UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 

CENTRO DE AQUICULTURA 

CÂMPUS JABOTICABAL 

 

 

 

 

 

 

VIABILIDADE TÉCNICA E ECONÔMICA DA 

LARVICULTURA DO CAMARÃO-DA-AMAZÔNIA, 

MACROBRACHIUM AMAZONICUM, EM DIFERENTES 

TEMPERATURAS 

 

 

 

 

                                                Caio Augusto Malvestio Pavanelli                          

Biólogo 

 

 

 

 

 

 

JABOTICABAL 

2010 



 
 

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA 

CENTRO DE AQUICULTURA 

CÂMPUS JABOTICABAL 

 

 

 

VIABILIDADE TÉCNICA E ECONÔMICA DA 

LARVICULTURA DO CAMARÃO-DA-AMAZÔNIA, 

MACROBRACHIUM AMAZONICUM, EM DIFERENTES 

TEMPERATURAS 

 

Caio Augusto Malvestio Pavanelli 

  

                                              Orientador: Prof. Dr. Wagner Cotroni Valenti 

                                   Co-orientadora: Dra. Alessandra da Silva Augusto 

 

 

 

Dissertação apresentada ao Curso de Pós-
Graduação em Aquicultura do Centro de 
Aquicultura da UNESP - CAUNESP, como parte 
das exigências para a obtenção do título de Mestre 
em Aquicultura. 

 

 

 

JABOTICABAL 

2010 



 
  

Pavanelli, Caio Augusto Malvestio 
P337v Viabilidade técnica e econômica da larvicultura do camarão-da-

amazônia, Macrobrachium amazonicum, em diferentes temperaturas / 
Caio Augusto Malvestio Pavanelli. – – Jaboticabal, 2010 

 vi, 107 f.; 28 cm 
  
 Dissertação (mestrado) – Centro de Aquicultura, Universidade 

Estadual Paulista, Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, 
2010 

 Orientador: Wagner Cotroni Valenti 
Banca examinadora: Cristiana Ramalho Maciel, Douglas Chodi 

Masui 
 Bibliografia 
  
 1. Macrobrachium. 2. Larvicultura. 3. Temperatura. I. Título. II. 

Jaboticabal – Centro de Aquicultura. 
  

CDU 595.13:633.73 
  
Ficha catalográfica elaborada pela Seção Técnica de Aquisição e Tratamento da Informação – 
Serviço Técnico de Biblioteca e Documentação - UNESP, Câmpus de Jaboticabal. 

 



 



iv 

 

 

Agradecimentos 

 

Ao meu orientador, Prof. Dr. Wagner Cotroni Valenti, pela oportunidade 

que me foi concedida de trabalhar no Setor de Carcinicultura do CAUNESP, 

essencial para a realização e execução desse trabalho, dando o suporte técnico e 

logístico necessário. Agradeço ainda por toda a atenção, apoio, dedicação e 

exemplo, pelos ensinamentos, científico e pessoal, e pela amizade 

compartilhada durante todo esse tempo. Muito obrigado! 

À Dra. Alessandra da Silva Augusto, pela co-orientação e disponibilidade, 

e pelas discussões durante a confecção deste trabalho, pois sem elas o resultado 

obtido não seria o mesmo. 

Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Cientifico e Tecnológico 

(CNPq) que me concedeu a bolsa de mestrado.  

Ao Centro de Aquicultura da UNESP (CAUNESP), sua diretoria, 

coordenação da pós-graduação, funcionários e professores, por todo o 

conhecimento adquirido, auxílio e suporte técnico durante a realização de todo 

o trabalho.    

À Dra. Helenice Pereira de Barros e ao Dr. Sergio Ricardo Batlouni, 

membros da banca examinadora da qualificação do mestrado, pela contribuição 

na melhoria desse trabalho. 

À todos os integrantes, atuais e antigos, da carcino...Roberto, Patrícia, 

Michelle, Camilo, Bruno, Jana, Matheus, Marcelo, Alexandre, Fabrício, 

Fernanda, Maria, José Mario, Michélinha, Bruninho, Tavani, Danilo, Rafael, 

Cilene, Daniela, Juliana, e tantos outros...por toda a ajuda, conselhos e 

contribuições, mas principalmente pelo ótimo convívio durante todo esse tempo 

e por todo o apoio que me prestaram. 



v 

 

 

Em especial, ao técnico do Setor de Carcinicultura, Roberto Polachini, 

por todo o auxílio durante a realização desse trabalho, pela ajuda em tantos 

problemas e pela amizade durante esses dois anos e meio. Agradeço também à 

Tavani, Rafael e Cilene, pelo auxílio direto nos experimentos, pela paciência e 

por ter me suportado nos momentos mais estressantes. À Fernanda Seles David, 

minha companheira de larvicultura, por todo o apoio e por compartilhar minhas 

crises e dificuldades, que não foram poucas, nessa área tão trabalhosa da 

aquicultura.   

Aos meus irmãos da República Biozona, pelo convívio, amizade, apoio, 

risadas, parcerias...essenciais para antes e depois de longos dias de trabalho. 

Por fim, mas não menos importante, à toda minha família, por todo amor, 

carinho, paciência e apoio que me deram todo esse tempo. 



 
 

Sumário 
 

CAPÍTULO 1 1 

INTRODUÇÃO GERAL 1 

OBJETIVOS 6 
REFERÊNCIAS 7 

CAPÍTULO 2 14 

EFEITO DA TEMPERATURA SOBRE A PRODUÇÃO DE PÓS-LARVAS DO 
CAMARÃO-DA-AMAZÔNIA, MACROBRACHIUM AMAZONICUM. 14 

RESUMO 15 
ABSTRACT 16 
1. INTRODUÇÃO 17 
2. MATERIAL E MÉTODOS 19 
3. RESULTADOS 25 
4. DISCUSSÃO 34 
5. REFERÊNCIAS 40 

CAPÍTULO 3 45 

AVALIAÇÃO ECONÔMICA DA PRODUÇÃO DE PÓS-LARVAS DE 
MACROBRACHIUM AMAZONICUM EM DIFERENTES TEMPERATURAS 45 

RESUMO 46 
ABSTRACT 47 
1. INTRODUÇÃO 48 
2. MÉTODOS 50 

2.1. Parâmetros para o planejamento da larvicultura e estratégia de produção 50 
2.1.1. Formação e manutenção de reprodutores 52 
2.1.2. Larvicultura 54 
2.1.3. Manutenção de PL ou berçário primário 55 

2.2. Dados de produção 56 
2.3. Parâmetros econômicos 57 

2.3.1. Análises de viabilidade econômica 57 
2.3.1.1. Análise do investimento inicial 57 
2.3.1.2. Análise de custos e retornos 58 
2.3.1.3. Análise do fluxo de caixa e dos indicadores econômicos 61 

2.3.2. Análise de sensibilidade 62 
3. RESULTADOS E DISCUSSÃO 63 
4. REFERÊNCIAS 84 

ANEXOS 88 



1 
 

 

 

 

 

 
 

CAPÍTULO 1 

 

 

 

INTRODUÇÃO GERAL 
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



2 
 

O camarão-da-amazônia, Macrobrachium amazonicum, é o decapoda de água doce 

com a maior importância econômica da região leste da América do Sul (Maciel & Valenti, 

2009). Embora, atualmente, essa importância seja baseada no extrativismo, não existem dados 

recentes que quantificam essa exploração. Sabe-se que na década de 90, M. amazonicum foi 

responsável por, aproximadamente, 85% dos camarões de água doce pescados no Brasil (New 

et al., 2000). É considerada a espécie mais amplamente aceita por populações da região 

amazônica, onde é consumido por todas as classes sociais (Maciel & Valenti, 2009). 

Entretanto, apesar desse consumo, há pouca perspectiva do fornecimento desse camarão para 

o mercado existente devido ao declínio da produção em várias áreas naturais (Maciel & 

Valenti, 2009). 

Considerando o mercado em expansão do camarão-da-amazônia e as adversidades em 

relação ao extrativismo, o cultivo pode ser uma importante alternativa para o fornecimento 

dessa espécie (Maciel & Valenti, 2009). A produção mundial de organismos aquáticos 

cresceu aproximadamente 53% entre os anos de 1998 e 2008 (FAO, 2010). Segundo os dados 

da FAO (2010), foram produzidas, aproximadamente, 413.000 t de camarões de água doce no 

ano de 2008. Esse valor representa um aumento em quantidade de, aproximadamente, 425% 

nos últimos 10 anos, movimentando mais de US$ 3,2 bilhões nesse período. Toda essa 

produção está embasada em duas espécies: Macrobrachium rosenbergii (De Man, 1879), 

50,3%, e Macrobrachium nipponense (De Haan, 1849), 49,7% (FAO, 2010). 

Atualmente, no Brasil, a espécie exótica Macrobrachium rosenbergii é a única 

cultivada em escala comercial e sua produção, em 2008, foi estimada em 250 toneladas (FAO, 

2010). Por outro lado, o cultivo de espécies nativas de camarões de água doce tem se tornado 

uma tendência, como a produção de M. nipponense na China (Kutty & Miao, 2010), e 

Macrobrachium malcolmsonii, na Índia (Kutty & Valenti, 2010). Essa prática evita possíveis 

problemas causados pela introdução de espécies exóticas no ambiente, tais como competição 



3 
 

e/ou predação em relação às espécies nativas, alterações de hábitat e disseminação de 

patógenos (Bridger & Garber, 2002; Myrick, 2002). Entretanto, no Brasil, a introdução do 

camarão-da-malásia, M. rosenbergii, com tecnologia de cultivo já bem estabelecida no mundo 

todo, levou a certo abandono em relação às pesquisas realizadas com espécies nativas na 

década de 1990 (Valenti, 1993). Ainda não existe produção em escala comercial para M. 

amazonicum, mas seu potencial para a aquicultura é reconhecido por vários autores (Kutty, 

2005; New, 2005; Maciel & Valenti, 2009). A partir do ano 2000, com um programa de 

pesquisa multidisciplinar e multi-institucional, teve início o desenvolvimento de um pacote 

tecnológico para o cultivo de M. amazonicum (Moraes-Valenti & Valenti, 2010). O grupo 

envolve profissionais e vários estudantes de mais de 15 instituições, nacionais e estrangeiras, 

e programas de pós-graduação, tendo alcançado avanços significativos 

(www.caunesp.unesp.br/pesquisa/Projetosintegrados/projetopesquisa_camarao.php). 

O cultivo de uma espécie requer um estudo amplo dos seus aspectos biológicos e de 

todo o processo de produção. Macrobrachium amazonicum tolera uma ampla variação das 

principais características físicas e químicas da água (Maciel & Valenti, 2009). É uma espécie 

amplamente distribuída na América do Sul, ocorrendo na Guiana, Suriname, Guiana Francesa, 

Brasil, Colômbia, Venezuela, Peru, Equador, Bolívia, Paraguai e Argentina. Sua distribuição 

inclui, ainda, as bacias hidrográficas do Amazonas, Orenoco, São Francisco, da Prata, e rios 

do Nordeste e Centro-Oeste (Holthuis, 1952; 1966; Davant, 1963; Rodríguez, 1982; Coelho & 

Ramos-Porto, 1985; Ramos-Porto & Coelho, 1990; López & Pereira, 1996; Pettovello, 1996; 

Bialetzki et al., 1997; Magalhães, 2000; 2001; 2002; Melo, 2003; Valencia & Campos, 2007). 

Habita áreas interiores e costeiras, ambientes lacustres, planícies alagadas e ambientes lóticos 

de regiões tropicais e sub-tropicais (Maciel & Valenti, 2009). O camarão-da-amazônia tem 

sido investigado em seu ambiente natural (Odinetz-Collart, 1991; Odinetz-Collart & 

Magalhães, 1994; Odinetz-Collart & Rabelo, 1996), em condições de aquicultura (ver 



4 
 

Moraes-Valenti & Valenti, 2010) e em laboratório (Guest, 1979, McNamara et al., 1983; 

Lobão et al., 1986; Augusto et al., 2007). Recentemente, foi publicado um trabalho de revisão 

e um capítulo de livro abordando a biologia, extrativismo e a tecnologia existente para a 

aquicultura de M. amazonicum (Maciel & Valenti, 2009; Moraes-Valenti & Valenti, 2010). 

A história de vida dessa espécie já é bem conhecida. Macrobrachium amazonicum, 

apresenta grande plasticidade fisiológica, o que pode ser considerado frequente em espécies 

que apresentam ampla distribuição geográfica. O ciclo de vida de um crustáceo decápode é 

compreendido pelas fases de ovo, larva, juvenil e adulto. Na reprodução, a fêmea, geralmente, 

sofre uma muda pré-cópula e, após, o macho deposita o espermatóforo na região abdominal. 

A fêmea, então, exterioriza os óvulos, que são fecundados ao passar pela massa de 

espermatozóides. Os ovos podem ser observados aderidos aos pleópodes do abdômen no dia 

seguinte a muda (Guest, 1979). A fecundidade de M. amazonicum pode variar de 500 a 7.000 

ovos (Maciel & Valenti, 2009). O tempo de desenvolvimento embrionário da espécie, ou 

período de incubação, dura de 12-15 dias a 30°C e 19-24 dias a 24°C (Guest, 1979). Os ovos 

apresentam inicialmente coloração verde escura, e mudam de coloração e forma até o 

momento da eclosão (Rego et al., 2004). 

Nos camarões de água doce do gênero Macrobrachium, a larva eclodida, chamada 

zoea, apresenta hábito planctônico e, em geral, depende de água salobra para completar seu 

desenvolvimento. Assim como todos os artrópodes, o desenvolvimento e o crescimento de 

larvas de decápodes acontecem por meio de um processo descontínuo. Mudanças na 

morfologia e tamanho tornam-se visíveis entre os estágios sucessivos, sendo estes controlados 

por eventos de muda (Anger, 2001). Nesses eventos, o exoesqueleto rígido anterior deve ser 

eliminado como uma exúvia, passando por um período intermediário, denominado pós-muda, 

no qual ocorre aumento de tamanho e mudanças morfológicas e fisiológicas exclusivas de 

cada estágio (Anger, 2001). O desenvolvimento larval de M. amazonicum é dividido em nove 



5 
 

estágios larvais, ocorrendo, em seguida, um processo de metamorfose da larva (Guest, 1979). 

A metamorfose pode ser definida como um processo dramático e de rápida mudança 

morfológica em relação ao estágio antecessor, geralmente acompanhada de mudanças 

comportamentais, ecológicas e fisiológicas (Anger, 2001). Em camarões de água doce, após a 

metamorfose, os animais, denominados pós-larvas (PL), assumem hábito bentônico e tornam-

se fisiologicamente adaptados à água doce. 

Larviculturas de M. amazonicum realizadas a 28°C e salinidade entre 10-12 decorrem 

18 a 19 dias para que ~80% das larvas sofram metamorfose em pós-larva (Vetorelli, 2008). A 

maturação sexual no camarão-da-amazônia ocorre quando os animais atingem 45-60 mm de 

comprimento total (Guest, 1979). Os machos se diferenciam em quatro morfotipos, sendo eles 

TC, CC, GC1 e GC2, segundo uma sequência crescente de dominância e tamanho (Moraes-

Riodades & Valenti, 2004). A partir desses conhecimentos da biologia da espécie, tornou-se 

possível a busca pela tecnologia para o cultivo do camarão-da-amazônia em escala comercial. 

O cultivo de camarões de água doce envolve duas fases distintas: a larvicultura e o 

crescimento final. A larvicultura caracteriza-se por ser um sistema intensivo, no qual larvas 

desenvolvem-se até a metamorfose em pós-larvas (PL). Nesse processo, utilizam-se tanques 

abastecidos com água salobra e localizados em galpões, onde as condições de cultivo são 

controladas. No Brasil, existem em funcionamento pelo menos quatro larviculturas de 

camarão de água-doce voltadas para a produção de M. rosenbergii, localizadas nos Estados do 

Espírito Santo, Rio de Janeiro, São Paulo e Rondônia. Já no crescimento final, as pós-larvas 

ou juvenis são introduzidas em viveiros de água doce com fundo de terra, até atingirem o 

tamanho adequado para sua comercialização. Nessa fase, já foram desenvolvidos trabalhos 

com M. amazonicum abordando o crescimento relativo (Moraes-Riodades & Valenti, 2002), 

morfotipos de machos (Moraes-Riodades & Valenti, 2004), manejo (Kiyohara, 2006; Moraes-

Riodades, 2005; Preto et al., 2006) e qualidade de água dos viveiros (Keppler & Valenti, 



6 
 

2006; Moraes-Riodades et al., 2006; Kimpara et al. 2007). Na fase de larvicultura, foram 

realizados trabalhos sobre alimentação (Araujo, 2005; Araujo & Valenti, 2007; Maciel, 2007), 

ciclo de muda e metabolismo (Hayd et al., 2008), compostos nitrogenados (Hayd, 2010), 

densidade de estocagem (Vetorelli, 2004), manejo (Vetorelli & Valenti, 2004; Valenti et al., 

2009), salinidade (Vetorelli, 2008) e viabilidade econômica (Vetorelli, 2004; Valenti et al. 

2008; Vetorelli, 2008).  

De um modo geral, em condições de cultivo, as larvas de populações costeiras de M. 

amazonicum apresentam um bom desenvolvimento em sistema fechado dinâmico, em 

salinidades entre 10 e 16, e pH entre 7,8 e 8,4 (Vetorelli, 2008; L.A. Hayd, dados não 

publicados). Para a temperatura, um estudo mostrou que, em condições de laboratório, a 

maior sobrevivência foi observada a 28°C para larvas mantidas em recipientes de 125 mL 

(Moreira et al., 1986). Porém, nenhum estudo com temperatura havia sido realizado visando à 

produção comercial de pós-larvas dessa espécie, sendo adotado no cultivo, até o momento, 

um valor baseado em estudos como o citado anteriormente e/ou no manejo adotado para 

outras espécies.         

 

Objetivos 

O trabalho proposto tem como objetivo principal determinar a temperatura mais 

adequada de cultivo do camarão-da-amazônia durante a fase larval, visando aperfeiçoar sua 

produção em âmbito comercial. Para isso, foi estudado o efeito da temperatura no 

desenvolvimento larval, na sobrevivência, na taxa de metamorfose e na produtividade. Além 

disso, foi realizada uma análise da viabilidade econômica da larvicultura de M. amazonicum 

realizada em diferentes temperaturas. 

 



7 
 

Referências 

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14 
 

 

 

 

 

 
 
 

CAPÍTULO 2 

 

 

 

EFEITO DA TEMPERATURA SOBRE A PRODUÇÃO DE PÓS-
LARVAS DO CAMARÃO-DA-AMAZÔNIA, Macrobrachium 

amazonicum. 
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



15 
 

Resumo 

Avaliou-se o efeito da temperatura da água no cultivo de larvas de Macrobrachium 

amazonicum. O delineamento experimental foi inteiramente casualizado, com quatro 

tratamentos (temperaturas) e quatro repetições. Foram realizados dois experimentos. No 

primeiro, a temperatura foi avaliada em um amplo espectro (20, 25, 30 e 35°C). No segundo, 

os tratamentos testados foram 26, 28, 30 e 32°C, definidos de acordo com os melhores 

resultados obtidos no experimento 1. Cada experimento foi desenvolvido em 16 tanques de 

larvicultura de 63 L contendo água na salinidade 12 e providos de filtro biológico, aeração e 

aquecimento controlado por termostatos digitais. A densidade de estocagem foi de 100 e 85 

larvas/L nos experimentos 1 e 2, respectivamente. O desenvolvimento larval foi mais lento no 

cultivo em 20°C, seguido pelos cultivos em 25 e 26°C. Nessas temperaturas, a metamorfose 

não ocorreu ou foi inexpressiva no tempo de cultivo adotado (17 dias). A temperatura de 35°C 

apresentou mortalidade total das larvas no 13º dia de cultivo. Conclui-se que a larvicultura de 

M. amazonicum pode ser realizada em temperaturas que variam de 25 a 32°C. Porém, o 

cultivo em 30°C apresentou os melhores resultados, maximizando a produção de pós-larvas e 

minimizando o tempo de cultivo. 

 

 

 

 

 

 

 



16 
 

Abstract 

We evaluated the effect of water temperature in the culture of larvae of Macrobrachium 

amazonicum. The experimental design was completely randomized with four treatments 

(temperatures) and four replications. Two experiments were conducted. At first, the 

temperature was evaluated in a broad spectrum (20, 25, 30 and 35°C). In the second, the 

treatments were 26, 28, 30 and 32°C, defined in accordance with best results obtained in 

Experiment 1. Each experiment was carried out in 16 hatchery tanks containing 63 L of water 

salinity at 12 and with a biological filter, aeration and heating controlled by digital 

thermostats. Stocking density was 100 and 85 larvae/L in experiments 1 and 2, respectively. 

Larval development was slower in culture at 20°C, followed by cultivation at 25 and 26 ° C. 

At these temperatures, the transformation did not occur or was negligible in the time of 

culture adopted (17 days). The temperature of 35°C showed a total mortality of larvae on day 

13 of culture. It is concluded that the hatchery M. amazonicum can be performed at 

temperatures ranging from 25 to 32°C. However, culture at 30°C showed the best results, 

maximizing the production of post-larvae and minimizing the time of culture. 

 

 

 

 

 

 

     

 

 



17 
 

1. Introdução 

O camarão-da-amazônia, Macrobrachium amazonicum (Heller, 1862), é o decapoda 

de água doce, nativo da América do Sul, com maior importância econômica (Maciel & 

Valenti, 2009). É uma espécie amplamente distribuída nas bacias hidrográficas da América do 

Sul (Holthuis, 1952; Bialetzki et al., 1997), possui rápido crescimento, grande rusticidade e 

resistência a doenças, e fácil reprodução e desenvolvimento em cativeiro (Moraes-Riodades et 

al., 1999; Kutty et al., 2000). Ainda não existe produção em escala comercial, mas o potencial 

da espécie para a aquicultura é reconhecido por vários autores (Kutty, 2005; New, 2005; 

Maciel & Valenti, 2009). Na última década, ocorreu uma intensificação nas pesquisas com o 

objetivo de desenvolver sua tecnologia para a produção em escala comercial (ver Maciel & 

Valenti, 2009; Moraes-Valenti & Valenti, 2010). 

Conhecer as bases do desenvolvimento e crescimento larval, como número, 

morfologia e duração dos estágios, os requisitos nutricionais e a tolerância da larva aos fatores 

físico-químicos da água são pré-requisitos para o sucesso da larvicultura de uma determinada 

espécie (Anger et al., 2009). Para as populações costeiras de M. amazonicum, os estudos 

mostraram que, em condições controladas de cultivo, as larvas apresentam um bom 

desenvolvimento em sistema fechado dinâmico, com pH até 9 e salinidade entre 10 e 16 (L.A. 

Hayd, dados não publicados; Vetorelli, 2008). As larvas são bastante resistentes à amônia 

total e nitrito, suportando concentrações de até 1,6 e 0,8 mg/L, respectivamente (dados não 

publicados). Entre os principais parâmetros da água que devem ser controlados na 

larvicultura, a temperatura da água dos tanques ainda não havia sido testada. Em condições de 

laboratório, um estudo mostrou que a melhor sobrevivência foi observada a 28°C, em larvas 

mantidas em recipientes de 125 mL (Moreira et al., 1986). Para o cultivo, até o momento, a 

temperatura adotada ficava em torno de 28-30°C, sendo esse valor baseado em estudos como 

o citado anteriormente e/ou no manejo adotado para outras espécies.  



18 
 

O conhecimento das exigências térmicas em organismos aquáticos é de grande 

importância ecológica, fisiológica e econômica. A temperatura determina a distribuição 

geográfica das espécies ou de populações e modula a maioria dos processos fisiológicos nas 

espécies ectotérmicas. Em organismos planctônicos, como as larvas de crustáceos, a 

temperatura pode afetar a sobrevivência, o crescimento e a duração do desenvolvimento 

(Anger, 2006). Além disso, a temperatura é um dos fatores mais importantes no controle 

extrínseco da taxa metabólica (Mantel & Farmer, 1983; Daoud et al., 2007). As taxas de 

alimentação, assimilação, respiração, excreção e a produção de organismos aquáticos são 

influenciadas pela temperatura (Daoud et al., 2007). Os organismos reagem às variações 

térmicas do ambiente, apresentando melhores respostas em determinado intervalo de 

temperatura, no qual está inserido o valor ótimo para a espécie (Reynolds & Casterlin, 1979). 

Este valor pode diferir consideravelmente entre larvas, juvenis e adultos, e entre machos e 

fêmeas da mesma espécie (Daoud et al., 2007). 

Quando se trabalha com espécies que apresentam potencial para aquicultura, como M. 

amazonicum, a abordagem dos aspectos ecofisiológicos tem importância fundamental. Estes 

fornecem as bases para a implementação de cultivo em ambiente apropriado, diminuindo o 

estresse e maximizando o crescimento dos organismos (Martínez-Palacios et al., 1996). O 

aumento da temperatura, até certos limites, pode favorecer o cultivo de organismos aquáticos 

pela redução do tempo exigido para produzir um animal comerciável, possibilitando um maior 

número de ciclos por ano nas mesmas instalações (Manush et al., 2004). Porém, a temperatura 

pode afetar adversamente a saúde do organismo, aumentando as taxas metabólicas, com a 

subsequente demanda de oxigênio, afetando as reações enzimáticas e favorecendo a 

proliferação de bactérias e outros patógenos no meio de cultivo (Wedemeyer et al., 1999 apud 

Manush et al., 2004). Em relação ao desenvolvimento de projetos de aquicultura, a 



19 
 

temperatura apresenta fundamental importância, limitando as áreas para a instalação dos 

empreendimentos. 

O conhecimento das exigências térmicas das larvas de M. amazonicum permitirá 

avaliar a influência da temperatura nessa fase do ciclo de vida, assim como definir a condição 

ótima para o cultivo das larvas em relação a essa variável. Diante disso, o objetivo do estudo 

foi avaliar o efeito da temperatura de cultivo no desenvolvimento de larvas de M. 

amazonicum, visando minimizar o tempo de cultivo e maximizar a produtividade. 

 

2. Material e Métodos 

Os experimentos foram desenvolvidos na Universidade Estadual Paulista (UNESP) - 

Jaboticabal, no setor de Carcinicultura do Centro de Aquicultura da UNESP (CAUNESP). As 

larvas utilizadas de M. amazonicum foram provenientes de fêmeas obtidas do estoque de 

reprodutores do setor. Este foi formado a partir de exemplares coletados na natureza, no 

nordeste do Pará (01°13’S 48°17’W), no ano de 1999. Desde então, cada geração é cultivada 

em sistema semi-intensivo para fins de pesquisa. 

Fêmeas com ovos no final do desenvolvimento embrionário, reconhecidos por sua 

coloração transparente e visualização de olhos no embrião, foram colocadas em tanques de 

eclosão na densidade de 70 fêmeas/m². Os tanques foram mantidos com água salobra, em 

salinidade 4, temperatura de 29°C e aeração constante. Durante este período, as fêmeas não 

foram alimentadas. Após a eclosão, as larvas foram sifonadas para um balde, com aeração, e 

contadas individualmente. A seguir, foram aclimatadas, lentamente, até que a diferença de 

temperatura e pH da água do balde e do tanque de cultivo não ultrapassassem 1ºC e 0,5 

unidade, respectivamente. Então, foram transferidas para os tanques de larvicultura. Dez 

amostras de 50 larvas foram pesadas, de acordo com a metodologia adotada para verificar o 

peso seco das pós-larvas (pág. 23), para obter o peso seco inicial das larvas. 



20 
 

Foram realizados dois experimentos, sendo o primeiro desenvolvido em janeiro/09 e o 

segundo em janeiro/10. No experimento 1, a temperatura foi avaliada em um amplo espectro. 

Os níveis de temperatura utilizados para os tratamentos foram 20, 25, 30 e 35°C. Para o 

experimento 2, os níveis de temperatura testados foram definidos de acordo com os melhores 

resultados obtidos no experimento 1, sendo 26, 28, 30 e 32°C. O delineamento experimental 

foi inteiramente casualizado, com quatro tratamentos (temperaturas) e quatro repetições. 

As larviculturas foram realizadas em 16 tanques retangulares, com capacidade para 

63L. Os tanques funcionavam em sistema fechado dinâmico de circulação de água (ver 

Valenti et al., 2009), com aeração, aquecimento e fotoperíodo 12:12 (claro:escuro). O 

aquecimento nos tanques foi realizado por aquecedores ligados a termostatos digitais com 

precisão de 0,2°C. Antes do início dos experimentos, os termostatos foram aferidos e 

calibrados com base na sonda YSI - modelo 63. A temperatura do laboratório foi mantida, por 

meio de condicionadores de ar, sempre abaixo da menor temperatura testada em cada 

experimento. O filtro biológico correspondeu a aproximadamente 15% do volume do tanque 

de cultivo. A salinidade da água de cultivo foi mantida ao redor de 12. Cada tanque foi 

povoado com 100 larvas/L, no primeiro experimento, e 85 larvas/L, no segundo. 

No primeiro experimento, as larvas foram alimentadas, a partir do segundo dia de 

cultivo, com 4-12 náuplios recém-eclodidos de Artemia por mL do tanque de cultivo, 

fornecidos pela manhã, conforme o estágio larval predominante no tanque (ver Maciel, 2007). 

No experimento 2 foi ofertado 4 náuplios/mL ao longo de todo o cultivo. A mudança no 

manejo alimentar foi baseada nos resultados de experimentos de alimentação recentemente 

realizados (C.R. Maciel, dados não publicados). No experimento 2, a quantidade de Artemia 

consumida foi avaliada, diariamente, por meio de estimativas do número de náuplios/mL, 

realizadas logo após o fornecimento e antes da próxima alimentação (após 24h). Além disso, 

foi fornecida uma dieta úmida, a partir do estágio V de desenvolvimento das larvas, de acordo 



21 
 

com Maciel (2007), mas a quantidade ofertada foi ajustada diariamente, conforme o consumo, 

para evitar sobras.  

A salinidade foi medida com a sonda multiparâmetro YSI - modelo 63 e ajustada 

diariamente. A amônia total (NH3-N + NH4-N) e o nitrito (NO2-N) foram monitorados 

semanalmente de acordo com a metodologia de Solorzano (1972) e Bendschneider & 

Robinson (1952), respectivamente. As leituras em absorbância foram realizadas por meio de 

espectrofotômetro (Hach DR-2000). O oxigênio dissolvido e o pH foram determinados 

semanalmente por meio das sondas YSI - modelos 55 e 63, respectivamente. Os valores 

médios por tratamento estão apresentados nas tabelas 1 e 2. 

 

 

Tabela 1 – Variáveis da água (média ± desvio padrão) obtidas durante a larvicultura de M. 

amazonicum nas diferentes temperaturas do experimento 1.  

Variáveis 
Tratamentos (°C) 

20 25 30 35 

Temperatura (ºC) * 20,0 ± 0,20 25,0 ± 0,20 30,0 ± 0,20 35,0 ± 0,20 

Salinidade 12,0 ± 0,13 12,1 ± 0,11 12,1 ± 0,33 12,6 ± 0,13 

Oxigênio dissolvido (mg/L) 11,2 ± 0,12 9,5 ± 0,40 9,0 ± 0,11 8,2 ± 0,47 

pH 8,5 ± 0,06 8,4 ± 0,02 8,4 ± 0,02 8,3 ± 0,04 

NH3-N + NH4-N (ug/L) 38,0 ± 18,99 51,6 ± 6,00 106,6 ± 33,78 16,3 ± 6,87 

NO2-N (ug/L) 7,1 ± 3,67 12,0 ± 2,47 26,6 ± 11,66 6,9 ± 5,21 

* Variação dada pelos termostatos.    



22 
 

Tabela 2 – Variáveis da água (média ± desvio padrão) obtidas durante a larvicultura de M. 

amazonicum nos diferentes temperaturas do experimento 2. 

Variáveis 
Tratamentos (°C) 

26 28 30 32 

Temperatura (ºC) * 26,0 ± 0,20 28,0 ± 0,20 30,0 ± 0,20 32,0 ± 0,20 

Salinidade 12,07 ± 0,06 12,12 ± 0,02 12,01 ± 0,33 12,26 ± 0,03 

Oxigênio dissolvido (mg/L) 7,56 ± 0,03 7,16 ± 0,01 6,95 ± 0,07 6,56 ± 0,04 

pH 8,15 ± 0,01 8,16 ± 0,02 8,18 ± 0,01 8,14 ± 0,02 

NH3-N + NH4-N (ug/L) 18,33 ± 8,20 16,87 ± 5,39 7,89 ± 4,45 29,47 ± 18,78 

NO2-N (ug/L) 6,12 ± 1,09 6,25 ± 0,88 7,07 ± 1,85 9,97 ± 1,19 

* Variação dada pelos termostatos. 

 

Amostras de 10 larvas de cada tanque foram examinadas sob microscópio óptico, em 

dias alternados, para observação da saúde e estágio larval. Foram observadas as condições do 

intestino e do hepatopâncreas, formato do rostrum e coloração do corpo. O estágio de 

desenvolvimento das larvas em cada tanque foi verificado por meio do índice de estágio larval 

(IEL), determinado, de acordo com o método da média ponderada de Manzi et al. (1977), pela 

seguinte fórmula: 

 

IEL = ∑ni.E / n 

Sendo: ni = nº de larvas no estágio E; n = nº de unidades da amostra; E = estágio de 

desenvolvimento larval. Foram considerados nove estágios larvais identificados com base nas 

descrições de Guest (1979) e Vega-Pérez (1984). As pós-larvas foram consideradas como 

estágio 10. 

 

A despesca foi realizada quando um dos tratamentos do experimento apresentou 

proporção de pós-larvas próxima a 80%, determinado visualmente. O encerramento do cultivo 



23 
 

(despesca) ocorreu no 17º dia em ambos os experimentos. Todos os tanques foram esvaziados 

e as larvas e pós-larvas sobreviventes foram coletadas e contadas individualmente. A seguir, 

foram determinadas as seguintes variáveis de produção: 

– Sobrevivência total (%): número de larvas e pós-larvas (PL) no tanque no momento da 

despesca em relação ao povoamento; 

– Taxa de metamorfose (%): número de PL no momento da despesca em relação ao 

número de larvas estocadas;  

– % de larvas: número de larvas no momento da despesca em relação ao povoamento; 

– Produtividade (PL/L): número de PL produzidas em relação ao volume do tanque; 

– Peso úmido das PL: amostras de dez pós-larvas foram retiradas dos tanques, lavadas 

em água destilada, secas em papel de filtro e transferidas para cartuchos de papel 

alumínio com peso pré-determinado. Os cartuchos contendo as PL foram então 

pesados em balança analítica (Mettler Toledo AT21, precisão de 1 µg). Foram 

realizadas cinco repetições para cada tanque de cultivo larval; 

– Peso seco das PL: amostras de dez pós-larvas foram retiradas dos tanques, lavadas em 

água destilada, secas em papel de filtro e transferidas para cartuchos de papel alumínio 

com peso pré-determinado. Os cartuchos contendo as PL foram levados à estufa 

(60ºC) por 24h e ao dessecador por mais duas horas. Foram então pesadas em balança 

analítica (Mettler Toledo AT21, precisão de 1 µg). Foram realizadas cinco repetições 

para cada tanque de cultivo larval; 

– Taxa instantânea de mortalidade (Z): corresponde ao logaritmo natural da 

sobrevivência (S), com sinal invertido; Z = -lnS. 

– Ganho de peso: determinado por meio do peso seco médio final das pós-larvas 

subtraído do peso seco médio inicial das larvas utilizadas para o povoamento dos 

tanques. 



24 
 

– Taxa de crescimento instantâneo (G): dado pela fórmula G = ln peso final – ln peso 

inicial / t2 – t1, sendo t2 = 17 dias (despesca); t1 = 1 (povoamento). 

 

Os valores expressos em porcentagens foram previamente transformados em arco seno 

√x/100. Conforme a natureza dos dados, estes foram submetidos à Análise de Variância 

(ANOVA) paramétrica ou não-paramétrica. Os dados foram submetidos à análise da 

normalidade pelo teste Cramer-von Mises. Essa condição não foi satisfeita por nenhuma das 

variáveis de produção do experimento 1 (sobrevivência, % de larvas, % de pós-larvas, 

produtividade e peso seco das PL). Estas foram submetidas à Análise de Variância pelo teste 

H (Kruskal-Wallis). Quando encontradas diferenças significativas entre os tratamentos, estes 

foram comparados com o teste de Dunn. Para as demais variáveis, não foi rejeitada a hipótese 

da normalidade. Então, a homocedasticidade foi verificada pelo teste de Bown-Forsyte. 

Aceitas as premissas, realizou-se Análise de Variância pelo teste F (“one-way” ANOVA). 

Quando encontradas diferenças significativas para as variáveis analisadas, as médias dos 

tratamentos foram comparadas com o teste de Duncan. Consideraram-se resultados diferentes 

quando p<0,05. As análises estatísticas foram realizadas nos softwares Statistical Analysis 

System (SAS Intiture Inc., version 9.0) e GraphPad Prism 4. Foi ajustada uma função 

potência, por regressão, para expressar a relação entre o índice de estágio larval e tempo de 

cultivo para todas as temperaturas testadas. Estas foram usadas para estimar o tempo de 

cultivo para cada temperatura, considerando que a despesca seria realizada com 80% de 

metamorfose em pós-larvas. Análises de regressão foram realizadas também para expressar a 

relação entre as temperaturas e as variáveis: sobrevivência final, taxa instantânea de 

mortalidade, ganho de peso, taxa instantânea de crescimento, índice de estágio larval no 

momento da despesca e tempo de cultivo. As regressões foram feitas utilizando-se o software 

“Excel” da Microsoft. 



25 
 

3. Resultados 

No experimento 1, somente os tanques mantidos nas temperaturas de 20, 25 e 30°C 

continham animais na despesca. O cultivo dos tanques com temperatura de 35°C foi 

encerrado no 13º dia de cultivo devido à mortalidade total dos animais. Para os demais 

tratamentos, a sobrevivência não diferiu de forma significativa (Tabela 3). Em nenhum 

cultivo foi observado um período com maior mortalidade aparente das larvas, o que indica 

que a mortalidade ocorreu, provavelmente, de forma homogênea ao longo de todo o cultivo. 

Além disso, as larvas apresentaram, em geral, boa saúde em todos os tratamentos. A taxa de 

metamorfose (% de pós-larvas) e a produtividade foram significativamente maiores no cultivo 

em 30°C (Tabela 3). Os cultivos em 20 e 25°C não apresentaram pós-larvas até a data da 

despesca.  

 

Tabela 3 – Valores das variáveis de produção - sobrevivência (%), porcentagem de larvas, 
porcentagem de pós-larvas, produtividade (PL/L) e peso seco da pós-larva (µg) - obtidas nas 
diferentes temperaturas testadas no experimento 1 (Kruskal-Wallis – Sobrevivência: H = 
10,80, p = 0,0129; % Larvas: H = 13,72, p = 0,0033; % de Pós-larvas: H = 14,66, p = 0,0021; 
Produtividade: H = 14,62, p = 0,0022). med = mediana; 1ºq = 1ºquartil  (25%); 3ºq = 3ºquartil 
(75%) 

Medianas seguidas pela mesma letra na linha não diferem estatisticamente (p>0,05) pelo teste de Dunn. 

 

Variáveis Tratamentos (°C) 

 20 25 30 35 

 med (1ºq; 3ºq) med (1ºq; 3ºq) med (1ºq; 3ºq) med (1ºq; 3ºq) 

Sobrevivência 77,4 (73,6; 83,3) a 56,3 (52,4; 63,3) a 61,2 (54,1; 66,6) a 0,0b 

Larva 77,4 (73,6; 83,3) a 56,3 (52,4; 63,3) a 11,7 (10,2; 12,2) a 0,0b 

Pós-Larva 0,0 b 0,0 (0; 0,01) b 49,5 (42,0; 56,5) a 0,0b 

Produtividade 0,0 b 0,0 b 49,5 (42,0; 56,5) a 0,0b 

Peso seco PL  - - 762,4 (722,7; 820,3) - 



26 
 

A sobrevivência no experimento 2 foi significativamente menor no cultivo em 32°C, 

não diferindo entre as demais temperaturas testadas (Tabela 4). As maiores porcentagem de 

pós-larva e produtividade foram obtidas no cultivo em 30°C (Tabela 4). A produtividade foi 

significativamente menor em 26°C (Tabela 4). O peso seco das pós-larvas foi 

significativamente maior no cultivo em 32°C (Tabela 4). 

No experimento 2, o consumo de náuplios de Artemia não diferiu significativamente 

entre os tratamentos (F = 1,55; p = 0,25), variando de 3,4-3,8 náuplios/mL/dia (Figura 1). A 

quantidade média de ração fornecida diariamente seguiu uma relação positiva com o aumento 

da temperatura (p < 0,001), variando de 27,0 µg/mL, para o cultivo em 26°C, até 32,7 µg/mL, 

para o cultivo em 32°C (Figura 1).  

 

Tabela 4 - Média ± desvio padrão das variáveis de produção sobrevivência (%), porcentagem 
de larvas, porcentagem de pós-larvas, produtividade (PL/L) e peso seco da pós-larva (µg), 
obtida nas diferentes temperaturas testadas no experimento 2 (ANOVA – Sobrevivência: F = 
31.56, p<0,0001; % Larvas: F = 102.94, p<0,0001; % Pós-larvas: F = 78.45, p<0,0001; 
Produtividade: F = 16,83, p = 0,0002; Peso seco: F = 13,23, p = 0,0006). 

Médias seguidas pela mesma letra na linha não diferem estatisticamente (p>0,05) pelo teste de Duncan. 

 

 

 

Variáveis 
Tratamentos (°C) 

26 28 30 32 

Sobrevivência (%) 66,8±7,8 a 60,3±10,6 a 65,8±8,6 a 24,0±4,7 b 

Larvas (%) 65,4±7,1 a 37,3±8,3 b 23,5±2,4 c 5,7±1,6 d 

Pós-Larvas (%) 1,3±0,7 c 23,0±6,2 b 42,3±6,4 a 18,3±3,6 b 

Produtividade (PL/L) 1,1±0,6 c 18,6±5,0 b 34,2±5,2 a 14,8±2,9 b 

Peso seco (µg) 687,7±27,0 c 771,1±86,0 b 789,8±43,0 b 925,7±37,8 a 



27 
 

25

27

29

31

33

35

3,0

3,2

3,4

3,6

3,8

4,0

4,2

µ
g 

ra
çã

o/
m

L
/d

ia

ná
up

lio
s/

m
L

/d
ia

Artemia Ração

26 28 30 32

Temperatura (°C)

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 1 – Consumo de náuplios de Artemia e fornecimento de ração para as diferentes 
temperaturas utilizadas no cultivo. 

 

 

Os menores índices de estágio larval (IEL) foram obtidos para as larvas cultivadas em 

20 e 25°C, não sendo superiores a oito até o encerramento do cultivo (Figura 2). Nestas 

temperaturas, não foram encontradas pós-larvas. Entre os demais cultivos, os animais 

mantidos em 30 e 32°C apresentaram maior desenvolvimento no período de 17 dias (Figuras 

2 e 3). O cultivo em 32°C apresentou uma menor uniformidade de estágios larvais, no mesmo 

período, em relação aos outros cultivos. Nessa temperatura, por exemplo, foi encontrado no 

tanque, no 12º dia, larvas do estágio VI até PL.   

Com base na relação encontrada entre o índice de estágio larval e os dias de cultivo, 

uma equação potência foi ajustada para cada temperatura. Assim, estimou-se o dia ideal para 

o encerramento do cultivo (despesca), de cada tratamento, quando o IEL fosse igual a 9,7 

(assumindo, hipoteticamente, 80% dos animais como PL, 10% como zoea IX e 10% como 

zoea VIII) (Tabela 5). O cultivo das larvas em temperaturas mais elevadas ocasionou uma 

aceleração significativa no desenvolvimento, o que se reflete na diminuição do tempo do 

cultivo (Tabela 5; Figura 4). 



28 
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

  

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 
Figura 2 – Relação entre o índice de estágio larval e os dias de cultivo nas diferentes 
temperaturas utilizadas no experimento 1. IEL = Índice de Estágio Larval; D = dia de cultivo. 
 

20 C

0
1
2
3
4
5
6
7
8
9

10

IE
L

N = 28; r² = 0,88; F = 171,84; p = 0,00 

IEL = 0,8798*D0,5684

25 C

0
1
2
3
4
5
6
7
8
9

10

IE
L

N = 28; r² = 0,91; F = 290,07; p = 0,00

IEL = 0,793*D0,8248

30 C

0
1
2
3
4
5
6
7
8
9

10

IE
L

N = 28; r² = 0,95; F = 365,91; p = 0,00

IEL = 0,9494*D0,8589

0
1
2
3
4
5
6
7
8
9

10

0 2 4 6 8 10 12 14 16

IE
L

Dia de Cultivo

N = 12

35 C



29 
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 3 - Relação entre o índice de estágio larval e os dias de cultivo nas diferentes 
temperaturas utilizadas no experimento 2. IEL = Índice de Estágio Larval; D = dia de cultivo. 
 

N = 28; r² = 0,99; F = 2185,97; p = 0,00 

0
1
2
3
4
5
6
7
8
9

10

IE
L

26 C

IEL = 0,7455*D0,831

N = 28; r² = 0,99; F = 2232,52; p = 0,00 

0
1
2
3
4
5
6
7
8
9

10

IE
L

28 C

IEL = 0,8483*D0,8211

N = 28; r² = 0,99; F = 1181,77; p = 0,00 
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9

10

IE
L

30 C

IEL = 0,8124*D0,8635

N = 28; r² = 0,99; F = 2480,42; p = 0,00 
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9

10

0 2 4 6 8 10 12 14 16

IE
L

Dia de Cultivo

32 C

IEL = 0,8062*D0,8882



30 
 

Tabela 5 – Período de cultivo estimado por meio da equação dada pela função potência para 
as diferentes temperaturas testadas nos experimentos 1 e 2. 
 

Tratamento Estimativa (dias) 

Experimento 1  

20°C 68 

25°C 21 

30°C 15 

Experimento 2  

26°C 22 

28°C 19 

30°C 18 

32°C 16 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 4 – Relação entre os dias de cultivo (D) e a temperatura (T) adotada na larvicultura. 
 

D = 76,352e-0,048*T

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24 26 28 30 32 34

D
ia

s 
d

e 
cu

lt
iv

o

Temperatura ( C)

r² = 0,99; F = 83,80; p = 0,01



31 
 

As relações entre as temperaturas avaliadas e a sobrevivência final, a taxa instantânea 

de mortalidade, o ganho de peso, a taxa de crescimento instantâneo e o índice de estágio 

larval no momento da despesca estão apresentadas nas Figuras 5 e 6. Todas as relações 

mostraram-se estatisticamente significativas e seguem um modelo polinomial (Figuras 5 e 6). 

Para a variável sobrevivência, podemos observar uma curva descendente em relação às 

temperaturas testadas, ocorrendo acentuação da declividade dessa curva a partir de 30°C 

(Figura 5). A taxa instantânea de mortalidade mostra uma tendência positiva em relação às 

temperaturas testadas, aumentando de modo significativo a partir de 30°C (Figura 5). As 

curvas de ganho de peso, taxa de crescimento instantâneo e índice de estágio larval na 

despesca mostram uma tendência positiva em relação às temperaturas testadas até 32°C, 

ocorrendo, então, o início da descendência das curvas para essas variáveis (Figuras 5 e 6). 

A influência da temperatura na produtividade final está apresentada na Figura 7. A 

produtividade mostra uma tendência de aumento até 30°C, diminuindo significativamente a 

partir desse ponto (Figura 7). 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



32 
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 5 – Relação entre as variáveis sobrevivência final (SF), taxa instantânea de 
mortalidade (Z) e ganho de peso (GP) com as diferentes temperaturas utilizadas nos 
experimentos 1 (  ) e 2 (  ). T = Temperatura (°C). 
 

 

 

SF = -0,44*T² + 19,49*T - 138,51

0

20

40

60

80

100

S
ob

re
vi

vê
nc

ia

N = 31; r² = 0,79; F = 52,45; p = 0,00

Z = 0,01*T2 - 0,24*T + 5,14

2,0

2,5

3,0

3,5

Z

N = 27; r² = 0,56; F = 17,23; p = 0,00

GP = -4,91*T2 + 318,52*T - 4347,2

0

200

400

600

800

1000

18 20 22 24 26 28 30 32 34 36

G
an

ho
 P

es
o 

(u
g)

Temperatura ( C)

N = 27; r² = 0,91; F = 130,45; p = 0,00



33 
 

G = -0,02*T² + 1,42*T - 14,45

3

4

5

6

7

G

N = 27; r² = 0,95; F = 72,21; p = 0,00

0
5

10
15
20
25
30
35
40
45

26 28 30 32

P
ro

du
ti

vi
da

de
 (P

L
/L

)

Temperatura (°C)

c

b
b

a

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 6 – Relação entre as variáveis taxa instantânea de crescimento (G) e índice de estágio 
larval (IEL) no momento da despesca com as diferentes temperaturas utilizadas nos 
experimentos 1 (  ) e 2 (  ). T = Temperatura (°C). 
 
 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 7 – Valores médios e desvio padrão da produtividade final nas diferentes 
temperaturas. Barras seguidas pela mesma letra não diferem estatisticamente (p>0,05). 

IEL = -0,03*T2 + 2,091*T - 25,02

0

2

4

6

8

10

12

18 20 22 24 26 28 30 32 34 36

IE
L

 D
es

pe
sc

a

Temperatura ( C)

N = 27; r² = 0,93; F = 160,61; p = 0,00



34 
 

4. Discussão 

O desenvolvimento larval de M. amazonicum certamente ocorre numa faixa de 

temperatura entre 26 a 32°C e possivelmente também em temperaturas entre 20 a 25°C, 

embora o período larval seja mais longo. No cultivo em 35°C, as larvas morrem por volta do 

estágio VI de desenvolvimento, muito antes que ocorra a metamorfose em pós-larva. Na 

temperatura de 32°C, não se obteve bons parâmetros de produção, ocorrendo grande 

mortalidade das larvas nessa temperatura. Podemos considerar, então, que a sobrevivência 

final diminui fortemente a partir de 30°C, o que pode ser confirmado pelo aumento da taxa 

instantânea de mortalidade. Da mesma forma, após essa temperatura, a produtividade diminui 

significativamente. 

De um modo geral, as variações de temperatura exercem efeitos consideráveis em 

vários processos fisiológicos. Segundo Schmidt-Nielsen (1996), a elevação da temperatura 

acelera a maioria dos processos, porém dentro de limites para cada espécie, visto que os 

animais diferem quanto à faixa de temperatura que podem suportar. Ainda que a vida animal, 

em geral, possua um limite superior a 50°C, muitos animais morrem quando são expostos a 

temperaturas muito mais baixas, em especial animais aquáticos, os quais dificilmente são 

expostos a temperaturas muito elevadas (Schmidt-Nielsen, 1996). De acordo com o mesmo 

autor, existem cinco fatores que podem contribuir para a morte dos animais devido a 

temperaturas elevadas: 1. Desnaturação de proteínas; 2. Inativação térmica de enzimas; 3. 

Suprimento inadequado de oxigênio; 4. Efeitos de temperaturas diferentes em reações 

metabólicas independentes; 5. Efeitos de temperatura na estrutura de membranas celulares. 

Os dois primeiros fatores são improváveis de ocorrer em temperaturas abaixo de 45°C, 

pois a maioria das enzimas e proteínas se desnatura acima dessa temperatura (Schmidt-

Nielsen, 1996). No caso de M. amazonicum, temos mortalidade total dos animais a 35°C, o 

que torna essas hipóteses bem pouco prováveis. A terceira possibilidade, que a morte térmica 



35 
 

seja causada pelo suprimento inadequado de oxigênio, devido ao aumento da demanda com a 

elevação da temperatura, pode ser descartada porque a concentração de oxigênio nos tanques 

de cultivo se manteve sempre acima dos valores recomendados para o cultivo. Apesar de 

ocorrer uma diminuição dessa concentração com o aumento da temperatura, não podemos 

afirmar que ela tenha ocorrido pelo aumento do consumo, já que este não foi avaliado. Alguns 

trabalhos com decápodes mostram que o consumo de oxigênio pode variar com a temperatura 

(ver McNamara et al., 1985; Vernberg et al., 1980). No entanto, a partir dos resultados 

apresentados nos trabalhos citados, não se pode afirmar que essa variação tenha causado 

mortalidade dos animais. Para estudos posteriores, seria interessante avaliar a influência da 

temperatura no consumo de oxigênio de larvas do camarão-da-amazônia. Um dos fatores que 

pode ter contribuído para a diminuição da concentração do oxigênio nos tratamentos é a 

menor solubilidade dos gases em temperaturas mais elevadas. 

A quarta e a quinta possibilidades, sobre o efeito da temperatura nas reações e na 

estrutura da membrana, seriam as mais compatíveis com a situação, na qual ocorre grande 

mortalidade dos animais cultivados em 32°C e mortalidade total das larvas, antes que o 

desenvolvimento se complete, em 35°C. Um aumento da temperatura em um sistema 

ectotérmico possui dois efeitos importantes ao nível molecular: em primeiro lugar, ele irá 

resultar em um aumento na proporção de moléculas que possuem energia cinética suficiente 

para atingir o nível de ativação para uma determinada reação, e em segundo lugar, irão 

influenciar a constante de equilíbrio de reações, especialmente aquelas que envolvem ligações 

químicas fracas (Hochachka, 1991 apud Brockington & Clarke, 2001). As velocidades de 

reações químicas, especialmente aquelas de reações enzimáticas, são altamente dependentes 

da temperatura (Lehninger et al., 2005). Desse modo, a velocidade da taxa metabólica de um 

animal aumenta exponencialmente, até um ponto ótimo, com a temperatura corporal (Randall 

et al., 2002). A taxa metabólica na maioria dos animais com temperatura corporal variável 



36 
 

aumenta duas a três vezes para cada elevação de 10°C (Randall et al., 2002). O aumento de 

uma taxa pela elevação de 10°C na temperatura é denominado Q10 (Schmidt-Nielsen, 1996). 

Se vários processos do metabolismo intermediário forem influenciados de modo diferente 

pela temperatura (valores diferentes de Q10), poderá ocorrer a depleção ou acúmulo de alguns 

produtos metabólicos intermediários (Schmidt-Nielsen, 1996). Sensibilidades diferentes à 

temperatura de várias centenas de enzimas metabólicas que participam do metabolismo 

intermediário podem, facilmente, causar um desarranjo do equilíbrio bioquímico normal do 

organismo (Schmidt-Nielsen, 1996). 

A última possibilidade, alterações na estrutura da membrana, é muito importante e 

abrange uma extensa gama de aspectos. A membrana celular, composta basicamente por 

dupla camada lipídica e proteínas, é muito sensível a alterações de temperatura (Randall et al., 

2002). Esta pode influenciar, por exemplo, na fluidez lipídica da membrana, sendo que 

temperaturas elevadas podem fazer com que a membrana fique muito fluida (Randall et al., 

2002). Essa situação pode causar perdas crescentes no equilíbrio das propriedades físicas à 

medida que a temperatura se distancia dos valores ótimos para um determinado organismo, o 

que pode prejudicar as diversas funções da membrana celular, como formação de uma 

barreira física e difusão geral dos solutos, facilitando os movimentos de solutos específicos 

(Randall et al., 2002). Ainda, a temperatura pode afetar as interações que ocorrem entre os 

componentes das membranas (camada lipídica e proteínas), pois são estruturas moleculares 

que dependem de interações fracas, facilmente alteradas pela temperatura (Schmidt-Nielsen, 

1996). Esses distúrbios na membrana parecem constituir um fator primário na lesão aos 

organismos causada pelo calor, mas qualquer uma das possibilidades acima mencionadas 

pode contribuir para sua morte (Schmidt-Nielsen, 1996). 

Os processos metabólicos em animais ectotérmicos aumentam com a elevação da 

temperatura, e todos os processos envolvidos no acúmulo e mobilização das reservas 



37 
 

necessárias para a muda, e nas etapas preparatórias para esse evento, seguirão esta tendência 

(Hartnoll, 2001). Em consequência, temperaturas elevadas exigem um alto custo energético 

para a manutenção desse metabolismo (Anger et al., 2004). Ainda, a redução da atividade 

alimentar em temperaturas baixas pode resultar em taxas de ingestão insuficientes, enquanto 

que, em temperaturas elevadas, o alto custo de manutenção pode não compensar (Anger et al., 

2004). 

Para M. amazonicum, temperaturas a partir de 32°C causam alta mortalidade, o que 

permite supor que um ou mais dos processos citados acima comece a ocorrer a partir de 30°C. 

Alguns autores sugerem que a transição de um estágio para outro é o momento mais crítico do 

desenvolvimento larval, sendo que o investimento em energia é nitidamente reforçado nessa 

fase de transição (Anger, 2001; Weiss et al., 2009). Durante o presente estudo, não foi 

observado nenhum período específico em que tenha ocorrido maior mortalidade de larvas. Se 

considerarmos que a mortalidade tenha ocorrido principalmente durante a mudança de 

estágio, podemos supor que, não existe um estágio larval mais crítico em relação à 

temperatura. Mesmo no cultivo em 35°C, apesar das últimas larvas analisadas estarem no 

estágio VI de desenvolvimento, foi observada grande mortalidade de larvas desde o inicio do 

cultivo, que se manteve até não restar mais animais nos tanques. A metamorfose da larva em 

pós-larva também pode ser considerada um ponto crítico no desenvolvimento de crustáceos, 

devido a este ser um processo complexo e mais sensível à temperatura (Anger, 2001). 

O aumento da temperatura provocou uma aceleração no desenvolvimento das larvas, o 

que acarretou a diminuição do período de cultivo, corroborando os resultados encontrados 

para outros decápodes (Ismael et al., 1997; Anger, 2001, Anger et al., 2004; Hayd et al., 

2008; Hamasaki et al., 2009; Weiss et al., 2009). O aumento da temperatura pode acelerar o 

crescimento, encurtando o período de intermuda ou aumentando o número de mudas, ou 

ambos (Hartnoll, 2001). Tanto nos processos químicos como nos biológicos, a duração do 



38 
 

desenvolvimento em um determinado estágio diminui com a elevação da temperatura (Anger, 

2001). Em aquicultura, um menor tempo de cultivo pode contribuir para a diminuição dos 

gastos na produção das pós-larvas e aumentar o número de ciclos de produção por ano, 

elevando a rentabilidade do empreendimento. Para o camarão-da-amazônia, o período de 

cultivo estimado variou de 68 dias, para as larvas cultivadas em 20°C, a 16 dias, para 30 e 

32°C. Segundo Hayd et al. (2008), para M. amazonicum, o tempo médio para que ocorra cada 

ciclo de muda pode variar de 3-4 dias em 21°C e 1-2 dias em 29°C. De acordo com esses 

dados, com uma variação de 8°C, o tempo de cultivo pode diminuir para mais da metade com 

o aumento da temperatura. O tempo de cultivo obtido para 20 e 25°C foram baseados apenas 

em estimativas, a partir de regressões, devido ao desenvolvimento muito atrasado no 

momento da despesca. Por esse motivo, é necessário prudência ao avaliarmos esses 

resultados; o desenvolvimento completo até a metamorfose pode, inclusive, não ocorrer. 

Embora, nas temperaturas mais elevadas, a mortalidade tenha aumentado 

substancialmente, a taxa de crescimento instantâneo e o ganho de peso continuaram a subir 

com a temperatura. A temperatura é o fator extrínseco mais importante na regulação do 

crescimento, juntamente com a alimentação (Anger, 2001). Segundo Hartnoll (2001), o 

aumento da temperatura teria um efeito antagônico sobre a taxa de crescimento do animal, 

reduzindo o tempo entre as ecdises, porém reduzindo seu crescimento a cada muda. No 

entanto, o primeiro efeito é proporcionalmente muito maior, de modo que o resultado 

universal, geralmente, é um aumento na taxa de crescimento (Hartnoll, 2001). Essa afirmação 

parece ser valida para M. amazonicum, pois podemos observar um aumento na biomassa do 

animal com a elevação da temperatura de 26 a 32°C. Porém, quando o cultivo ocorre em 

temperaturas mais baixas, como 20°C, essa relação pode não se sustentar. A consequência da 

diminuição da temperatura para o crescimento é que o tempo para chegar ao final do 

desenvolvimento larval é aumentado, mas o tamanho ao atingir esse estágio também pode 



39 
 

aumentar (Hartnoll, 2001). Em termos mais simples, a vida é prolongada e o tamanho do 

corpo é aumentado (Hartnoll, 2001). Para M. amazonicum, foi observado que o cultivo em 

20°C torna o processo de desenvolvimento muito mais lento. Porém, não é possível afirmar 

se, ao final dessa fase, as pós-larvas terão uma biomassa maior do que as cultivadas em 30°C, 

por exemplo, já que o cultivo nessa temperatura não foi levado até o desenvolvimento larval 

completo. Ainda, o maior peso encontrado nas temperaturas mais altas pode ter sido 

acentuado pelo aparecimento precoce de PLs, principalmente em 32°C, que puderam crescer 

até o momento da despesca. 

Como conclusão, esse estudo demonstrou que a temperatura da água do cultivo 

influência grandemente a sobrevivência e o período de desenvolvimento do camarão-da-

amazônia. A produção de pós-larva de M. amazonicum pode, certamente, ocorrer em uma 

faixa de temperatura de 26 a 30°C, mantendo-se valores viáveis dos parâmetros de produção. 

Para essa população, a temperatura mais adequada para a larvicultura parece ser 30°C, 

apresentando boa taxa de sobrevivência e maior produtividade em um tempo menor de 

cultivo. A temperatura exerce influência direta na velocidade de desenvolvimento das larvas, 

refletindo na duração do cultivo. Apesar dos resultados expressivos obtidos nesse trabalho, 

alguns estudos posteriores, enfatizando a temperatura de cultivo, poderiam ser realizados para 

se aperfeiçoar ainda mais a larvicultura dessa espécie. A viabilidade das pós-larvas 

provenientes de cada tratamento poderia ser uma opção. As PLs de M. amazonicum podem 

ser produzidas em uma ampla faixa de temperatura, mas ainda é necessário verificar as 

consequências da temperatura nas larvas cultivadas. O processo de aclimatação e fatores 

como conforto e estresse podem ser significativos na sobrevivência e desenvolvimento desses 

animais posteriormente. Além disso, estudos com outros decápodes mostraram que a 

influência da temperatura na taxa de crescimento instantâneo da larva pode variar de acordo 

com o estágio de desenvolvimento em que ela se encontra, devido a mudanças no seu 



40 
 

coeficiente de temperatura ou Q10 (ver Sastry, 1983; Anger, 2001). Assim, para um próximo 

estudo, também seria interessante avaliar a sobrevivência e o crescimento em cada estágio do 

desenvolvimento larval do camarão-da-amazônia, o que poderia colaborar com uma melhora 

ainda mais expressiva dos parâmetros de produção. Ainda, para o manejo da larvicultura, 

devido aos equipamentos utilizados, geralmente, não serem muito precisos, propomos que o 

cultivo das larvas seja realizado em temperaturas entre 29 e 30°C, tendo maior preocupação 

para que a temperatura da água não atinja valores superiores a esses, visto que a sobrevivência 

sofre uma forte queda a partir desse ponto. 

 

5. Referências 

ANGER, K. 2001. The Biology of Decapod Crustacean Larvae. Crustacean Issues, 14. AA 

Balkema, pp. 420. 

ANGER, K. 2006. Contributions of larval biology to crustacean research: a review. 

Invertebrate Reproduction and Development, 49: 175–205. 

ANGER, K.; LOVRICH, G.A.; THATJE, S. & CALCAGNO, J.A. 2004. Larval and early 

juvenile development of Lithodes santolla (Molina, 1782) (Decapoda: Anomura: 

Lithodidae) reared at different temperatures in the laboratory. Journal of Experimental 

Marine Biology and Ecology, 306: 217–230. 

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45 
 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

CAPÍTULO 3 

 

 

 

AVALIAÇÃO ECONÔMICA DA PRODUÇÃO DE PÓS-LARVAS DE 

Macrobrachium amazonicum EM DIFERENTES TEMPERATURAS 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



46 
 

Resumo 

Foram analisados os custos de implantação e produção, e os indicadores econômicos de 

quatro larviculturas hipotéticas para produção de pós-larvas do camarão-da-amazônia, 

Macrobrachium amazonicum, em temperaturas de 26, 28, 30 e 32°C. O investimento inicial 

estimado foi de R$ 264.598,34. O custo total médio por milheiro de PL produzidas foi de R$ 

13,89, R$ 13,13, R$ 11,93 e R$ 29,20 para 26, 28, 30 e 32°C, respectivamente. As maiores 

despesas operacionais foram com mão-de-obra (~ 46%), cistos de Artemia (~ 15%) e água do 

mar (~ 12%). A larvicultura em temperatura de 32°C não apresentou indicadores econômicos 

favoráveis, sendo o único tratamento a não apresentar viabilidade. Nas temperaturas de 26, 28 

e 30°C a Taxa Interna de Retorno foi de 15, 19 e 26%, respectivamente, e o Período de 

Retorno do Capital foi inferior a sete anos. Nos cenários hipotéticos, a larvicultura de M. 

amazonicum foi viável economicamente nas temperaturas de 26, 28 e 30°C. Porém, os 

melhores resultados foram obtidos para o cultivo em 30°C; este apresentou os melhores 

indicadores e suportou melhor alterações nos principais fatores de risco na produção. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



47 
 

Abstract 

We analyzed the costs of planting and production, and economic indicators for four 

hypothetical hatchery production of Amazon River prawn, Macrobrachium amazonicum, at 

temperatures of 26, 28, 30 and 32°C. The initial investment was estimated at R$ 264,598.34. 

The average total cost per thousand PL produced was R$ 13.89, R$ 13.13, R$ 11.93 and R$ 

29.20 for 26, 28, 30 and 32°C, respectively. The higher operating expenses were with 

manpower (~ 46%), Artemia cysts (~ 15%) and seawater (~ 12%). The hatchery at a 

temperature of 32°C showed no favorable economic indicators, the only treatment not to 

submit feasibility. At temperatures of 26, 28 and 30°C Internal Rate of Return was 15, 19 and 

26%, respectively, and the Period of Return of Capital was less than seven years. In 

hypothetical scenarios, the larval rearing of M. amazonicum was economically viable at 

temperatures of 26, 28 and 30°C. However, the best results were obtained for culture at 30°C; 

it showed the best indicators and best supported changes in major risk factors in production. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



48 
 

1. Introdução 

A aquicultura moderna está embasada em três pilares: a produção lucrativa, a 

conservação do meio ambiente e o desenvolvimento social. Os três componentes são 

essenciais e indissociáveis para que se possa ter uma atividade perene (Valenti, 2000). A 

análise de viabilidade econômica, portanto, é uma ferramenta essencial para a inclusão de 

qualquer projeto de aquicultura dentro dos preceitos atuais, visto que, de um projeto inviável 

economicamente, torna-se desnecessária qualquer outra análise, seja de sustentabilidade 

ambiental ou social (Assad & Bursztyn, 2000). 

A carcinicultura de água doce é um dos setores da aquicultura que mais cresce no 

mundo (FAO, 2010; Moraes-Valenti & Valenti, 2010). De um modo geral, camarões de água 

doce apresentam grande resistência a doenças, maturação e larvicultura simples, 

independência da água salgada na fase de crescimento (engorda), sistema de produção 

compatível com pequenas propriedades e de menor impacto ambiental (New, 2010). Possuem, 

ainda, características que favorecem o cultivo sustentável em empresas que usam mão de obra 

familiar (New, 2010; New et al., 2010). Até o presente, Macrobrachium rosenbergii é a única 

espécie cultivada no Brasil em escala comercial. Seu cultivo é realizado em pequenas 

propriedades, distribuídas em 16 estados brasileiros, tendo o Espírito Santo como o principal 

produtor, responsável por 1/3 de toda produção (Moraes-Riodades, 2005). Entre os camarões 

nativos, o camarão-da-amazônia, Macrobrachium amazonicum, merece destaque. Esta 

espécie possui inúmeras vantagens para o cultivo comercial e é amplamente distribuída na 

América do Sul (Melo, 2003). A tecnologia para a sua produção vem sendo desenvolvida 

desde 2000, por meio de um grande programa interdisciplinar, envolvendo várias instituições 

do Brasil e mais de 30 pesquisadores, sob a liderança do Centro de Aquicultura da 

Universidade Estadual Paulista – CAUNESP (ver no site: 

www.caunesp.unesp.br/pesquisa/Projetosintegrados/projetopesquisa_camarao.php).  



49 
 

Macrobrachium amazonicum atinge produção de 2051 kg/ha, cultivado por 5,5 

meses em clima tropical, em densidade de 80 animais/m² (Moraes-Valenti & Valenti, 2007). 

No berçário primário, em densidade de estocagem de 16 juvenis/L, alcança sobrevivência 

superior a 90% em até 20 dias de cultivo (Penteado  et  al.,  2007). Na larvicultura, a 

estocagem pode atingir até 140 larvas/L, sem prejuízo na sobrevivência (Vetorelli & Valenti, 

2004). Portanto, esta espécie suporta sistemas intensivos de produção, mantendo 

desenvolvimento aceitável. Além disso, a produção desta espécie é mais sustentável 

ecologicamente, comparado com a espécie exótica M. rosenbergii, já que há menores riscos 

de sua introdução devido à ampla distribuição geográfica (Moraes-Valenti & Valenti, 2007). 

O camarão-da-amazônia, como ocorre com M. rosenbergii, pode ser cultivado em policultivo 

com peixes, devido ao seu hábito bentônico, e assim contribuir para uma melhor utilização da 

área de produção do viveiro. Sua utilização como isca viva, em regiões liberadas para a pesca 

esportiva, coopera para a conservação dos estoques naturais de peixes e outros crustáceos que 

são capturados para este fim, além de ser uma atividade com excelentes indicadores 

econômicos (Vetorelli et al., 2006). Além do mais, esta espécie é bastante aceita e consumida 

pela população do norte e nordeste do Brasil (Moraes-Valenti & Valenti, 2010).  

As análises econômicas mais usadas em aquicultura são a análise de custo-retorno, a 

análise de fluxo de caixa e a análise financeira de viabilidade do investimento (Shang, 1990). 

A primeira avalia todos os custos de produção e as receitas, geralmente em base anual, 

considerando os preços correntes. A segunda mostra basicamente a liquidez do projeto, ou 

seja, o balanço positivo ou negativo do projeto ao longo do tempo. A terceira analisa a vida do 

projeto (horizonte), com desconto dos valores no tempo, mostrando a viabilidade do 

investimento. Os principais indicadores de rentabilidade econômica são o Valor Presente 

Líquido (VPL), a Taxa Interna de Retorno (TIR), a Relação Benefício Custo (RBC) e o 

Período de Retorno do Capital (PRC) (Shang, 1990). Até o presente, há informações 



50 
 

suficientes para demonstrar a viabilidade técnica e econômica para a realização da larvicultura 

de M. amazonicum em escala comercial (Vetorelli, 2004, 2008; Araujo & Valenti, 2007; 

Maciel, 2007). Sabe-se que suas larvas necessitam de água com salinidade 12 para um 

desenvolvimento adequado, que pode ocorrer tanto em água do mar natural como artificial. A 

partir do presente estudo, ficou estabelecido que o cultivo em água com temperaturas de 26 

até 30°C não altera a produtividade, mas o aumento da temperatura, dentro da faixa 

adequada, acelera o desenvolvimento larval, reduzindo o tempo de cultivo. Isso possibilita 

aumentar o número de ciclos de produção por ano, otimizando o uso das instalações e 

reduzindo o gasto com insumos e mão-de-obra. No entanto, a manutenção da temperatura 

dentro da faixa ótima acarreta custos energéticos e financeiros, que podem ser importantes, 

principalmente, em áreas cujas temperaturas ambientais são muito elevadas ou baixas. Assim, 

nesse trabalho, o objetivo foi analisar os custos, a liquidez, a rentabilidade e os indicadores de 

viabilidade econômica da produção de pós-larvas de M. amazonicum cultivadas em água com 

temperaturas de 26, 28, 30 e 32°C. 

 

2. Métodos 

2.1. Parâmetros para o planejamento da larvicultura e estratégia de produção 

Uma larvicultura de M. amazonicum foi hipoteticamente dimensionada no Estado de 

São Paulo, Brasil, a uma distância de 500 km do litoral. A larvicultura irá operar utilizando 

água salobra preparada com água do mar natural, proveniente do litoral norte do Estado de 

São Paulo, Ubatuba. O empreendimento estará instalado em uma área de 1 ha e incluirá um 

viveiro de 1000 m² para berçário, dois viveiros de reprodutores (700 m² cada), um galpão de 

larvicultura, e um galpão de manutenção de PL, contendo dois tanques de alvenaria com 

capacidade para estocar a produção de dois tanques de cultivo. Para a larvicultura, 

considerou-se oito tanques, de 2000 L, para o cultivo larval, dois tanques de eclosão das 



51 
 

larvas, de 1000 L, e um tanque de 1000 L para a desinfecção das fêmeas ovígeras. Os viveiros 

de manutenção de reprodutores serão retangulares, com 1 m de profundidade, e dotados de 

sistema de abastecimento e escoamento individuais. Os diques, de 2 m de largura de crista, 

serão recobertos com grama em placas para evitar a erosão. Os viveiros de manutenção de 

reprodutores serão construídos em fundo de terra e protegidos com cobertura plástica, para 

evitar queda de temperatura na água nos meses mais frios do ano. Com isto será possível a 

produção de pós-larvas o ano todo.   

A estratégia de produção consistirá no fornecimento semanal de pós-larvas (PL) de M. 

amazonicum durante o ano todo. Semanalmente, dois tanques de cultivo de 2000 L serão 

povoados com larvas recém eclodidas e dois serão despescados. A produção de PL por ciclo 

será estimada considerando os resultados técnicos obtidos por Vetorelli (2004; 2008) e por 

nós (Capítulo 2, experimento 2). Para a sobrevivência no cultivo em 32°C será adotado o 

valor obtido no experimento. A sobrevivência nas demais temperaturas será a média dos 

valores obtidos nesses tratamentos, já que não apresentaram diferença significativa para esse 

parâmetro. Ainda, para todos os cenários, serão descontados 10% dos valores obtidos na 

sobrevivência, devido à transposição de dados experimentais para cultivos comerciais (Tabela 

1). Para o cálculo da produtividade (PL/L), será considerado que 80% dos animais 

sobreviventes no tanque nos experimentos descritos no trabalho anterior iriam se 

metamorfosear em PL no tempo de cultivo estimado pelas equações ajustadas (Tabela 1). Os 

20% restantes é uma estimativa da quantidade de larvas sobreviventes que não sofrerão 

metamorfose em pós-larva até o dia da despesca. 

A produção de pós-larvas será dividida em três etapas: manutenção de reprodutores, 

larvicultura e manutenção de pós-larvas. As instalações e o manejo, considerado em cada 

fase, foram definidos com base na tecnologia desenvolvida no Centro de Aquicultura da 



52 
 

UNESP (Valenti, 1998; Vetorelli, 2004; Sperandio, 2004; Moraes-Riodades, 2005; Maciel, 

2007; Penteado et al., 2007; Moraes-Valenti & Valenti, 2010). 

 

Tabela 1 – Indicadores de produção da larvicultura usados para os cálculos da análise 
econômica nas diferentes temperaturas avaliadas. 

Item Temperatura 

 26°C 28°C 30°C 32°C 

Densidade de estocagem (larvas/L) 140 140 140 140 

Volume do tanque de cultivo (L) 2000 2000 2000 2000 

Nº de tanques de cultivo 8 8 8 8 

Sobrevivência (%) 57,9 57,9 57,9 21,6 

Taxa de metamorfose (%)* 80 80 80 80 

Produção por ciclo (milheiro) 1037 1037 1037 387 

Duração do ciclo (dias) 22 19 18 16 

Quantidade de ciclos por ano** 14,6 16,6 17,4 19,2 

* Porcetagem de larvas que se metamorfosearam entre o total de animais sobreviventes. 
** Para o cálculo do número de ciclos foram acrescidos 3 dias no tempo de cultivo de cada 
temperatura, devido ao tempo de manutenção do tanque.  

 

2.1.1. Formação e manutenção de reprodutores  

O tamanho do plantel de reprodutores foi calculado considerando-se que apenas 5% do 

total de fêmeas do viveiro estarão em condições iguais e ideais (ovos em estágio final de 

desenvolvimento embrionário) para a produção de larvas. A fertilidade considerada será de 

1000 larvas/fêmea. A proporção macho:fêmea será de 1:4, totalizando 14000 animais por 

viveiro. Dois viveiros de reprodutores, com a mesma quantidade de animais, foram projetados 

para que a captura das fêmeas ocorra a cada 15 dias. Este manejo evita um maior estresse dos 

animais. 

Para a formação do plantel de reprodutores foi considerada a compra de pós-larvas a 

um preço de R$ 20,00 o milheiro na quantidade três vezes maior do que o necessário para 

montar os dois viveiros de manutenção de reprodutores. Primeiramente, estas pós-larvas serão 



53 
 

estocadas nos tanques de berçário primário na densidade de aproximadamente 4,3 PL/L. Esta 

densidade é baixa comparada com o que a espécie suporta, podendo ser estocada a 16 PL/L ou 

mais (Penteado et al., 2007) e isto fará com que as PL atinjam maior tamanho em menos 

tempo. As pós-larvas serão alimentadas com ração peletizada (28% de proteína bruta) na 

quantidade de 30% da biomassa dos animais (biomassa inicial da pós-larva de 7 mg). Após 30 

dias, estas pós-larvas serão estocadas em um viveiro de 1000 m², previamente preparado, na 

densidade de 76 animais/m² por 60 dias. A ração será fornecida diariamente na proporção de 

2,5 g/m² do viveiro. Após este período, os animais serão selecionados para a formação do 

plantel de reprodutores estocados na densidade de 20 animais/m² em dois viveiros de 700 m². 

Após o povoamento dos viveiros definitivos de reprodutores, o viveiro de 1000 m² poderá ser 

utilizado para a produção de juvenis, os quais não serão computados nessa análise.  

A calagem dos viveiros será realizada uma vez ao ano e a adubação três vezes ao ano, 

na quantidade de 1t de calcário/ha e 3t de esterco bovino/ha, respectivamente. Os animais 

serão alimentados com ração peletizada (28% de proteína bruta), duas vezes ao dia, fornecida 

a lanço em toda a área do viveiro. No primeiro mês de cultivo a quantidade de alimento será 

calculada considerando a área do viveiro (2,5 g de ração/m²). A partir do segundo mês, a 

quantidade de ração será calculada considerando a estimativa do peso médio dos animais e a 

sobrevivência apresentada na Tabela 2, sendo a porcentagem da ração em relação a 5% da 

biomassa total.  

  

Tabela 2 - Peso médio e sobrevivência de M. amazonicum ao longo dos meses de cultivo.  

   Meses de cultivo 

 2º 3º 4º 5º 

Peso médio (g) 0,95 2,37 4,45 8 

Sobrevivência (%) 96 92 88 84 

    



54 
 

A cada dois anos, estes reprodutores serão substituídos por outros formados na própria 

estação. Os reprodutores descartados serão vendidos ao comércio local como camarões para 

consumo. O dinheiro desta venda será destinado à formação do novo plantel, portanto, estes 

gastos e receitas não serão considerados na análise econômica. 

As fêmeas com os ovos em estágio final de desenvolvimento embrionário serão 

coletadas dos viveiros de reprodutores e desinfetadas com solução de formol 25 ppm por 30 

minutos. As 560 fêmeas serão estocadas em dois tanques de eclosão de larvas, com 1000 L 

cada, na densidade de 0,28 fêmeas/L. Os tanques serão construídos em fibra de vidro, 

pintados de preto e terão uma parte clara, separada por tela, para atrair as larvas após a 

eclosão. Os dois tanques irão compartilhar um biofiltro de 400 L. Abrigos e substratos serão 

colocados nos tanques para evitar competição entre as fêmeas. A água do tanque de eclosão 

será mantida a 29°C, por dois aquecedores de 500W, e terá aeração constante. A água do 

tanque de eclosão será mantida na salinidade 4.  

  

2.1.2. Larvicultura  

As larvas recém eclodidas serão cultivadas em oito tanques que operam em sistema 

fechado dinâmico (Valenti et al., 2009). Estes tanques de cultivo serão circulares, com 2000 L 

úteis. Cada dois tanques de cultivo irá compartilhar um biofiltro de 800 L uteis. A densidade 

de estocagem será de 140 larvas/L. A temperatura dos tanques de cultivo larval será mantida 

em 26, 28, 30 e 32°C por quatro aquecedores de 500 W. A aeração de todos os tanques do 

laboratório será mantida por um soprador radial de 5 HP. Também foi previsto um soprador 

reserva, com a mesma capacidade. Um gerador de acionamento automático, de 15000 KVA, 

será ativado caso ocorra quedas de energia. Os tanques de cultivo larval serão preenchidos 

com água salobra natural, produzida com água do mar proveniente do litoral norte do Estado 

de São Paulo. A água será transportada por caminhões em tanques plásticos de 200 L. Cada 



55 
 

viagem trará 15000 L de água do mar a um custo de R$ 2,50 por quilômetro rodado, ou seja, 

um custo de R$ 2.500,00 por viagem. A cada semana, um conjunto de dois tanques de cultivo 

larval de 2000 L será povoado. O tempo de cultivo larval dependerá da temperatura adotada. 

Neste projeto, foi considerado um ciclo de cultivo com 5 dias a mais, devido aos dias de vazio 

sanitário, necessário na larvicultura (Tabela 1).    

As larvas serão alimentadas com náuplios recém-eclodidos de Artemia (6 

náuplios/mL/dia). Os náuplios serão eclodidos em tanques de água salobra com 20 L, tendo 

salinidade 25, aeração constante e aquecedor, na densidade de até 2,5 g de cisto de Artemia/L. 

A água para a eclosão de Artemia será preparada com sal grosso para consumo animal (25 

g/L) e bicarbonato de sódio (2 g/L). A taxa de eclosão considerada foi de 100.000 náuplios/g 

de cisto. A partir do 6º dia de cultivo, a alimentação será complementada com dieta úmida 

(55-101 µg de ração/mL/dia, segundo Vetorelli, 2004). Análises de água (amônia e nitrito) 

serão realizadas com kits colorimétricos a cada dois dias. 

Antes do inicio do ciclo, todos os utensílios e tanques serão desinfetados com solução 

de cloro (100 ppm). Diariamente, solução de cloro (200  ppm) será colocada nos pedilúvios 

(40 L) do laboratório. Antes do primeiro ciclo de produção, os substratos para as bactérias 

nitrificantes serão formados. Devem ser acrescentados aos conjuntos de tanques: 1 g de 

NH4Cl, 0,625 g de NaNO2 e 1,1 g de CaCO3 para cada 100 L de água salobra. Duas caixas de 

70L serão utilizadas como tanques de ativação de bactérias, recebendo diariamente 40 ppm de 

NH4Cl para a manutenção das bactérias nitrificantes.  

  

2.1.3. Manutenção de PL  

As pós-larvas recém-metamorfoseadas serão mantidas, por até 7 dias, em um tanque 

de alvenaria, com sistema fechado de recirculação de água, pintado com tinta epóxi preta. O 

tamanho do tanque irá depender da temperatura adotada no cultivo. Serão construídos dois 



56 
 

tanques idênticos que irão se revezar, na estocagem das pós-larvas, por motivo de vazio 

sanitário. A densidade de estocagem será em média de 32 PL/L (J.M. Penteado, dados não 

publicados). Telas serão dispostas verticalmente nos tanques para servirem de substrato para 

as PL. Os dois tanques (10.000 L cada) serão instalados em galpão coberto. O tanque de 

manutenção receberá a produção de dois tanques de cultivo larval. As PLs serão alimentadas 

com ração peletizada triturada (28% de PB) na quantidade de 30% do peso úmido divididos 

em quatro refeições diárias (Triana et  al., 2007). As pós-larvas (com peso final médio de 20 

mg) serão embaladas em sacos plásticos de 60 L (45 L úteis) com 2/3 de oxigênio e 1/3 de 

água. A densidade do transporte será de 11,6 g/L (Sperandio, 2004).  

  

2.2. Dados de produção  

Os dados que foram assumidos para definir os gastos com a larvicultura estão 

apresentados nas Tabelas 1 e 3.  

 

Tabela 3 - Dados assumidos para a estruturação das larviculturas hipotéticas avaliadas. 

Item Parâmetros Técnicos 

Manutenção dos reprodutores  

Número total de animais por viveiro  14.000 

Densidade de estocagem (animais/m²) 20 

Proporção macho:fêmea 1:4 

Fertilidade (larvas/fêmea) 1000 

Nº de fêmeas para povoar cada tanque de cultivo larval 280 

Densidade no tanque de eclosão (fêmeas/L) 0,28 

Manutenção de PL  

Densidade de PL no tanque de manutenção (PL/L) 32 

População estocada estimada (PL)* 96.768 - 259.177 

*varia de acordo com a temperatura adotada no cultivo. 

 



57 
 

2.3. Parâmetros econômicos  

As análises de investimento, os custos e retornos, a análise do fluxo de caixa e os 

indicadores de viabilidade econômica foram determinados para as quatro temperaturas 

estudadas. Como não há produção comercial desta espécie, o preço de venda do milheiro de 

PL foi calculado com base na porcentagem do custo total de produção (45%) que as PLs 

representam na produção de 1 kg de camarão (ver Moraes-Riodades, 2005). Devido ao tempo 

decorrido do estudo anterior, esse valor foi reajustado, de R$ 14,00 para R$ 15,00 o preço do 

milheiro, na tentativa de absorver alguns aumentos nos custos de implantação e produção.   

  

2.3.1. Análises de viabilidade econômica 

2.3.1.1. Análise do investimento inicial  

O investimento inicial considerado para a instalação da larvicultura hipotética do 

camarão-da-amazônia incluiu: os gastos com a formação do plantel de reprodutores, a 

construção de um viveiro de 1000 m² e dois viveiros de 700 m², com cobertura plástica 

(estufa), para a manutenção de reprodutores; a construção do galpão de larvicultura e do 

galpão de manutenção de pós-larvas; construção do almoxarifado e escritório; a compra de 

tanques, equipamentos (sopradores, gerador, refratômetro, balança, etc.) e outros utensílios 

(baldes, rede, béqueres, etc.); os gastos com o projeto técnico (6,5% do investimento inicial), 

levantamento topográfico (R$ 1.500,00) e legalização da atividade (R$ 1.000,00). Para a 

coleta e transporte da água do mar foi considerada a compra de 75 tanques plásticos de 200 L 

e uma moto-bomba. 

O investimento médio foi calculado como o valor investido para cada milheiro de PL 

produzido ao ano.    

  

 



58 
 

2.3.1.2.  Análise de custos e retornos  

Foram consideradas duas estruturas de custo de produção. Na primeira, descrita por 

Shang (1990), o custo total (CT) foi dividido em custo fixo e custo variável. O custo fixo (CF) 

é definido como os custos que não variam com a produção, incluindo os gastos com a mão-

de-obra fixa, os custos de oportunidade da terra, do capital e do empresário, a manutenção de 

equipamentos e benfeitorias, e a depreciação dos itens do investimento. Estes itens foram 

calculados como:   

• Mão-de-obra fixa: um profissional de nível superior, com salário mensal de R$ 

1.800,00 e 43% de encargos sociais (Scorvo Filho et al., 2004) sobre o salário; três 

funcionários, com salário mínimo (SM) mais 43% de encargos sociais (SM = R$ 

560,00; junho/2010).   

• Custos oportunidade: 

– Terra: remuneração de R$ 56,82/ha/mês, estimado com base no preço do 

arrendamento para a cana-de-açúcar (IEA/CATI-SAAESP, 2008).  

– Capital fixo: remuneração de 12% ao ano sobre o valor do capital médio 

investido.  

– Empresário: remuneração do empresário com um e meio salário mínimo.  

• Manutenção: manutenção de equipamentos e benfeitorias (2% do valor de compra ao 

ano).  

• Depreciação: depreciação dos itens do investimento, calculado pelo método linear, de 

acordo com a vida útil de cada item.  

O custo variável (CV) considera todos os custos que são influenciados pela produção. 

Foi considerado como custo variável: os insumos (cistos de Artemia, ração úmida para larvas, 

ração para reprodutores, ração para a manute