses polímeros, assim como a presença de pequenos grânulos no 

filme de PHB 

Figura 29. MLP do filme de PEBD            Figura 30. MLP do filme de PHB 

As figuras 31, 32 e 33 apresentam as MLP das blendas 90/10, 80/20 e 70/30, 

respectivamente.É possível notar que não existem diferenças significativas entre as 

superfícies das amostras. A seta vermelha na figura 32 aponta para o PHB na 

blenda, sendo possível notar que os dois polímeros PEBD e PHB são imiscíveis. 



44

                   Figura 31. MLP da blenda 90/10               Figura 32. MLP da blenda80/20 

                                                              
Figura 33. MLP da blenda 70/30 

5.6.2 Filmes fototratados 

 As análises de MLP destas amostras estão representadas nas figura 34, 35, 

36, 37 e 38. 

           Na superfície do filme de PEBD (Figura 34), é possível notar que a amostra 

não sofreu qualquer alteração após ser exposta à luz UV. Weiland et al (1995) 

observaram modificações na superfície de filmes de PEBD apenas quando estes 

continham aditivos pró-oxidantes.  

 Na figura 35 é apresentada a MLP do filme de PHB, não sendo possível notar 

modificações relevantes quando comparado ao filme original, os pontos escuros 

indicados pelas setas são grânulos de PHB. 



45

 Figura 34. MLP do filme de PEBD            Figura 35. MLP do filme de PHB 

 Nas figuras 36, 37 e 38 são apresentadas as MLP das blendas 90/10, 80/20 e 

70/30, respectivamente. Não são observadas grandes modificações após o 

fototratamento. 

       Figura 36. MLP da blenda 90/10               Figura 37. MLP da blenda 80/20 

Figura 38. MLP da blenda 70/30 



46

 5.6.3 Filmes biotratados 

As figuras 39 e 40 apresentam as MLP dos filmes de PEBD e PHB apenas 

biotratados, sendo possível notar que a amostra de PEBD apresenta coloração mais 

clara e amostra de PHB apresentou rachaduras, indicando início de degradação. 
                         

Figura 39. MLP do filme de PEBD              Figura 40. MLP do filme de PHB 

As figuras 41, 42 e 43 apresentam as MLP das blendas 90/10, 80/20 e 70/30, 

respectivamente.        
   

                                                

                  

 Figura 41. MLP da blenda 90/10                 Figura 42. MLP da blenda 80/20 



47

Figura 43. MLP da blenda 70/30 

A blenda 70/30 foi a amostra que mais sofreu modificações após ser 

biotratada, apresentando-se mais clara e com mais estrias superficiais. 

5.6.4 Filmes foto e biotratados 
 A análise do filme de PEBD (figura 44), não apresenta qualquer modificação, 

confirmando a hipótese de que por ser um polímero sintético possui maior 

resistência à degradação. 

Figura 44. MLP do filme de PEBD 

As figuras 45 e 46 são referentes a MLP do filme de PHB, observa-se que 

esta foi biodegradada, uma vez que sua superfície apresenta-se com muitas 

irregularidades, além de mudanças na coloração, quando comparada à amostra 

original e aos demais filmes. 



48

               
       Figura 45. MLP do filme de PHB              Figura 46. MLP do filme de PHB 

  

Na figura 47 está apresentada a MLP da blenda 90/10, sendo a blenda que 

menos sofreu degradação, confirmando a hipótese de que por conter mais polímero 

sintético seria mais resistente à degradação. 

Figura 47. MLP da blenda 90/10 

A figura 48 refere-se a MLP da blenda 80/20, é possível observar que a 

superfície da amostra sofreu grandes modificações quando comparada com a MLP 

da blenda 80/20 original, são observados furos, estiramentos e irregularidades. As 

setas indicam os pontos onde as modificações foram maiores. 

Figura 48. MLP da blenda 80/20 



49

As figuras 49 e 50 apresentam a MLP da blenda 70/30, sendo a blenda que 

mais sofreu degradação, uma vez que era composta por 30% de polímero natural, a 

MLP da superfície da blenda apresenta-se com muitos estiramentos, irregularidades 

e mudanças na coloração quando comparada com a amostra original. 

   
   Figura 49. MLP da blenda 70/30                  Figura 50. MLP da blenda 70/30



50

6. CONCLUSÕES 

A mistura de polímeros sintéticos com polímeros biodegradáveis é uma 

alternativa para diminuir o tempo de residência dos materiais plásticos  nos lixões. 

Observou-se que as blendas que contém mais polímero natural (PHB) em sua 

composição são mais suscetiveis à degradação, confirmado pelas medidas de 

ângulo de contato, FTIR e MLP. O fototratamento das blendas com luz UV, foi um 

passo importante para o processo de degradação, pois induziu nas cadeias 

poliméricas a formação de grupos carbonila tornando a superfície mais hidrofílica e 

favorecendo a ação dos microrganismos do solo.  Já para o filme de PHB observou-

se pouca mudança, devido ao curto tempo de experimentação. Para o filme de 

PEBD não  observou-se mudanças significativas após o biotratamento, porém após 

o fototratamento é possível notar através do espectro de FTIR o aparecimento de 

banda devido a presença carbonila, sugerindo que houve oxidação das cadeias de 

PEBD após a exposição à luz UV.  Os filmes de PEBD apenas biotratados não 

apresentaram mudanças significativas, porém os  foto e biotratados apresentaram 

diminuição do índice de carbonila, provavelmente devido a ação dos microrganismos 

presentes no solo.  



51

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 

ABD EL-REHIM, H.A; HEGAZY. E. A; ALI, A.M; RABIE, A.M. Synergistic effect of 
combining UV-sunlight-soil burial treatment on the biodegradation rate of LDPE/ 
starch blends. Journal of Photochemistry and Photobiology, v. 163, p. 547-556, 
2004. 

ABOU-ZEID, D.M.; MUELLER, R.J.; DECKWER, W.D. Biodegradation of Aliphatic 
Homopolyesters and Aliphatic-Aromatic Copolyesters by Anaerobic Microorganisms. 
Biomacromolecules, v. 5,  p.687-697, 2004. 

AKMAL, D.; AZIZAN, M.N.; MAJID, M.I.A. Biodegradation of microbial polyesters 
P(3HB) and P(3HB-co-3HV) under the tropical climate environment.  Polymer 
Degradation and Stability, v. 80 , p.513-551, 2003.  

ALBERTSSON, A. C.; ANDERSSON, S. O.; KARLSSON, S. The mechanism of 
biodegradation of polyethylene. Polymer Degradation and Stability, n. 18, p. 73-87, 
1987.  
  
ALBERTSSON, A. C.; KARLSSON, S. The influence of biotic and abiotic 
environments on the degradation of polyethylene. Progress in Polymer Science,  v. 
15, p.77-192, 1990. 

ALBERTSSON, A.C.; KARLSSON, S. Environment-adaptable polymers. Polymer 
Degradation and Stability, v. 41, p.45-349, 1993. 

AMASS, W.; AMASS, A.; TIGHE, B.  A Review of Biodegradable Polymers: Uses, 
Current Developments in the Synthesis and Characterization of Biodegradable 
Polyesters, Blends of Biodegradable Polymers and Recent Advances in 
Biodegradation Studies. Polymer International, v. 47, p.89-144, 1998. 

ANDRADY AL. Wavelength sensitivity in polymer photodegradation. Advanced 
Polymer Science, v. 128, p. 49 e 94,  1994 

ANDERSON, A. J.; DAWES, E. A.; Occurrence, metabolism, metabolic role, and 
industrial uses of bacterial plyhydrocyalkanoates. Microbiol. Rev., v. 54, p. 450-472, 
1990. 

ASTM G 154: 2006. (Standard Practice for Operating Fluorescent Light Apparatus for 
UV Exposure of Nonmetallic Materials), ASTM International, West Conshohocken, 
USA .2006. 

ASTM D883-00, Standard Terminology Relating to Plastics, 2000 

BAIRD, C. Química Ambiental. 2 ed. Porto Alegre: Bookman. p. 535-574, 2002. 

BENNET, J.W., FAISON, B.D.Use of fungi in Biodegradation. Manual of 
Environmental Microbiology. p 758-765. 1997 



52

BILLMEYER, F. W. J. – “Textbook of Polymer Science” – Wiley- Interscience, USA 
1984. 

BYUNTAE,L., ANTHONY,L.P.,ALFRED,F.,THEODORE,B.B. Biodegradation of 
degradable plastic polyethylene by Phanerocheate and Streptomyces species. 
Applied Environmental Microbiology, v.  57, p.78- 688, 1991. 

CANEVAROLLO, S. V.J. Ciência dos polímeros: um texto básico para tecnólogos e 
engenheiros. São Paulo: Artliber. 183 p. 2004 

CHANDRA, R.; RUSTGI, R. Biodegradable Polymers. Progr. Polym. Sci. v. 23, p. 
1273-1335, 1998. 

CHIELLINI, E.; CORTI, A.; SWIFT, G. Biodegradation of thermally-oxidized, 
fragmented low-densitiy polyethylenes. Polymer Degradation and Stability, n. 81, 
p. 341-351, 2003. 

COUTINHO, F. M.B.; MELLO, I. L.; SANTA MARIA, L. C. Polietileno: Principais 
Tipos, Propriedades e Aplicações. Polímeros: Ciência Tecnologia, v.13, n.1, p.1-
13, 2003. 

COUTINHO, F.M.B.; MIRANDA, G.B.; SAMPAIO, G.R.; DE SOUZA, L.B.S.; 
SANTANA, W.J.; COUTINHO, H.D.M.; A importância e as vantagens do 
Polihidroxibutirato (Plástico biodegradável). Holos, ano 20, 2004. 

DESHMUKH, R. R.; BHAT, N. V. The mechanism of adhesion and printability of  
plasma processed PET films. Material Resource Innovation, n. 7, p. 283-290, 2003. 

DOI, Y. Microbial Polyesters. 1990. In: ROCHA, R. C. S. et al. Controle da 
Biossíntese de Poli-hidroxialcanoatos Bacterianos Através do Fluxo de Substratos. 
Química Nova,  v. 30, n. 01, p. 53-55, 2007. 

ELDSATER, C.; KARLSSON, S.; ALBERTSSON, A.C. Effect of abiotic factors on the 
degradation of poly(3-hydroxybutyrate-co-3-hidroxyvalerate) in simulated and natural 
composting environments. Polymer Degradation and Stability, v. 64, n. 2, p.177-
183, 1999. 

EMPRESA BRASILEIRA DE PESQUISA AGROPECUÁRIA. Manual de métodos de 
análises de solo, 2ed. Rio de Janeiro, EMBRAPA, 1997. 

ERLANDSSON, B.; ALBERTSSON, A.C.; KARLSSON, S. Molecular weight 
determination in degraded oxidizable and hydrolyzable polymers giving deviation 
from accurate using calibration and the Mark-Houwink-Sakaruda (MHS) equation. 
Polymer Degradation and Stability, v. 57, n. 1, p. 15-23, Jul.1997. 

ESPOSITO E.; AZEVEDO, J.L. Fungos: uma introducao a biologia, bioquimica e 
biotecnologia, Educs, Caxias do Sul, 2004. 



53

FADINI, P.S.; FADINI, A.A.B. Lixo: desafios e compromissos. Cadernos temáticos de 
Química Nova na Escola. São Paulo: Sociedade Brasileira de Química. n 1, p. 9-
18, 2001. 

FALCONE, D.M.B.; AGNELLI, J.A.M.; FARIA, L.IL. Panorama setorial e perspectivas 
na área de polímeros biodegradáveis. Polímeros: Ciência e Tecnologia, São 
Carlos, v. 17, n. 1, p.5-9, 1997. 

FALCONE, D.M.B.; AGNELLI, J.A.M.; FARIA, L.I.L. Panorama setorial e 
perspectivas na área de polímeros biodegradáveis. Polimeros: Ciencia e 
Tecnologia, São Carlos, v. 17, n. 1, p. 5-9, 2007. 

FARIA, A.U. Biodegradação de Polipropileno (PP), de Polihidroxibutirato (PHB) e da 
blenda PP/PHB (1:1) por microrganismos de rio poluído e efluente bruto de refinaria 
de petróleo. Dissertação de mestrado. 57 p. Instituto de Biociências- UNESP- Rio 
Claro. 2009 

FARIA, A.U; FRANCHETTI, S.M.M. Biodegradação de Filmes de Polipropileno (PP), 
Poli(3-hidroxibutirato) (PHB) e Blenda de PP/PHB por Microrganismos das Águas do 
Rio Atibaia. Polímeros.v. 20, n.2, p. 141-147, 2010 

FECHINE, G.J.M; DOS SANTOS, J.A.B.; RABELLO, M.S. Avaliação da 
fotodegradação de poliolefinas através de exposição natural e artificial, QuímIca. 
Nova v.29 n.4, p.674-680, 2006. 

FIALHO L. L.; SILVA W.T.L; MILORI, D.M.B.P.; SIMÕES M.L.; Neto L.M. 
Monitoramento Químico e Físico do Processo de Compostagem de Diferentes 
Resíduos Orgânicos. Circular Técnica –EMBRAPA Instrumentação Agropecuária, 
São Carlos, 2005 

FLEMMING, H. C. Relevance of biofilms for the biodeterioration of surfaces of 
polymeric materials, Polymymer Degradation and Stability, v. 59, p. 309-315, 
1998. 

FRANCHETTI, S. M. M.; MARCONATO, J. C., Polímeros biodegradáveis – uma 
solução parcial para diminuir a quantidade dos resíduos plásticos, Quimica Nova, v. 
29, n. 4, p. 811-816, 2006. 

FREIRE, O. Solos das regioes Tropicais. FEPAF, Botucatu, 2006. 

GABOARDI, F. Avaliação das propriedades mecânicas, térmicas e de 
biodegradação de blendas de PHB e PEBD com e sem aditivos pró- oxidantes. 
Dissertação de mestrado. 141 p. Universidade São Francisco. Itatiba. 2007 

GONÇALVES, S.P.C. Biodegradação de filmes de PHBV, PCL, PP e blendas pela 
ação de microrganismos do solo. Tese de Doutorado. 159 p. Instituto de Biociências. 
UNESP- Rio Claro. 2009 



54

GILAN, I.; HADAR, Y.; SIVAN, A. Colonization, biofilm formation and biodegradation 
of polyethylene by a strain of Rhodococcus rubber. Applied Microbial and Cell 
Physiology, v. 65, p.97-104, 2004 

GLASS JE, Swift G. Agricultural and synthetic polymers: biodegradation and 
utilization. In: ACS Symp Ser, vol. 433. Washington, DC: Am Chem Soc; p. 9e64. 
1989 

GOMEZ, J. G. C.; RODRIGUES, M. F. A.; ALLI, R. C. P.; SILVA, L. F.; OLIVEIRA, M. 
S.; BUENO NETTO, C. L.; Anais do 2º Congresso Brasileiro de Polimeros, São 
Paulo, Brasil, 1993. 
GOMEZ, J. G. C.; BUENO NETTO, C. L. Produção de poliésteres bacterianos. In: 
LIMA, U. D. A. Biotecnologia Industrial. v. 3 São Paulo: Editora Edgar Blucher,p. 
219-248, 2001 

GRASSIE, N. ; MURRAY, E.J.; HOLMES, P.A. The Thermal degradation of poly(-(D)-
b-hydroxybutyric acid). Part.2. Changes in molecular weight. Polymer Degradation 
and Stability, v. 6, n. 2 , p.95-103, 1984. 

GUGUMUS F. Re-evaluation of the stabilization mechanisms of various light 
stabilizer classes. Polymer Degradation and Stability,  v.39, p. 117e35,  1993 

GUNARATNE, L.; SHANKS, R.A. Melting and thermal history of 
poly(hydroxybutyrate-co-hydroxyvalerate) using step-scan DSC. Thermochimica 
Acta, v. 430, n. (1-2), p.183-190, 2005. 

HAKKARAINEN, M.; KHABBAZ, F.; ALBERTSSON, A. Biodegradation of 
polyethylene followed by assimilation of degradation products in MATSUMURA, S.; 
STEINBÜCHEL, A. Biopolymers: Miscellaneous biopolymers and 
biodegradation of polymers,  v.9, Wiley-vch, p. 369-394, 2003.  

IBGE, disponível em <www.ibge.org>. Acesso em 10 março de 2010. 

INNOCENTINI-MEI, L.H.; MARIANI, P. D. S. C. Visão geral sobre polímeros ou 
plásticos ambientalmente degradáveis (PADs), Campinas, 2005. Distribuição 
gratuita. 

JAKUBOWICZ, I. Evaluation of degradability of biodegradable polyethylene (PE). 
Polymer Degradation and Stability, n. 80, p.39-43, 2003. 

JANIGOVA, I.; LACIK, I.; CHODAK, I. Thermal degradation of plasticized poly(3-
hydroxybutyrate) investigated by DSC. Polymer Degradation and Stability, v. 77, 
n.1, p.35-41, 2002. 

KANZIZ M. et al. Fourier-transform infrared (FTIR) spectroscopy for monitoring and 
determining the degree of crystallization of polyhydroxyalkanoates (PHAs). 
Analytical and Bioanalytical Chemistry, Heidelberg, v. 388, n. 5-6, p. 1207-1213, 
2007. 



55

KARLSSON, S.; ALBERTSSON, A.C. Biodegradable polymers and environmental 
interaction. Polymer Engineering and Science, v. 38, n.8 , p.1251-1253, 1998. 

KUMAGAI, Y.; DOI, Y. Biodegradation of microbial polyesters in the marine 
environment. Polymer. Degradation and Stability.v. 36. p 173-177. 1992 

LEE, B.; POMETTO, A. L.; FRATZKE, A.; BAILEY, T. B. Biodegradation of 
degradable plastic polyethylene by Phanerochaete and Streptomyces species. 
Applied and Environmental Microbiology, v. 57, n. 3, p. 678-685, 1991. 

MADIGAN M.T.; MARTINKO J.M.; PARKER J. Microbiologia de Brock. 10 ed., 
Pearson Education do Brasil, São Paulo, 2004. 

MENEZES, M. G.; BARBOSA, R. M.; JÓFILI, Z. M. S.; MENEZES, A. P. A. B. Lixo, 
cidadania e ensino: entrelaçando caminhos. Química Nova na escola, v. 22, p.38-
41, 2005. 

MERGAERT J. et al. Microbial degradation of Poly(3-hydroxybutyrate) and Poly(3- 
hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate) in soils. Applied and Environmental 
Microbiology, Washington, v. 59, n.10, p. 3233-3238, 1993. 

MERGAERT, J.; RUFFIEUX, K.; BOUBAN, C.; STORMS, V.; WAGEMANS, W.; 
WEBB, A.; ANDERSON, C.; WOUTERS, A.; WINTERMANTEL, E.; SWINGS J. In 
vitro biodegradation of polyester-based plastic materials by selected bacterial 
cultures. Journal of Polymers and Environment, v. 87, n.1 , p.17-27, 2000. 

MUMTAZ, T.; KHAN, M.R., HASSAN, M.A. Study of environmental biodegradation of 
LDPE films in soil using optical and scanning electron microscopy – Micron. v. 5,p.  
430-438, 2010. 

ORHAN, Y.; HRENOVIC, J.; BÜYÜKGÜNGÖR, H. Biodegradation of plastic compost 
bags under controlled soil conditions. Acta Chim. Slov, v.51, p.579-588, 2004.  

PINCHUK, L.S., MAKAREVICH, A.V., VLASOVA, G.M., KRAVTSOV, G.A., 
SHAPOVALOV, V.A. Electred- thermal analysis to assess biodegradation of polymer 
composites. International Biodegradation and Biodeterioration, v. 54, p.13-18, 
2004. 

POSPISIL J, HORAK Z, KRULIS Z, NESPUREK S. The origin and role of structural 
inhomogeneities and impurities in material recycling of plastics. Macromol Symp, v. 
35, p. 247e63, 1998 

POSPISIL, J.; PILAR, J.; BILLINGHAM, N.C.; MAREK, A.; HORAK, Z.; NESPUREK, 
S. Factors affecting accelerated testing of polymer photostability. Polymer 
Degradation and Stability, v. 91, n.3 , p.417-422, 2006. 

QUENTAL, A.C; CARVALHO, F.P; TADA, E.S; FELISBERTI, M.I; Blendas de PHB e 
seus copolímeros: Miscibilidade e Compatibilidade. Química nova, v. 33, n 2, p. 
438-446, 2010 



56

RANBY B. Photodegradation and photo-oxidation of synthetic polymers. J Anal Appl 
Pyrolysis , v.15, p. 237e47, 1989 

REDDY, C.S.K.; GHAI, R.; RASHMI; KALIA, V.C. Polyhydroxyalkanoates: on 
overview. Bioresource Technology, v. 87 n. 2, p. 137-146,  2003. 

RODRIGUES T.C., “Avaliação da Degradação da Mistura do Polietileno/Amido 
Empregando a Caracterização por Ressonância Magnética Nuclear”, Dissertação de 
Mestrado, IMA/UFRJ, 2004. 

ROSA, D. S.; CALIL, M.R.; GUEDES, C.G.F.; C.E.O. The Effect of UV-B Irradiation 
on the Biodegradability of Poly-b-Hydroxybutyrate (PHB) and Poly-Caprolactone 
(PCL) - Journal of Polymers and the Environment, V. 9,n. 3,p.109-113, 2001. 

ROSA, D. S.; CHUI, Q.S.H.; PANTANO FILHO, R.; AGNELLI, J.A.M., Avaliação da 
Biodegradação de Poli-beta-(Hidroxibutirato), Poli-beta-(Hidroxibutirato-co-valerato) 
e Poli-épsilon-(caprolactona) em Solo Compostado. Polimeros, São Carlos, v. 12, n. 
4, p. 311-317. 2002. 

ROSA, D. S.; PANTANO FILHO, R. Biodegradacao: um ensaio com polimeros, 
Ed. Moara, Itatiba, 2003. 

SANCHES, S.M.; SILVA, C.H.T.P.; VESPA, I.C.G.; VIEIRA, E.M.. A Importância da 
Compostagem para a Educação Ambiental nas Escolas. Química Nova na Escola. 
São Paulo: Sociedade Brasileira de Química. nº 23. p. 10-13. 2006 

SANYAL, P.; SAMADDAR, P.; PAUL, A.K. Degradation of poly(3-hydroxybutyrate) 
and poly(3-hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate) by some soil Aspergillus spp.. 
Journal of Polymers and the Environment, v. 14, p. 257-263, 2006.  

SOUZA, J.A.. Tratamento de resíduos sólidos. Informe agropecuário. Belo Horizonte: 
EPAMIG. v. 26. n. 224. 2005. p. 21-23.  

SPYROS, A.; KIMMICH, R,; BRIESE, B.H.; JENDROSSEK, D., 1H NMR imaging 
study of enzymatic degradation in poly(3-hydroxybutyrate) and poly(3- 
hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate). evidence for preferential degradation of the 
amorphous phase by PHB depolymerase B from pseudomonas lemoignei, 
Macromolecules.,v. 30, p. 8218-8225, 1997. 

SHELDRICK, G.E, VOGL, O. Induced photodegradation of styrene polymers: 
a survey. Journal Polymer Engineering Science,  v. 16, n.2, p. 65e73, 2004. 

STEINBÜCHEL, A.; VALENTIN, H. E.; Diversity of bacterial polyhydroxyalkanoic 
acids. FEMS Microbiology Letters, v. 128, p. 219 – 228, 1995. 

STEINBÜCHEL, A. Pohydroxyalkanoic acids. 1991. In: DA SILVA, L. F. et al. 
Produção Biotecnológica de Poli-hidroxialcanoatos para a Geração de Polímeros 
Biodegradáveis no Brasil. Quim. Nova, São Paulo, v. XY, n.00, p. 1-12, 2007. 



57

SUDESH, K.; ABE.; H. E.; DOI, Y.; Prog. Polym. Sci. 2000. In: Squio, C. R.; Aragão, 
G. M. F. Estratégias de Cultivo para Produção dos Plásticos Biodegradáveis Poli(3- 
hidroxibutirato) e Poli(3-hidroxibutirato-co-3-hidroxivalerato) por Bactérias. Quimica 
Nova,  v. 27. n. 4. p. 615-622, 2004 

TICE, P., Packaging Materials: 4. Polyethylene for Food Packaging Applications, ILSI  
Europe. Disponível em 
<http://europe.ilsi.org/publications/Report+Series/foodpkgapps4.htm> Acesso em  01 
de Março de 2010. 

TIMMINS, R. et al, Macromol Chem Phys 1996. In: LUO, S.; NETRAVALLI, A. N., A 
study of physical and mechanical properties of poly(hydroxybutyrate-
cohydroxyvalerate) during composting, Polymer. Degradation and Stability., v.80, 
p. 56-66, 2003. 

TOMMASI, L.R. A degradação do meio ambiente. São Paulo: Nobel. p.153-156. 
1976 

TSUJI, H.; SUZURYOSHI, K. Environmental degradation of biodegradable polyesters 
1. Poly(ε-caprolactone), poly[(R)-3-hydroxybutyrate], and poly(L-lactide) films in 
controlled static seawater. Polymer Degradation and Stability, v. 75, p. 347-355, 
2002.  

WEILAND, M.; DARO, A.; DAVID, C. Biodegradation of thermally oxidized 
polyethylene. Polymer Degradation and Stability, v. 48, p.275-289, 1995. 

WITHEY, R.E.; HAY, J.N. The effect of seeding on the crystallisation of 
poly(hydroxybutyrate), and co-poly(hydroxybutyrate-co-valerate). Polymer,v. 40, 
n.18, p.5147-5152, 1999. 

ZHENG, Y.; YANFUL, E.K.; BASSI, A.S. A review of plastic waste biodegradation. 
Critical Reviews in Biotechnology, v. 25, n.4, p.243-250, 2005. 



58

APÊNDICE 



59

APÊNDICE – A 

 Ângulo de contato 

Amostra Inicial 
Após o 

termotratamento 

90/10 71,0º 16,0º 

80/20 68,4º 20,77º 

70/30 82,5º 20,25º 

PEBD 73,0º 22,0º 

PHB 50,9º 13,29º 
Figura 1A. Ângulo de contato dos filmes e blendas termotratados 

Espectros de FTIR 

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� �����������	

��


���������������

���������
�������

Figura 2A. Espectro de FTIR do filme de PEBD 

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

���

���

��	

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� �����������	

��


�������������

��������
��������

Figura 3A. Espectro de FTIR do filme de PHB 



60

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

������������	
�
�
�

����
����������

����
��������������

Figura 4A. Espectro de FTIR da blenda 90/10 

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� �����������	

��


���������������

����������
��������

Figura 5A. Espectro de FTIR da blenda 80/20 

���� ���� ���� ���� ���� ���� ���� ���

���

���

���

���

��	

���

�
�
�
�
��
�
�
�
	

��

�

�

� �����������	

��


���������������

����������
��������

Figura 6A. Espectro de FTIR da blenda 70/30 



61

Microscopia de Luz Polarizada 

Figura 7A. Microscopia de Luz Polarizada do filme de PEBD após o termotratamento 

Figura 8A. Microscopia de Luz Polarizada do filme de PHB após o termotratamento 

Figura 9A. Microscopia de Luz Polarizada da blenda 90/10 após o termotratamento 



62

Figura 10A. Microscopia de Luz Polarizada da blenda 80/20 após o termotratamento 

Figura 11A. Microscopia de Luz Polarizada da blenda 70/30 após o termotratamento



63

______________________________        ________________________________ 

       Viviane de Cassia Pereira                 Dra. Suely Patrícia Costa Gonçalves 

               (aluna)                                                 (co- Orientadora) 

               __________________________________________ 

       Profº Drº José Carlos Marconato 

                                      (Orientador) 


	CAPA
	FOLHA DE ROSTO
	FICHA CATALOGRÁFICA
	AGRADECIMENTOS
	EPÍGRAFE
	LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
	RESUMO
	SUMÁRIO
	1. INTRODUÇÃO
	2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
	3. OBJETIVOS
	4. MATERIAL E MÉTODOS
	5. RESULTADOS E DISCUSSÕES
	CONCLUSÕES
	REFERÊNCIAS
	APÊNDICE